Name: Un nuevo procedimiento para la evaluación de las propiedades reforzantes de estimulantes del gusto en las ratas de laboratorio: operante intraoral autoadministración (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-06T13:15:00.000+00:00
Duration: 11 min 16 s
Description: Aprende a evaluar los efectos reforzantes de soluciones dulces en ratas de laboratorio mediante autoadministración intraoral operante. Este método permite estudiar mecanismos de recompensa y conductas adictivas alimentarias.

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Estos estudios fueron apoyados por subvenciones del Consejo de Investigación de Ciencias Naturales e Ingeniería de Canadá (NSERC) a FL y una Beca de Postgrado canadiense (CGSD) de NSERC a AM.L.

1. Cuidado de Animales y Vivienda Todos los experimentos han sido aprobados por el Comité de Cuidado de Animales de la Universidad de Guelph, y se llevan a cabo de acuerdo con las recomendaciones del Consejo Canadiense de los Animales. El estudio actual incluye 22 adultos machos Sprague-Dawley (Charles River, QC) que pesan 200-225 g al inicio del experimento. <ol><li> Ratas casas individuales y mantenerlas en un ciclo de luz / oscuridad inversa (7:00 am OFF - 19:00 ON) con acceso ad libitum a comida y agua, excepto cuando se indique lo contrario, o durante las pruebas de comportamiento que se produce durante el ciclo activo. </li><li> Se habitúan ratas a la sala de colonia y manipulación humana pesando día durante una semana antes de la cirugía. </li></ol> 2. La canulación cirugía intraoral: Materiales y Procedimientos El intraoral (IO) de la cirugía y materiales se describen en Limebeer et al. 14 <ol><li> Para la construcciónt la cánula IO, cortar un trozo de tubo de plástico de polietileno de aproximadamente 130 mm de longitud (diámetro interno de 0,86 mm y un diámetro exterior de 1,27 mm). </li><li> El tubo para ser fijado en la cavidad oral requiere un extremo con pestaña (~ 5 mm de diámetro). Crear este extremo con pestaña calentando el extremo del tubo con un soldador para 2-5 seg y luego aplanar rápidamente el borde calentada del tubo contra una superficie plana. Cortar un disco de malla quirúrgica (aproximadamente 6-7 mm de diámetro para encajar alrededor del diámetro del extremo de brida de la cánula) y el hilo que en la longitud del tubo hasta que el disco se apoya contra la parte posterior del extremo de brida de la cánula IO. </li><li> Para cada cánula IO, cortar un disco adicional quirúrgica de malla (8 mm de diámetro) y tres cuadrados de una banda elástica (6 mm x 6 mm; véase la Figura 1). </li><li> Esterilizar la cánula IO, discos de malla quirúrgica, y los cuadrados elásticos en una solución antibacteriana para un mínimo de 24 horas antes de la cirugía. </li><li> Antes de la cirugía, unutoclave todas las herramientas quirúrgicas y desinfectar el campo quirúrgico. Entre las cirugías, utilice un esterilizador de cuentas de vidrio para esterilizar instrumentos, y con una redecilla, guantes de nitrilo, y máscaras quirúrgicas para mantener las condiciones de asepsia. </li></ol> Analgesia y anestesia <ol start="6"><li> Aproximadamente 30 minutos antes de la cirugía administrar una inyección subcutánea (SC) de la Depocillin antibiótico (0,33 mg / kg) y el analgésico meloxicam (5 mg / kg SC). </li><li> Inducir la anestesia general usando isoflurano (4% de inducción y mantenimiento 3%). </li><li> Una vez que las ratas no responden a la pizca dedo del pie, y antes de hacer ninguna incisión, use un hisopo con punta de algodón para administrar un anestésico tópico a lo largo de la mejilla izquierda interna de ratas donde la cánula se va a implantar, y se inyecta un anestésico local como la lidocaína HCl al el lugar de la incisión de la aguja de biopsia (base del cuello) y la tapa de la cabeza (cuero cabelludo). </li><li> Aplicar lubricante ungüento para los ojos a ambos ojos antes del comienzo de aumentory. </li></ol> Los procedimientos quirúrgicos <ol start="10"><li> Shave un parche de 10 mm x 10 mm de pelo en la base del cuello. Utilice gasas estériles para fregar y limpiar la zona afeitada en el siguiente orden: el jabón antibacteriano, isopropílico al 70% de alcohol y Betadine. </li><li> Inserte una aguja de acero inoxidable 15 en la base del cuello y moverlo por vía subcutánea alrededor de la oreja a la mejilla izquierda. Coloque la punta de la aguja y pasarla a través de la mejilla detrás del primer molar en el interior de la cavidad oral. </li><li> Pase la cánula IO a través de la punta de la aguja que sobresale de la cavidad oral y luego retire la aguja dejando sólo la cánula IO. </li><li> Pase un disco de malla quirúrgica seguida por tres discos elásticos cuadrados sobre la parte exterior de la cánula IO y atraerlos a la piel expuesta en la parte posterior del cuello para estabilizarlo. </li><li> Enjuague la cánula IO con un enjuague bucal antibacteriano </li><li> Antes del comienzo de la cirugía, modificar un perno de nylon(28 mm de longitud; punto 4 mm; 8 mm de la cabeza) para eliminar su cabeza y tallar una ranura de 2 mm a lo largo de la longitud de la rosca (véase la Figura 2). </li><li> Afeitarse a 10 mm x 20 mm tira de pelo a lo largo de la línea media de la cabeza. Utilice gasas estériles para fregar y limpiar la zona afeitada en el siguiente orden: el jabón antibacteriano, isopropílico al 70% de alcohol y Betadine. </li><li> Utilice un bisturí quirúrgico para realizar una incisión larga de 20 mm a lo largo de la sutura sagital. Use un taladro de mano para hacer 4 agujeros (2 de cada lado de la sutura) y el uso de un destornillador de mano para asegurar los cuatro tornillos de los joyeros en el cráneo. </li><li> Coloque el perno en el centro de los cuatro tornillos joyeros con la ranura de posicionado hacia la parte posterior del animal. Montar el perno en el cráneo de la rata mediante la construcción de un casquete con cemento dental (utilizar cemento dental suficiente para cubrir la superficie de los tornillos joyeros). Permitir que el cemento dental se seque antes de retirar al animal del campo quirúrgico y terminar la anestesia. </li></ol><pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; la vigilancia y cuidado post-operatorio <ol start="19"><li> Individualmente casa ratas en jaulas camas inmediatamente después de la cirugía y vigilar de cerca durante 24 horas. </li><li> Administrar una segunda inyección del Meloxicam 24 horas después de la cirugía analgésico y lavar la cánula IO con un enjuague bucal antibacterial una vez / día durante tres días. </li></ol> Dale ratas de 3-5 días para recuperarse de la cirugía antes del comienzo del experimento. 