Name: Identificación de un murino eritroblasto subpoblación Enriquecido en enucleación Eventos Multi-espectral Imaging Citometría de Flujo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 40 s
Description: Aprende a identificar eventos de enucleación en eritroblastos ortocromáticos murinos mediante citometría de flujo con imagen multiespectral. Este método permite visualizar el proceso de enucleación y estudiar componentes citoesqueléticos en biología celular.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores agradecen al flujo Citometría de Investigación de la Fundación de Niños de Cincinnati Research Hospital y Richard Demarco, Sherree amigo, y Scott Mordecai desde el Amnis Corporation (parte de EMD Milllipore) para el apoyo técnico de expertos. Este trabajo fue financiado por los Institutos Nacionales de Salud subvenciones K08HL088126 y R01HL116352 (TAK) y DK090971 P30 (YZ).

1. A largo plazo in vitro eritropoyesis Cultura (Ex vivo Eritroides Protocolo Cultura Diferenciación Giarratana et al. 8, Modificado y Adaptado por células de ratón) Se trata de un largo plazo de 3 pasos en el protocolo de la eritropoyesis vitro. En el primer paso (días 0-4) 2 x 10 5 células / ml se colocan en medio de crecimiento suplementado con eritroblastos de factor de células madre (SCF), interleuquina-3 (IL-3), y la eritropoyetina (EPO). En el segundo paso (días 5-6), las células se resuspendieron a 2 x 10 5 células / ml y se co-cultivaron en células de estroma adherentes (MS5) en medio de crecimiento eritroblastos fresco suplementado sólo con EPO. En la tercera etapa (días 7-9), las células se cultivan en una capa de MS-5 células en medio de crecimiento fresco eritroblastos sin citoquinas hasta la enucleación (Figura 1A). Todos los animales protocolos fueron aprobados por el Cuidado de Animales y el empleo Comisión Institucional (IACUC) deCentro Médico del Hospital Infantil de Cincinnati. <ol><li> Cosecha de huesos y aislamiento de células de médula ósea de baja densidad <ol><li> Añadir 2 ml de IMDM estéril que contiene suero bovino fetal al 2% (FBS) en un tubo cónico de 15 ml y mantener en hielo. </li><li> La eutanasia a un 2-6 meses de edad de tipo salvaje del ratón C57/BL6 (junto con o sin ratón genéticamente orientada de interés) siguiendo el protocolo institución aprobada (por ejemplo, inhalación de CO2, seguido por dislocación cervical). </li><li> Aislar los huesos de la pelvis, fémures y tibias de ambas piernas con unas pinzas y bisturí, añadirlos al tubo que contenía IMDM 2% de SFB y mantener en hielo. </li><li> Añadir 1 ml de IMDM 2% de FBS en un tubo de citometría de flujo estéril y los huesos ras utilizando fórceps y una jeringa de tuberculina con una 25-G x 5/8 &quot;de la aguja. IMDM al ras 2% de FBS a través de los huesos de un par de veces suavemente ( mediante la aspiración de ~ 500 l de la suspensión celular y el lavado de nuevo a través del hueso), y recoger las células de médula ósea en el flujo-cytometrtubo en Y. Flushing es completa cuando los huesos aparecen blancos. </li><li> Filtrar suspensión de células a través de un 40-m conjunto de filtro de células en la parte superior de un tubo cónico de 50 ml. Lavar filtro de células con IMDM 2% de FBS y utilizando el mismo medio Ajustar el volumen final de la suspensión celular a 5 ml. </li><li> Preparar las células de médula ósea de baja densidad (LDBM) por centrifugación en gradiente de densidad: la capa cuidadosamente los 5 ml de suspensión de células en 5 ml de separación de células en gradiente de densidad medio de 1.083 g / ml en un tubo de 15 ml y centrifugar a 750 xg durante 25 min a temperatura ambiente (TA) sin freno / aceleración baja. </li><li> Transferir el sobrenadante (todo en manos de la marca de 2 ml del tubo de 15 ml con el fin de adquirir la capa leucocitaria) a un nuevo tubo de 15 ml y llevar a cabo un lavado más con IMDM 2% FBS a 525 xg durante 5 minutos a RT. </li><li> Aspirar el sobrenadante y lisar las células rojas de la sangre (RBC) restantes suspendiendo el sedimento en 3 ml de tampón de lisis de glóbulos rojos durante 5 min a TA. Si una mayor pureza de eritroblastos esrequerido en el paso final (por ejemplo, para estudios bioquímicos), purificar células LDBM más a fondo en este paso para neg células Lin por separación magnética. </li></ol></li><li> Ex vivo eritroide protocolo de cultivo de diferenciación a partir de LDBM o neg células Lin (Figura 1A) <ol><li> Añadir 7 ml de IMDM 2% de FBS, centrifugado a 525 xg durante 5 min a TA y resuspender las células sedimentadas en 2 ml de medio de crecimiento eritroblastos (EGM), que consiste en: una. Medio StemPro-34, que contiene b. 2,6% StemPro-34 suplemento medio, c. 20% BIT-9500, d. Sulfato ferroso 900 ng / ml, e. 90 nitrato férrico ng / ml, f. 100 unidades / ml de penicilina / estreptomicina, 2 mM de L-glutamina g. 10 -6 M hidrocortisona h. y citoquinas recién añadido: i) 100 ng / ml de SCF, ii) 5 ng / ml de IL-3, y iii) 3 UI / ml Epo. </li><li> Contar las células utilizando un contador de células automatizado o manual en el microscopio utilizando un dobladilloocytometer. </li><li> Placa en una placa de cultivo celular de 6 pocillos a una concentración de 5 x 10 5 células / pocillo a un volumen final de 2,5 ml en EGM (2 x 10 5 LDBM células / ml) y se incuba a 37 ° C (esto se considera como el día # 0 de la cultura). </li><li> Cambio de medio por aspiración de 1,5 ml del sobrenadante, que gira a 525 xg durante 5 min a TA, la resuspensión en 1,5 ml de medio fresco que contiene todas las 3 citoquinas y la adición de nuevo a los pocillos cada día en día # 2, 3, 4, para optimizar fase proliferativa. El día 3, eliminar todas las células, contar y dividir en un número