Name: Características de los formados Precipitación microgeles polietilenglicol son controlados por Peso molecular de los reactivos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-23T14:15:00.000+00:00
Duration: 11 min 32 s
Description: Aprende a formar microgeles de polietilenglicol mediante fotopolimerización por precipitación. Este método permite controlar el diámetro y la capacidad de hinchamiento ajustando el peso molecular del PEG, con aplicaciones en liberación de fármacos e ingeniería de tejidos.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

El financiamiento de este proyecto se realizó a través de NSF CBET Award 1061834. Los autores desean agradecer a CIBA por una muestra de fotoiniciador.

1. Preparando soluciones para su uso en la fabricación de microgeles
<ol>
	<li>Antes de comenzar la reacción de precipitación, prepare las soluciones necesarias y caliéntelas a 37 °C. Las soluciones requeridas incluyen fotoiniciador al 0,5%, 1,5 M Na2SO4, solución tampón, 200 mg/ml de solución de diacrilato de PE (PEG-DA) y 1x solución salina tamponada con fosfato (PBS). Nota: Acrilato todos los precursores de PEG de acuerdo con los métodos publicados y almacenar a -20 °C bajo argón hasta su uso12.</li>
	<li>Pese el fotoiniciador y disuélvalo en H2O desionizado (DI) para obtener una solución al 0,5 (p/v)%. Es importante proteger la solución de la exposición a la luz ultravioleta.
	<ol>
		<li>Después de la disolución completa, filtre a través de un filtro de 0,22 μm. Esta solución puede prepararse con antelación y almacenarse a 4 °C en la oscuridad. Nota: Disminuya el tiempo de agitación a aproximadamente 1 hora calentando la solución a 40 °C mientras agita.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Para 1x PBS, agregue 1 tableta de PBS a 1 L DIH 2O y filtre a través de un filtro de 0,22 μm. El PBS puede elaborarse con antelación y almacenarse a 4 °C.</li>
	<li>Mida 39,4 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS, pH=7,4) y agregue 612 μl de trietanolamina (TEOA) y 260 μl de ácido clorhídrico (HCl) 6 M. Nota: TEOA es muy viscoso; precaliente TEOA a 37 °C antes del pipeteo.
	<ol>
		<li>Ajuste el pH del tampón para que sea aproximadamente 7,7 y filtre a través de un filtro de 0,22 μm (pH final ~7,8). La solución tampón puede ampliarse, prepararse con antelación y almacenarse a 37 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Prepare la solución de PEG-DA antes de comenzar la reacción cada vez; se ha observado una disminución de la reactividad si se almacena la solución. Pese el PEG-DA y agregue el tampón PBS/TEOA/HCl hasta la concentración final de 200 mg/ml. Nota: Agregue el tampón lentamente para controlar cuidadosamente la concentración de PEG porque el PEG se hincha en la solución. 
	Nota: Esta solución es altamente personalizable. Las opciones para personalizar los microgeles incluyen: cambiar el peso molecular inicial del PEG para alterar las propiedades del microgel, usar un precursor de PEG degradable para fabricar microgeles degradables, filtrar estérilmente todas las soluciones para microgeles biológicamente estériles, completar el proceso de formación en una campana de flujo laminar y, finalmente, agregar grupos funcionales a la superficie incorporándolos en la solución de PEG.</li>
	<li>Pesar Na2SO4 y disolver en DI H2O para obtener una solución de 1,5 M. Para obtener los mejores resultados, la solución de sulfato de sodio también debe prepararse justo antes de comenzar la reacción.
	<ol>
		<li>Calentar y vorexar la solución hasta que Na2SO4 se disuelva por completo. Filtre a través de un filtro de 0,22 μm según sea necesario.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Fabricación de microgel
<ol>
	<li>Coloque 127,5 μl de tampón PBS/TEOA/HCl, 10 μl de fotoiniciador al 0,5% y 25 μl de solución de PEG de 200 mg/ml en los tubos donde se formarán los microgeles; normalmente tubos de microcentrífuga de 2 ml.
	<ol>
		<li>Calentar estos tubos junto con la solución 1,5 M Na2SO4 a 37 °C.</li>
		<li>Mezcle los tubos mientras calienta. Nota: Este protocolo de microgel se puede ampliar.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Para encapsular las moléculas en los microgeles, añada la molécula deseada (por ejemplo, ovoalbúmina) al tampón PBS/TEOA/HCl, al fotoiniciador y a la solución de PEG. Después de la reticulación, la molécula quedará atrapada en la red de microgel.</li>
	<li>Complete cada reacción de microgel una a la vez. Tome el primer tubo y agregue 87,5 μl de 1,5 M Na2SO4.</li>
	<li>Mezcle el tubo pipeteando 3-5 veces; alternativamente, espere 30 segundos. Después de mezclar, la concentración de sal se distribuirá uniformemente y la solución debe ser clara.</li>
	<li>Coloque el tubo bajo la luz ultravioleta y la reticulación durante 30 segundos. Después de la reticulación, debe haber una capa turbia en la parte superior de la solución, esta capa contiene los microgeles. Consulte la Figura 1 para ver el esquema de reacción.</li>
	<li>Agregue 750 μl de PBS para formar un pellet al centrifugar y mezcle bien.</li>
	<li>Lavar los microgeles 5 veces centrifugando durante 2 min a 4.000 x g para formar un pellet e intercambiando el sobrenadante por PBS. Nota: No moleste el gránulo de microgel mientras se intercambia el tampón, es posible que no sea posible eliminar todo el sobrenadante.</li>
</ol>
3. Tamaño del microgel y polidispersidad
<ol>
	<li>Pipeta 30 μl de microgeles a partir del pellet formado por centrifugación en 1 ml de DI H2O. Para obtener los mejores resultados, sonique la solución de microgel en un sonicador de baño de agua durante 1 hora (50-60 Hz y 1,4 A) o mezcle vigorosamente para suspender los microgeles.</li>
	<li>Pipetee 15 μl de la solución de microgel en un portaobjetos de vidrio limpio y coloque el cubreobjetos #1.5 encima. Voltee el portaobjetos y la cubierta sobre un pañuelo de laboratorio y empuje el portaobjetos hacia abajo para eliminar el exceso de solución y asegurarse de que los microgeles estén en una sola capa.</li>
	<li>Capture varias imágenes de los microgeles con un objetivo de aceite DIC 100X. Por lo general, se toman 5 imágenes por muestra y se recomiendan 3 muestras por lote para un total de 15 imágenes. Nota: hasta la fecha no se ha observado ninguna variación de lote a lote.</li>
	<li>Mida los microgeles para obtener un diámetro representativo.</li>
	<li>Calcule el PDI utilizando la siguiente ecuación basada en el volumen, en la que N es el número total de microgeles y Vi es el volumen de microgel i.</li>
</ol>
4. Densidad del microgel
<ol>
	<li>Prepare soluciones de dextrano 7, 6, 5, 4, 3 y 1 (p/v)% en DI H2O para determinar la densidad del microgel. Estas densidades se calcularon en 1,022, 1,020, 1,018, 1,016, 1,014 y 1,010 g/cm3, respectivamente.</li>
	<li>Añadir 1 ml de solución de dextrano al 7% a un tubo de centrífuga de 15 ml.
	<ol>
		<li>Pipetear lentamente 1 ml de solución de dextrano al 6% para formar una capa distinta sobre el dextrano al 7%.</li>
		<li>Espere 5 minutos y luego agregue 1 ml de la solución al 5%.</li>
		<li>Continúe hasta que todas las soluciones de dextrano estén colocadas en capas en orden decreciente de concentración de dextrano.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Coloque cuidadosamente los microgeles sobre la solución de dextrano al 1%.</li>
	<li>Centrifugar el gradiente durante 10 min a 4.000 x g y 5 °C. La posición del microgel después de la centrifugación permitió un cálculo sencillo de la densidad13.</li>
</ol>
5. Hinchazón de equilibrio de microgel
<ol>
	<li>Para medir la masa hinchada (Ms) de los microgeles, definida como la masa después del hinchamiento de equilibrio (48 horas), primero lave los microgeles 5 veces en DI H2O e hinche durante un mínimo de 48 horas en tubos de microcentrífuga prepesados.</li>
	<li>Centrifugar los microgeles durante 10 min a 4.000 x g.</li>
	<li>Retire todo el sobrenadante y registre la masa húmeda. Utilice métodos de filtrado para asegurarse de que se elimine todo el exceso de agua para obtener resultados más precisos.</li>
	<li>Congelar los microgeles a -80 °C y luego liofilizarlos a masa constante para obtener la masa seca (Md).</li>
	<li>Calcule el contenido de agua en los microgeles por % de agua = (Ms - Md) / Md x 100.</li>
	<li>Determine el contenido de polímero por % de polímero = 100 - % de agua.</li>
	<li>Realice análisis estadísticos de todos los datos utilizando SAS con ANOVA de n vías y prueba post-hoc de Tukey. Las diferencias se observan cuando p<0.05.</li>
</ol>