3. IO procedimientos de auto-administración Aparato Para la autoadministración, se utilizan cámaras de plexiglás de condicionamiento operante, y cada cámara se encierra en una caja de madera contrachapada de atenuación del sonido más grande. Cada cámara de condicionamiento operante tiene una luz de la casa (28 V) y dos palancas retráctiles (activos e inactivos) situados en lados opuestos de la cámara, 8 cm por encima del suelo. La palanca activa está conectada a una bomba de infusión salidas posicionadoide la cámara de aislamiento acústico y una luz blanca (28 W) está situado 3 cm por encima de ella para servir como una luz de estímulo emparejado con la entrega de las infusiones de IO. La palanca inactiva sirve para el control de la línea de base, la conducta operante no reforzada; presionar esta palanca no tiene consecuencias, pero se registran todas las pulsaciones. Comida <ol><li> Proporcionar las ratas con un pienso estándar para ratas (3,1 kcal / g) en su jaula. </li><li> Diluir el jarabe de maíz rico en fructosa alta (fórmula 55%) a tres concentraciones diferentes (8% = 0.026 l kcal/80 infusión; 25% = 0,08 kcal/80 l de infusión; 50% = 0,17 kcal/80 l de infusión), utilizando agua de ósmosis inversa. Estas concentraciones se seleccionan porque cada uno produce una viscosidad que sea apropiada para entregar rápidos infusiones (2,5 seg) IO dado el aparato experimental (es decir, diámetro de jeringas y tubos). </li></ol> Privación de alimentos Con el fin de facilitar la adquisición deAutoadministración IO, sino promover el crecimiento normal, las ratas se reciclan a través de períodos de privación de alimentos y acceso ad libitum a comida para ratas estándar. <ol start="3"><li> Pesar ratas diariamente a las 7 pm y retirar comida del comedero de la jaula. </li><li> Al día siguiente, pesan las ratas a las 12:00 horas (aproximadamente 18 horas más tarde) y comenzar la auto-administración IO por 13:00. </li><li> Ratas Vuelva a sus jaulas a las 4:00 pm y facilitar el acceso ad libitum al perro chino durante 3 horas consecutivas. A continuación, registrar el peso de las ratas y la cantidad total de pienso consumido durante las tres horas. Reanudar la privación de alimentos como se describe. </li></ol> Procedimiento de auto-administración general IO Operante de responder durante IO infusiones de JMAF se evalúa en PR y horarios continuos de refuerzo. Las ratas se ensayaron en la auto-administración IO hasta la ingesta es estable como se define por: 1) una diferencia significativa en la respuesta entre activo y INACtiva palancas durante al menos 2 sesiones consecutivas, y 2) la variación inferior al 20% en el número de infusiones ganadas por sesión durante 2 sesiones consecutivas. Cada sesión comienza 6 horas en el ciclo de oscuridad y tiene una duración de 3 horas. La fase de adquisición consiste de 10 sesiones consecutivas de auto-administración IO en un horario continuo de refuerzo, y las ratas reciben una única banda de la prueba 24 horas antes del inicio de la adquisición (prueba de PR I) y 24 h después de la sesión de adquisición final (PR Prueba II). Para las pruebas de relaciones públicas, el punto de interrupción (BP) se define como la última infusión recibida antes de la cesación de responder en la palanca activa durante al menos 1 h 18. <ol start="6"><li> Ratas del contrapeso sobre la base de los pesos tomadas durante tres días antes del inicio del experimento y asignar ratas para auto-administrarse una de las tres concentraciones de fructosa: 8%, 25%, o 50%. </li><li> Pesar ratas a las 12:00 pm y transferirlos desde la sala de colonia a la sala de pruebas en sus jaulas. Para eliminar alimentos o Bedding que pueden acumularse en la cánula IO, bombear aire a través de la cánula con una jeringa 12 ml fijo con una aguja 16 G con 50 mm de tubo de polietileno (diámetro interno de 1,14 mm y un diámetro exterior de 1,57 mm) fijadas al extremo. </li><li> En la cámara operante, conecte la cánula IO a un tubo Tygon (diámetro interior de 0,02 mm y un diámetro externo de 1,53 mm) por un eje construida de una aguja de calibre 20 modificado (quitar el cubo de plástico y punta biselada). Coloque la parte inferior del tubo (es decir, más cerca del animal), dentro de la arboleda del perno. La parte superior de la tubería está conectado a un eslabón giratorio, y protegido por un resorte. Conectar la base del resorte a la rosca del perno montado en la cabeza de la rata. </li><li> Dale ratas cinco minutos para aclimatarse a la cámara operante y luego iniciar la sesión de auto-administración de IO. La sesión de auto-administración IO se inicia con la activación de la luz de la casa, la entrada de las dos palancas retráctiles, y la iluminación delestímulo de luz por encima de la palanca activa durante 30 segundos. </li><li> Para PR Ensayo I, utilice el programa de relaciones públicas descrito por Richardson y Roberts18 (relación de respuesta escalada = (5 e (el número de inyección x 0,2)) - 5). </li><li> Para las sesiones de adquisición de 1-10, use un horario continuo de refuerzo por el que cada prensa sobre los resultados palanca activa en la entrega de una infusión de 80 l de la solución de prueba de más de 2,5 seg. </li><li> Para dar tiempo suficiente para la ingestión, imponer un período de tiempo de espera de 27,5 segundos en el que la palanca activa se retrae y la luz de estímulo se activa (es decir, las ratas pueden obtener una infusión IO cada 30 segundos). No imponer un límite en el número de infusiones que se pueden obtener dentro de cada sesión de auto-administración IO. </li><li> Si la rata no hace una respuesta sobre la palanca activa durante 20 minutos consecutivos, cebar la rata (abrir la cámara operante y facilitar la rata presionando una vez sobre la palanca activa). Prime a los animales cada 20 minutos hasta 5x/session dusonar los tres primeros días de la única adquisición. </li><li> Administrar la segunda prueba de PR con los parámetros que se describen en el paso 3.10. </li><li> Después de las sesiones de auto-administración IO, eliminar las ratas de las cámaras operantes, enjuagar la cánula IO con agua 2,0 ml utilizando los mismos materiales descritos en 3.7, y volver ratas a su jaula de alojamiento en la sala de colonia. </li><li> Después de tres horas de acceso ad libitum a comida para ratas, ratas de peso a las 7:00 pm, retire los alimentos del comedero, y curriculum vitae de la privación de alimentos. </li></ol> Datos de la auto-administración se analizan utilizando dos factores de medidas repetidas análisis de varianza (ANOVA). Se emplearon múltiples comparaciones utilizando el método de Student-Newman-Keuls (α = 0.05) para explorar cualquier interacción significativos o efectos principales.