apropiado de pozos a fin de mantener las concentraciones de células y de ~ 2 x 10 5 células / ml. Mantener cultivo a 37 ° C / 5% de CO 2. </li><li> El día 4, las células de la placa MS5 (línea celular estromal murina) en los pocillos de una celda de cultivo en placa de 6 pocillos nueva. El medio de cultivo celular MS5 se α-MEM que contiene 20% de FBS, 100 unidades / ml de penicilina / estreptomicina, y 2 mM de L-glutamina. </li><li> El día 5, contar el número decélulas (ahora enriquecido significativamente en eritroblastos) en cada pocillo de la placa de cultivo original utilizando un contador de células automatizado o manualmente en un microscopio utilizando un hemocitómetro. </li><li> Levantar todas las células de cada pocillo y transferir a tubos cónicos de 15 ml, centrifugar a 525 xg durante 5 min a TA, se aspira el sobrenadante y disolver gránulos con EGM fresco que contiene sólo la Epo (3 UI / ml) a una concentración de 2 x 10 5 células / ml. </li><li> Aspirar el sobrenadante de los pocillos en los que MS-5 células se sembraron el día anterior (orientada al 70-80% de confluencia en el momento de co-cultivo) y se añaden a las células eritroides en estos pozos en EGM contiene sólo Epo (aunque no es su medio de elección, MS-5 células sobreviven bien en EGM durante varios días). </li><li> Cambie medio adición fresca EPO en el día # 6. </li><li> Cambie medio en el día n º 7, usando EGM sin citoquinas añadidas. En los días 7 al 9 de muestras para descartar la enucleación con citometría de flujo después de la tinción con anti-Ter119 y Syto-16 todos los días y proceed de la tinción de muestras para múltiples imágenes espectrales Citometría de Flujo (como se detalla en la sección 3). Nota:. Antes de chapado y en el día 2, 4, 6, y 7 de cultivo, las células cultivadas para controlar el enriquecimiento de los eritroblastos y la diferenciación con citometría de flujo mediante la evaluación de los marcadores de superficie CD44 y Ter119 vs tamaño (FSC) 9 Alternativamente CD71, Ter119, y FSC también se puede utilizar 10, 11. </li></ol></li></ol> 2. Ensayo Enucleación rápida, De acuerdo con el protocolo descrito por Yoshida et al. 12 con modificaciones (Figura 1B) <ol><li> El estrés de la inducción de la eritropoyesis y estroma preparación de células para el cultivo in vitro de la eritropoyesis <ol><li> Anestesiar a un 2-6 meses de edad de tipo salvaje C57/BL6 ratón por directrices IACUC (por ejemplo, con una solución de isoflurano). Asegúrese de que el ratón ha sido anestesiado adecuadamente mediante la comprobación de la ausencia de respuestas reflejas a un suave pellizco pata trasera y pararespiración regular durante el procedimiento. Utilice veterinario pomada oftálmica en los ojos para evitar la sequedad, mientras que bajo anestesia. </li><li> Inducir la eritropoyesis estrés a través de la cola sangrado hasta un volumen final de 500 l. Usando una jeringa de insulina, inyecte un volumen igual de solución salina normal por vía intraperitoneal para asegurar la reposición de líquidos del animal (mantenga animales en posición de Trendelenburg antes de inyectar e inyectar en la parte inferior del abdomen, para no dañar los órganos internos). </li><li> No deje el ratón sin atención hasta que se haya recuperado el control del motor, como se indica por el animal comienza a moverse alrededor de la jaula y ser capaz de ponerse de pie y caminar sin caerse. El ratón Phlebotomized se coloca en una jaula sin otros ratones. </li><li> Después de 2 días, placa MS-5 células en pocillos de una placa de cultivo celular de 24 pocillos. Incubar MS-5 células a 37 ° C / 5% de CO2 en medio celular MS5 (a-MEM que contiene 20% de SFB, 100 unidades / ml de penicilina / estreptomicina y 2 mM L-glutamina) con el objetivo de ser 70-80 % confluentes ipozos n de la placa después de 48 hr. </li></ol></li><li> Cosecha del bazo y el procesamiento de los esplenocitos <ol><li> Cuatro días (96 horas) después de la inducción de la eritropoyesis estrés, practicar la eutanasia previamente purgado del ratón a través del protocolo aprobado por el IACUC (por ejemplo, inhalación de CO 2 seguido por dislocación cervical). </li><li> Bazo Harvest y lo puso en un tubo cónico de 15 ml que contenía IMDM FBS al 2% y mantener en hielo. </li><li> De vuelta en el laboratorio, en la campana de cultivo de tejidos en condiciones estériles, invierta el tubo que contiene el bazo-en un filtro de células de 40 m situada en la parte superior de un tubo de 50 ml. Crush bazo utilizando el émbolo de una jeringa de plástico de 5 ml. </li><li> Lavar filtro de células con IMDM 2% de FBS y utilizando el mismo medio, ajustar el volumen final de la suspensión celular a 5 ml. </li><li> Capa cuidadosamente la suspensión de esplenocitos 5 ml en 5 ml de densidad de separación celular gradiente medio de 1.083 g / ml en un tubo de 15 ml y centrifugar a 750 xg durante 25 min a temperatura ambiente sin freno / bajo aceleración. </li><li> Transferenciasobrenadante (solución hasta aproximadamente la marca de 2 ml del tubo de 15 ml con el fin de adquirir la capa leucocitaria) a un nuevo tubo de 15 ml y llevar a cabo un lavado más con IMDM 2% de SFB a 525 xg durante 5 min a TA . </li><li> Aspirar el sobrenadante y lisar las células rojas de la sangre mediante la suspensión el sedimento en 3 ml de tampón de lisis de glóbulos rojos durante 5 min a TA. </li><li> Añadir 7 ml de IMDM 2% de FBS para lavar las células y para diluir y neutralizar el tampón de lisis de RBC y centrifugado a 525 xg durante 5 min a 4 ° C. </li><li> Aspirar el sobrenadante y suspender las células peletizadas en 2 ml de medio de crecimiento eritroblastos (EGM). </li></ol></li><li> Cultura de los esplenocitos aislados de baja