Un método para Sistemática Electroquímica y electrofisiológico Evaluación de Neuronales Grabación Electrodos

El objetivo general de este procedimiento es determinar de manera confiable el mejor electrodo para la grabación neural aguda. Esto se logra primero modificando los electrodos desnudos, en este caso mediante la deposición de polímeros conductores orgánicos. El segundo paso consiste en evaluar las propiedades de los recubrimientos in vitro.

A continuación, los electrodos se colocan en un modelo animal de rata para la grabación neural aguda. El paso final consiste en volver a probar los electrodos in vitro para determinar su estabilidad biológica. En última instancia, se utiliza una comparación de diferentes electrodos mediante una serie de técnicas analíticas, incluyendo electrofisiología y electroquímica, para determinar las propiedades químicas y físicas clave de los implantes neurales.

Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el desarrollo de nuevas interfaces cerebro-máquina, como cuáles propiedades clave de los electrodos pueden mejorar la relación señal-ruido y la estabilidad biológica. Sime y Morgan me ayudarán con este procedimiento. Comience este procedimiento anestesiando una rata mediante inyección intraperitoneal de uretano.

Asegúrese del inicio de la anestesia probando el reflejo de retirada ante un pellizco en el dedo del pie. Si la anestesia no es suficiente, deben administrarse dosis suplementarias de uretano. A continuación, afeite la cabeza de la rata.

Colóquelo en posición prona sobre una placa homeotérmica. Luego, inserte una sonda rectal para mantener la placa homeotérmica a 37,5 grados Celsius. Posteriormente, coloque una barra auricular en la posición final aproximadamente esperada dentro del marco estereotáxico y ajuste el animal con el fin de posicionar la barra auricular en el conducto acústico externo.

Luego alinee la segunda barra auricular y colóquela en el meato acústico externo contralateral. A continuación, coloque al animal para alinear las barras auriculares con el soporte dental. Abra la mandíbula del animal con una pinza dental para ratas.

Enganche los incisivos superiores sobre el soporte dental y sujete la nariz en su lugar. Luego, realice una incisión en la piel de la cabeza aproximadamente un milímetro a la derecha de la línea media, y desde 10 milímetros hacia la parte rostral hasta 10 milímetros. Retire lateralmente la piel y el músculo desde la incisión, partiendo del punto Lambda.

Para exponer los huesos parietales e interparietales, limpie la superficie del hueso expuesto con una solución de peróxido de hidrógeno al 20 % y una gasa bajo el microscopio. Taladre un orificio de aproximadamente tres milímetros cuadrados en el hueso interparietal lo más cerca posible de Lambda y de la línea media. Lave el orificio con solución salina estéril para eliminar cualquier hueso, polvo o fragmentos que puedan dañar el electrodo.

A continuación, disecar por debajo de la nuca con tijeras romas. Con el fin de crear una cavidad, envolver un alambre de plata-cloruro de plata con algodón y saturarlo con solución salina. Luego insertar el electrodo de referencia en la cavidad.

Posteriormente, realice una incisión en la duramadre sobre el plano sagital. Utilizando la punta de una aguja, fije la matriz de electrodos al manipulador de electrodos. A continuación, ajuste su posición sobre la abertura con un ángulo de Ros coddle de 19 grados.

Inserte manualmente el electrodo aproximadamente dos milímetros dentro del cerebro, en dirección al colículo inferior. Luego conecte el altavoz al barra ótica hueca izquierda. Asegúrese de que el amplificador esté encendido.

A continuación, cierre la puerta de la cámara de grabación. Ahora aplique ráfagas de ruido blanco. La frecuencia máxima a la que deben aplicarse las ráfagas es una ráfaga cada 200 milisegundos.

Al mismo tiempo, supervise la actividad en cada electrodo utilizando el microposicionador motorizado. Inserte lentamente la matriz de electrodos hasta que se registre actividad inducida acústicamente en los tres electrodos más distales de cada rama. Luego, realice el protocolo de estimulación acústica usando 300 repeticiones de ráfagas de ruido blanco de 50 milisegundos con una frecuencia de repetición de un segundo a 70 decibeles, y registre la actividad multiunidad en cada electrodo a una frecuencia de muestreo de 24,4 kilohercios.

Inserte lentamente la matriz de electrodos otros 200 micrones en el colículo inferior para posicionar cada electrodo aproximadamente en la misma posición que el electrodo más distal de la posición inicial de registro. Luego, repita el protocolo de estimulación acústica y registro neural. Continúe insertando la matriz de electrodos en pasos de cien micrones y realice el protocolo de estimulación acústica y registro neural hasta que todos los electrodos hayan registrado actividad inducida acústicamente desde al menos tres posiciones.

A continuación, retraiga la matriz de electrodos en pasos de 200 micrones y continúe realizando el protocolo de estimulación acústica y grabación neural hasta alcanzar la posición inicial de la matriz de electrodos. Luego, retire cuidadosamente la matriz de electrodos manualmente. En este procedimiento, enjuague suavemente la matriz de electrodos con agua destilada para eliminar cualquier contaminación.

Luego, conecte la matriz de electrodos a un potenciostato. Coloque cuidadosamente la matriz de electrodos en la solución de prueba y sujétela en su lugar. A continuación, conecte los electrodos contraeletrodo y de referencia al potenciostato utilizando el potenciostato.

Realice espectroscopía de impedancia electroquímica secuencial y voltametría cíclica en todos los electrodos. Se utiliza un tiempo de reposo de un segundo entre cada prueba. Los 32 electrodos permanecen en contacto con la solución durante toda la sesión de pruebas, que dura una hora.

Posteriormente, retire la matriz de electrodos de la solución de prueba y enjuáguela suavemente con agua desionizada. Coloque la matriz de electrodos en una solución enzimática de limpieza durante 24 horas. Luego repita los procedimientos nuevamente antes de almacenar la sonda en un recipiente protector seco para prevenir daños y degradación de la superficie del electrodo.

Esta figura muestra el histograma del tiempo peri estímulo medido en cada electrodo, promediado sobre 300 repeticiones a 70 decibelios, ruido blanco a profundidades de inserción de cero micrómetros y 800 micrómetros en el colículo inferior. Los electrodos recubiertos se indican con un asterisco, y esta figura muestra los datos de transmisión medidos en cada electrodo con ráfagas de ruido blanco de 70 decibelios a profundidades de inserción de cero micrómetros y 800 micrómetros en el colículo inferior. Los electrodos codificados se indican con un asterisco.

La relación señal-ruido durante la inserción y retracción del array de electrodos en el colículo inferior se muestra aquí. 70 decibelios. El ruido blanco en el electrodo representativo sin recubrimiento se indica mediante la línea punteada, y el electrodo recubierto con polímero conductor se indica mediante la línea continua. Aquí se muestran diferentes niveles de presión sonora de 40 a 70 decibelios en un electrodo recubierto con polímero conductor siguiendo este protocolo.

Otros métodos como la espectroscopía de fotoelectrones de rayos X y la espectrometría de masas pueden aplicarse para comprender los diferentes tipos de proteínas que se adsorben sobre una superficie de electrodo y cómo los diferentes materiales podrían estar afectando a estas.