<ol><li>McNaught, A. D., Wilkinson, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcNaught%2C+AD+%22IUPAC+Compendium+of+Chemical+Terminology+%28The+Gold+Book%29.+2nd+edn%22">IUPAC Compendium of Chemical Terminology (The Gold Book). 2nd edn</a>. , Blackwell Scientific Publications. (1997).</li>
<li>Lu, S. X., Anseth, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Release+behavior+of+high+molecular+weight+solutes+from+poly%28ethylene+glycol%29-based+degradable+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Release behavior of high molecular weight solutes from poly(ethylene glycol)-based degradable networks.</a> Macromolecules. 33, 2509-2515 (2000).</li>
<li>Peppas, N. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPeppas%2C+NA+%22Hydrogels+in+Medicine%22">Hydrogels in Medicine</a>. 1, CRC Press, Inc. (1986).</li>
<li>West, J. L., Hubbell, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photopolymerized+hydrogel+materials+for+drug+delivery+applications%5BTitle%5D)+AND+%22React.+Polym%22%5BJournal%5D)">Photopolymerized hydrogel materials for drug delivery applications.</a> React. Polym. 25, 139-147 (1995).</li>
<li>Hunkeler, D., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHunkeler%2C+D+%22Theories+and+Mechanism+of+Phase+Transitions%2C+Heterophase+Polymerizations%2C+Homopolymerization%2C+Addition+Polymerization.+Advances+in+Polymer+Science%22">Theories and Mechanism of Phase Transitions, Heterophase Polymerizations, Homopolymerization, Addition Polymerization. Advances in Polymer Science</a>. 112, Springer. Berlin Heidelberg, Ch. 115-133 (1994).</li>
<li>Arshady, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suspension%2C+emulsion%2C+and+dispersion+polymerization%3A+A+methodological+survey%5BTitle%5D)+AND+%22Colloid+Polym.+Sci%22%5BJournal%5D)">Suspension, emulsion, and dispersion polymerization: A methodological survey.</a> Colloid Polym. Sci. 270, 717-732 (1992).</li>
<li>Bai, F., Yang, X. L., Huang, W. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+narrow+or+monodisperse+poly%28divinylbenzene%29+microspheres+by+distillation-precipitation+polymerization%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Synthesis of narrow or monodisperse poly(divinylbenzene) microspheres by distillation-precipitation polymerization.</a> Macromolecules. 37, 9746-9752 (2004).</li>
<li>Bailey, F., Callard, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Some+properties+of+poly%28ethylene+oxide%29+in+aqueous+solution%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Polym.+Sci%22%5BJournal%5D)">Some properties of poly(ethylene oxide) in aqueous solution.</a> J. Appl. Polym. Sci. 1, 56-62 (1959).</li>
<li>Cruise, G. M., Scharp, D. S., Hubbell, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+permeability+and+network+structure+of+interfacially+photopolymerized+poly%28ethylene+glycol%29+diacrylate+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Characterization of permeability and network structure of interfacially photopolymerized poly(ethylene glycol) diacrylate hydrogels.</a> Biomaterials. 19, 1287-1294 (1998).</li>
<li>Flory, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlory%2C+P+%22Principles+in+Polymer+Chemistry%22">Principles in Polymer Chemistry</a>. , Cornell University Press. (1953).</li>
<li>Flake, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Poly+%28ethylene+glycol%29+microparticles+produced+by+precipitation+polymerization+in+aqueous+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Poly (ethylene glycol) microparticles produced by precipitation polymerization in aqueous solution.</a> Biomacromolecules. 12, 844-850 (2011).</li>
<li>Sawhney, A. S., Pathak, C. P., Hubbell, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioerodible+hydrogels+based+on+photopolymerized+poly%28ethylene+glycol%29-co-poly%28.alpha.-hydroxy+acid%29+diacrylate+macromers%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Bioerodible hydrogels based on photopolymerized poly(ethylene glycol)-co-poly(.alpha.-hydroxy acid) diacrylate macromers.</a> Macromolecules. 26, 581-587 (1993).</li>
<li>Scott, R. A., Elbert, D. L., Willits, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modular+poly%28ethylene+glycol%29+scaffolds+provide+the+ability+to+decouple+the+effects+of+stiffness+and+protein+concentration+on+PC12+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Modular poly(ethylene glycol) scaffolds provide the ability to decouple the effects of stiffness and protein concentration on PC12 cells.</a> Acta Biomaterialia. 7, 3841-3849 (2011).</li>
<li>Ianeselli, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein-Protein+Interactions+in+Ovalbumin+Solutions+Studied+by+Small-Angle+Scattering%3A+Effect+of+Ionic+Strength+and+the+Chemical+Nature+of+Cations%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Phys.+Chem.+B%22%5BJournal%5D)">Protein-Protein Interactions in Ovalbumin Solutions Studied by Small-Angle Scattering: Effect of Ionic Strength and the Chemical Nature of Cations.</a> J. Phys. Chem. B. 114, 3776-3783 (2010).</li>
<li>Scott, R., Marquardt, L., Willits, R. K. Characterization of poly(ethylene glycol) gels with added collagen for neural tissue engineering. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aScott%2C+R+%22J.+Biomed.+Mater.+Res.+A.%22">J. Biomed. Mater. Res. A.</a>. 93, 817-823 (2010).</li>
<li>Lin, H., Kai, T., Freeman, B. D., Kalakkunnath, S., Kalika, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effect+of+Cross-Linking+on+Gas+Permeability+in+Cross-Linked+Poly%28Ethylene+Glycol+Diacrylate%29%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">The Effect of Cross-Linking on Gas Permeability in Cross-Linked Poly(Ethylene Glycol Diacrylate).</a> Macromolecules. 38, 8381-8393 (2005).</li>
<li>Mellott, M. B., Searcy, K., Pishko, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Release+of+protein+from+highly+cross-%3Blinked+hydrogels+of+poly%28ethylene+glycol%29+diacrylate+fabricated+by+UV+polymerization%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Release of protein from highly cross-;linked hydrogels of poly(ethylene glycol) diacrylate fabricated by UV polymerization.</a> Biomaterials. 22, 929-941 (2001).</li>
<li>Bryant, S. J., Anseth, K. S., Lee, D. A., Bader, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crosslinking+density+influences+the+morphology+of+chondrocytes+photoencapsulated+in+PEG+hydrogels+during+the+application+of+compressive+strain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Orthop.+Res%22%5BJournal%5D)">Crosslinking density influences the morphology of chondrocytes photoencapsulated in PEG hydrogels during the application of compressive strain.</a> J. Orthop. Res. 22, 1143-1149 (2004).</li>
<li>Padmavathi, N. C., Chatterji, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+Characteristics+and+Swelling+Behavior+of+Poly%28ethylene+glycol%29+Diacrylate+Hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecules%22%5BJournal%5D)">Structural Characteristics and Swelling Behavior of Poly(ethylene glycol) Diacrylate Hydrogels.</a> Macromolecules. 29, 1976-1979 (1996).</li>
<li>Ross, A. E., Tang, M. Y., Gemeinhart, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+molecular+weight+and+loading+on+matrix+metalloproteinase-2+mediated+release+from+poly%28ethylene+glycol%29+diacrylate+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22AAPS+J%22%5BJournal%5D)">Effects of molecular weight and loading on matrix metalloproteinase-2 mediated release from poly(ethylene glycol) diacrylate hydrogels.</a> AAPS J. 14, 482-490 (2012).</li>
<li>Sun, G., Zhang, X. -Z., Chu, C. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+the+molecular+weight+of+polyethylene+glycol+%28PEG%29+on+the+properties+of+chitosan-PEG-poly%28N-isopropylacrylamide%29+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Materi.+Sci.+Mater.+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of the molecular weight of polyethylene glycol (PEG) on the properties of chitosan-PEG-poly(N-isopropylacrylamide) hydrogels.</a> J. Materi. Sci. Mater. Med. 19, 2865-2872 (2008).</li>
<li>Zustiak, S. P., Leach, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Protein+Release+From+Hydrolytically+Degradable+Poly%28Ethylene+Glycol%29+Hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol.+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Characterization of Protein Release From Hydrolytically Degradable Poly(Ethylene Glycol) Hydrogels.</a> Biotechnol. Bioeng. 108, 197-206 (2011).</li>
<li>Ruan, G., Feng, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+and+characterization+of+poly%28lactic+acid%29-poly%28ethylene+glycol%29-poly%28lactic+acid%29+%28PLA-PEG-PLA%29+microspheres+for+controlled+release+of+paclitaxel%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Preparation and characterization of poly(lactic acid)-poly(ethylene glycol)-poly(lactic acid) (PLA-PEG-PLA) microspheres for controlled release of paclitaxel.</a> Biomaterials. 24, 5037-5044 (2003).</li>
<li>Loxley, A., Vincent, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Equilibrium+and+kinetic+aspects+of+the+pH-dependent+swelling+of+poly%282-vinylpyridine-co-styrene%29+microgels%5BTitle%5D)+AND+%22Colloid+Polym.+Sci%22%5BJournal%5D)">Equilibrium and kinetic aspects of the pH-dependent swelling of poly(2-vinylpyridine-co-styrene) microgels.</a> Colloid Polym. Sci. 275, 1108-1114 (1997).</li>
<li>Vivaldo-Lima, E., Wood, P. E., Hamielec, A. E., Penlidis, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+updated+review+on+suspension+polymerization%5BTitle%5D)+AND+%22Ind.+Eng.+Chem.+Res%22%5BJournal%5D)">An updated review on suspension polymerization.</a> Ind. Eng. Chem. Res. 36, 939-965 (1997).</li>
<li>Ritger, P. L., Peppas, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+equation+for+description+of+solute+release+I.+Fickian+and+non-fickian+release+from+non-swellable+devices+in+the+form+of+slabs%2C+spheres%2C+cylinders+or+discs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">A simple equation for description of solute release I. Fickian and non-fickian release from non-swellable devices in the form of slabs, spheres, cylinders or discs.</a> Journal of Controlled Release. 5, 23-36 (1987).</li>
<li>Matsumoto, A., Kitazawa, T., Murata, J., Horikiri, Y., Yamahara, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+preparation+method+for+PLGA+microspheres+using+non-balogenated+solvents%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">A novel preparation method for PLGA microspheres using non-balogenated solvents.</a> J. Controlled Release. 129, 223-227 (2008).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Se examinaron las propiedades físicas de los microgeles PEG para detectar cambios en las condiciones de polimerización. Para esta reacción de precipitación, se mezclaron una solución tampón, una solución de diacrilato PEG al 20% (p/v) (MW 3.000, 4.600 o 6.000 Da) y un fotoiniciador y se calentaron a 37 °C. La adición de 1,5 M Na2SO4, una sal kosmotrófica que aumenta las interacciones entre las moléculas de agua, hizo que el PEG precipitara momentáneamente tras su adición. Este efecto es más prominen...

