Name: Generación de Shear Adhesión Mapa Utilizando SynVivo redes microvasculares sintético (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 52 s
Description: Aprende a generar mapas de adhesión por cizallamiento usando redes microvasculares sintéticas SynVivo. Este método computacional permite obtener datos completos de un solo experimento, ahorrando tiempo y reactivos significativamente.

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Tecnología SynVivo fue desarrollada bajo la concesión # 2R44HL076034 del NHLBI.

1. Cebado del dispositivo de microfluidos SynVivo-SMN <ol><li> Cada puerto (entrada / salida) del dispositivo se compone de dos puertos paralelos - uno para hacer fluir en restos de revestimiento de superficies (moléculas de adhesión, matrices de crecimiento, etc) y / o células para la siembra y el otro para realizar el ensayo (Figura 1A ). </li><li> Sumerja completamente el dispositivo de microfluidos SynVivo-SMN (Figura 1B) en una placa de Petri que contiene desionizada estéril (DI) y colocar el plato en un desecador de vacío. Permitir que el desecador a funcionar hasta que todo el aire se elimina de los canales del dispositivo. Esto debe tomar unos 15 min. </li><li> Antes de extraer el dispositivo del agua, coloque la tubería de Tygon (OD de 0,06 &quot;y el ID de 0,02&quot;) cebado con agua en cada puerto del dispositivo con una pinza de punta fina. El tubo debe ser de aproximadamente 1 pulgada de longitud. El dispositivo puede ahora ser retirado del agua. Figura 1C muestra la imagen de la DevicE con la tubería. </li></ol> 2. Revestimiento del dispositivo de microfluidos con proteína deseada (por ejemplo, avidina) <ol><li> Con una pipeta, coloque una gota de agua (aproximadamente 100 l) alrededor de la base del tubo de un puerto de entrada. Retire con cuidado la tubería usada para cebar el dispositivo. La gota de agua evitará que entre aire en el dispositivo. </li><li> Preparar una jeringa de 1 ml cargado con avidina a una concentración de 20 mg / ml. Conectar la jeringa a un 24 T de la aguja y tubo de acero inoxidable. Inserte la tubería a uno de los puertos de entrada del dispositivo. Sujete el puerto de entrada que no se utiliza con una pinza mandíbula. </li><li> Inyectar avidina a un caudal de 1 l / min durante 10 min para permitir la perfusión completa del dispositivo. Al final del tiempo de flujo, sujetar el tubo con la abrazadera de la mandíbula y colocar el dispositivo a 4 ° C durante la noche. </li></ol> 3. Transmitir el Biotinylated Partículas los estudios de adhesión <ol><li> Deje que el dispositivollegar a temperatura ambiente. Coloque el dispositivo en un microscopio de fluorescencia invertido equipado con una platina motorizada y una cámara de alto rendimiento. </li><li> Preparar una solución de 2 micras partículas biotinilados a una concentración de 5 x 10 6 partículas / ml en tampón fosfato salino (PBS). Cargue las partículas en una jeringa de 1 ml. Preparar una segunda jeringa de 1 ml de PBS solo. Cargue cada jeringa en una bomba de jeringa y conectar con la aguja y el tubo. </li><li> Con una pipeta, coloque una gota de agua (aproximadamente 100 l) alrededor de la base del tubo de orificio de entrada. Retire con cuidado el tubo utilizado para recubrir el dispositivo. La gota de agua evitará que entre aire en el dispositivo. </li><li> Inserte con cuidado el tubo de partículas con biotina y PBS de la etapa 3.2 en cada uno de los puertos de entrada. Figura 2A muestra la imagen de la puesta a punto. </li><li> Iniciar la inyección de partículas biotiniladas a un caudal de 2,5 l / min. Monitorear el puerto de entrada en el microscopio. A la primera señalde partículas, iniciar el temporizador y continuar flujo durante 3 min. </li><li> Al final de los 3 minutos, detener el flujo de partículas biotiniladas, mientras que mirando simultáneamente el flujo de PBS a un caudal de 2,5 l / min. Permita PBS fluya en el dispositivo durante 3 min para lavar las partículas no unidas. </li></ol> 4. Adquisición de imágenes y realización de su área de interés (AOI) Mediciones Usando software de imágenes (NIKON Elementos) <ol><li> Utilice la función &quot;imagen grande de exploración&quot; en el software de imágenes para adquirir la imagen de todo el dispositivo. </li><li> Número secuencialmente las bifurcaciones en el dispositivo y crear un AOI circular con dos veces el diámetro de los canales. En este caso, ajuste el diámetro AOI a 200 m desde el diámetro del canal es de 100 micras. </li><li> Utilice la función de conteo automatizado en el software de imagen para exportar el número de partículas en cada AOI a una hoja de MS Excel. </li><li> Del mismo modo, utilizar la función de conteo automatizado para exportar el número de partículas en todo eldispositivo. </li></ol> 5. Análisis de partículas de fundente Usando Dinámica de Fluidos Computacional (CFD) Modelos <ol><li> Simulaciones CFD se ejecutan mediante un software comercial (CFD-ACE +, ESI Inc.) para la topología de dispositivo SynVivo-SMN. Los resultados se almacenan en una base de datos para el análisis de observaciones experimentales. La información del almacén resultados de la simulación en las tasas de cizallamiento, velocidad, flujo de partículas, y la adhesión en el dispositivo. </li><li> Los resultados de la simulación se utilizan para determinar el número de partículas que entran en cada AOI basado en una concentración de partículas de entrada dada. </li></ol> 6. Generación de cizallamiento Adhesión Mapa <ol><li> Calcular el% de adherencia dividiendo las partículas adheridas en la bifurcación por las partículas que fluyen en la bifurcación como se muestra en la ecuación 6.1. <img alt="Ecuación 1" fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51025/51025eq1.jpg" /> donde el número de partículas adheridas y las partículas que fluyen se obtienen a partir de protocol los pasos 4.3 y 5.2, respectivamente. </li><li> Trazar el mapa de adhesión por cizalladura usando la velocidad de cizallamiento en cada bifurcación de las redes obtenidas a partir de la base de datos en el paso (5.1) y los valores de adhesión% obtenidos a partir de la ecuación 6.1. </li></ol>

