Name: Estudio de la Migración celular en Canales Microfabricated (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Aprende a estudiar la migración celular confinada en canales microfabricados de PDMS con fibronectina. Este método cuantitativo permite analizar velocidades de diferentes tipos celulares mediante microscopía.

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Los autores agradecen enormemente la plataforma PICT IBISA en el Institut Curie (CNRS UMR144). Este trabajo fue financiado por becas de: el Consejo Europeo de Investigación para AM.LD (Strapacemi 243.103), el Nationale pour la Recherche Asociación (ANR-09-Piri-0027-PCVI), la fundación InnaBiosanté (Micemico) a MP y AM. LD y el joven investigador subvención ERC Strapacemi a AM.LD.

Nota importante: Este protocolo supone que el molde que contiene la forma de los microcanales deseados ya se ha hecho. Más información sobre la preparación del molde ha sido ya publicada 10. Este protocolo también asume que la cultura los DC de la médula ósea se conoce. 1. Fabricación de chips <ol><li> Mezclar el aceite PDMS y agente de curado en una relación en peso de 10:01 en un vaso de plástico. Mezclar ambos compuestos a fondo. </li><li> Fundido la mezcla en los microcanales de cojinete de molde. La altura total debe estar entre 0,5 a 1 cm. </li><li> Elimine las burbujas de aire en una campana de vacío durante 1 hora. </li><li> PDMS endurecer en el molde mediante la colocación de este último en un horno durante 2 horas a 65 ° C. </li><li> Una vez que el PDMS es a temperatura ambiente, se cortó un pedazo grande alrededor de la estructura con una cuchilla quirúrgica y despegarlo del molde (Figura 1A). </li><li> Perforar agujeros donde se inyectan células (normalmente 2 mm) y cambiar el tamaño del PDMScon una hoja de bisturí para ajustarse al tamaño de los platos con fondo de cristal en el que la migración se evaluará (Figura 1B). Antes de continuar, quitar el polvo residual de la cápsula, utilizando papel de limpieza de lentes. Esto favorece la unión de PDMS de vidrio se describe en el paso 1.10. </li><li> Limpie el chip PDMS redimensionada que contiene los canales por pegar y despegar la cinta adhesiva en los lados de la estructura. </li><li> Sonicar las piezas de PDMS 30 segundos en etanol al 70% para eliminar el polvo y las pequeñas partículas de PDMS. Seque rápidamente después por soplado de aire limpio. </li><li> Activar el PDMS (estructuras hacia arriba) y placas de cultivo por el aire (u oxígeno) de tratamiento con plasma durante 30 segundos a 300 mTorr. </li><li> Coloque ambas superficies activadas en contacto a pegarse permanentemente el PDMS al sustrato. Si es necesario, el uso de fórceps metálicos para presionar ligeramente en la parte superior de los PDMS para forzar el contacto entre el polímero y el vidrio del plato (Figura 1C). </li><li> Incubar el chip en el horno a 65 ° C FOr 1 hora de fortalecer la unión. </li></ol> 2. Recubrimiento de microcanales <ol><li> Activar toda la estructura por plasma de aire a 300 mTorr durante 1 min. Esto promoverá la entrada de líquido en los canales en el siguiente paso. </li><li> Llene rápidamente los orificios de entrada del chip con fibronectina a 10 g / ml en agua. Otros sustratos tales como PEG se pueden usar para modificar la adherencia de células a las paredes del canal. Preste atención a que el líquido se extiende a lo largo de toda la estructura. Esto se puede comprobar fácilmente a simple vista bajo luz normal o el uso de un microscopio de campo claro regular. NOTA: En estructuras muy pequeñas, en las que la difusión es más difícil, la entrada de líquido en los canales puede ser forzado mediante la colocación de la estructura en una campana de vacío durante al menos 15 min. Para comprobar la eficacia del recubrimiento sustratos fluorescentes se pueden utilizar (Figura 2). </li><li> Incubar 1 hora a temperatura ambiente para permitir la adsorción de la fibronectina o cualquier otro recubrimiento substtasa a las paredes de los canales. </li><li> Lavar el estructuras 3 veces con PBS para eliminar el sustrato no unido. </li><li> Después del lavado, proceda al Protocolo de 3 o almacenar el chip a 4 ° C para un uso posterior (24 horas máximo). </li></ol> 3. Celular Loading <ol><li> Retire la PBS de la placa y llenar el microsistema con medio celular. Deje incubar durante 1 hora para saturar los canales con el medio. NOTA: Para los experimentos con drogas como los inhibidores de moléculas, se aconseja preincubar los canales con un medio que contiene el fármaco en la concentración correcta. Además, algunos medicamentos tienden a solubilizar en la estructura de PDMS que reduce la concentración efectiva. Se han propuesto algunas soluciones para contrarrestar este problema 11-12. </li><li> Retire flotantes centros de datos y recuperar las células semi-adherentes mediante lavado con medio de cultivo. Contar las células utilizando un hemocitómetro. NOTA: Para imágenes núcleo, una tinción Hoechst 33342 se puede lograr de antemano por encubating 2 x 10 6 células durante 30 min con el colorante a 200 ng / ml en medio completo. Lavar dos veces por centrifugación para eliminar el exceso de tinte antes de seguir el protocolo. </li><li> Centrifugar las células a 300 xg durante 5 min (tiempo y velocidad pueden ser diferentes dependiendo del tipo de célula) y se elimina el medio. Diluir la pastilla para alcanzar una concentración de 20 x 10 6 células / ml. </li><li> Retire el exceso de medio de la placa y vaciar los orificios de entrada en la estructura de PDMS con una micropipeta. Rellene las entradas con 5 l de solución de células para alcanzar una cantidad de 1 x 10 5 células en cada orificio de entrada. ATENCIÓN: se necesita alta densidad celular para favorecer el contacto de las células con los canales. Densidad celular baja puede resultar en un bajo número de células dentro de los canales y el fracaso del experimento. </li><li> Incubar el microchip durante 30 min a 37 ° C en la incubadora. Añadir 2 ml de medio completo al plato experimento. NOTA: La estructura PDMS conjunto debe be cubierto con el fin de evitar el secado de las células durante el experimento. Si 2 ml no es suficiente, agregue más medio para cubrir completamente la estructura de PDMS. </li></ol> 4. Imaging <ol><li> Limpiar la superficie inferior externa de los platos con el tejido de limpieza de lentes antes de colocar las placas bajo el microscopio. </li><li> Para analizar la migración en gran número de células, utilizar un aumento de 10X y amplia iluminación de campo en un CO 2 y la temperatura y equipado de vídeo-microscopio (Figura 3). Para facilitar el seguimiento de la célula, Hoechst tinción ya la luz UV puede ser utilizado (véase el paso 3.2). La migración puede ser también analizado utilizando microscopía confocal con el fin de obtener una mayor resolución de las estructuras celulares durante la migración. </li><li> Para la microscopía de lapso de tiempo a 10 veces, elegir una frecuencia de tiempo de acuerdo a la velocidad de células esperada (normalmente 2 min para las células dendríticas migran a una velocidad de 5 m / min). Nota: El protocolo descrito aquí hace nOT incluye el análisis de los parámetros de la migración celular. Algunos puntos se enumeran en la discusión para aconsejar a los lectores sobre cómo proceder para extraer información de películas a intervalos. </li></ol>