Por definición, los microgeles son hidrogeles de cualquier forma con un diámetro equivalente de aproximadamente 0,1-100 μm1. Debido a su tamaño y características, los microgeles poliméricos presentan una herramienta versátil para avanzar en la administración de fármacos y los sistemas de ingeniería de tejidos. Si bien los hidrogeles a granel se utilizan ampliamente como andamios de ingeniería de tejidos y vehículos de administración de fármacos con gran éxito2-4, un cambio reciente hacia el control a microescala de andamios ofrece una oportunidad única para que los microgeles se utilicen como materiales base para la construcción de andamios. Además, los microgeles tienen una alta relación entre superficie y volumen para las interacciones celulares y, en solución, tienen una baja viscosidad que los hace ideales para inyecciones. Finalmente, los microgeles se pueden formar utilizando numerosos polímeros mediante una variedad de métodos que dependen de las características deseadas del microgel, lo que los hace altamente personalizables para una variedad de aplicaciones.
Las técnicas para producir microgeles incluyen polimerizaciones en suspensión, emulsión, dispersión o precipitación. Las polimerizaciones en emulsión y suspensión suelen requerir disolventes orgánicos y tensioactivos o estabilizadores para formar los microgeles. La naturaleza de estos métodos produce una distribución de tamaño de partícula altamente dispersa5. Las reacciones de dispersión y precipitación hacen que las partículas tengan una polidispersidad6 más baja; Sin embargo, las partículas formadas por polimerización por dispersión aún requieren el uso de agentes estabilizadores6. Los microgeles formados por reacciones de precipitación son únicos en el sentido de que forman partículas de tamaño y forma uniformes sin el uso de estabilizadores o tensioactivos. La formación de microgel se logra cuando las cadenas poliméricas crecen en una fase separada de la fase continua por precipitación entálpica o entrópica7. La polimerización por precipitación se realiza a menudo a altas temperaturas que pueden reducirse mediante el uso de sales kosmótrofas, que disminuyen la solubilidad del polímero en el disolvente8. Este trabajo se centra en microgeles formados a partir de poli(etilenglicol) (PEG) mediante una reacción de precipitación fotopolimerizada en condiciones biológicamente compatibles, con variaciones para alterar las propiedades del microgel y encapsular moléculas para aplicaciones de administración de fármacos.
Estudios previos con hidrogeles PEG muestran que las condiciones de polimerización influyen en gran medida en las propiedades físicas y mecánicas de los hidrogeles, a saber, el contenido de agua del hidrogel y el módulo de compresión3,9. Estos materiales reticulados son de interés porque la relación entre las propiedades estructurales y físicas descritas por Flory10 se puede utilizar para adaptar el hidrogel reticulado para aplicaciones específicas. Estos principios son similares para los microgeles. Se ha descubierto que los microgeles PEG formados por precipitación tienen potencial para la medicina regenerativa11, sin embargo, se necesita más investigación sobre las propiedades del microgel para mejorar su repertorio para futuras aplicaciones biomédicas. Este informe describe el procedimiento para fabricar microgeles por reacción de precipitación y alterar las características, como el diámetro de las micropartículas, el índice de polidispersidad (PDI), la densidad y el hinchamiento, que serían importantes para desarrollar aún más estos materiales para la administración de fármacos o la medicina regenerativa.