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<li>Parsons, S. A., Jurzinsky, C., Cuvelier, S. L., Patel, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+leukocyte+recruitment+under+flow+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Studying leukocyte recruitment under flow conditions.</a> Methods Mol Biol. 946, 285-300 (2013).</li>
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<li>Prabhakarpandian, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bifurcations%3A+focal+points+of+particle+adhesion+in+microvascular+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Microcirculation%22%5BJournal%5D)">Bifurcations: focal points of particle adhesion in microvascular networks.</a> Microcirculation. 18, 380-389 (2011).</li>
</ol>

Tasa de publicación de este artículo, patrocinado por CFD Research Corporation.

Cámaras de flujo de placas paralelas, mientras que proporciona una mejor aproximación a las interacciones célula-célula y célula-partículas, sufren de varias limitaciones tales como el alto consumo de reactivos y la necesidad de múltiples corridas experimentales para generar un mapa de adhesión por cizalladura. El uso de redes microvasculares SynVivo-sintéticos (SynVivo-las SNM) permite la generación de un mapa de adhesión al cizallamiento de un solo experimento en condiciones que imitan las condiciones in vivo.</em...

Los ensayos actuales para estudiar a la célula-célula y las interacciones célula-partícula implican típicamente formato de placa de estática en la que las partículas o células se incuban en matrices de proteínas o células adherentes. Al final del tiempo de incubación especificado, los números de partículas adherentes o células se cuantifican mediante microscopía de 1. A pesar de que estos ensayos proporcionan una información valiosa sobre los procesos bioquímicos detrás de estas interacciones, una limitación clave es la falta de flujo de fluido fisiológico (típico de la microcirculación) y su impacto en la adherencia de partículas. Para superar esta limitación, en cámaras de flujo in vitro se han desarrollado en los últimos años. Un elemento común de estas cámaras de flujo es un aparato transparente perfundido a bajos números de Reynolds para que coincida con velocidades de cizallamiento de pared observadas en los vasos sanguíneos in vivo 2. La pared del vaso se modela por cualquiera de recubrimiento de biomoléculas o crecimiento de células en una superficie del flujo Chamber 3. Las partículas de 4-7 o 8-16 células son luego fluyeron en al intervalo deseado de velocidades de flujo para cuantificar el número de adherirse partículas bajo diversas velocidades de cizallamiento. Sin embargo, el uso de cámaras de flujo de placas paralelas para estudiar y validar los fenómenos bioquímicos es bastante caro y consume mucho tiempo. Esto se debe principalmente al hecho de que múltiples experimentos deben llevarse a cabo para generar un mapa de la cizalla de fluidos vs el número de partículas / células adheridas. Además, las cámaras de flujo placa requieren grandes volúmenes de reactivos debido a su gran tamaño (altura&gt; 250 micras y la anchura&gt; 1 mm). Finalmente, estos dispositivos no modelan con precisión las características geométricas (por ejemplo, bifurcaciones) y las condiciones de flujo (por ejemplo, convergentes vs flujos divergentes) que están presentes in vivo. Los recientes avances en la litografía basada microfabricación 17-19 han acelerado el campo de lab-on-a-chipdispositivos 20-21. Estos dispositivos han sido fundamentales en el desarrollo de una versión en miniatura de la cámara de flujo de placas paralelas con las dimensiones en el régimen micrómetro. La reducción en la