<ol><li>Lauffenburger, D. A., Horwitz, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration%3A+a+physically+integrated+molecular+process%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Cell migration: a physically integrated molecular process.</a> Cell. 84 (3), 359-369 (1996).</li>
<li>Lämmermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li>
<li>Schor, S. L., Allen, T. D., Harrison, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration+through+three-dimensional+gels+of+native+collagen+fibres%3A+collagenolytic+activity+is+not+required+for+the+migration+of+two+permanent+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Sci%22%5BJournal%5D)">Cell migration through three-dimensional gels of native collagen fibres: collagenolytic activity is not required for the migration of two permanent cell lines.</a> J. Cell. Sci. 41, 159-175 (1980).</li>
<li>Steinman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decisions+about+dendritic+cells%3A+past%2C+present%2C+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Decisions about dendritic cells: past, present, and future.</a> Annu. Rev. Immunol. 30, 1-22 (2012).</li>
<li>Faure-André, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+dendritic+cell+migration+by+CD74%2C+the+MHC+class+II-associated+invariant+chain%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Regulation of dendritic cell migration by CD74, the MHC class II-associated invariant chain.</a> Science. 322 (5908), 1705-1710 (2008).</li>
<li>Renkawitz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+force+transmission+in+amoeboid+cell+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Adaptive force transmission in amoeboid cell migration.</a> Nat. Cell Biol. 11 (12), 1438-1443 (2008).</li>
<li>Jacobelli, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confinement-optimized+three-dimensional+T+cell+amoeboid+motility+is+modulated+via+myosin+IIA-regulated+adhesions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Confinement-optimized three-dimensional T cell amoeboid motility is modulated via myosin IIA-regulated adhesions.</a> Nat. Immunol. 11 (10), 953-961 (2010).</li>
<li>Irimia, D., Charras, G., Agrawal, N., Mitchinson, T., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polar+stimulation+and+constrained+cell+migration+in+microfluidic+channels%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Polar stimulation and constrained cell migration in microfluidic channels.</a> Lab Chip. 7 (12), 1783-1790 (2007).</li>
<li>Moreau, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+in+situ+cytometry+uncovers+T+cell+receptor+signaling+during+immunological+synapses+and+kinapses+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Dynamic in situ cytometry uncovers T cell receptor signaling during immunological synapses and kinapses in vivo.</a> Immunity. 37 (2), 351-363 (2012).</li>
<li>Heuzé, M. L., Collin, O., Terriac, E., Lennon-Duménil, A. M., Piel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration+in+confinement%3A+a+micro-channel-based+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell migration in confinement: a micro-channel-based assay.</a> Methods Mol. Biol. 769, 415-434 (2011).</li>
<li>Ren, K., Zhao, Y., Su, J., Ryan, D., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convenient+method+for+modifying+poly%28dimethylsiloxane%29+to+be+airtight+and+resistive+against+absorption+of+small+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Convenient method for modifying poly(dimethylsiloxane) to be airtight and resistive against absorption of small molecules.</a> Anal. Chem. 82 (14), 5965-5971 (2010).</li>
<li>Ren, K., Dai, W., Zhou, J., Su, J., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-Teflon+microfluidic+chips%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Whole-Teflon microfluidic chips.</a> PNAS. 108 (20), 8162-8166 (2011).</li>
<li>Maiuri, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+first+World+Cell+Race%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">The first World Cell Race.</a> Curr Biol. 22 (17), 673-675 (2012).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Aquí se describe un dispositivo compuesto de microcanales como un método para estudiar las propiedades migratorias de gran número de células en los experimentos individuales. Este sistema experimental imita las limitaciones ambientales confinados que se encuentran en los tejidos por las células migratorias endógenos. Sin embargo, al forzar la migración en una sola dimensión, que facilita el seguimiento automático de células y la extracción de los mensurables (Figura 5). También mostramos que nuestro dis...