densidad, enriquecidas en eritroblastos, en plástico (primera etapa de la cultura de la eritropoyesis rápido in vitro) <ol><li> Contar las células en un contador de células automatizado o manualmente por un hemocitómetro. Número habitual de células aisladas por el bazo en esta etapa es de ~ 15 x 10 6. </li><li> Suspender las células más en EGM contienen las citocinas (a fconcentraciones de nal): SCF 50 ng / ml, IL-3 5 ng / ml, y la OEP 2 U / ml. </li><li> Plate 1-5 x 10 6 células en un volumen final de 1 ml / pocillo (mismo número de células por pozo, dependiendo del número total de células) de una placa de cultivo celular de 24 pocillos y se incuban O / N a 37 ° C / 5% de CO 2. </li></ol></li><li> Cultura de eritroblastos en las células MS5 (segunda etapa de la cultura de la eritropoyesis rápido in vitro <ol><li> Aspirar el sobrenadante de la plástico bien y levantar las células (altamente enriquecidas en eritroblastos) mediante la adición de 2 ml de frío de EDTA 10 mM en PBS durante 5 min, en hielo a cada pocillo. </li><li> Poner las células en tubos frescos, lavar una vez en EGM (sin citoquinas) y volver a suspender en el mismo. </li><li> Plate 5 x 10 5 -1 x 10 6 células en un volumen de 1-2 ml a cada MS5 celular recubierto pocillo de una placa de 24 pocillos. Si inhibidores farmacológicos están siendo utilizados en el experimento, añadirlos a concentraciones apropiadas ahora. </li><li> Incubar durante 6 a 8 horas (tiempo guiado porobservación microscópica de aproximadamente 30% -40% enucleación en el peso de la muestra no tratada). La unión de los eritroblastos de MS-5 células acelera su enucleación. </li><li> Levante las células de cada pocillo mediante la adición de 2 ml de EDTA frío PBS + 10 mM, durante 5 minutos, en hielo. Junto con los eritroblastos, también se recogerán MS-5 células, pero estos más tarde se pueden excluir fácilmente durante el análisis de citometría de flujo como FSC hi Ter119 - células. </li><li> En esta etapa, las células se pueden fijaron y se tiñeron para el análisis en un Multi-espectral de imágenes citometría de flujo. </li></ol></li></ol> 3. La tinción de Eritroblastos para la localización intracelular de proteínas o lípidos balsas Durante enucleación por multiespectral de imágenes de Citometría de Flujo <ol><li> Lavar las células en PBS, girar 525 xg durante 5 min a TA y se aspira el sobrenadante. </li><li> Fijar las células resuspendiendo los sedimentos celulares en 500 l de 3,7% de formaldehído en PBS durante 15 min (tiempo de fijación puede variar dependiendo de la lucha contrase sondeó generación) y pipeteando con suavidad. </li><li> Transferencia a tubos de centrífuga de plástico de 1,5 ml y se incuba durante 15 min a TA. </li><li> Centrifugado en un banco de microcentrífuga 2000 xg durante 20 seg, se aspira el sobrenadante y llevar a cabo un lavado mediante la adición de 500 l de PBS a cada tubo y pipeteado suavemente. </li><li> Haga girar en un banco de microcentrífuga 2000 xg durante 20 segundos, se aspira el sobrenadante y mantener los tubos en hielo durante al menos 15 min. Permeabilización los pasos 3.6 a 3.9 se debe hacer de manera rápida y eficiente, y siguiendo spinning / aspiración a temperatura ambiente, los sedimentos celulares inmediatamente debe ser puesto de nuevo en hielo, para que las células conserven mejor su integridad. </li><li> Tomar soluciones de acetona a partir de -20 ° C congelador y poner en hielo. Permeabilizar las células mediante resuspensión sedimentos celulares por primera vez en 500 l helado 50% de acetona (1:1 con dH 2 O) y pipeta suavemente. </li><li> Giro en el banco de microcentrífuga 2000 xg durante 20 seg, el sobrenadante aspirado y teléfonos resuspender pellets en 500 l60; helado acetona al 100% con la pipeta suavemente. </li><li> Giro en el banco de microcentrífuga 2000 xg durante 20 seg, el sobrenadante aspirado y teléfonos resuspender gránulos una vez más en 500 l helado acetona al 50% con la pipeta suavemente. </li><li> Giro en el banco de microcentrífuga 2000 xg durante 20 segundos, se aspira el sobrenadante y lavar las células una vez en tampón FACS frío (PBS + BSA al 0,5%) con la pipeta suavemente. </li><li> Preparar cóctel de marcaje con anticuerpos o marcadores para las moléculas de interés: 0,1 U/100 l AF488-faloidina para la tinción de actina F y 1 μl/100 l Ter119-PECy7 para la tinción de células eritroides. Tinción alternativa o adicional también se puede hacer uso de AF-488-anti-β-tubulina de anticuerpos (1:50), AF-594-conjugado toxina del cólera subunidad B para etiquetar las balsas de lípidos (1:200), anti-pMRLC (Ser19) anticuerpo primario durante la miosina fosforilada cadena ligera reguladora (01:50), seguido de conejo anti-AF-488-conjugado secundaria de anticuerpos (1:400) y anti-γ-tubulin anticuerpo primario de conejo (1:100) seguido por anti-conejo anticuerpo secundario AF-555-conjugado (1:300). </li><li> Después de la aspiración sobrenadante, resuspender los sedimentos celulares en 100 l de cóctel de marcador, pipeta suavemente y se incuba durante 30 min a TA. </li><li> Preparar tampón FACS que contiene 2,5 M de DRAQ5 la tinción nuclear. </li><li> Lavar las células en tampón FACS, girar hacia abajo en el banco de microcentrífuga 2000 xg durante 20 segundos, se aspira el sobrenadante y resuspender en 60 l de tampón FACS que contiene DRAQ5. </li><li> Corra las muestras en el citómetro de flujo de imágenes para recoger al menos 10.000 eventos por cada experimento, compensar a los archivos de datos brutos según lo publicado previamente 13, y analizar los resultados, como se muestra en la figura 2, utilizando el software de análisis específico de la proyección de imagen citómetro de flujo. </li></ol>