dimensión también produce beneficios significativos en términos de volúmenes de reactivos, células o de partícula requerido para los experimentos. Sin embargo, una limitación clave de los dispositivos actualmente disponibles es el uso de canales lineales para modelar microvasos, que no imitan la microvasculatura complejo observado in vivo. Recientemente hemos desarrollado una nueva metodología para recrear las redes microvasculares sobre sustratos de plástico desechables resultantes en representación sintética de las condiciones in vivo. Estos dispositivos denominados redes microvasculares SynVivo-sintéticos (SMN) se desarrollan utilizando PDMS basado proceso de soft-litografía. Dispositivos SynVivo-SMN se pueden utilizar para obtener cizallamiento mapa de adhesión de la adhesión celular / de partículas 22, estudio dirigido de suministro de fármacos 23 y HAVE ha validado contra datos in vivo 24-25. En este trabajo, presentamos un protocolo que permite la generación del mapa de adhesión de cizallamiento de un solo experimento en volúmenes tan pequeños como 5.1 l que resulta en un ahorro significativo de recursos y tiempo.

<table><tbody><tr><td>SynVivo-SMN</td><td>CFD Research</td><td>SMN-001</td><td>Exclusivo en CFDRC</td></tr><tr><td>CFD-ACE+</td><td>ESI Inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Avidin</td><td>Invitrogen</td><td>43-4401</td><td>Cualquier fuente de avidina funcionará para este ensayo</td></tr><tr><td>Partículas biotiniladas</td><td>Polysciences</td><td>24173-1</td><td>Cualquier fuente de partículas biotiniladas funcionará para el ensayo</td></tr><tr><td>Tygon Tubing</td><td>VWR</td><td>63018-044</td><td>El tamaño es típico para su uso con SynVivo-SMN</td></tr><tr><td>Elementos NIKON</td><td>Instrumentos NIKON</td><td>N/A</td><td>Cualquier otra imagen El software se puede utilizar</td></tr></tbody></table>

generación de shear adhesión mapa utilizando synvivo redes microvasculares sintético

Generation of Shear Adhesion Map Using SynVivo Synthetic Microvascular Networks

Ensayos de adhesión celular / partículas son fundamentales para la comprensión de las interacciones bioquímicas involucradas en la fisiopatología de la enfermedad y tienen importantes aplicaciones en la búsqueda del desarrollo de nuevas terapias. Los ensayos con condiciones estáticas no logran captar la dependencia de adherencia en cizalla, lo que limita su correlación con el medio ambiente en vivo. Cámaras de flujo de placas paralelas que cuantifican la adhesión bajo un flujo de fluido fisiológico necesitan múltiples experimentos para la generación de un mapa de adhesión por cizalladura. Además, no representan la escala in vivo y la morfología y requieren volúmenes grandes (~ ml) de reactivos para los experimentos. En este estudio, hemos demostrado la generación de cizalla mapa adhesión de un solo experimento utilizando una red microvascular basado en un dispositivo de microfluidos, SynVivo-SMN. Este dispositivo recrea el complejo en la vasculatura vivo incluyendo una escala geométrica, elementos morfológicos, las características de flujo y las interacciones celulares en unFormato in vitro, proporcionando de esta manera un ambiente biológicamente realista para la investigación básica y aplicada en el comportamiento celular, la administración de fármacos, y el descubrimiento de fármacos. El ensayo se demostró mediante el estudio de la interacción de las partículas de 2 micras de biotina-revestido con superficies recubiertas con avidina del microchip. Se obtiene toda la gama de cizallamiento observado en la microvasculatura en un único ensayo que permite la adhesión vs mapa de cizallamiento para las partículas en condiciones fisiológicas.