La migración es una función celular complejo que es importante para muchos procesos fisiológicos en los organismos multicelulares, incluyendo el desarrollo, las respuestas inmunes, y la regeneración de tejidos. Además, determinadas situaciones patológicas tales como la invasión tumoral y la metástasis dependen de la motilidad celular 1. Por estas razones, la migración celular se ha convertido en un importante campo de estudio en el contexto de la investigación fundamental y traslacional. In vivo, la mayoría de los tejidos se caracterizan por una rica matriz extracelular y de alta densidad celular. La migración celular, por lo tanto, en condiciones fisiológicas, se produce en un ambiente confinado complejo. Clásicamente, muy probablemente debido a razones históricas y límites técnicos, la migración celular se ha estudiado en sistemas 2D planas que no se reproducen muchas de las propiedades de entorno que se encuentran en los tejidos, tales como el confinamiento. Por otra parte, factores como la adhesión celular, que son esenciales para la motilidad en 2D, recientemente se han mostrado no ser necessariamente necesarios para la migración en vivo o dentro de un gel, lo que sugiere que los mecanismos que gobiernan la locomoción celular en 2D y en otros ambientes son distintos 2. Varios sistemas se han desarrollado para imitar las complejas propiedades de los tejidos, los más famosos geles de colágeno bienestar, cuyo objetivo es la recapitulación de las propiedades de la composición de la matriz extracelular 3. Aquí proponemos microcanales como un método complementario simple que permite la migración de células de estudio en una dimensión en un ambiente confinado. En este sistema las células migran a lo largo de microcanales en la que entran espontáneamente. Células migratorias entonces adquieren la forma de los canales, la adopción de una geometría tubular que lo más probable refuerza su polaridad. El movimiento lineal de las células en los canales permite el seguimiento automático de células y la extracción de parámetros cuantitativos de los experimentos. Desde el punto de vista técnico, este sistema es fácil y flexible. El revestimieg de las paredes del canal se puede manipular, el tamaño y la forma de los canales pueden ser adaptados, y un gran número de células puede ser analizado en los experimentos individuales. Este sistema puede ser también ampliadas al realizar el análisis de la pantalla de medio alcance de moléculas implicadas en la motilidad celular. El protocolo descrito aquí se ha estandarizado el uso de células dendríticas (DC) como un modelo celular. Estas células son clave para el sistema inmune a medida que participan en la iniciación y el mantenimiento de las respuestas inmunes específicas 4. In vitro, países en desarrollo se ha demostrado que migrar de forma espontánea en ambientes confinados y son por lo tanto un buen modelo para estudiar la motilidad celular en microcanales 5,6 . Es importante destacar que este sistema se puede ampliar para analizar la migración de cualquier otro tipo de células móviles como linfocitos T, neutrófilos, o células tumorales 7-9.

