Name: Biopelículas microbianas electroactivas derivadas de aguas residuales: crecimiento, mantenimiento y caracterización básica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 58 s
Description: Aprende a cultivar biopelículas microbianas electroactivas anódicas a partir de aguas residuales y caracteriza sus propiedades bioelectrocatalíticas mediante voltametría cíclica y cronamperometría.

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F.H. agradece el apoyo del BMBF (Premio de Investigación "Procesos biotecnológicos de próxima generación - Biotecnología 2020+") y de la Asociación Helmholtz (Grupo de Jóvenes Investigadores).

Dado que el procedimiento de selección en el reactor bioelectroquímico alimentado por lotes es muy específico debido a la elección del sustrato y las condiciones anóxicas, no es necesario trabajar en condiciones estériles para el ejemplo demostrado.
1. Preparación del medio de crecimiento
<ol>
	<li>Prepare una cantidad adecuada del medio de crecimiento utilizando un tampón de fosfato, según Kim et al.13 (véase el cuadro 1). Aquí, el acetato de sodio (10 mM) sirve como sustrato. El medio de crecimiento utilizado en este artículo es solo un ejemplo, y dependiendo del propósito experimental puede variar en sus componentes.</li>
	<li>Añadir 1 ml de aguas residuales primarias por cada 20 ml de medio de crecimiento como inóculo. La muestra de aguas residuales se toma de una planta municipal de tratamiento de aguas residuales después de la filtración mecánica (véase, por ejemplo, la Figura 2) y puede almacenarse hasta tres meses hasta su uso en un recipiente cerrado a 4 °C. 
	(Nota: Dependiendo del objetivo del experimento, el recuento inicial exacto de células puede ser importante y luego debe determinarse. En el ejemplo demostrado, el recuento inicial de células no es importante, ya que la biopelícula alcanza condiciones de estado estacionario).</li>
	<li>Enjuague el medio, incluido el inóculo, con nitrógeno durante al menos 30 minutos para desairearlo, insertando una aguja en el medio y gire el chorro de nitrógeno. El chorro debe ser lo suficientemente fuerte como para que pueda observar una mezcla completa del medio. 
	(Nota: Dependiendo del volumen del medio, se debería considerar incluso extender el tiempo de desaireación. Durante la configuración de la desaireación, el reactor alimentado por lotes (pasos 2.1-2.2))</li>
</ol>
2. Configuración del reactor Fed-batch
<ol>
	<li>Tome un recipiente de reactor adecuado: aquí se utiliza un matraz modificado de 250 ml de fondo redondo de 4 cuellos. 
	(Nota: En general, el buque debe tener al menos cuatro entradas. Estos son necesarios para los tres electrodos y para el muestreo/intercambio de medios. Los volúmenes de gas producido pueden descuidarse cuando el reactor se abre regularmente debido al muestreo o al cambio de medio, alternativamente se debe instalar un contador de burbujas. Con el fin de evitar el crecimiento fototrópico no deseado, los reactores deben estar protegidos de la exposición directa a la luz).</li>
	<li>Para la configuración de tres electrodos (consulte la Figura 3 y la sección 3 para obtener más detalles), coloque el electrodo de referencia (RE) (aquí Ag/AgCl, sat. KCl, 0,197 V vs. SHE), el electrodo de trabajo (WE) y el contraelectrodo (CE) en el matraz a través de entradas individuales a través de tapones de silicona: sello hermético. 
	(Nota: Como se utilizan varillas de grafito WE y CE. El cable de los electrodos se tira a través del tapón de silicona y se fija externamente. El electrodo de referencia se introduce a través del tapón de silicona a través de un orificio perforado. Para evitar cortocircuitos, asegúrese de que no haya contacto físico de los electrodos, incluso durante la agitación o la recirculación de medios. Coloque los electrodos que estén completamente cubiertos con solución media. Para sellar, envuelva el tapón de silicona de cada entrada con Parafilm).</li>
	<li>Vierta el medio de crecimiento, incluido el inóculo (aquí 250 ml) a través del puerto de muestreo en el reactor mientras se enjuaga con nitrógeno.</li>
	<li>Cierre la última entrada con un tapón de silicona y séllela herméticamente. Nota: Las trazas de oxígeno no dañarán las biopelículas de especies mixtas. Son capaces de soportar e incluso consumir bajos niveles de oxígeno, lo que a su vez puede disminuir la CE.</li>
</ol>
3. Crecimiento de biofilm cronoamperométrico
<ol>
	<li>Conecte los electrodos a los cables respectivos del potenciostato. Coloque el recipiente en una cámara de temperatura controlada, aquí se utiliza35 °C 31, para garantizar condiciones ambientales constantes.</li>
	<li>Abra el software para controlar el potenciostato y elija la técnica: Cronoamperometría. Establezca los parámetros, por ejemplo, de la siguiente manera: Un potencial constante EWE de 0,2 V (frente a Ag/AgCl) durante una duración t de 500 horas (≈ 20 días). La corriente se registra en pasos de tiempo dti cada minuto. 