La Figura 1A muestra una imagen de un campo brillante y esquemática de dispositivo de SynVivo-SMN. Figura 1B muestra el dispositivo SynVivo-SMN montado en un portaobjetos de vidrio. Figura 1C muestra el dispositivo con un tubo siguiente cebado con agua en un desecador de vacío. La Figura 2A muestra una imagen de la-montaje experimental. Figura 2B muestra un típico dispositivo SynVivo-SMN avidina-revestido de...

Las cámaras de flujo utilizadas en experimentos de adhesión suelen consistir en trayectorias de flujo lineales y requieren múltiples experimentos a diferentes caudales para generar un mapa de adhesión por cizallamiento. SynVivo-SMN permite la generación de un mapa de adherencia al cizallamiento utilizando un solo experimento utilizando volúmenes de microlitros, lo que resulta en un ahorro significativo en tiempo y consumibles.

Generación de Shear Adhesión Mapa Utilizando SynVivo redes microvasculares sintético

Cell/particle adhesion assays are critical to understanding the biochemical interactions involved in disease pathophysiology and have important ...

El objetivo general del siguiente experimento consiste en obtener un mapa de adhesión por cizallamiento de la adhesión de partículas celulares a partir de un único experimento utilizando redes microvasculares sintéticas. Esto se logra primero recubriendo el dispositivo microfluídico con la proteína de interés, en este caso avadon. Como segundo paso, se inyectan partículas biotiniladas en el dispositivo a tasas fisiológicas de cizallamiento, las cuales se unen al dispositivo recubierto con avadon presentando patrones diferenciales dependiendo de las tasas locales de cizallamiento.A continuación, se cuenta el número de partículas unidas con el fin de generar un mapa de adhesión al cizallamiento de las partículas utilizando una base de datos creada computacionalmente de valores de velocidad de cizallamiento en la red. Los resultados muestran que se puede obtener un mapa de adhesión al cizallamiento a partir de un único experimento, lo que supone un ahorro significativo de tiempo y reactivos en comparación con las cámaras de flujo de placas paralelas convencionales. La ventaja principal de esta tecnología frente a los métodos existentes, como los canales de flujo lineales, es que podemos generar mapas de cizallamiento a partir de un solo experimento, lo que resulta en un ahorro significativo de costos y tiempo.Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la administración de fármacos, como la capacidad de los vehículos de administración para unirse a los objetivos deseados. Tuvimos por primera vez la idea de este método cuando estábamos utilizando cámaras de flujo con placas de agitación para comprender lesiones celulares particulares. Sin embargo, bajo condiciones de fluido, el enfoque de este ensayo es proporcionar información básica sobre la adhesión de partículas y células.La plataforma syn vivo puede aplicarse a una variedad de otros sistemas, como el cáncer y la administración al SNC, infección e inflamación, trombosis y disfunción de la microcirculación. La demostración visual de este método es fundamental, ya que los pasos con el dispositivo microfluídico son difíciles de aprender, acostumbrarse a volúmenes de muestra pequeños y las mejores prácticas para evitar la formación de burbujas se comunican mejor visualmente. Ashley Smith, científica investigadora de nuestro laboratorio, realizará la demostración del procedimiento.El dispositivo microfluídico SynVivo SMN consta de dos conjuntos de puertos paralelos, uno para hacer fluir el recubrimiento superficial, las agrupaciones y/o las células para su fijación, y otro para realizar el ensayo. Para comenzar, sumerja completamente el dispositivo en una placa de Petri que contenga agua desionizada estéril y coloque la placa en una cámara de vacío. Desecue, permitiendo que la desecación continúe hasta que todo el aire sea eliminado de los canales del dispositivo.Esto debería tardar aproximadamente 15 minutos antes de retirar el dispositivo del agua. Utilice pinzas de punta fina para colocar tubos de tigon previamente llenados con agua en cada puerto del dispositivo. Los tubos deben tener una longitud aproximada de una pulgada.El dispositivo ya puede retirarse del agua utilizando una pipeta o una jeringa. Coloque una gota de agua alrededor de la base de uno de los tubos del puerto de entrada. Retire cuidadosamente el tubo.La gota de agua evitará que entre aire en el dispositivo. A continuación, prepare una jeringa de un mililitro cargada con avadon a una concentración de 20 microgramos por mililitro. Conecte la jeringa a una aguja de acero inoxidable de calibre 24 y sujete el puerto de entrada que no se esté utilizando con una pinza de mordaza.Inserte el tubo en el puerto de entrada del dispositivo. Inyecte avadon a un flujo de un microlitro por minuto durante 10 minutos para permitir la perfusión completa del dispositivo. Al final del tiempo de flujo.Sujete todos los tubos con pinzas de mordaza y coloque el dispositivo a cuatro grados durante la noche. Deje que el dispositivo alcance la temperatura ambiente. Luego, coloque el dispositivo en un microscopio de fluorescencia invertido equipado con una platina motorizada y una cámara de alto rendimiento.Prepare una solución de partículas biotiniladas de dos micrones a una concentración de 5 millones