<ol><li>McGrath, K. E., Kingsley, P. D., Koniski, A. D., Porter, R. L., Bushnell, T. P., Palis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enucleation+of+primitive+erythroid+cells+generates+a+transient+population+of+%26%2334%3Bpyrenocytes%26%2334%3B+in+the+mammalian+fetus%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Enucleation of primitive erythroid cells generates a transient population of &#34;pyrenocytes&#34; in the mammalian fetus.</a> Blood. 111, 2409-2417 (2008).</li>
<li>Chasis, J. A., Mohandas, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Erythroblastic+islands%3A+niches+for+erythropoiesis%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Erythroblastic islands: niches for erythropoiesis.</a> Blood. 112, 470-478 (2008).</li>
<li>Koury, S. T., Koury, M. J., Bondurant, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytoskeletal+distribution+and+function+during+the+maturation+and+enucleation+of+mammalian+erythroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Cytoskeletal distribution and function during the maturation and enucleation of mammalian erythroblasts.</a> J Cell Biol. 109, 3005-3013 (1989).</li>
<li>Ji, P., Jayapal, S. R., Lodish, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enucleation+of+cultured+mouse+fetal+erythroblasts+requires+Rac+GTPases+and+mDia2%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Enucleation of cultured mouse fetal erythroblasts requires Rac GTPases and mDia2.</a> Nat Cell Biol. 10, 314-321 (2008).</li>
<li>Keerthivasan, G., Small, S., Liu, H., Wickrema, A., Crispino, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vesicle+trafficking+plays+a+novel+role+in+erythroblast+enucleation%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Vesicle trafficking plays a novel role in erythroblast enucleation.</a> Blood. 116, 3331-3340 (2010).</li>
<li>McGrath, K. E., Bushnell, T. P., Palis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multispectral+imaging+of+hematopoietic+cells%3A+where+flow+meets+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol+Methods%22%5BJournal%5D)">Multispectral imaging of hematopoietic cells: where flow meets morphology.</a> J Immunol Methods. 336, 91-97 (2008).</li>
<li>Konstantinidis, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+and+cytoskeletal+requirements+in+erythroblast+enucleation%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Signaling and cytoskeletal requirements in erythroblast enucleation.</a> Blood. 119, 6118-6127 (2012).</li>
<li>Giarratana, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+generation+of+fully+mature+human+red+blood+cells+from+hematopoietic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Ex vivo generation of fully mature human red blood cells from hematopoietic stem cells.</a> Nat Biotechnol. 23, 69-74 (2005).</li>
<li>Chen, K., Liu, J., Heck, S., Chasis, J. A., An, X., Mohandas, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resolving+the+distinct+stages+in+erythroid+differentiation+based+on+dynamic+changes+in+membrane+protein+expression+during+erythropoiesis%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Resolving the distinct stages in erythroid differentiation based on dynamic changes in membrane protein expression during erythropoiesis.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. , (2009).</li>
<li>Kalfa, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rac1+and+Rac2+GTPases+are+necessary+for+early+erythropoietic+expansion+in+the+bone+marrow+but+not+in+the+spleen%5BTitle%5D)+AND+%22Haematologica%22%5BJournal%5D)">Rac1 and Rac2 GTPases are necessary for early erythropoietic expansion in the bone marrow but not in the spleen.</a> Haematologica. 95, 27-35 (2010).</li>
<li>Koulnis, M., Pop, R., Porpiglia, E., Shearstone, J. R., Hidalgo, D., Socolovsky, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+analysis+of+mouse+erythroid+progenitors+using+the+CD71%2FTER119+flow-cytometric+assay%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Identification and analysis of mouse erythroid progenitors using the CD71/TER119 flow-cytometric assay.</a> J Vis Exp. , (2011).</li>
<li>Yoshida, H., Kawane, K., Koike, M., Mori, Y., Uchiyama, Y., Nagata, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidylserine-dependent+engulfment+by+macrophages+of+nuclei+from+erythroid+precursor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Phosphatidylserine-dependent engulfment by macrophages of nuclei from erythroid precursor cells.</a> Nature. 437, 754-758 (2005).</li>
<li>Ortyn, W. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+measurement+and+compensation+in+spectral+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">Sensitivity measurement and compensation in spectral imaging.</a> Cytometry A. 69, 852-862 (2006).</li>
</ol>