<table><tbody><tr><td>Polidimetilsiloxano (PDMS)</td><td>GE Siliconas</td><td>RTV615</td><td>Paquete de 90% de base de silicona y 10% de agente de curado</td></tr><tr><td>Cortador de muestras de núcleo</td><td>Ted Pella Int.</td><td>Harris Uni-Core</td><td>Diámetro 2,5 mm</td></tr><tr><td>Plato con fondo de cristal</td><td>WPI</td><td>Fluorodish FD 35-100</td><td></td></tr><tr><td>Limpiador ultrasónico</td><td>Branson Ultrasonics</td><td>Branson 200</td><td></td></tr><tr><td>Limpiador de plasma</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC 32 G</td><td>Para muestras pequeñas (35 platos). También está disponible una versión más grande</td></tr><tr><td>Fibronectina de plasma bovino</td><td>Sigma</td><td>Aldrich F0895</td><td></td></tr><tr><td>PolyLysine injertado PEG (Pll-g-PEG)</td><td>Susos</td><td>PLL(20)-g[3.5]-PEG(5)</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B2261</td><td></td></tr><tr><td>Y27632</td><td>TOCRIS</td><td>1254</td><td></td></tr></tbody></table>

estudio de la migración celular en canales microfabricated

Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

El método aquí descrito permite el estudio de la migración de células en condiciones de confinamiento en una dimensión. Se basa en el uso de canales microfabricados, que imponen un fenotipo polarizado a las células por las limitaciones físicas. Una vez dentro de los canales, las células tienen sólo dos posibilidades: seguir adelante o hacia atrás. Esta migración simplificado en el que la direccionalidad está restringida facilita el seguimiento automático de las células y la extracción de parámetros cuantitativos para describir el movimiento celular. Estos parámetros incluyen la velocidad de célula, los cambios de dirección, y las pausas durante el movimiento. Los microcanales son también compatibles con el uso de marcadores fluorescentes y son por lo tanto adecuados para estudiar la localización de los orgánulos y las estructuras intracelulares durante la migración celular en alta resolución. Por último, la superficie de los canales se puede funcionalizar con diferentes sustratos, lo que permite el control de las propiedades adhesivas de los canales o el estudio de Haptotaxis. En resumen, el sistema de hERE descrito está destinado a analizar la migración de grandes números de células en condiciones en las que se controlan tanto la geometría y de la naturaleza bioquímica del medio ambiente, lo que facilita la normalización y reproducibilidad de los experimentos independientes.