de partículas por mililitro en tampón salino fosfato o PBS. Cargue las partículas en una jeringa de un mililitro. Prepare una segunda jeringa de un mililitro con PBS.Solo cargue cada jeringa en una bomba de jeringas y luego conéctelas a la aguja y al tubo utilizando una jeringa pipeteadora. Coloque una gota de agua alrededor de la base del tubo del puerto de entrada y retire cuidadosamente el tubo utilizado para recubrir el dispositivo. Inserte cuidadosamente el tubo para las partículas biotiniladas y el tubo para el PBS en cada uno de los puertos de entrada.Luego, comience a inyectar partículas biotiniladas a un caudal de 2,5 microlitros por minuto. Supervise el puerto de entrada en el microscopio ante la primera señal de partículas. Inicie el cronómetro y mantenga el flujo durante tres minutos.Al finalizar los tres minutos, detenga el flujo de partículas biotiniladas mientras simultáneamente inicia el flujo de PBS a una velocidad de 2,5 microlitros por minuto. Permita que el PBS fluya por el dispositivo durante tres minutos para lavar las partículas no unidas. Para comenzar la adquisición, utilice la función de escaneo de imagen grande del software de imagen para obtener la imagen completa del dispositivo, luego numere secuencialmente las bifurcaciones en el dispositivo y cree un área circular de interés con un diámetro dos veces mayor que el de los canales.En este caso, establezca el diámetro del área de interés en 200 micrones, ya que el diámetro del canal es de 100 micrones. Utilice la función de conteo automatizado del software de imagen para exportar el número de partículas en cada área de interés a una hoja de cálculo. Asimismo, utilice la función de recuento automatizado para exportar el número de partículas en todo el dispositivo.Se realizan simulaciones de dinámica de fluidos computacional (CFD) y los resultados se almacenan en una base de datos para su posterior análisis. La información incluida en los resultados contiene tasas de cizallamiento en la pared, flujo de partículas por velocidad y adherencia al dispositivo. Esta información se utiliza para determinar el número de partículas que se adhieren en cada área de interés dada una concentración de partículas definida como entrada.Para generar un mapa de adhesión por cizallamiento, calcule el porcentaje de adhesión según se detalla en el protocolo del texto como paso final. Represente el mapa de adhesión por cizallamiento utilizando la velocidad de cizallamiento en cada bifurcación de las redes y los valores de porcentaje de adhesión. Esta imagen muestra un dispositivo SMN syn vivo típico recubierto con avidina tras la unión de partículas biotiniladas de dos micrones.Téngase en cuenta que las partículas se adhieren preferentemente cerca de las bifurcaciones en la red. Aquí se pueden ver las bifurcaciones numeradas en la red SMN syn vivo. Esta imagen es el mapa de esfuerzo cortante en la pared de la muestra generado por el modelo CFD del dispositivo.La velocidad de corte varía en el dispositivo desde 250 segundos inversos hasta 15 segundos inversos, tal como se observa en la microvasculatura in vivo. Téngase en cuenta que estas velocidades de corte variables no pueden obtenerse simultáneamente en canales microfluídicos lineales, ya que estos proporcionan una velocidad de corte constante para cada caudal. La gráfica mostrada aquí con los valores de la velocidad de corte en cada una de las bifurcaciones de la red revela que los patrones de velocidad de corte son complejos y no pueden obtenerse mediante una relación analítica sencilla, a diferencia de los canales de flujo lineales.Además, existen múltiples bifurcaciones en la red que caen dentro del mismo intervalo de esfuerzo cortante. Esto aumenta la confianza estadística de los datos mostrados. A continuación se presentan resultados de ejemplo del análisis CFD de los flujos de partículas en la red, los cuales se utilizan para calcular los flujos de partículas en las ramas y bifurcaciones de la red experimental.El mapa de adhesión cortante calculado a partir de un único experimento SMN syn vivo sigue la relación inversa observada en los mapas de adhesión cortante obtenidos de experimentos con canales lineales. Sin embargo, mediante un ensayo SynVivo, un solo experimento permite generar este mapa cortante, mientras que con los canales lineales se requieren múltiples ejecuciones experimentales. Después de ver este video, debería tener una comprensión clara de cómo utilizar los dispositivos SMN SynVivo para generar la adhesión compartida a partir de un solo experimento.Al realizar este experimento, es importante recordar no introducir burbujas en el dispositivo microfluídico SynVivo SMN después de su preparación. Esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la inflamación estudiaran la interacción entre leucocitos y endotelio a diferentes tasas de cizallamiento en un solo experimento. En la próxima generación de dispositivos, los investigadores podrán estudiar la adhesión rodante y la migración de leucocitos en un único ensayo, algo que actualmente no es posible.Tras seguir este procedimiento, se pueden realizar otros métodos para investigar la adhesión de fármacos, vehículos de entrega de fármacos y células, con el fin de estudiar preguntas como el efecto fisiológico del flujo sobre la adhesión célula-célula, célula-fármaco y fármaco-vehículo.