	Nota: La elección del potencial aplicado depende del sistema/microorganismo estudiado. Generalmente, los procesos anódicos se estudian a potencial positivo y los procesos catódicos a potenciales negativos. También se puede deducir un potencial adecuado a partir de los potenciales estándar del donante/aceptor de electrones y el potencial formal del sitio de transferencia de electrones microbiano esperado, aquí como punto de partida, consulte la literatura reciente.</li>
	<li>Inicie la cronoamperometría. El software traza un gráfico de la corriente medida a lo largo del tiempo, la corriente máxima observada (imax) es un parámetro en línea importante, como se discute en las secciones 4 y 5. </li>
</ol>
4. Mantenimiento de la biopelícula
<ol>
	<li>Dependiendo de las condiciones ambientales, por ejemplo, la temperatura, una corriente oxidativa comienza a fluir y alcanza una meseta (ver Figura 4). Después de volver a alcanzar la corriente cero, detenga la medición cronoamperométrica y reponga la solución del medio. Para un crecimiento más rápido de la biopelícula, reemplace el medio justo después de alcanzar la meseta de la corriente máxima. Abra el puerto de muestreo y descargue el medio con cuidado, sin destruir la delgada biopelícula. Mientras rellena el medio, enjuague nuevamente con nitrógeno. Cierre el puerto de muestreo y selle herméticamente.</li>
	<li>Repita el procedimiento del paso 4.1. hasta que la corriente oxidativa máxima alcance un estado estacionario (ver Figura 4). 
	(Nota: Se cree que una constante imax indica una formación de biopelícula estable en estado estacionario).</li>
	<li>Tome muestras de 1 ml de las soluciones frescas y de los medios intercambiados para el análisis del sustrato, por ejemplo, por HPLC. La concentración inicial de sustrato (acetato) (c0), así como la concentración de la solución de sustrato restante (c1), son necesarias posteriormente para los cálculos de eficiencia (véase la sección Análisis de datos). 
	Nota: Para obtener resultados inalterados, por ejemplo, debido a un mayor consumo de sustrato, analice las muestras de sustrato inmediatamente. Si esto no es posible, almacene las muestras en un congelador a una temperatura mínima de -18 °C durante no más de un mes.)</li>
</ol>
5. Aplicación de la voltamperometría cíclica para estudiar la EET
<ol>
	<li>Realice voltamperometría cíclica en los máximos y mínimos del flujo de corriente como se indica (Figura 4). Dependiendo de la pregunta de interés, el CV generalmente se realiza cuando el sistema ha alcanzado el estado estacionario para obtener resultados comparables. (Nota: La generación de corriente se denomina condiciones de rotación y se relaciona con la oxidación microbiana del sustrato y la posterior transferencia de electrones: bioelectrocatálisis microbiana; mientras que los CV sin rotación se realizan con un flujo de corriente (casi) cero en la CA).</li>
	<li>Elija en el software de control de potenciostato la técnica: voltamperometría cíclica, y establezca los parámetros apropiados, aquí por ejemplo: Un potencial inicial del EWE a Ei de -0,5 V vs. RE con una velocidad de escaneo v = dE/dt de 1 mV/seg a un potencial de vértice E1 de 0,3 V vs. RE y de vuelta al potencial inicial E2 = Ei de -0,5 V. 
Nota: Cuando se utiliza voltamperometría cíclica, el voltaje aplicado en el WE cambia linealmente con el tiempo por el potenciostato (ver Figura 5) - El recuadro 2 proporciona las reglas principales para elegir los parámetros del experimento y solucionar problemas).</li>
	<li>Inicie la voltamperometría cíclica y registre tantos ciclos como sea necesario para realizar un CV reproducible. Por lo general, se necesitan al menos 3 ciclos. El gráfico resultante se denomina voltamperograma cíclico (véase también la Figura 7). Nota: Dependiendo de las condiciones de medición, se puede obtener información diferente, como se muestra en la siguiente sección.</li>
</ol>
6. Trazado de datos
Aquí solo se discute el trazado de los datos. Un tratado más detallado sigue en la siguiente sección. 
<ol>
	<li>Utilice un software de análisis de datos adecuado, aquí todos los datos se exportan como texto y se importan como archivo ASCII.</li>
	<li>Calcule y utilice preferentemente densidades de corriente (j) y no corrientes absolutas (i). 
	(Nota: Sin embargo, como existen diferentes protocolos para calcular j, aclare cuál se utilizó. Aquí la densidad actual por geométrica, es decir, proyectado, se utiliza el área de superficie del electrodo).</li>
	<li>Cronoamperometría: Trace la densidad de corriente medida en función del tiempo.</li>
	<li>Voltamperometría cíclica: Grafique la densidad de corriente medida en función del potencial del WE Ewe.</li>
</ol>