<table><tbody><tr><td>Solución salina tamponada con fosfato (PBS)</td><td>MP Biomedical</td><td>2810305</td><td></td></tr><tr><td>trietanolamina (TEOA)</td><td>J.T. Baker</td><td>9468-01</td><td>Precalentar a 37 &deg; C antes del pipeteo</td></tr><tr><td>Ácido clorhídrico (HCl)</td><td>BDH Aristar BDH3028</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de sodio</td><td>J.T. Baker</td><td>3891-01</td><td></td></tr><tr><td>Irgacure 2959</td><td>Ciba</td><td>029891301PS04</td><td></td></tr><tr><td>Ovoalbúmina (OVA)</td><td>Invitrogen</td><td>34782</td><td></td></tr><tr><td>PEG 1.500</td><td>Alfa Aesar</td><td>A16241</td><td></td></tr><tr><td>PEG 3.000</td><td>Fluka</td><td>03997-1KG</td><td></td></tr><tr><td>PEG 4.000</td><td>Alfa Aesar</td><td>A16151</td><td></td></tr><tr><td>PEG 4.600</td><td>Sigma</td><td>373001-250G</td><td></td></tr><tr><td>PEG 6.000</td><td>Fluka</td><td>03394-1KG</td><td></td></tr><tr><td>PEG 10.000</td><td>Alfa Aesar</td><td>B21955</td><td></td></tr><tr><td>Dextran 70</td><td>TCI</td><td>D1449</td><td></td></tr></tbody></table>

