Un método para Sistemática Electroquímica y electrofisiológico Evaluación de Neuronales Grabación Electrodos

El objetivo general de este procedimiento es determinar de forma fiable el mejor electrodo para el registro neural agudo. Esto se logra modificando primero los electrodos desnudos, en este caso a través de la deposición de polímeros conductores orgánicos. El segundo paso es probar las propiedades in vitro de los recubrimientos.

A continuación, los electrodos se colocan en un modelo animal de rata para el registro neuronal agudo. El paso final es volver a probar los electrodos in vitro para determinar su bioestabilidad. En última instancia, se utiliza una comparación de diferentes electrodos mediante una serie de técnicas analíticas, como la electrofisiología y la electroquímica, para determinar las propiedades químicas y físicas clave de los implantes neuronales.

Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el desarrollo de nuevas interfaces cerebro-máquina, como qué propiedades clave del electrodo pueden mejorar la relación señal-ruido y la inq a la bioestabilidad. Sime y Morgan me ayudarán con este procedimiento. Comience este procedimiento anestesiando a una rata mediante una inyección IP de uretano.

Asegure el inicio de la anestesia mediante la prueba de un reflejo de retirada de pellizco del dedo del pie. Si la anestesia no es suficiente, se deben administrar dosis suplementarias de uretano. A continuación, afeita la cabeza de la rata.

Colóquelo en posición prona sobre una placa de homeo themic. A continuación, inserte una sonda rectal para mantener la placa homeo a 37,5 grados centígrados. A continuación, coloque una barra auricular en la posición final aproximadamente esperada dentro del marco estereotáxico y ajuste el animal para colocar la barra auricular en la acústica acústica externa.

A continuación, alinee la segunda barra auricular y colóquela en el mitos acústico externo contralateral. Después de eso, coloque al animal de manera que alinee las barras de las orejas con el soporte del diente. Abre la mandíbula del animal con un par de pinzas de dientes de rata.

Enganche los incisivos superiores sobre el soporte del diente y sujete la nariz en su lugar. Luego haga una incisión en la piel de la cabeza aproximadamente a un milímetro a la derecha de la línea media, y de 10 milímetros rostral a 10 milímetros. Los camples de Lambda retraen la piel y el músculo lateralmente de la incisión.

Para exponer los huesos parietal e interparietal, frote la superficie del hueso expuesto con una solución de peróxido de hidrógeno al 20% y una gasa bajo el microscopio. Taladre un orificio de aproximadamente tres milímetros cuadrados en el hueso interparietal lo más cerca posible de Lambda y la línea media. Enjuague el orificio con solución salina estéril para eliminar cualquier hueso, polvo o fragmentos que puedan dañar el electrodo.

Después de eso, disecciona por debajo del pescuezo con las tijeras romas. Para crear una cavidad, envuelva un alambre de plata, cloruro de plata con algodón y sature con solución salina. A continuación, inserte el electrodo de referencia en la cavidad.

Posteriormente, realizar una incisión en la duramadre en el plano sagital. Con la punta de una aguja, conecte el mazo de electrodos al manipulador de electrodos. A continuación, ajuste su posición sobre la abertura con un ángulo de cojo Ros de 19 grados.

Inserte manualmente el electrodo aproximadamente dos milímetros en el cerebro hacia el colono inferior. A continuación, coloque el altavoz en la barra auricular hueca izquierda. Asegúrese de que el amplificador esté encendido.

Después de eso, cierre la puerta de la cámara de grabación. Ahora emite ráfagas de ruido blanco. La velocidad máxima a la que se deben entregar ráfagas es de una ráfaga cada 200 milisegundos.

Al mismo tiempo, controle la actividad de cada electrodo mediante el microaccionamiento motorizado. Inserte lentamente la guía de electrodos hasta que se registre la actividad acústica en los tres electrodos más distales de cada vástago. A continuación, realice el protocolo de estimulación acústica utilizando 300 repeticiones de ráfagas de ruido blanco de 50 milisegundos con una tasa de repetición de un segundo a 70 decibelios, y registre la actividad de varias unidades en cada electrodo a una frecuencia de muestreo de 24,4 kilohercios.

Inserte lentamente la guía de electrodos otras 200 micras en el colículo inferior para colocar cada electrodo aproximadamente en la misma posición que el electrodo más distal desde la posición de registro inicial. A continuación, repita el protocolo de estimulación acústica y registro neuronal. Continúe insertando la guía de electrodos en pasos de cien micras y realice la estimulación acústica y el protocolo de registro neuronal hasta que todos los electrodos hayan registrado la actividad acústica desde al menos tres posiciones.

A continuación, retraiga la guía de electrodos en pasos de 200 micras y continúe realizando la estimulación acústica y el protocolo de registro neuronal hasta que se logre la posición inicial de la guía de electrodos. A continuación, retraiga con cuidado la guía de electrodos manualmente. En este procedimiento, enjuague suavemente la guía de electrodos con agua destilada para eliminar cualquier contaminación.

A continuación, conecte la guía de electrodos a una estación de potencial. Coloque con cuidado la guía de electrodos en la solución de prueba y colóquela en su lugar. A continuación, conecte el contador y los electrodos de referencia a la estadística de potencial utilizando la estadística de potencial.

Realice espectroscopía de impedancia electroquímica secuencial y telemetría de vol cíclico en todos los electrodos. Se utiliza un tiempo de silencio de un segundo entre cada prueba. Los 32 electrodos están en contacto con la solución durante la sesión de prueba completa de una hora.

Después, retire la guía de electrodos de la solución de prueba y enjuague suavemente con agua desionizada. Coloque la guía de electrodos en una solución de limpieza enzimática durante 24 horas. A continuación, repita los procedimientos de nuevo antes de guardar la sonda en un recipiente protector seco para evitar daños y degradación de la superficie del electrodo.

Esta figura muestra el histograma de tiempo periestímulo medido en cada electrodo promediado en 300 repeticiones a 70 decibelios, ruido blanco a cero micras y profundidades de inserción de 800 micras en el colículo inferior. Los electrodos recubiertos se indican con un asterisco, y esta figura muestra los datos de flujo medidos en cada electrodo con ráfagas de ruido blanco de 70 decibelios a cero micras y profundidades de inserción de 800 micras en el colículo inferior. Los electrodos codificados se indican con un asterisco.

Aquí se muestra la relación señal/ruido durante la inserción y retracción de la guía de electrodos en el colículo inferior. 70 decibelios. El ruido blanco en el electrodo representativo sin recubrimiento se indica mediante la línea discontinua, y el electrodo recubierto de polímero conductor se indica mediante la línea sólida que se muestra aquí hay diferentes niveles de presión sonora de 40 a 70 decibelios en un polímero conductor recubierto Siguiendo este protocolo.

Se pueden aplicar otros métodos, como la fotoespectroscopia de electrones de rayos X y la espectrometría de masas, para comprender los diferentes tipos de proteínas que se absorben en la superficie de un electrodo y cómo los diferentes materiales podrían estar afectando a estas.