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</ol>

Los autores tienen nada que revelar.

El estudio actual muestra un nuevo enfoque para la evaluación de las propiedades reforzantes de soluciones dulces mediante la combinación de métodos empleados tradicionalmente para estudiar el comportamiento motivado por las drogas de abuso (intravenosa autoadministración operante) y para evaluar la palatabilidad de los estimulantes del gusto (sabor reactividad mediante infusiones intraorales). Para este fin, bajo muy breve anestesia isoflurano inducida, las ratas se implantaron con una cánula de IO que permite la entre...

El estudio de las bases neurobiológicas y de comportamiento de la adicción a la comida se basa en las observaciones de que, de manera similar a las drogas de abuso, el consumo excesivo de alimentos apetecibles promueve la dependencia psicológica, 1-4 e induce alteraciones en los circuitos de recompensa del cerebro en los seres humanos y de laboratorio 5-6 animales 7-8. Pero, si bien hay varios protocolos y procedimientos para el estudio de las propiedades adictivas de las drogas de abuso en ratas de laboratorio, adaptando estos métodos para evaluar los comportamientos adictivos &quot;&quot; inducidas por alimentos presenta desafíos únicos. El objetivo del presente estudio consistió en aplicar los principios de operante intravenosa (IV) de auto-administración de fármacos a la investigación de la autoadministración operante de soluciones dulces entregados por intraoral (IO) de infusión. El dulce empleada era el jarabe de maíz de alta fructosa (JMAF) porque, aunque controversial, hay evidencia de que el JMAF puede estar vinculado a la moderna epidemia de la obesidad 9-12. Tradicionalmente, infusiones IO se entregan para estudiar la palatabilidad de los estimulantes del gusto en el sabor experimentos de reactividad 13. En pocas palabras, una cánula de IO se implanta quirúrgicamente en la mejilla de ratas y IO infusiones de diversas soluciones están pasivamente entregado 14. El objetivo es estudiar las reacciones orofaciales de los animales a los estimulantes del gusto. Sin embargo, las cánulas IO también se han implantado crónicamente en el paladar de ratas para determinar si podrían aprender a presionar una palanca para soluciones de auto-INFUSE directamente en la cavidad oral, de ahí el término IO auto-inyección de 15-17. En el presente estudio, se describe un procedimiento que utiliza una cirugía menor y que permite realizar pruebas de autoadministración operante de largo plazo. Este procedimiento tiene varias ventajas significativas sobre los procedimientos tradicionales que implican beber una solución a partir de un tubo de salida (a), o operante de responder durante gránulos sólidos (b), o operante de responder durante gotas de fluido suministrado en un receptáculo(C). En comparación con (a), la auto-administración IO implica una respuesta operante (es decir, presionando una palanca) y por lo tanto es posible modificar la programación de la regulación de la relación entre los requisitos de respuesta y la entrega de las infusiones de IO. Por ejemplo, mediante el empleo de una relación progresiva (PR) horario, por lo que las respuestas necesarias para infusiones sucesivas aumentan de forma exponencial dentro de un período de sesiones 18, es posible evaluar la cantidad de un animal &quot;quiere&quot; el próximo 19 de infusión. Este importante aspecto de la conducta &quot;en busca de&quot; no se puede evaluar cuando los animales beben una solución a partir de un caño, a menos que un aparato especial que controla el suministro de fluido y monitorea las respuestas se emplea 20. Por otra parte, la auto-administración IO proporciona un medio para comparar los comportamientos motivados por diferentes estímulos reforzantes. Es decir, es posible comparar operante respondieron mantenida por los dulces y otros reforzadores tales como drogas de abuso enlos llamados &quot;estudios de sustitución.&quot; En comparación con (b), la auto-administración IO permite el ensayo de cualquier concentración y cualquier volumen de cualquier aditivo alimentario soluble en agua. Esto es fundamental para estudiar el comportamiento motivado por los dulces, como el JMAF, ya que, a lo mejor de nuestro conocimiento, no hay nódulos disponibles comercialmente sólidos de fructosa, o combinaciones de fructosa y glucosa en diferentes proporciones, que sería adecuado para cámaras operantes. Además, la importancia de controlar y manipular índices de concentración / volumen es obligatoria en experimentos en los que la ingesta puede ser modulado tanto por el valor calórico de una solución (que conduce a la saciedad-nutriente específico) y por la cantidad de esa solución puede ser consumido dentro de un determinado período de tiempo (es decir, plenitud) 21. La auto-administración IO también acorta el retardo entre la respuesta operante y la entrega del reforzador primario, un factor que juega un papel importante en la adquisición y el mantenimientomiento de la conducta operante 16,22-23. Por último, con respecto a (c), la auto-administración IO permite la entrega de pasivos infusiones IO de