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</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

El protocolo presentado muestra una forma fácil y directa de cultivar biopelículas microbianas electroactivas a partir de inoculación de aguas residuales utilizando una configuración de tres electrodos en un reactor alimentado por lotes. La cronoamperometría permite el crecimiento y la selección de biopelículas microbianas electroactivas a partir de diversos inóculos, así como la caracterización fundamental de las biopelículas en términos de densidad de corriente máxima y eficiencia culombiana. La voltametría cíclica, al ser una técnica no invasiva, permite realizar estudios fundamentales sobre la termodinámica de EET de la biopelícula microbiana y, por lo tanto, identificar sitios de transferencia de EET posibles y reales. Juntos, estos parámetros permiten i) caracterizar y comparar diferentes biopelículas microbianas para condiciones idénticas, así como ii) estudiar el impacto de diferentes condiciones operativas en biopelículas microbianas electroactivas idénticas. Sin embargo, estos experimentos solo pueden ser un punto de partida. Por un lado, el campo multifacético de la bioelectroquímica microbiana requiere una explotación más profunda de los métodos y protocolos electroquímicos. Esto incluye, por ejemplo, modelos para extraer datos cinéticos y mecanicistas, así como otros métodos como la espectroscopia de impedancia electroquímica34,35. Por otro lado, los métodos electroquímicos no pueden proporcionar información sobre la naturaleza molecular, la composición microbiana, la organización microbiana espacial, etc. Aquí se necesitan otras técnicas que no sean invasivas y estén acopladas a la electroquímica o invasivas4. El recuadro 2 proporciona una breve discusión sobre los pasos críticos al realizar los experimentos, así como sobre la resolución inicial de problemas.

Desde la perspectiva de la ingeniería, debe tenerse en cuenta que el ánodo de biopelícula electroactiva es solo un componente de los sistemas bioelectroquímicos microbianos actuales y se deben analizar una multitud de otros factores para sistemas completos36. Sin embargo, esperamos que este video-artículo ayude a comprender y adaptar los elementos centrales de BES, es decir , los electrodos microbianos, en el futuro.