generation-shear-adhesion-map-using-synvivo-synthetic-microvascular

Research

Investigación

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingeniería

Cámaras de flujo de microfluidos grabadas por fotolitografía y fabricada a partir de PDMS se aplican para investigar los resultados funcionales asociados con la disfunción CE y la inflamación. En un experimento representativo, la capacidad de esfuerzo cortante diferencial para modular la adhesión celular monocítica a citoquina activado monocapas CE se demuestra.

On-Chip fenotipificación inflamatoria endotelial

Source: Claes, J., et al, In Vitro and In Vivo Model to Study Bacterial Adhesion to the Vessel Wall Under Flow Conditions. J. Vis. Exp. (2015).This video demonstrates an in vivo method for analyzing shear-dependent bacterial adhesion in a live mouse model. Following surgical preparation and catheterization, the mesenteric vasculature is exposed for real-time imaging under a fluorescence microscope. Perfusion with an ionophore and fluorescently labeled bacteria reveals how shear stress triggers...

An In Vivo Model to Study Shear-Dependent Bacterial Adhesion

Las células endoteliales primarias de la vena umbilical humana (HUVECs) se cultivaron hasta la confluencia dentro de un dispositivo de red microfluídica. Se ilustró la unión de las células endoteliales y las distribuciones de F-actina, y se cuantificaron en tiempo real los cambios en la concentración de calcio intracelular y la producción de óxido nítrico en respuesta al trifosfato de adenosina (ATP) a nivel de células individuales.