Los autores declaran no tener intereses financieros en competencia.

En los últimos años el estudio de la enucleación eritroblastos ha adquirido cada vez mayor impulso, ya que es el paso en cultivos in vitro de la eritropoyesis en que es más difícil de reproducir de manera eficiente con el fin de lograr éxito, la producción a gran escala de células rojas de la sangre ex vivo. Hasta hace poco, el estudio de la enucleación eritroblasto utilizó la microscopía de fluorescencia, principalmente y citometría de flujo métodos. Métodos de microscopía de fluorescencia, a...

La diferenciación terminal dentro del linaje eritroide en mamíferos concluye con el dramático proceso de enucleación, a través del cual el eritroblasto ortocromática expulsa su núcleo membrana revestida (pyrenocyte) 1, lo que genera un reticulocitos 2. El mecanismo exacto de este proceso, que es también la etapa limitante de la velocidad de éxito, a gran escala, la producción de células rojas de la sangre in vitro, aún no se ha aclarado completamente. La localización de las proteínas y estructuras clave dentro de eritroblastos enucleación se basa en el uso de microscopía de fluorescencia y electrónica de 3-5. Este proceso tedioso típicamente resulta en la identificación de un número limitado de eventos enucleación y no siempre permite un análisis estadístico significativo. Ampliando un método de identificación eritroblasto descrito previamente por McGrath et al. 6, hemos desarrollado un nuevo método de identificación y estudio de eventos enucleación Multi-espectral Imaging Citometría de Flujo (multiparamétrico de imágenes de células de alta velocidad en el flujo, un método que combina la microscopía fluorescente con citometría de flujo) 7, que puede proporcionar un número suficiente de observaciones para obtener mediciones y realizar análisis estadísticos. Aquí, se describe primero dos métodos de cultivo in vitro en la eritropoyesis utilizados con el fin de sincronizar los eritroblastos y aumentar la probabilidad de capturar la enucleación en el momento de la evaluación. A continuación se describe en detalle la tinción de eritroblastos después de la fijación y permeabilización con el fin de estudiar la localización de las proteínas intracelulares o balsas de lípidos durante la enucleación por citometría de flujo de imágenes multiespectrales. Las muestras se ejecutan en un flujo de imágenes citómetro y las células recogidas se gated apropiada para identificar eritroblastos ortocromáticas 6. Eritroblastos ortocromáticas Después se analizan en función de su relación de aspecto, según se mide en campo claro imaging, frente a su valor para el centroide parámetro Delta XY Ter119-ADN, que se define como la distancia entre los centros de las zonas manchadas de Ter119 y ADN, respectivamente. La población de células con una relación de aspecto de baja y alta centroide delta XY Ter119/DNA es altamente enriquecido en enucleación células. El uso de tipo salvaje (WT) eritroblastos frente eritroblastos con Mx-Cre mediada eliminación condicional de Rac1 en Rac2 - / - o combinado Rac2 - / -; Rac3 - / - de fondo genético y de este protocolo de análisis de la novela de flujo de imágenes multiespectrales citometría, hemos demostrado que la enucleación se asemeja a la citocinesis asimétrica y que la formación de un anillo de actomiosina regulada en parte por Rac GTPasas es importante para la progresión de la enucleación 7.

<table><tbody><tr><td>y alfa; Medio MEM</td><td>CellGro</td><td>15-012-CV</td><td></td></tr><tr><td>Medio IMDM</td><td>Hyclone (Thermo Scientific)</td><td>SH30228.01</td><td></td></tr><tr><td>Stempro-34 SFM</td><td>GIBCO (Life Tech)</td><td>10640</td><td></td></tr><tr><td>Stempro-34 suplemento nutricional</td><td>GIBCO (Life Tech)</td><td>10641-025</td><td></td></tr><tr><td>Suero fetal bovino (FBS)</td><td>Atlanta Biologicals</td><td>512450</td><td></td></tr><tr><td>BIT9500</td><td>Stemcell Tecnologías</td><td>09500</td><td></td></tr><tr><td>Albúmina sérica bovina (BSA)</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP-1600-100</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina tamponada con fosfato (PBS)</td><td>Hyclone (Thermo Scientific)</td><td>SH30028.02</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina/estreptomicina</td><td>Hyclone (Thermo Scientific)</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamina</td><td>Hyclone (Thermo Scientific)</td><td>SH30590.01</td><td></td></tr><tr><td>Isothesia (Isoflurano)</td><td>Butler-Schein</td><td>029405</td><td></td></tr><tr><td>Histopaque 1.083 mg/ml</td><td>Sigma</td><td>10831</td><td></td></tr><tr><td>BD Pharmlyse (tampón de lisis RBC)</td><td>BD Biosciences</td><td>555899</td><td></td></tr><tr><td>Acetona</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>534064</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehído</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP 531-500</td><td></td></tr><tr><td>Hidrocortisona</td><td>Sigma</td><td>H4001</td><td></td></tr><tr><td>Factor de células madre (SCF)</td><td>Peprotech</td><td>250-03</td><td></td></tr><tr><td>Interleucina-3 (IL-3)</td><td>Peprotech</td><td>213-13</td><td></td></tr><tr><td>EPOGEN Epoetina Alfa (Eritropoyetina, EPO)</td><td>AMGEN</td><td>disponible en farmacia</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo CD44-FITC</td><td>BD Pharmingen</td><td>553133</td><td></td></tr><tr><td>anticuerpo CD71-FITC</td><td>BD Pharmingen</td><td>553266</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo Ter119-PECy7</td><td>BD Pharmingen</td><td>557853</td><td></td></tr><tr><td>Faloidina-AF488</td><td>Invitrogen (Life Technologies)</td><td>A12379</td><td></td></tr><tr><td>&beta;-tubulina-AF488</td><td>anticuerpo Cell Signaling</td><td>#3623</td><td></td></tr><tr><td>anti-conejo AF488-anticuerpo secundario</td><td>Invitrogen (Life Technologies)</td><td>A11008</td><td></td></tr><tr><td>anti-conejo AF555-anticuerpo secundario</td><td>Invitrogen (Vida Tecnologías)</td><td>A21428</td><td></td></tr><tr><td>AF594-subunidad B de la toxina del cólera</td><td>Invitrogen (Life Technologies)</td><td>C34777</td><td></td></tr><tr><td>anticuerpo pMRLC (Ser19)</td><td>Señalización celular</td><td>#3671</td><td></td></tr><tr><td>&gamma;-anticuerpo de tubulina</td><td>Sigma</td><td>T-3559</td><td></td></tr><tr><td>Syto16</td><td>Invitrogen (Life Technologies)</td><td>S7578</td><td></td></tr><tr><td>Draq5</td><td>Biostatus</td><td>DR50200</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato ferroso</td><td>Sigma</td><td>F7002</td><td></td></tr><tr><td>Nitrato férrico</td><td>Sigma</td><td>F3002</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Fisher Scientific BP120500</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tubos de 15 ml</td><td>BD Falcon</td><td>352099</td><td></td></tr><tr><td>tubos de 50 ml</td><td>BD Falcon</td><td>352098</td><td></td></tr><tr><td>placas de 6 pocillos</td><td>BD Falcon</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>24- placas de pocillos</td><td>BD Falcon</td><td>351147</td><td></td></tr><tr><td>Tubos de flujo</td><td>BD Falcon</td><td>352008</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa de tuberculina</td><td>BD</td><td>309602</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa de insulina</td><td>BD</td><td>329461</td><td></td></tr><tr><td>Aguja de jeringa 25-G 5/8</td><td>BD</td><td>305122 Tubos</td><td></td></tr><tr><td>de flujo tapados</td><td>BD</td><td>352058</td><td></td></tr><tr><td>40-&mu; filtro de células m</td><td>BD Falcon</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>Bisturí (desechable)</td><td>Feather</td><td>2975#21</td><td></td></tr><tr><td>FACS Citómetro de flujo Canto</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ImagestreamX Mark II Citómetro de flujo por imágenes</td><td>AMNIS (EMD Millipore)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Software de exploración y análisis de datos de imagen (IDEAS) versión 4.0 y superior.</td><td>AMNIS (EMD Millipore)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hemavet 950 Contador de células</td><td>Drew Scientific</td><td>CDC-9950-002</td><td></td></tr><tr><td>Serie NAPCO 8000WJ Incubadora</td><td>Thermo scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Allegra X-15R Beckman</td><td>Coulter</td><td>392932</td><td></td></tr><tr><td>Mini Mouse Centrífuga de banco</td><td>Denville</td><td>C0801</td><td></td></tr></tbody></table>