La elucidación de los fundamentos de la transferencia microbiana de electrones extracelulares (EET) y su explotación en sistemas de ingeniería es un campo vital y en rápido crecimiento de investigación y desarrollo1-3. El estudio de estos microorganismos electroactivos (o bioelectrocatalíticos o electroquímicamente activos), incluidas las cepas puras, así como los cocultivos definidos y los consorcios complejos, requiere un complejo arsenal de técnicas, métodos y protocolos4. Estos métodos se derivan de diversas disciplinas científicas, por ejemplo, la electroquímica, la ciencia de los materiales, la microbiología, y proporcionan información sobre diferentes niveles jerárquicos, p. ej. desde toda la biopelícula microbiana hasta moléculas individuales. Por lo tanto, la electroquímica y los métodos electroquímicos representan el fundamento de todas las actividades.
Tradicionalmente, las configuraciones de tipo pila de combustible se utilizaban a menudo para el crecimiento y mantenimiento de cultivos microbianos electroactivos en el arquetipo de estos sistemas de ingeniería: pilas de combustible microbianas (MFC)5. Desafortunadamente, estos tipos de MFC a menudo no permitían monitorear o incluso controlar el potencial de un solo electrodo y, por lo tanto, solo era posible obtener información limitada sobre los procesos de los electrodos: solo se informaba el voltaje de la celda. En la actualidad, cada vez se reconoce más que la supervisión y el control individuales de los potenciales de los electrodos individuales en los MFC representan una clara ventaja, no sólo para la investigación fundamental, sino también para la ingeniería. Además, con la diversificación de las aplicaciones de las tecnologías electroquímicas microbianas que ahora incluyen, por ejemplo, la remediación, la desalinización, las síntesis e incluso la bioinformática, en los llamados sistemas bioelectroquímicos microbianos (BES)2,6,7, a menudo es sustancial un control externo de los potenciales de electrodos individuales. Este control generalmente se logra mediante el uso de fuentes de energía externas o potenciostáticos. Por lo tanto, el uso de potenciostatos permite, a diferencia de otros tipos de configuraciones, un ajuste exacto del potencial de electrodo individual. Esto es de gran importancia ya que el electrodo representa el aceptor de electrones microbiano terminal (para ánodos) o donante de electrones (para cátodos) de la transferencia de electrones extracelular. La Figura 1 muestra el estado actual del conocimiento sobre el EET microbiano en los ánodos - ver para más detalles, por ejemplo2,4,6,8,9 El EET en el cátodo todavía está principalmente sin explotar10.
Por lo tanto, el control del potencial del electrodo permite no solo el uso de condiciones de cultivo microbiano reproducibles, sino también su adaptación en términos de termodinámica EET11. En este artículo se demuestra cómo se pueden extraer los parámetros característicos de las biopelículas microbianas electroactivas a partir de experimentos con reactores alimentados por lotes utilizando cronoamperometría (CA) y voltamperometría cíclica (CV). Esto incluye los parámetros de rendimiento, la densidad de corriente máxima (jmáx.) y la eficiencia coulombica (CE), así como las características de EET. Aquí se centrará en la identificación de los potenciales formales (E, f) de los sitios de transferencia de electrones posibles y reales. La extracción de estos parámetros se muestra en el ejemplo de biopelículas de cultivo mixto derivadas de aguas residuales que están dominadas por la especificación Geobacter. 12 Estas biopelículas derivadas de aguas residuales se obtienen mediante un simple procedimiento de selección electroquímica, como lo demuestran numerosos grupos de investigación en todo el mundo13-16.
Técnicas electroquímicas dinámicas para estudiar la transferencia microbiana de electrones extracelulares
Para una caracterización termodinámica de la EET de cultivos microbianos electroactivos se necesitan técnicas electroquímicas dinámicas. En general, estas técnicas incluyen el control de potencial, es decir, voltamperométrico, y el control de corriente, es decir, el control de corriente. Galvanodinámica, Técnicas17. Por lo tanto, las técnicas de potencial controlado son más prevalentes e incluyen, por ejemplo, la voltamperometría de onda cuadrada y la voltamperometría de barrido lineal18. Sin embargo, la más popular es la voltamperometría cíclica (CV)19,20. El CV es bien conocido y está muy extendido en diferentes campos de la electroquímica, desde la investigación de baterías, pasando por la ciencia de los materiales, hasta la bioelectroquímica enzimática21. Su aplicación a las células microbianas vivas solo se remonta a más de una década22 y aumenta significativamente durante los últimos años23,24. Especialmente, la combinación de CV y métodos espectroscópicos ha proporcionado conocimientos sin precedentes sobre los mecanismos de EET y su naturaleza molecular, por ejemplo.25,26 Paralelamente, se amplió y profundizó el marco teórico para la extracción de las características termodinámicas y teóricas de la EET microbiana27-30. Por el contrario, sin embargo, el mal manejo experimental o el análisis inadecuado de los datos a menudo dificultan la aplicación adecuada de la CV en el campo de la bioelectroquímica microbiana. Por lo tanto, además de los talleres (por ejemplo, en el EU-ISMET 2012) y los tutoriales19, este videoartículo proporcionará una guía básica para la realización de experimentos voltamperométricos cíclicos en bacterias electroactivas. Por lo tanto, se centra en los pasos experimentales básicos y el análisis de datos fundamentales y no pretende proporcionar los últimos protocolos de análisis cinético. Los terminales más importantes para la siguiente discusión se resumen en el Recuadro 1 (adaptado de Harnisch y Freguía19 y modificado).