cantidades controladas de la solución problema, y esto hace que sea posible medir las respuestas orofaciales de &quot;gusto&quot; (reacción hedónica objetivo como protuberancias lengua 24 -25) y si estas respuestas cambian durante la autoadministración de IO. Además, la capacidad para administrar infusiones IO pasivas tiene aplicaciones importantes para el estudio de la recaída en la búsqueda de alimentos. Es decir, en los estudios de IV fármaco auto-administración, después de períodos de extinción, números primos de drogas (es decir, la administración de una pequeña dosis de la droga 26) pueden &quot;reincorporar&quot; responder 27-28. Por lo tanto, la capacidad de ofrecer infusiones IO sin ninguna acción por parte del animal se puede utilizar para estudiar &quot;comida&quot; cebado reincorporación, así como el potencial reincorporación cruzada entre los alimentos ylas drogas de abuso. IO auto-administración de soluciones dulces también es preferible a IV y la auto-administración intra-gástrico. De hecho, aunque infusiones IV de fructosa en los seres humanos y animales de laboratorio producen consecuencias fisiológicas similares a los observados después del consumo oral de 29-31, este es un mal modelo de cómo los dulces se consumen normalmente (es decir, por vía oral). Por otra parte, las señales gustativas producidos por la masticación confieren información importante sobre la palatabilidad de los alimentos, y cuando se ha omitido esta etapa del proceso digestivo, el desarrollo de conductas inadaptadas, como comer en exceso se reduce 32-33.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Reagents</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer Ingelheim Canada Ltd.</td><td></td><td>De la farmacia del Colegio Veterinario de Ontario</td></tr><tr><td>Penicilina Procaína G</td><td>Pen Acuosa, Wyeth Salud</td><td></td><td>Animal De la farmacia del Colegio Veterinario de Ontario</td></tr><tr><td>Lidocaína HCl 2%</td><td></td><td></td><td>De la farmacia del Colegio Veterinario de Ontario</td></tr><tr><td>Marcaine 0.5 %</td><td></td><td></td><td>De la farmacia del Colegio Veterinario de Ontario</td></tr><tr><td>Pomada</td><td></td><td></td> <td>lubricante para los ojosEl producto se puede comprar en cualquier farmacia</td></tr><tr><td>2% Lidocaína viscosa oral (anestésico tópico)</td><td>Pharmascience Inc.</td><td>CDMV # 14705</td><td>Frasco de 100 ml</td></tr><tr><td>Isoflurano USP</td><td>Pharmaceutical Partners of Canada</td><td>CDMV # 108737</td><td>frasco de 250 ml</td></tr><tr><td>Bacti-Stat</td><td>Merck Sante Animale</td><td>CDMV # 6449</td><td>Botella de 3.785 L</td></tr><tr><td>Alcohol isopropílico (70%)</td><td>Perdu Pharma</td><td>Fisher # MPX18404</td><td>botella de 4 L</td></tr><tr><td>Betadine 10%</td><td>McKesson Canada</td><td>CDMV # 104826</td><td>botella</td></tr> <tr><td>de 500 mlSuper Germiphene</td><td>Ceva Animal Health</td><td>CDMV # 103629</td><td>botella de 454 ml</td></tr><tr><td>Clorhexideno (Novadent)</td><td>Zoetis</td><td>CDMV # 8908</td> botella de <td>236 ml</td></tr><tr><td>Jarabe de maíz de alta fructosa</td><td>Natures Flavors</td><td>JMAF-55 botella de</td><td>1 galón</td></tr><tr><td colspan="4">Materiales</fuerte></td></tr><tr><td>Tubería de PE90</td><td>Becton Dickinson and Company VWR</td><td># CA-63019-080A</td><td>100 pies/bobina</td></tr><tr><td>Tubería PE160</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>VWR # CA-63018-747</td> Malla de polipropileno de <td>100 pies/bobina</td></tr><tr><td></td><td>Piezas pequeñas Inc.</td><td>CMP-0297-D</td><td></td></tr><tr><td>Soldador</td><td></td><td></td> El <td>producto se puede comprar en cualquier ferretería</td></tr><tr><td>#64 Bandas</td><td>elásticas Grapas Suministros de oficina</td><td>Artículo # 13556</td><td>El producto se puede comprar en cualquier tienda de artículos</td></tr><tr><td>de oficina 15 G Paredes delgadas Agujas de</td><td></td> 3,5 pulgadas <td>VWR # CABD1108</td><td>12 agujas/paquete</td></tr><tr><td>Maquinilla de afeitar eléctrica (hoja de 1/2 pulgada de ancho)</td><td></td><td></td><td>El producto se puede comprar en cualquier mascota tienda</td></tr><tr><td>de suministros Agujas de deslizamiento de precisión Agujas de 20 g (1 y frac12; pulgadas)</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>Fisher # 14-826D</td><td></td></tr><tr><td>Agujas de deslizamiento de precisión Agujas de 16 g (1 y frac12; pulgadas)</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>Fisher # 14-826-5D</td><td></td></tr><tr><td>Cámaras de acondicionamiento operante</td><td>Med Associates Inc.</td><td>ENV-008-CTC</td><td></td></tr><tr><td>Cámara atenuadora de sonido</td><td>Med Associates Inc.</td><td>ENV-018M</td><td></td></tr><tr><td>MED PC IV software</td><td>Med Associates Inc.</td><td>SOF-735</td><td></td></tr><tr><td>Bombas de jeringa</td><td>Razel Scientific Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Conjunto giratorio de plástico desechable</td><td>Med Associates Inc.</td><td>PHM-115I</td><td></td></tr><tr><td>Tubo Tygone Microbore</td><td>Saint Gobain Performance Plastics</td><td>Fisher # 1417015B</td><td>500 pies/bobina</td></tr></tbody></table>