identificación de un murino eritroblasto subpoblación enriquecido en enucleación eventos multi-espectral imaging citometría de flujo

Identification of a Murine Erythroblast Subpopulation  Enriched in Enucleating Events by Multi-spectral Imaging Flow Cytometry

La eritropoyesis en los mamíferos concluye con el dramático proceso de enucleación que resulta en la formación de reticulocitos. El mecanismo de la enucleación aún no ha sido aclarada completamente. Un problema común encontrado al estudiar la localización de las proteínas y estructuras clave dentro de eritroblastos enucleación por microscopía es la dificultad de observar un número suficiente de células sometidas a enucleación. Hemos desarrollado un protocolo de análisis novela utilizando imágenes de multiparamétrico de alta velocidad en la célula de flujo (multi-espectral de imágenes Citometría de Flujo), un método que combina la microscopía de inmunofluorescencia con citometría de flujo, con el fin de identificar de manera eficiente un número significativo de eventos enucleación, que permite obtener mediciones y realizar el análisis estadístico. En primer lugar, describimos aquí dos métodos de cultivo in vitro en la eritropoyesis utilizados con el fin de sincronizar los eritroblastos murinos y aumentar la probabilidad de capturar la enucleación en el thtiempo e de evaluación. A continuación, se describe en detalle la tinción de eritroblastos después de la fijación y permeabilización con el fin de estudiar la localización de las proteínas intracelulares o balsas de lípidos durante la enucleación por citometría de flujo de imágenes multiespectrales. Junto con el tamaño y la tinción DNA/Ter119 que se utilizan para identificar los eritroblastos ortocromáticas, utilizamos los parámetros &quot;relación de aspecto&quot; de una célula en el canal de campo brillante que ayuda en el reconocimiento de las células alargadas y &quot;centroide Delta XY Ter119/Draq5 &quot;que permite la identificación de los procesos celulares en los que el centro de la tinción Ter119 (reticulocitos naciente) está lejos del centro de la tinción DRAQ5 (núcleo de someterse a extrusión), lo que indica una celda sobre enuclear. El subconjunto de la población de eritroblastos ortocromática con alta centroide delta y baja relación de aspecto es altamente enriquecido en células enucleación.

En primer lugar, las células se analizaron sobre la base de su relación de aspecto de campo claro (la relación de la longitud de su menor en comparación con su eje mayor) y su área de campo claro (indicativo de su tamaño). Los eventos con un valor de campo claro de la zona inferior a 20 y superior a 200 son en su mayoría de los desechos celulares y agregados, respectivamente, y se excluyeron del análisis (Figura 2A). Las células individuales (gate &quot;R1&quot;) son luego analizadas en función de su va...

El presente protocolo describe un nuevo método de identificación de una población de enucleación eritroblastos ortocromáticas por el flujo de imágenes multiespectrales citometría, proporcionando una visualización del proceso de enucleación eritroblastos.

Identificación de un murino eritroblasto subpoblación Enriquecido en enucleación Eventos Multi-espectral Imaging Citometría de Flujo

Erythropoiesis in mammals concludes with the dramatic process of enucleation that results in reticulocyte formation. The mechanism of enucleation has not ...