En cada experimento la superficie de la PDMS se recubre con una molécula adaptada a los intereses del estudio. La figura 2 muestra los canales revestidos con una molécula fluorescente, PLL-g-PEG, antes y después de lavar (paso 2.4). Tal experimento permite el control de la homogeneidad del recubrimiento en los canales. Después de la carga de células, microscopía de vídeo se puede realizar para seguir la migración celular. Figura 3A muestra un ejemplo de la m...

Un método cuantitativo para estudiar la migración espontánea de las células en un microambiente confinado unidimensional se describe. Este método tiene la ventaja de canales microfabricados y se puede utilizar para estudiar la migración de gran número de células bajo diferentes condiciones en los experimentos individuales.

Estudio de la Migración celular en Canales Microfabricated

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

El objetivo general del siguiente experimento es preparar canales microfabricados para estudiar la migración celular confinada espontánea. Esto se logra primero preparando el chip de poli(dimetilsiloxano) o PDMS que contiene los canales. Como segundo paso, los canales se recubren con fibronectina u otro sustrato de recubrimiento, lo que permite la funcionalización del dispositivo.Después de varios lavados, se cargan células dendríticas en el microsistema para estudiar la migración celular. Se obtienen resultados que muestran diferencias en la velocidad para diferentes tipos celulares o tratamientos, basados en microscopía y análisis de imágenes. La ventaja principal de esta técnica frente a métodos existentes como la migración clásica en dos compartimentos es que abordamos la geometría y la confinamiento de las células.Por lo general, las personas nuevas en este método tendrán dificultades debido a la precisión necesaria para realizar cada paso. Para comenzar, mezcle en un vaso de plástico aceite de PDMS y agente de curado en una proporción de peso de 10 a 1, mezclando ambos compuestos completamente. Vierta luego la mezcla sobre el molde que contiene los microcanales. La altura total debe estar entre 0,5 y 1 centímetro.Elimine cualquier burbuja de aire en una campana de vacío durante una hora, luego endurezca el PDMS en el molde colocándolo en un horno durante dos horas a 65 grados Celsius. Después de que el PDMS se enfríe a temperatura ambiente, corte un trozo grande alrededor de la estructura con una hoja quirúrgica y despréndalo del molde. A continuación, perfore orificios donde se inyectarán las células y ajuste el tamaño del PDMS con una hoja quirúrgica para que encaje en placas de vidrio con fondo de cristal en las cuales se evaluará la migración. Limpie.El chip de PDMS redimensionado que contiene los canales se somete a sonicación en los laterales de la estructura con cinta adhesiva pegada y despegada. Somete las piezas de PDMS a 30 segundos en etanol al 70 % para eliminar polvo y partículas pequeñas de PDMS antes de continuar. Retira el polvo residual del recipiente utilizando papel para limpieza de lentes.Activee el PDMS y las placas de cultivo mediante un tratamiento de plasma de aire durante 30 segundos a 300 mililitros, coloque ambas superficies activadas en contacto para adherir permanentemente el PDMS al sustrato si es necesario. Utilice pinzas metálicas para presionar ligeramente la parte superior del PDMS y forzar el contacto entre el polímero y el vidrio de la placa. Incube el dispositivo en el horno a 65 grados Celsius durante una hora.Para fortalecer la unión, active toda la estructura mediante plasma de aire a 300 militorr durante un minuto. Esto promoverá la entrada del líquido en los canales en el siguiente paso. A continuación, llene rápidamente los orificios de entrada del chip con fibronectina a 10 microgramos por mililitro en agua.Otros sustratos, como el polietilenglicol, pueden utilizarse para modificar la adhesión celular a las paredes del canal. Preste atención a que el líquido se extienda por toda la estructura. Esto puede verificarse fácilmente a simple vista bajo luz normal o utilizando un microscopio de campo claro convencional.Luego, incube la estructura durante una hora a temperatura ambiente para permitir la absorción de la fibronectina o cualquier otro sustrato de recubrimiento en las paredes de los canales. Finalmente, lave las estructuras para eliminar el sustrato no unido retirando todo el líquido de los canales y del recipiente antes de sumergirlos en solución salina tamponada con fosfato o PBS durante cinco minutos. Retire