un nuevo procedimiento para la evaluación de las propiedades reforzantes de estimulantes del gusto en las ratas de laboratorio: operante intraoral autoadministración

A Novel Procedure for Evaluating the Reinforcing Properties of Tastants in Laboratory Rats: Operant Intraoral Self-administration

Este documento describe un nuevo método para el estudio de la base-bio de comportamiento de adicción a la comida. Este método combina el componente quirúrgico de la reactividad gusto con los aspectos del comportamiento de autoadministración operante de las drogas. Bajo muy breve anestesia general, las ratas se implantaron con un intraoral (IO) de la cánula que permite la entrega de soluciones de ensayo directamente en la cavidad oral. Animales se prueban en cámaras de autoadministración operante mediante el cual pueden presionar una palanca para recibir IO infusiones de soluciones de ensayo. La auto-administración IO tiene diversas ventajas sobre los procedimientos experimentales que implican beber una solución de un surtidor o operante de responder durante gránulos sólidos o soluciones entregadas en un receptáculo. Aquí, mostramos que la auto-administración de IO se puede emplear para estudiar la auto-administración de jarabe de maíz de alta fructosa (JMAF). Las ratas se probaron para la auto-administración en un (PR) programa de razón progresiva, que evalúa la cantidad máxima de opcomportamiento erant que se emitirá para diferentes concentraciones de HFC (es decir, 8%, 25%, y 50%). Después de esta prueba, las ratas autoadministrados estas concentraciones en un horario continuo de refuerzo (es decir, una infusión para cada presión de la palanca) durante 10 días consecutivos (1 sesión / día, cada 3 horas de duración), y luego se volvieron a analizar en el calendario de PR . En el programa de refuerzo continuo, las ratas tuvieron un menor número de infusiones de concentraciones más altas, aunque la concentración más baja de fructosa (8%) mantiene la auto-administración más variable. Además, las pruebas de PR revelado que 8% tenía un valor de refuerzo inferior a 25% y 50%. Estos resultados indican que la auto-administración IO se puede emplear para estudiar la adquisición y el mantenimiento de la respuesta de soluciones dulces. La sensibilidad de la respuesta operante a diferencias en la concentración y el calendario de refuerzo hace IO auto-administración de un procedimiento ideal para investigar la neurobiología de la ingesta voluntaria Of dulces.