El objetivo general de este procedimiento es facilitar la identificación de eventos de enucleación en una subpoblación de eritroblastos. El primer paso consiste en crear una población enriquecida en eventos de nucleación. Esto se logra mediante un cultivo de eritropoyesis in vitro, ya sea a largo plazo a partir de células de médula ósea de baja densidad aisladas de los fémures, tibias y huesos pélvicos de un ratón no estresado, o mediante un cultivo a corto plazo.Comenzando con precursores eritroides procedentes del bazo de un ratón sometido previamente a flebotomía para inducir eritropoyesis bajo estrés. Las células cultivadas en la etapa final del cultivo se fijan, permeabilizan y tiñen con los marcadores fluorescentes de interés. Estas células se analizan en un citómetro de flujo con imagen, y luego se examinan para identificar las células que están experimentando enucleación; en la población de células nucleadas, se pueden identificar los componentes de señalización y del citoesqueleto que regulan y median el proceso de enucleación.La principal ventaja de esta técnica frente a los métodos existentes, como la microscopía de fluorescencia, es que se pueden observar y analizar un número significativamente mayor de células nucleantes en un corto período de tiempo. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la eritropoyesis, como qué mecanismos moleculares participan en la nucleación de eritroblastos. Para diferenciar las células eritroides de las células de médula ósea de baja densidad, comience añadiendo un mililitro de medio de cultivo a un tubo estéril para citometría de flujo.Luego, coloque una aguja de calibre 25 y cinco octavos de pulgada en una jeringa tuberculínica y enjuague suavemente varias veces los fémures y tibias recolectados con medio de cultivo fresco, dirigiendo el líquido hacia un tubo para citometría de flujo. Después de ajustar el volumen de la suspensión celular a cinco mililitros con IMDM, cúbralo cuidadosamente con cinco mililitros de medio de separación celular por gradiente de densidad de 1,083 gramos por mililitro en un tubo de 15 mililitros. Transfiera todo hasta la marca de dos mililitros a un nuevo tubo de 15 mililitros y lave la capa leucocitaria recolectada con medio de cultivo fresco; lise los glóbulos rojos en tres mililitros de tampón de lisis de glóbulos rojos durante cinco minutos a temperatura ambiente. Tras lavar las células con medio de cultivo y resuspender el sedimento en el mismo medio, siembre las células en una placa de cultivo celular de seis pocillos a una concentración de cinco veces 10 a la quinta células por pocillo, hasta un volumen final de 2,5 mililitros en medio de crecimiento, e incube las células a 37 grados Celsius durante cinco días después de sembrar el cultivo.Cuente el número de eritroblastos en cada pocillo de la placa de cultivo original y luego transfiera cada pocillo a tubos cónicos individuales de 15 mililitros correspondientes. Después de centrifugar las células, aspire los sobrenadantes y resuspenda los pellets en medio de crecimiento fresco que contenga solo eritropoyetina, hasta una concentración de dos por 10 a la quinta células por mililitro. Luego aspire el sobrenadante de una placa de células MS5 y agregue las células eritroides a los pocillos.Dos días después, reemplace el sobrenadante con medio de crecimiento fresco sin citoquinas para eritroblastos a partir de células de PLE de baja densidad. Utilice el émbolo de una jeringa de cinco mililitros para macerar el bazo a través de un filtro de 40 micrones hacia un tubo de 50 mililitros. Lave el filtro celular con medio de crecimiento y ajuste el volumen final de la suspensión celular a cinco mililitros.Luego, tras separar las capas celulares mediante gradiente de densidad como se acaba de demostrar, lisar los glóbulos rojos y lavar los leucocitos en siete mililitros de medio de cultivo. A continuación, resuspender el sedimento en medio de crecimiento suplementado con citocinas e incubar las células a una concentración de uno a cinco por 10 a la seis células en un volumen final de un mililitro por pocillo en una placa de cultivo celular de 24 pocillos durante la noche a 37 grados Celsius y 5% de dióxido de carbono. El día siguiente.Transfiera las células a pocillos que contienen células MS cinco adheridas según se describió previamente y analice tras seis a ocho horas; recoja los eritroblastos de los pocillos de cultivo y fíjelos en 500 microlitros de formaldehído al 3,7 % en PBS Resus, suspendiendo el precipitado con pipeteo suave. Tras 15 minutos, centrifugue las células a 2000 ×g durante 20 segundos en una microcentrífuga, aspire el sobrenadante y resuspenda el precipitado en 500 microlitros de PBS. Después de centrifugar nuevamente las células en la microcentrífuga, aspire de nuevo el sobrenadante y coloque las células en hielo durante al menos 15 minutos.Coloque las soluciones de acetona almacenadas a menos 20 grados Celsius sobre hielo. Luego, resuspenda rápidamente y centrifugue las células en una serie de lavados con acetona según se indica tras el lavado con tampón fax; incube los pellet celulares en 100 microlitros de la mezcla de anticuerpos apropiada durante 30 minutos a temperatura ambiente. A continuación, tras lavar nuevamente las células con tampón fax, resuspenda los pellet resultantes en 60 microlitros de tampón fax que contenga drac cinco y analice las muestras en un citómetro de flujo con imagen, recolectando al menos 10.000 eventos por muestra experimental.Luego, inicie el análisis seleccionando las células según su relación de aspecto en campo claro, la relación entre la longitud de su eje menor frente a su eje mayor y su área en campo claro, lo cual indica su tamaño. Los eventos con un valor de área en campo claro menor a 20 y mayor a 200 corresponden principalmente a detritos y agregados celulares, respectivamente, y se excluyen del análisis. A continuación, analice las células individuales según su valor del parámetro RMS del gradiente, el cual indica la nitidez de la imagen; cree una segunda compuerta que contenga las células con un valor RMS del gradiente mayor al percentil 50 para seleccionar las imágenes tomadas con buen enfoque.Siguiente compuerta: las células se seleccionan según su tamaño, medido por su área en campo claro, y su positividad para el marcador eritroide TER uno 19, determinada mediante el parámetro de intensidad media de píxeles de la tinción fluorescente TER uno 19. Las células con valores muy bajos o muy altos para TER uno 19 son, respectivamente, no eritroides o agregados celulares residuales, y se excluyen del análisis en el siguiente paso. Las células se seleccionan según la intensidad de la relación de aspecto DR cinco, la proporción entre el eje menor y el eje mayor de su núcleo, y la intensidad de su expresión de dr cinco. Las células DR cinco negativas son principalmente células desprovistas de núcleo, como reticulocitos y glóbulos rojos, así como células con una baja relación de aspecto dr cinco.Principalmente se excluyen los dobletes del análisis de la marcha. Se arrastran cinco células positivas para ADN positivo, que en este momento son principalmente eritroblastos. Estos eritroblastos se analizan luego según su área de TER uno 19, que indica el tamaño de la célula, y su área media de píxeles de TER uno 19 o densidad de expresión de TER uno 19, que indica el brillo de la tinción de TER uno 19.Los eritroblastos ortocromáticos se reconocen como células pequeñas con alta expresión de TER uno 19. Finalmente, una subpoblación de los eritroblastos ortocromáticos se caracteriza por su bajo índice de aspecto en contraste de fase y su alto delta sentu XY TUR uno 19. DR cinco, definido por la distancia entre el centro del reticulocito positivo para TUR uno 19 y el centro del núcleo positivo para DR cinco, junto con el anticuerpo contra her uno 19 y la tinción de ADN DRAAK cinco.Las células también se tiñen típicamente para identificar la localización de la actina F durante el eritroblasto y la nucleación. Cabe señalar que la progresión de la enucleación puede visualizarse como células con una relación de aspecto decreciente. Es decir, se observan células que se vuelven progresivamente más alargadas y con un delta OID xy TUR uno 19 arrastre cinco creciente.El F-actina se concentra en el surco de división durante la anucleación y luego se disipa una vez que el núcleo es expulsado. Otras proteínas y estructuras de interés también pueden ser marcadas con los anticuerpos o marcadores fluorescentes apropiados para permitir la visualización de sus funciones durante la anucleación. Por ejemplo, la formación de microtúbulos polarizados puede visualizarse en eritroblastos ortocromáticos de tipo silvestre antes de la anucleación, pero no en eritroblastos tratados con colchicina.La inhibición de la polimerización de tubulina por la colchicina disminuye la polarización celular, tal como se demuestra mediante la medición del parámetro delta OID XYB FDR cinco entre el centro del cuerpo celular observado en el canal de campo brillante y el centro de la tinción nuclear obtenida con DR cinco. Tras seguir este procedimiento, se pueden realizar otros métodos, como la microscopía de fluorescencia, para responder preguntas sobre las interacciones entre diferentes tipos celulares implicados en la eritropoyesis, como las observadas en las islas de eritroblastos. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo visualizar eventos de enucleación en una población enriquecida de eritroblastos.