características de los formados precipitación microgeles polietilenglicol son controlados por peso molecular de los reactivos

Characteristics of Precipitation-formed Polyethylene Glycol Microgels Are Controlled by Molecular Weight of Reactants

Este trabajo describe la formación de microgeles de poli(etilenglicol) (PEG) a través de una reacción de precipitación fotopolimerizada. Las reacciones de precipitación ofrecen varias ventajas sobre las técnicas tradicionales de fabricación de microesferas. A diferencia de las técnicas de emulsión, suspensión y dispersión, los microgeles formados por precipitación tienen una forma y un tamaño uniformes, es decir, un índice de polidispersidad bajo, sin el uso de disolventes orgánicos o estabilizadores. Las condiciones suaves de la reacción de precipitación, las propiedades personalizables de los microgeles y la baja viscosidad de las inyecciones los hacen aplicables para fines in vivo. A diferencia de otras técnicas de fabricación, las características del microgel se pueden modificar cambiando el peso molecular del polímero de partida. Al aumentar el peso molecular del PEG inicial, aumentó el diámetro del microgel y la proporción de hinchazón. Se sugieren otras modificaciones, como la encapsulación de moléculas durante la reticulación de microgeles. Se exploran adaptaciones simples a los bloques de construcción de microgel PEG para futuras aplicaciones de microgeles como vehículos de administración de fármacos y andamios de ingeniería de tejidos.