Adquisición de autoadministración IO La Figura 3 representa operante de responder en las palancas activas e inactivas durante la auto-administración de 8%, 25%, o 50% JMAF durante 10 sesiones consecutivas. Las ratas adquieren IO autoadministración de JMAF en los tres primeros períodos de sesiones y mantener palanca activa estable de responder (como se describió anteriormente) para el resto de su adquisición. Diferencias dependientes de la concentración en las respuesta...

El presente estudio evalúa un nuevo procedimiento para la evaluación de los efectos reforzantes de soluciones de sabor agradable en ratas de laboratorio: la auto-administración intraoral. Para este fin, en respuesta operante (es decir, palanca de presión) para las infusiones intraorales de soluciones dulces a diferentes concentraciones se midió sobre los coeficientes de continua y progresiva programas de refuerzo.

Un nuevo procedimiento para la evaluación de las propiedades reforzantes de estimulantes del gusto en las ratas de laboratorio: operante intraoral autoadministración

This paper describes a novel method for studying the bio-behavioral basis of addiction to food. This method combines the surgical component of taste ...

El objetivo general de este procedimiento consiste en aplicar los principios del autoabastecimiento operante de fármacos por vía intravenosa a la investigación del autoabastecimiento operante de soluciones dulces administradas mediante infusión intraoral. Esto se logra primero implantando quirúrgicamente a las ratas una cánula IO y una tapa craneal. El segundo paso del procedimiento es seleccionar el azúcar de interés y preparar las concentraciones adecuadas de la solución para su autoabastecimiento en cámaras operantes.El tercer paso del procedimiento consiste en colocar a las ratas en las cámaras operantes, conectar sus cánulas IO al tubo adecuado y permitir que los animales se autoadministren infusiones IO de la solución mediante diferentes concentraciones y distintos programas de refuerzo. El paso final del procedimiento es retirar a las ratas de las cámaras operantes y enjuagar sus cánulas con agua, en preparación para la siguiente sesión de autoadministración. En definitiva, se pueden obtener resultados que demuestran que las ratas adquieren y mantienen la autoadministración de soluciones dulces, y que su comportamiento es sensible a los cambios en la concentración de la solución y en el programa de refuerzo empleado mediante la autoadministración IO.La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes, como beber una solución de un pico o responder abiertamente por gránulos sólidos, es que este sistema permite probar cualquier concentración y cualquier volumen de cualquier aditivo alimentario soluble en agua. Más importante aún, podemos administrar infusiones pasivas por intervalos de cantidades controladas de las soluciones sin que se requiera ninguna acción por parte del animal. Esto posibilita medir respuestas artificiales de agrado mediante pruebas de actividad.Cualquier estudio de recaída más infusiones intermitentes puede utilizarse para investigar el restablecimiento inducido por el condicionamiento, así como posibles restablecimientos cruzados entre soluciones Swiss y drogas de abuso. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en los campos de la adicción alimentaria y la obesidad, como la identificación de los sustratos neurobiológicos responsables de la adquisición, el mantenimiento y la recaída en la búsqueda compulsiva de sabores dulces, además de identificar los factores implicados en la obesidad inducida por la dieta. Asimismo, será posible estudiar los factores genéticos y epigenéticos implicados en el desarrollo de la búsqueda compulsiva de alimentos.Todos los experimentos cuentan con la aprobación del Comité de Cuidado Animal de la Universidad de Guelph y se llevan a cabo de acuerdo con las recomendaciones del Consejo Canadiense de Cuidado de los Animales. Para construir la cánula IO, corte un trozo de tubo de plástico de polietileno, de aproximadamente 130 milímetros de longitud, para crear un extremo aplanado en forma de brida F que se fijará en la cavidad oral. Utilice un soldador para calentar el extremo del tubo durante dos a cinco segundos, y luego aplaste inmediatamente el borde calentado del tubo contra una superficie plana.Corte un disco de malla quirúrgica de aproximadamente seis a siete milímetros de diámetro e introdúzcalo en el tubo hasta que quede apoyado contra la parte trasera del extremo abocardado F de la cánula. Para cada cánula IO, corte un disco adicional de malla quirúrgica de aproximadamente ocho milímetros de diámetro y tres cuadrados de seis por seis milímetros de una banda elástica al menos 24 horas antes de la cirugía. Esterilice la cánula IO, los discos de malla quirúrgica y los cuadrados elásticos en una solución antibacteriana aproximadamente 30 minutos antes de la cirugía.Administre una inyección subcutánea del antibiótico dein y el analgésico meloxicam. Después de usar isoflurano para inducir anestesia general según el protocolo descrito y verificar la sedación mediante una compresión en el dedo del pie, utilice una torunda de algodón para aplicar un anestésico tópico a lo largo de la mejilla interna izquierda donde se implantará la cánula. Luego, inyecte un anestésico local como lidocaína HCl en el sitio de incisión para la aguja de biopsia y la tapa craneal.Aplique una pomada lubricante para los ojos en ambos ojos. A continuación, afeite una zona de 10 por 10 milímetros de pelo en la base del cuello. Utilice gasa estéril para limpiar y desinfectar la zona con jabón antibacteriano, seguido de alcohol al 70%.Y finalmente, Betadine. A continuación, inserte una aguja de acero inoxidable de calibre 15 en la base del cuello y muévala subcutáneamente alrededor de la oreja hacia la mejilla izquierda. Coloque la punta de la aguja y pásela a través de la mejilla detrás del primer molar dentro de la cavidad oral.Pase la cánula IO a través de la punta de