<table><tbody><tr><td>Aguas residuales primarias</td><td>Planta</td><td></td> de tratamiento de aguas residuales <td>Tomado después de la filtración mecánica</td></tr><tr><td>250 ml Matraces de fondo redondo con tres entradas adicionales</td><td>Th.Geyer Berlin GmbH, Alemania</td><td>9.011 845</td> Se <td>conectaron entradas adicionales con nuestro electrodo de</td></tr><tr><td>referencia de Ag/AgCl (sat. KCl, 0,195 V vs. SHE) con diafragma cerámico</td><td>Sensortechnik Meinsberg, Alemania</td><td>SE 11</td><td></td></tr><tr><td>Varillas de grafito (&Oslash;=1 cm, l=3 y 5 cm)</td><td>CP-Handels-GmbH, Wachtberg, Alemania</td><td></td><td>Utilizado como material de electrodo</td></tr><tr><td>Acero inoxidable, n.º 1.4301, alambre Fe/Cr18/Ni10</td><td>Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Alemania</td><td>155-923-05</td><td></td></tr><tr><td>Tapones de silicona</td><td>Th.Geyer Berlin GmbH, Alemania</td><td>9.230 512 y</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>neoLab, Heidelberg, Alemania</td><td>3-1011</td><td>Para el sellado para mantener las condiciones anaeróbicas</td></tr><tr><td>Potenciostato/ Galvanostato Modelo MPG2</td><td>BioLogic Science Instruments, Francia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EC-Lab</td><td>BioLogic Science Instruments, Francia</td><td></td><td>Software para realizar mediciones electroquímicas</td></tr><tr><td>Origin 8.6</td><td>Software de análisis de datos</td> <td>OriginLab</td><td></td></tr></tbody></table>

biopelículas microbianas electroactivas derivadas de aguas residuales: crecimiento, mantenimiento y caracterización básica

Waste Water Derived Electroactive Microbial Biofilms: Growth, Maintenance, and Basic Characterization

El crecimiento de biopelículas microbianas electroactivas anódicas a partir de inóculos de aguas residuales en un reactor de lotes alimentados se demuestra utilizando una configuración de tres electrodos controlada por un potenciostato. Por lo tanto, el uso de potenciostatos permite un ajuste exacto del potencial del electrodo y garantiza condiciones de cultivo microbiano reproducibles. Durante el crecimiento, la producción de corriente se monitorea mediante cronoamperometría (CA). Sobre la base de estos datos, se discuten la densidad de corriente máxima (jmáx.) y la eficiencia coulombica (CE) como medidas para la caracterización del rendimiento bioelectrocatalítico. La voltamperometría cíclica (CV), una voltamperometría no destructiva, es decir, El método no invasivo se utiliza para estudiar la transferencia extracelular de electrones (EET) de bacterias electroactivas. Las mediciones de CV se realizan en electrodos de biopelícula anódicos en presencia del sustrato microbiano, es decir, condiciones de rotación, y en ausencia del sustrato, es decir, condiciones de no rotación, utilizando diferentes velocidades de escaneo. Posteriormente, se ejemplifica el análisis de datos y se derivan y explican los parámetros termodinámicos fundamentales de la EET microbiana: potencial pico (Ep), densidad de corriente máxima (jp), potencial formal (Ef) y separación de picos (ΔEp). Además, se abordan los límites del método y el estado del arte del análisis de datos. Por lo tanto, este video-artículo proporcionará una guía para los pasos experimentales básicos y el análisis de datos fundamentales.

Se demuestra el crecimiento cronoamperométrico de biopelículas microbianas electroactivas anódicas en un reactor de lotes alimentados utilizando una configuración de tres electrodos, controlada por un potenciostato. La transferencia de electrones extracelular se caracteriza mediante voltamperometría cíclica en presencia del donante de electrones y en ausencia del donante de electrones. Se demuestra el análisis fundamental de datos.

Biopelículas microbianas electroactivas derivadas de aguas residuales: crecimiento, mantenimiento y caracterización básica

The growth of anodic electroactive microbial biofilms from waste water inocula in a fed-batch reactor is demonstrated using a three-electrode setup ...