identification-murine-erythroblast-subpopulation-enriched-enucleating

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Un método de citometría de flujo para la identificación y el análisis molecular de la diferenciación de etapas específicas de murino progenitores eritroides y precursores, directamente en la médula ósea recién cosechadas del ratón, el bazo o el hígado fetal. El ensayo se basa en los marcadores de superficie celular CD71, Ter119 y tamaño de la celda.

Identificación y análisis de los progenitores eritroides ratón usando el CD71/TER119 citometría de flujo ensayo

La manipulación de la expresión génica temporal en la diferenciación de células madre embrionarias (ESC) se puede lograr utilizando sistemas de genes inducibles. Sin embargo, la generación de estas líneas celulares es costosa y requiere mucho tiempo. Este protocolo logra la expresión rápida de un transgén en la diferenciación de células derivadas de ES y el posterior análisis de la diferenciación hematopoyética posterior.

Infección retroviral murino de células madre embrionarias células derivadas embrioide cuerpo para el Análisis de la diferenciación hematopoyética

células madre y progenitoras hematopoyéticas (HSPC) se derivan de las células endoteliales especializadas (hemogenic) durante el desarrollo, sin embargo, se sabe poco sobre el proceso por el cual algunas células endoteliales especifican a convertirse en la formación de la sangre. Demostramos un método basado en citometría de flujo permite el aislamiento simultáneo de las células endoteliales y hemogenic HSPC de tejidos embrionarios murinos.

Aislamiento de las células murinas embrionarias Hemogenic endoteliales

Mientras que los macrófagos infiltrados son continuamente reclutados en tejidos adultos a partir de precursores circulantes, los macrófagos residentes sembran su tejido durante el desarrollo, donde se mantienen sin más aportación de los progenitores. Recientemente se identificaron los progenitores de macrófagos residentes. Aquí, presentamos métodos para el mapeo de destino genético de los progenitores de macrófagos residentes.

Identificación de progenitores eritromioideos y su progenie en el embrión de ratón por citometría de flujo

Este artículo describe espectral citometría, un nuevo enfoque en la citometría de flujo que utiliza las formas de los espectros de emisión para distinguir fluorocromos. Un algoritmo reemplaza compensaciones y puede tratar autofluorescencia como un parámetro independiente. Este nuevo enfoque permite el análisis adecuado de células aisladas de órganos sólidos.

Análisis de suspensiones celulares aisladas de tejidos sólidos por Spectral Citometría de Flujo

El objetivo de este protocolo es identificar las poblaciones de células endoteliales linfáticas dentro del hígado usando marcadores descritos. Utilizamos colagenasa IV y DNasa y un picado suave del tejido, combinado con citometría de flujo, para identificar una población diferente de células endoteliales linfáticas.

Digestión del hígado murino para el análisis cytometric del flujo de las células endoteliales linfáticas

El ensayo de micronúcleos in vitro es un método bien establecido para evaluar la genotoxicidad y la citotoxicidad, pero la puntuación del ensayo mediante microscopía manual es laboriosa y sufre de subjetividad y variabilidad entre marcadores. Este documento describe el protocolo desarrollado para realizar una versión totalmente automatizada del ensayo utilizando citometría de flujo de imágenes multiespectral.

Un método automatizado para realizar el ensayo de micronúcleos In Vitro mediante citometría de flujo de imágenes multiespectral

Describimos aquí un análisis simple de la heterogeneidad del compartimento de células B inmunes murinas en el peritoneo, el bazo y los tejidos de la médula ósea por citometría de flujo. El protocolo se puede adaptar y extender a otros tejidos de ratón.

Caracterización citométrica de flujo del desarrollo de células B murinas

Aquí, describimos un protocolo simple para el aislamiento y tinción de células murinas de médula ósea para fenotipo de células madre hemopoyéticas y progenitoras junto con las células madre endoteliales y mesenquimales de nicho de soporte. También se incluye un método para enriquecer las células ubicadas en las áreas endosteal y central de la médula ósea.

Análisis por citometría de flujo de células madre y progenitoras hematopoyéticas de médula ósea murina y células de nicho estromal

Aquí, describimos un nuevo método citométrico de flujo para el aislamiento prospectivo de progenitores eritroides unitarios formadores de ráfagas tempranas (BFU-e) y eritroides unitarios formadores de colonias (UFC-e) directamente de médula ósea y bazo de ratón frescos. Este protocolo, desarrollado en base a datos transcriptómicos unicelulares, es el primero en aislar todos los progenitores eritroides del tejido con alta pureza.

Identificación y aislamiento de progenitores eritroides de unidades formadoras de ráfagas y unidades formadoras de colonias a partir de tejido de ratón mediante citometría de flujo

Este artículo describe un método para el aislamiento basado en perlas magnéticas de células endoteliales murinas de capilares linfáticos dérmicos. Las células endoteliales linfáticas aisladas se pueden utilizar para experimentos in vitro posteriores y análisis de expresión de proteínas.

Aislamiento de células endoteliales linfáticas dérmicas murinas

Aprende a identificar eventos de enucleación en eritroblastos ortocromáticos murinos mediante citometría de flujo con imagen multiespectral. Este método permite visualizar el proceso de enucleación y estudiar componentes citoesqueléticos en biología celular.

Identificación de un murino eritroblasto subpoblación Enriquecido en enucleación Eventos Multi-espectral Imaging Citometría de Flujo (Video) | JoVE Journal

Identificación de un murino eritroblasto subpoblación Enriquecido en enucleación Eventos Multi-espectral Imaging Citometría de Flujo

Explorar más videos