Desarrollo y caracterización de<em&gt; In Vitro</em&gt; Red de microvasos y mediciones cuantitativas de endotelial [Ca<sup&gt; 2+</sup&gt;]<sub&gt; i</sub&gt; Y la producción de óxido nítrico

Este manuscrito presenta un método de moldeo por inyección para diseñar microvasos que recapitular las propiedades fisiológicas de endotelio. El proceso basado en microfluidos crea redes vasculares 3D patente con condiciones tailorable, tales como gradientes bioquímicos de flujo, composición celular, la geometría, y. Se describe el proceso de fabricación y los ejemplos de posibles aplicaciones.

Micropatterning y Montaje de Microvasos 3D

Este protocolo describe la implementación de la degradación de hidrogel basada en láser guiada por imágenes para fabricar redes microfluídicas biomiméticas derivadas de vasculares incrustadas en hidrogeles de diacrilato de poli(etilenglicol) (PEGDA). Estos sistemas microfluídicos biomiméticos pueden ser útiles para aplicaciones de ingeniería de tejidos, generación de modelos de enfermedades in vitro y fabricación de dispositivos avanzados "en un chip".

Guiada por imagen, fabricación basada en láser de Redes de microfluidos derivados-vascular

Los progenitores endoteliales derivados de células madre pluripotentes inducidas (iPSC-EP) tienen el potencial de revolucionar los tratamientos de enfermedades cardiovasculares y permitir la creación de modelos de enfermedades cardiovasculares más fieles. En este documento, se describe la encapsulación de iPSC-EPs en microambientes tridimensionales de colágeno (3D) y un análisis cuantitativo del potencial vasculogénico de estas células.

Un modelo 3D In Vitro y una tubería computacional para cuantificar el potencial vasculogénico de los progenitores endoteliales derivados de iPSC

Los tejidos diseñados dependen en gran medida de las redes vasculares adecuadas para proporcionar nutrientes y gases vitales y eliminar los desechos metabólicos. En este trabajo, un protocolo de siembra escalonada de células endoteliales y células de apoyo crea redes vasculares altamente organizadas en una plataforma de alto rendimiento para estudiar el comportamiento de los vasos en desarrollo en un entorno 3D controlado.

Siembra celular escalonada en andamios teselados para estudiar la brotación de los vasos sanguíneos

Aquí, proporcionamos un chip microfluídico y un sistema microfluídico de circulación automáticamente controlado y altamente eficiente que recapitula el microambiente inicial de neovascularización, permitiendo que las células endoteliales (ECs) sean estimuladas por un alto estrés esquilar luminal, nivel fisiológico de flujo transendotelial y diversa distribución del factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF) simultáneamente.

Modelo microfluídico para imitar el evento inicial de neovascularización

La meta de este protocolo es describir la generación y el análisis volumétrico de los equivalentes humanos vascularizados de la piel usando las técnicas accesibles y simples para la cultura a largo plazo. En la medida de lo posible, se describe la justificación de los pasos para permitir a los investigadores la capacidad de personalizar en función de sus necesidades de investigación.

Generación de equivalentes de piel humana vascularizada autoensamblada

En este protocolo, se emplea un ensayo biomimético de microfluidos, que puede reproducir un entorno microvascular fisiológicamente relevante y reproducir toda la cascada de adhesión/migración de leucocitos, para estudiar las interacciones leucocitarios-células endoteliales en la enfermedad inflamatoria.

Un sistema microfisiológico para estudiar la interacción leucocitario-endotelial durante la inflamación

La angiogénesis germinal, fundamental para el desarrollo y la enfermedad, implica procesos moleculares y mecánicos complejos. Presentamos un modelo ex vivo 2.5D versátil que analiza la germinación celular de las arterias carótidas porcinas, revelando la angiogénesis dependiente de la rigidez y la mecánica distintiva de las células líder-seguidoras. Este modelo ayuda a avanzar en las estrategias de ingeniería de tejidos y los enfoques de terapia contra el cáncer.

Modelo 2.5D para la caracterización mecánica ex vivo de la angiogénesis germinal en tejido vivo

Aprende a generar mapas de adhesión por cizallamiento usando redes microvasculares sintéticas SynVivo. Este método computacional permite obtener datos completos de un solo experimento, ahorrando tiempo y reactivos significativamente.

Generación de Shear Adhesión Mapa Utilizando SynVivo redes microvasculares sintético

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