el PBS de la placa y llene el microsistema con medio celular.Incube la placa durante una hora para saturar los canales con el medio y recoger las células para la obtención de imágenes. Elimine las células dendríticas en suspensión y recupere las células semiadherentes lavando la placa con medio de cultivo. Antes de contar las células.Utilizando un centrífugo de citómetro de hemo, centrifugar las células a 300 veces G durante cinco minutos y desechar el medio. Diluir el precipitado para alcanzar una concentración de 20 millones de células por mililitro. Retirar el exceso de medio de la placa y vaciar los orificios de entrada en la estructura de PDMS.Utilizando una micropipeta, luego rellene los orificios con cinco microlitros de solución celular para alcanzar una cantidad de uno por diez a la quinta de células en cada orificio. Después de incubar el microchip durante 30 minutos a 37 grados Celsius en el incubador, agregue dos mililitros de medio completo al recipiente del experimento para la obtención de imágenes.Primero, limpie la superficie inferior externa de las placas con un tejido para limpieza de lentes antes de colocarlas bajo el microscopio. Para analizar la migración en un gran número de células, utilice un aumento de 10 x e iluminación de campo amplio en un microscopio de video equipado con CO2 y control de temperatura para facilitar el seguimiento celular. La tinción de Hirsch y la luz ultravioleta pueden usarse como se describe en el protocolo del texto para la microscopía de lapso de tiempo con un aumento de 10 x.Elige una frecuencia de tiempo según la velocidad esperada de las células. Esto suele ser de dos minutos para células dendríticas que migran a una velocidad de cinco micrones por minuto. En cada experimento, la superficie del PDMS se recubre con una molécula adaptada al objetivo del estudio.En esta figura, los canales están recubiertos con una molécula fluorescente. Polilisina injertada en polietilenglicol antes y después del lavado. Dicho experimento permite controlar la homogeneidad del recubrimiento en los canales; posteriormente, se puede realizar microscopía de video para seguir la migración celular.Aquí se muestra un ejemplo de células dendríticas migrando en microcanales a una densidad adecuada para rastrear las células. Tanto el contraste de fase como la tinción de hersch pueden utilizarse con este fin. La técnica también es compatible con microscopía confocal fluorescente de mayor resolución y puede emplearse para rastrear orgánulos o estructuras celulares, como se observa en la dinámica de la actina polimerizada en células dendríticas migratorias que expresan life act GFP.Un ejemplo de cuantificación de la motilidad celular analizada en células dendríticas migratorias se muestra aquí. La fuerza generada por células dendríticas de tipo silvestre o tratadas con clorhidrato de Y 27 632 muestra que el fármaco es un inhibidor bien caracterizado de la contractilidad y la migración celular, y se utilizó para verificar la capacidad del sistema para detectar cambios en la velocidad. El kog puede analizarse más a fondo para extraer la posición y el tamaño de las células en función del tiempo, lo que permite el estudio de diferentes parámetros para describir la migración celular.La velocidad de migración se rastreó mediante imágenes de la posición del núcleo utilizando un software casero. Las células dendríticas tienen una velocidad media cercana a seis micrones por minuto. El tratamiento con el fármaco disminuye significativamente su velocidad.Este ejemplo muestra el poder de la técnica, que permite la cuantificación de grandes cantidades de células en experimentos individuales y la utilidad del sistema para detectar diferencias inducidas por tratamientos farmacológicos. Una vez dominada, la técnica aquí demostrada puede realizarse en tres horas si se lleva a cabo correctamente después de su desarrollo. Esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la migración estudiaran la locomoción celular en entornos confinados controlados.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingeniería

Un dispositivo de microfluidos en compartimientos para la investigación de la migración de células madre del cáncer se describe. Esta novedosa plataforma crea un microambiente celular viable y permite la visualización microscópica de locomoción de células vivas. Muy móviles células cancerosas se limitan a estudiar los mecanismos moleculares de la infiltración agresivo, que puede conducir a terapias más eficaces en el futuro.