El objetivo general de este procedimiento es cultivar una biopelícula microbiana electroactiva anódica a partir de inoculación de aguas residuales y caracterizar sus propiedades bioelectrocatalíticas. Esto se logra configurando primero, inoculando y poniendo en marcha un potencial reactor discontinuo alimentado bioelectroquímicamente controlado estáticamente. El segundo paso es monitorear la producción actual utilizando Krono Pyrometry.A continuación, el medio se intercambia regularmente después del agotamiento del sustrato hasta que se alcanza una densidad de corriente máxima reproducible, lo que representa una formación de biopelícula en estado estacionario. El paso final es estudiar la transferencia de electrones extracelular de bacterias electroactivas utilizando telemetría de volumen cíclico durante la presencia y ausencia del sustrato. En última instancia, el análisis de datos proporciona información fundamental sobre la termodinámica de la transferencia de electrones microbianos y permite determinar el potencial formal de los sitios de transferencia de electrones extracelulares posibles y reales.La principal ventaja de esta técnica es que se puede obtener una visión directa de la transferencia de electrones entre microorganismos y electrodos sólidos, y así derivar información fundamental sobre la transferencia de electrones extracelular microbiana. Por lo general, las personas nuevas en el método tendrán dificultades con la elección correcta de los parámetros y la interpretación correcta de la gráfica derivada. Durante la adquisición y el análisis de datos, se pueden cometer errores graves.Antes de comenzar este procedimiento, prepare una cantidad adecuada del medio de crecimiento utilizando un tampón de fosfato, incluyendo más nutrientes de acuerdo con la siguiente referencia. Utilice 10 milimolares de acetato de sodio como sustrato. Agregue un mililitro de aguas residuales primarias por cada 20 mililitros de crecimiento, medio como inóculo.A continuación, inserte una aguja en el medio y enjuáguelo con nitrógeno durante al menos media hora. Para desairearlo mientras se enjuaga con nitrógeno, mida el tamaño del electrodo para la configuración de tres electrodos. Inserte el electrodo de trabajo, el contraelectrodo y el electrodo de referencia en un matraz modificado de cuatro cuellos y 250 mililitros de fondo redondo a través de tapones de silicona.Envuelva los tapones de silicona con paraform para sellar el sistema mientras se enjuaga con nitrógeno. Vierta 250 mililitros del medio de crecimiento y la mezcla de inóculo a través del puerto de muestreo en el reactor. Cierre el puerto de muestreo con un tapón de silicona y séllelo herméticamente con perfil.Coloque el recipiente en una cámara de temperatura controlada de 35 grados centígrados para garantizar condiciones ambientales constantes. A continuación, conecte los electrodos a los cables respectivos del estado de potencial. Abra el software para controlar la estadística potencial y elija la técnica.Cronopirometría. Ajuste el electrodo de trabajo a un potencial constante de 0,2 voltios durante un tiempo de duración de 500 horas registrando cada 600 segundos después de esto, inicie la cronoprobotría y observe el gráfico de la corriente medida a lo largo del tiempo. Después de calcular las densidades de corriente preferenciales, trace la densidad de corriente medida en función del tiempo.Después de que la corriente oxidativa alcance una meseta y vuelva a la corriente cero, detenga la medición métrica de cronos amperios para un intercambio de medios. Por lo tanto, transfiera el recipiente a una caja de flujo laminar y enjuague el sistema con nitrógeno. Descargue con cuidado el medio y reponga con medio desaireado fresco después de la reposición del medio.Cierre el puerto de muestreo y séllelo con paraform. Repita los pasos anteriores hasta que la corriente oxidativa máxima alcance un estado estacionario. Después de cada ciclo de crecimiento, tome una muestra de un mililitro de las soluciones frescas y del medio intercambiado para el análisis del sustrato por HPLC. Para estudiar la transferencia de electrones extracelulares, seleccione la técnica de telemetría de volumen cíclico en el software de control de estadísticas de potenciales.A continuación, ajuste el potencial inicial EI del electrodo de trabajo a menos 0,5 voltios frente al electrodo de referencia, el potencial de vértice E de uno a 0,3 voltios y el potencial final E de dos a menos 0,5 voltios. Utilice una velocidad de escaneo de un milivoltio por segundo. Inicie el experimento y registre al menos tres ciclos para obtener un CV reproducible.Después de calcular las densidades de corriente preferentes, trace la densidad de corriente medida en función del potencial del electrodo de trabajo. A partir de las mediciones métricas de cronoamperios, se puede medir la densidad de