El tamaño del microgel depende de las condiciones de polimerización. Figura 2A ilustra cómo el diámetro del microgel aumenta con el peso molecular inicial del PEG y con el tiempo de reticulación. En las Figuras 2C-G se muestran imágenes representativas de microgeles utilizados para la medición de tamaño, con distintos pesos moleculares y reticulados durante 30 segundos. Para el PEG con un peso molecular de 3.000 Da, el diámetro promedio del microgel aumentó de 1,65±0,26 a 2,20±0,54 μm al...

Este trabajo describe la formación de microgeles de poli(etilenglicol) (PEG) a través de una reacción de precipitación fotopolimerizada. El aumento del peso molecular del PEG aumentó el diámetro del microgel y la relación de hinchamiento. Se exploran adaptaciones simples a la reacción de precipitación de microgel PEG para futuras aplicaciones de microgeles como vehículos de administración de fármacos y andamios de ingeniería de tejidos.

Características de los formados Precipitación microgeles polietilenglicol son controlados por Peso molecular de los reactivos

This work describes the formation of poly(ethylene glycol) (PEG) microgels via a photopolymerized precipitation reaction. Precipitation reactions offer ...

El objetivo general de este procedimiento es formar microgeles de polietilenglicol mediante una reacción de precipitación fotopolimerizada para utilizarlos como vehículos de administración de fármacos y andamios para ingeniería de tejidos. Esto se logra primero preparando los reactivos, incluyendo un iniciador fotográfico, tampones, trietilamina y solución de PEG DL, y calentándolos a 37 grados Celsius. El segundo paso consiste en colocar los reactivos en un tubo microcéntrífugo y mezclarlos mediante vortex, manteniendo una temperatura de 37 grados Celsius. A continuación, se mezcla sulfato de sodio y la solución se coloca bajo luz ultravioleta para entrecruzar durante 30 segundos. Tras el entrecruzamiento, se formará una capa turbia en la parte superior de la solución que contiene los microgeles. El último paso consiste en añadir PBS a la mezcla y centrifugar para formar un precipitado.Finalmente, se utiliza microscopía y dispersión dinámica de luz para medir el tamaño de los microgeles, y la densidad se mide mediante un gradiente de densidad de dextrina. Además, la cantidad de hinchamiento se calcula midiendo los pesos húmedo y seco de los microgeles. La principal ventaja de esta técnica frente a otros métodos, como las técnicas de emulsión, suspensión y dispersión, es que los microgeles formados por reacción de precipitación presentan un índice de politispersidad bajo sin el uso de disolventes orgánicos ni estabilizantes; asimismo, las condiciones suaves de la reacción de precipitación, las propiedades personalizables de los microgeles y su baja viscosidad para inyecciones los hacen adecuados para aplicaciones en NVivo.Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la ingeniería de tejidos y la medicina regenerativa, como la fabricación de andamios con tamaño uniforme y bajo índice de polidispersidad. Las implicaciones de esta técnica pueden extenderse hacia la terapia de administración de fármacos porque los factores de crecimiento en los medicamentos pueden encapsularse fácilmente. Para comenzar, pese 500 miligramos del iniciador fotoquímico y añádalos a 100 mililitros de agua desionizada para preparar una solución al 0,5%.Proteja la solución de la luz UV y caliéntela a 40 grados Celsius mientras agita constantemente durante aproximadamente una hora para disolver completamente el iniciador fotográfico. Tras la disolución completa, filtre estérilmente la solución haciéndola pasar a través de un filtro de 0,22 micrones y guárdela a cuatro grados Celsius en la oscuridad hasta su uso. A continuación, precaliente la trietilamina a 37 grados Celsius para reducir su viscosidad.Luego, agregue 612 microlitros de este junto con 260 microlitros de ácido clorhídrico seis molar a 39,4 mililitros de PBS y ajuste el pH a 7,8 estéril. Filtre la solución final a través de un filtro de 0,22 micrones y almacénela a 37 grados Celsius hasta que sea necesaria. Siguiendo el trabajo realizado por Sony en todas las acro lte, prepare los precursores de PEG según los métodos publicados y almacene el producto terminado a menos 20 grados Celsius bajo Argonne; luego, inmediatamente antes del uso, prepare un mililitro de una solución de diacrilato de Peg a 200 miligramos por mililitro agregando lentamente 0,8 mililitros de PBS con trietanolamina y ácido clorhídrico a 200 miligramos de diacrilato de peg.Además, justo antes del experimento, pese 213 miligramos de sulfato de sodio y disuélvalos en un mililitro de agua desionizada. Para preparar una solución 1,5 molar, caliente la solución a 37 grados Celsius durante 20 minutos y luego agite en vórtex hasta que se disuelva completamente. Una vez disuelta, filtre tanto la solución final de sulfato de sodio como la solución de PEG diacrilato a 37 grados Celsius a través de filtros de 0,22 micrones.Combine 127,5 microlitros de PBS con trietilamina y ácido clorhídrico, 10 microlitros del iniciador de foto del 0,5 % y 25 microlitros de la solución de 200 miligramos por mililitro de Peg diacrilato en un tubo microcentrífugo de 1,6 mililitros. Luego agregue cualquier molécula deseada para encapsulación.Caliente estos tubos junto con la solución de sulfato de sodio 1,5 molar a 37 grados Celsius. Luego, agregue 87,5 microlitros de la solución precalentada de sulfato de sodio 1,5 molar al primer tubo de la solución de PEG y mezcle el tubo pipeteando la solución de tres a cinco veces. Después de mezclar, la concentración de sal se distribuirá uniformemente y la solución deberá