Evaluación de la migración de las células madre del cáncer compartimentar Utilizando dispositivos de microfluidos y imágenes de células vivas

El ensayo de motilidad phagokinetic track es un método usado para evaluar el movimiento de las células. Específicamente, el ensayo mide la quimiocinesis (motilidad celular aleatoria) en el tiempo de una manera cuantitativa. El ensayo se aprovecha de la capacidad de las células para crear una pista medible de su movimiento en coloidales de oro revestido con cubreobjetos.

Una evaluación cuantitativa de la migración celular mediante el ensayo de la canción Motilidad Phagokinetic

Un método para el montaje de gradientes adhesivas y soluble en una cámara de microscopía para estudios en vivo de células de migración se describe. El entorno de ingeniería combina superficies antiincrustantes y pistas adhesivas con gradientes de solución y por lo tanto permite determinar la importancia relativa de las señales de orientación.

Creación de degradados adhesivas y soluble para la migración celular con imágenes de microscopía de fluorescencia

La migración celular es una parte importante del desarrollo humano y de la vida. Con el fin de comprender los mecanismos que pueden alterar la migración celular, presentamos un sistema de difusión de gradiente planar para investigar la quimiotaxis en una matriz de colágeno en 3D, lo que permite superar las limitaciones de la cámara de difusión moderna de los ensayos existentes.

Planar Sistema de Difusión de degradado para Investigar quimiotaxis en una matriz de colágeno 3D

Se han desarrollado muchos dispositivos microfluídicos para su uso en el estudio de la electrotaxis. Sin embargo, ninguno de estos chips permite el estudio eficiente de los efectos simultáneos del campo químico y eléctrico (FE) en las células. Desarrollamos un dispositivo basado en polimetilmetacrilato que ofrece una FE coexistente mejor controlada y estimulación química para su uso en la investigación de electrotaxis.

Estudios electrotaxis de pulmón células de cáncer utilizando un Multicanal Dual-campo eléctrico chip de microfluidos

Este protocolo detalla un método adaptable para medir la migración de células en respuesta a quimioatrayentes, que también pueden ser utilizados para determinar la velocidad de difusión de un fármaco fuera de una matriz de polímero.

Una Cámara personalizable para medir la migración celular

El control de los gradientes químicos y de oxígeno es esencial para los cultivos celulares. En este artículo se presenta un dispositivo microfluídico de polidimetilsiloxano-policarbonato (PDMS-PC) capaz de generar de forma fiable combinaciones de gradientes químicos y de oxígeno para estudios de migración celular, que puede utilizarse prácticamente en laboratorios biológicos sin necesidad de instrumentación sofisticada.

Polidimetilsiloxano-policarbonato celular dispositivos de microfluidos para Estudios de Inmigración en virtud perpendicular Química y gradientes de oxígeno

La migración celular colectiva en el desarrollo, la cicatrización de heridas y la metástasis del cáncer a menudo se guía por los gradientes de los factores de crecimiento o moléculas de señalización. Aquí se describe un sistema experimental que combina la microscopía de tracción con un sistema microfluídico y una demostración de cómo cuantificar la mecánica de la migración colectiva bajo gradiente bioquímico.

Microscopía de tracción integrada con microfluídicos para la migración colectiva quimiotáctica

En este protocolo, se emplea un ensayo biomimético de microfluidos, que puede reproducir un entorno microvascular fisiológicamente relevante y reproducir toda la cascada de adhesión/migración de leucocitos, para estudiar las interacciones leucocitarios-células endoteliales en la enfermedad inflamatoria.

Un sistema microfisiológico para estudiar la interacción leucocitario-endotelial durante la inflamación

Aquí se presenta un protocolo para la evaluación cuantitativa de la migración celular 3D dentro y hacia la interfaz de hidrogeles granulares.

Cuantificación de la migración celular tridimensional dentro y hacia biomateriales de hidrogel granular

Aprende a estudiar la migración celular confinada en canales microfabricados de PDMS con fibronectina. Este método cuantitativo permite analizar velocidades de diferentes tipos celulares mediante microscopía.

Estudio de la Migración celular en Canales Microfabricated

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