corriente máxima y la eficiencia de Kula. Aquí se muestra una curva de crecimiento cronométrica típica de la biopelícula de varios ciclos de crecimiento utilizando un reactor discontinuo alimentado.Después de la fase de retraso inicial, comienza una primera densidad de corriente máxima y luego la corriente disminuye a un flujo de corriente casi nulo debido al agotamiento del sustrato. Después de la reposición del sustrato. La densidad de corriente vuelve a aumentar con una densidad de corriente máxima más alta.Después de varios ciclos de crecimiento, la densidad de corriente máxima es constante, lo que indica una formación de biopelícula en estado estacionario. Como el máximo del estado estacionario. El valor de la densidad de corriente depende de varios parámetros.A menudo se considera una característica de los sistemas de electrodos de biopelícula microbiana electroactiva. La segunda característica operativa es la eficiencia ómica, que es el número de electrones registrados como flujo de corriente eléctrica por ciclo de lote alimentado relacionado con el número máximo teórico de electrones. Consulte el protocolo de texto para obtener detalles sobre cómo calcular la eficiencia de llamada, el flujo de corriente eléctrica y el número máximo teórico de electrones que se muestra.Aquí hay un CV típico para condiciones sin rotación. A una velocidad de exploración alta, se muestra el CV de una biopelícula para velocidades de exploración altas en las que solo se puede identificar un par de picos y, por lo tanto, una FE potencial formal. Aquí. En general, el potencial formal de un par redox se puede calcular a partir del potencial máximo del pico de oxidación EPA y el pico de reducción de la especie respectiva EPC.Al formar la media aritmética, consulte el protocolo de texto para obtener detalles sobre cómo calcular el potencial formal. Al aplicar una velocidad de escaneo lo suficientemente baja a la biopelícula idéntica, se pueden identificar hasta cuatro pares redox. Sin embargo, el CV sin rotación solo muestra todos los compuestos activos redox en el electrodo y, por lo tanto, la FE de los posibles sitios de transferencia de electrones extracelulares.Solo el análisis del CV de rotación proporciona el EF de los sitios EET reales cuando se analizan más a fondo los CV sin rotación. Se pueden analizar otros parámetros característicos como la separación de picos, la corriente de pico máxima y la densidad de corriente de pico mínima. Estos parámetros, especialmente cuando se registran para diferentes velocidades de escaneo, se pueden utilizar para análisis mecánicos y cinéticos de los procesos de transferencia de electrones en los electrodos.Sin embargo, este análisis cinético que está bien establecido para los sistemas químicos no es sencillo para las biopelículas microbianas electroactivas. Al realizar la medición de CV en presencia de sustrato, se obtiene un CV de rotación. Después de trazar los datos, se observa la curva bioelectrocatalítica típica en forma de S.Al analizar más a fondo los datos, el máximo de la primera derivada o el punto de inflexión de la curva proporciona el EF potencial formal de los sitios EET reales. En el caso de una biopelícula dominada por una proporción delgada de Geobacter, se pueden observar dos puntos de inflexión. Posteriormente, la derivada muestra dos máximos correspondientes al potencial formal de los sitios EET activos bioelectrocatalíticos, que se denominan EF dos y EF tres respectivamente.Este hallazgo también muestra que los procesos redox asociados con los potenciales formales EF uno y EF cuatro no están relacionados con la bioelectrólisis. A medida que la biopelícula crece y se vuelve más gruesa, el CV muestra solo un punto de inflexión. Este potencial formal EEF negativo 0,32 voltios frente a plata, cloruro de plata es aproximadamente igual a la media aritmética de los dos potenciales formales asignados al EET de la biopelícula delgada.Este resultado muestra que el análisis CV fundamental proporciona información sobre la termodinámica de EET de una manera rápida y no invasiva. Una vez dominada, esta técnica se puede adaptar fácilmente a diferentes sistemas de interés y, dependiendo de los datos, permite una profundidad diferente de análisis de datos si se realiza correctamente. Siguiendo este procedimiento y aprendiendo los conceptos básicos de la geometría de biopelículas microbianas, se pueden aprender fácilmente otros métodos como la telemetría de onda cuadrada o la espectroscopia de impedancia electroquímica, así como el análisis de datos en profundidad.

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Aprende a cultivar biopelículas microbianas electroactivas anódicas a partir de aguas residuales y caracteriza sus propiedades bioelectrocatalíticas mediante voltametría cíclica y cronamperometría.

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