la aguja sobresaliente y luego retire la aguja, dejando únicamente la cánula. Enhebre un disco de malla quirúrgica seguido de tres discos elásticos cuadrados en la porción exterior de la cánula, y deslícelos hasta la piel expuesta en la parte posterior del cuello para estabilizarla. Luego, use un enjuague bucal antibacteriano para irrigar la cánula IO antes de la cirugía en la parte superior de la cabeza. Modifique un tornillo de nailon eliminando su cabeza, y luego tallé una ranura de dos milímetros a lo largo de la longitud de la rosca.Después de afeitar una franja de 10 por 20 milímetros de pelo a lo largo de la línea media de la cabeza, use gasa estéril para limpiar y desinfectar el área afeitada como se mostró anteriormente para la mejilla; con un escalpelo quirúrgico, realice una incisión de 20 milímetros de longitud a lo largo de la sutura sagital. Luego, use una fresa manual para hacer cuatro orificios, dos en cada lado de la sutura. Finalmente, use tornillos de joyero y cemento dental para fijar el perno al cráneo después de la cirugía.Mantenga a la rata en una jaula individual y observe durante 24 horas. Consulte el protocolo escrito para obtener instrucciones adicionales sobre el cuidado y la limpieza de la cánula IO para experimentos realizados en la cámara operante. Descrito en el protocolo escrito.Utilizando agua de ósmosis inversa, prepare diluciones al 8% y al 50% del jarabe de maíz con alto contenido de fructosa al 55% o HFCS, después de pesar la rata y trasladarla a su jaula de alojamiento al cuarto de pruebas. Retire la comida o el aserrín que pueda acumularse en la cánula IO utilizando una jeringa de 12 mililitros equipada con una aguja de calibre 16 y 50 milímetros de tubo de polietileno para bombear aire a través de la cánula en la cámara operante. Utilice una aguja de calibre 20 como eje para conectar la cánula IO al tubo tigón.Fije la porción inferior del tubo dentro del surco de la correa y conecte la porción superior a un acoplamiento giratorio protegido por un brazo oscilante. Luego, conecte la base del resorte al hilo del perno montado en la cabeza de la rata. Permita que la rata se acostumbre a la cámara durante cinco minutos y luego inicie la sesión de autoadministración activando la luz de la cámara.Introduzca las dos palancas retráctiles e ilumine el estímulo luminoso sobre la palanca activa durante 30 segundos. Para la prueba de ratio progresivo o PR, y todas las pruebas PR posteriores, utilice el programa PR descrito por Richardson y Roberts, en el que la escalada del ratio de respuesta es igual a cinco veces E elevado al número de inyecciones multiplicado por 0,2, menos cinco. Para las sesiones de adquisición de la uno a la diez, utilice un programa continuo de refuerzo, mediante el cual cada pulsación sobre la palanca activa provoca la administración de una infusión de 80 microlitros de la solución de prueba durante 2,5 segundos, lo que permite tiempo suficiente para la ingestión; imponga un período de tiempo fuera de 27,5 segundos durante el cual la palanca activa se retrae y la luz de estímulo se activa.No imponga un límite en el número de infusiones disponibles durante cada sesión de automedicación intravenosa. Si la rata no responde en la palanca activa durante 20 minutos consecutivos, active la rata facilitando que presione una vez sobre la palanca activa. Tras las sesiones de automedicación, retire a la rata de la cámara operante.Utilice dos mililitros de agua para lavar la cánula IO y devuelva la rata a su jaula individual en la sala de colonia. Siga el horario de alimentación indicado en el protocolo escrito. Esta figura muestra la respuesta operante en las palancas activa e inactiva durante la autoadministración de HFCS al 8, 25 o 50 % durante 10 sesiones consecutivas.Las ratas adquieren la autoadministración intravenosa de HFCS durante las primeras tres sesiones y mantienen una respuesta estable en la palanca activa durante el resto del período de adquisición. También son evidentes diferencias dependientes de la concentración en las respuestas de la palanca activa. Por ejemplo, en comparación con el HFCS al 25 %, la respuesta es significativamente menor en las ratas que autoadministran HFCS al 50 %.Las ratas mantienen un nivel intermedio de respuesta operante cuando se les administra HFCS al 8 % y muestran una mayor variabilidad individual en la ingesta, en las respuestas en la palanca activa y en el punto de interrupción, que se define como la última infusión recibida debido a la ausencia de respuestas en la palanca activa durante al menos una hora; estos datos se presentan respectivamente en estas gráficas. En la prueba PR uno, se observa una frecuencia moderada de respuesta para todas las concentraciones de HFCS. Sin embargo, surgen diferencias entre grupos en la prueba dos, donde las concentraciones más altas provocan más respuestas y puntos de interrupción más elevados.Al realizar este procedimiento, es importante verificar frecuentemente a los animales en busca de acumulación de líquido en la tapa craneal y fugas durante la sesión de autominición. Asimismo, la pérdida de animales en estos experimentos debe ser mínima, ya que la cirugía de canulación IO puede repetirse si los animales se arrancan o mastican la cánula entre las sesiones de autominición. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo modificar los procedimientos quirúrgicos y las cámaras abiertas para llevar a cabo experimentos de autominición intraoral en ratas de laboratorio.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Behavior

Comportamiento

Operante de administración de fármacos auto-y la preferencia de lugar condicionado (CPP) se establezcan procedimientos expansiva utilizados en la investigación para modelar los diversos componentes de refuerzo de drogas, el consumo y la adicción en los seres humanos. En este informe, se combinaron los métodos tradicionales de CPP y auto-administración como un enfoque novedoso para estudiar el refuerzo de drogas y la adicción a las ratas.