volverse transparente.Coloque el tubo bajo la luz UV y haga la reticulación durante 30 segundos tras la reticulación. Debe observarse una capa turbia en la parte superior de la solución que contiene los microgeles. A continuación, agregue 750 microlitros de PBS al tubo y mezcle bien la solución mediante vortex.Luego, centrifugue la mezcla a 4.000 × g durante dos minutos para formar un precipitado. Una vez formado el precipitado, retire el SUP natin teniendo cuidado de no perturbar el precipitado y suspenda los microgeles en PBS fresco. Lave los microgeles un total de cinco veces con PBS fresco, centrifugándolos entre cada lavado.Después del lavado final, retire el sobrenadante y pipetee 30 microlitros de microgeles del sedimento en un mililitro de agua desionizada. A continuación, someta la solución de microgeles a sonicación en un baño ultrasónico durante una hora a una frecuencia de 50 a 60 hercios y una potencia de 1,4 amperios. Luego, pipetee 15 microlitros de la solución de microgeles sobre un portaobjetos limpio grabado con ácido y coloque encima un cubreobjetos número 1,5 grabado con ácido.Dar la portaobjetos vuelta sobre un tejido de laboratorio y presionar suavemente sobre este para eliminar la solución excesiva y asegurar que los microgeles queden en una sola capa. Luego, utilizando un microscopio óptico, capturar varias imágenes de los microgeles empleando un objetivo de inmersión en aceite DIC de 100x. Medir los microgeles para obtener un diámetro representativo.Calcule el índice de polidispersidad utilizando la ecuación basada en volumen que se muestra aquí, en la cual N es el número total de microgeles y VI es el volumen del microgel. Para medir la densidad promedio del microgel, primero prepare soluciones de dextrina al 7, 6, 5, 4, 3 y 1 % en agua desionizada; las densidades de las soluciones de dextrina se muestran aquí. A continuación, agregue dos mililitros de la solución de dextrina al 7 % a un tubo cónico de 15 mililitros.Luego, pipetee lentamente dos mililitros de la solución de dextrina al 6 % para formar una capa distinta sobre la dextrina al 7 %. Después de cinco minutos, agregue dos mililitros de la siguiente capa, que consiste en dextrina al 5 %, y continúe de esta manera hasta que cada concentración de dextrina se haya estratificado en orden decreciente de concentración de dextrina. Luego, estratifique cuidadosamente los microgeles sobre la solución de dextrina al 1 %, y centrifugue el gradiente a cinco grados Celsius a 4 000 veces la gravedad durante 10 minutos.Luego, visualice la ubicación de los microgeles y calcule la densidad de los microgeles según su posición entre las capas. Para medir la masa hinchada de los microgeles, primero pese un tubo de microcentrífuga y luego agregue un mililitro de los microgeles. Lave los microgeles cinco veces con agua desionizada, intercalando cada lavado.Centrifugue la muestra durante 10 minutos a 4.000 ×g para obtener el sedimento de los microgeles después del último lavado. Resuspenda los microgeles en agua desionizada y déjelos hinchar durante un mínimo de 48 horas. Después de 48 horas, centrifugue los microgeles hinchados durante 10 minutos a 4.000 ×g y luego retire todo el sobrenadante.Luego pese la muestra y registre la masa húmeda. Después de obtener un peso húmedo preciso, congele los microgeles a menos 80 grados Celsius y luego liofilícelos para eliminar el agua y obtener la masa seca. Una vez que todo el agua se haya sublimado, calcule el contenido de agua y de polímero en los microgeles utilizando las ecuaciones mostradas aquí, donde MS es el peso húmedo de los microgeles y MD es el peso seco.Se muestra aquí el diámetro promedio de los microgeles de PEG formados utilizando diferentes pesos moleculares de PEG al 20%. Aumentar el tiempo de exposición a la luz UV también tuvo un efecto sobre el diámetro de los microgeles. A medida que aumentó el tiempo de exposición a la luz UV, también aumentaron los diámetros de las tres formulaciones mostradas aquí.La densidad medida mediante gradientes de dextrina disminuyó con el aumento del peso molecular de las moléculas precursoras de PEG. Esto también se confirma en la gráfica del porcentaje de contenido de agua, donde se encontró que el PEG de mayor peso molecular tenía una mayor cantidad de agua por gramo de polímero. Finalmente, para demostrar que los microgeles podían cargarse con proteínas marcadas fluorescentemente, se añadió albúmina a la mezcla antes de la polimerización, quedando atrapada dentro de las esferas.Concentraciones crecientes de la proteína marcada con fluorescencia aumentaron el índice de polidispersidad de las esferas, pero el tamaño promedio permaneció constante. Al intentar este procedimiento, es importante recordar calentar todas las soluciones a 37 grados Celsius y vortexear y microgirar bien los geles para romper cualquier agregado durante el lavado y la preparación de las láminas para la obtención de imágenes. Tras seguir este procedimiento, se pueden realizar métodos adicionales para la encapsulación de fármacos con el fin de responder preguntas adicionales sobre el efecto de la liberación del fármaco.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo crear microgeles de peg DA en condiciones suaves mediante reacciones de precipitación.

characteristics-precipitation-formed-polyethylene-glycol-microgels

Research

Investigación

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingeniería

En este artículo se describe un método para sintetizar nanoprecipitation a base de polímeros con nanopartículas de copolímeros de bloque doble. Vamos a discutir la síntesis de copolímeros de bloque doble, la técnica nanoprecipitation, y sus posibles aplicaciones.

Formulación de nanopartículas poliméricas mediante la técnica de dibloque Nanoprecipitation

Este video ilustrar un método rápido y eficiente de metacrilato de poli (etilenglicol), lo que permite polimerizaciones de cadena y la síntesis de hidrogel. Demostrará cómo introducir de manera similar funcionalidades metacrilamida en péptidos, detalle los métodos analíticos comunes para evaluar la eficiencia de funcionalización, proporcionar sugerencias para la solución de problemas y modificaciones avanzadas y demostrar las técnicas típicas de caracterización de hidrogel.

Funcionalización asistida por microondas de poli (etilenglicol) y los péptidos sobre resina para uso en polimerizaciones de cadena y Formación de hidrogel

Presentamos un protocolo para sintetizar microhidrogeles Janus compuestos íntegramente por el mismo material base, poli(N-isopropilacrilamida) (PNIPAAm), con una estructura claramente compartimentada basada en la separación de fases de una solución de monómero NIPAAm supersaturada. Los microhidrogeles Janus sintetizados muestran propiedades únicas, como la termorreactividad anisotrópica y la capacidad de carga organofílica/hidrofílica.

Síntesis de Poli (<em&gt; N</em&gt; -isopropylacrylamide) Janus Microhydrogels para anisotrópico Thermo-respuesta y la organófila / hidrofílico La capacidad de carga

Polimerización por precipitación no agitada proporciona un enfoque de prototipado rápido, reproducible para la síntesis de los estímulos sensibles al poli (N -isopropylacrylamide) microgeles de estrecha distribución de tamaños. En esta síntesis protocolo, la caracterización de dispersión de luz y fluorescencia de seguimiento de partículas individuales de estos microgeles en una configuración de la microscopía de campo amplio se demuestran.

Síntesis controlada y de seguimiento de la fluorescencia de muy uniforme de poli (<em&gt; N</em&gt; -isopropylacrylamide) microgeles

Se describen los pasos clave de polimerización aniónica viviente de fenilglicidiléter (PheGE) de metoxi-polietilenglicol (mPEG b -PPheGE). Las micelas de copolímero de bloque resultante (BCMS) fueron cargados con doxorrubicina 14% (% en peso) y la liberación sostenida de fármaco durante 4 días bajo fisiológicamente se obtuvieron condiciones pertinentes.

La polimerización aniónica de un copolímero anfífilo para la Preparación de micelas de copolímeros de bloques estabilizados por interacciones de apilamiento π-pi

Se describen los protocolos para la fabricación de hidrogeles degradables interpenetrantes basados en hidrazona Cross-linking de oligómeros poliméricos en la escala de a granel microescala, nanoescala y el último para la preparación de nanopartículas de gel y nanofibras.

Fabricación de hidrogeles degradables de interpenetrantes en múltiples escalas de la longitud mediante extrusión reactiva, microfluídica, uno mismo-Asamblea y Electrospinning

Aquí, presentamos un protocolo para ilustrar los procesos de fabricación y verificar los experimentos de un semi-three-dimensional (semi-3D) enfoque flujo microfluídicos chip para la formación de gotas.

Generación de tamaño controlado poli (etilenglicol) Diacrylate gotas vía Semi 3-Dimensional del flujo centrándose dispositivos microfluídicos

Las varillas de microgel con grupos reactivos complementarios se producen a través de microfluídica con la capacidad de interconectarse en solución acuosa. Los microgeles anisómetros se atascan y se entrelazan en construcciones estables con poros más grandes en comparación con los sistemas de base esférica. Los microgeles modificados con GRGDS-PC forman construcciones 3D macroporosas que se pueden utilizar para el cultivo celular.

Andamios 3D macroporosos interconectados de varillas de microgel

Este protocolo describe un conjunto de métodos para sintetizar los bloques de construcción de microgel para andamios de partículas recocidas microporosas, que se pueden usar para una variedad de aplicaciones de medicina regenerativa.

Síntesis microfluídica de bloques de construcción de microgel para andamios de partículas recocidas microporosas

Minimizar la variabilidad en la fracción de partículas dentro de andamios granulares facilita la experimentación reproducible. Este trabajo describe métodos para generar andamios granulares con fracciones de partículas controladas para aplicaciones de ingeniería de tejidos in vitro .

Control de la fracción de partículas en andamios microporosos de partículas recocidas para cultivo celular 3D

Aprende a formar microgeles de polietilenglicol mediante fotopolimerización por precipitación. Este método permite controlar el diámetro y la capacidad de hinchamiento ajustando el peso molecular del PEG, con aplicaciones en liberación de fármacos e ingeniería de tejidos.

Características de los formados Precipitación microgeles polietilenglicol son controlados por Peso molecular de los reactivos

Explorar más videos