Novela Aparato y método para el fortalecimiento de Drogas

En este protocolo se describe un método de aprendizaje operante con estímulos sensoriales como un refuerzo en el ratón. Que no requiere formación previa o la restricción de alimentos, y que permite el estudio de la conducta motivada, sin el uso de un reforzador farmacológico o naturales, tales como los alimentos.

Sensación operante Buscando en el ratón

Responder a las señales de alimentos o medicamentos por pares aumenta a lo largo de un período de abstinencia y esto puede relacionarse con una mayor susceptibilidad a las conductas recaída. Aquí detallamos un procedimiento para la evaluación de esta "incubación del deseo" en las ratas que se han auto-administrado sacarosa.

Un método general para la evaluación de incubación de sacarosa en ratas Deseo

Las rápidas fluctuaciones en la dopamina extracelular (DA) median tanto el procesamiento de la recompensa como el comportamiento motivado en los mamíferos. Este manuscrito describe el uso combinado de voltamperometría cíclica de barrido rápido (FSCV) y la administración intraoral de saborizantes para determinar cómo los saborizantes alteran la liberación rápida de dopamina en ratas despiertas que se mueven libremente.

Examen de Rapid dopamina Dinámica con Fast Scan voltametría cíclica Durante intraoral Administración saborizante en ratas Awake

Este protocolo describe un nuevo y eficiente método para iniciar rápidamente operante de responder durante etanol en ratas que, contrariamente a los métodos estándar, no requiere privación de agua o sacarina / sacarosa desvanecimiento para iniciar de responder.

Un método para evaluar las propiedades reforzantes de etanol en ratas sin privación de agua, la sacarina o el desvanecimiento de Formación Extended Access

El objetivo de este estudio es identificar las redes cerebrales relacionadas con la recompensa distribuidos por delinear una técnica fiable inmunohistoquímico mediante la activación celular de c-fos para medir los cambios simultáneos en las vías de la dopamina y sitios de terminal después de la novela de la ingestión de grasa y azúcar en ratas.

Detección simultánea de c-Fos activación de sitios de recompensa dopaminérgico mesolímbico y mesocortical Siguiendo Naive La ingestión de azúcar y grasa en ratas

Este protocolo describe un método para investigar la posibilidad de metamemory o conciencia de la memoria, en los roedores. El paradigma de retraso-emparejar-a-muestra olor es una novela, ecológicamente relevantes comportamiento prueba útil para determinar la medida en que los roedores adaptativa pueden responder basado sobre el control cognitivo de la fuerza de sus Estados de memoria.

Pruebas para responder metacognitivas usando un olor basado en diferido partido-a-Sample Test en ratas

Presentamos tres protocolos que evalúan diferentes formas de la impulsividad en las ratas y otros pequeños mamíferos. Procedimientos de Elección intertemporal evaluación la tendencia a descontar el valor de los resultados de retraso. Refuerzo diferencial de tasas bajas y característica negativa discriminación evaluar capacidad de inhibición de la respuesta con y sin castigo por respuestas inadecuadas, respectivamente.

Tres procedimientos de laboratorio para la evaluación de diversas manifestaciones de la impulsividad en las ratas

Aquí se presenta un protocolo para estudiar el comportamiento anhedónico y similar a la depresión en ratas. Combina dos métodos de comportamiento bien establecidos, la preferencia de sacarosa y las pruebas de hipofagia inducidas por la novedad, con un sistema automatizado de monitoreo de ingesta de alimentos y líquidos, para investigar indirectamente el comportamiento de los roedores utilizando parámetros suplentes.

Pruebas de hipofagia inducida por la sacarosa y la novedad en ratas utilizando un sistema automatizado de monitoreo de la ingesta de alimentos

Este protocolo describe la evaluación de la hipersensibilidad mecánica en un modelo de rata de dolor orofacial neuropático utilizando un dispositivo de evaluación del dolor orofacial basado en operantes.

Evaluación de la hipersensibilidad mecánica inducida por lesión nerviosa en ratas mediante un ensayo de dolor operante orofacial

Aprende a evaluar los efectos reforzantes de soluciones dulces en ratas de laboratorio mediante autoadministración intraoral operante. Este método permite estudiar mecanismos de recompensa y conductas adictivas alimentarias.

Un nuevo procedimiento para la evaluación de las propiedades reforzantes de estimulantes del gusto en las ratas de laboratorio: operante intraoral autoadministración (Video) | JoVE Journal

Un nuevo procedimiento para la evaluación de las propiedades reforzantes de estimulantes del gusto en las ratas de laboratorio: operante intraoral autoadministración

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