Name: En Vivo electrofisiológicos mediciones sobre los nervios ciáticos de ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 7 s
Description: Aprenda a realizar mediciones electrofisiológicas en nervios ciáticos de ratones anestesiados. Este protocolo permite evaluar propiedades de conducción nerviosa in vivo para estudiar enfermedades neuromusculares.

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Este trabajo fue apoyado por SFB 604, DFG MO 1421/2-1 y Krebshilfe 107089 (HM). AS es destinatario de un Premio Joven Investigador de Tumor Infantil Foundation (Nueva York, EE.UU.).

El presente estudio se realizó de acuerdo a la Ley de Protección de Animales de la República Federal de Alemania (Tierschutzgesetz der República Federal de Alemania) y fue aprobado por la Oficina Estatal de Turingia para la Inocuidad de los Alimentos y Protección del Consumidor (Thüringer Landesamt für Lebensmittelsicherheit und Verbraucherschutz). 1. Configuración de las mediciones <ol><li> Se anestesia a los ratones por isoflurano / O 2 inhalación - para la iniciación de la anestesia 3%, para el mantenimiento de 2% de isoflurano en oxígeno al 100% (Figura 1). Confirme la anestesia suficientes probando los reflejos simples, como los reflejos del movimiento y las pruebas de sensibilidad para el dolor leve. Se recomienda el uso de una pomada en los ojos para evitar la sequedad durante la anestesia, pero no es indispensable ya que el procedimiento suele durar sólo 30 min / animal en total. En el caso de los experimentos de supervivencia, administrar oportuna ya analgésicos de acción para el control del dolor postoperatorio. </li><li> Afeitarse la piel que cubre las extremidades posteriores con una maquinilla de afeitar eléctrica y realizar la depilación con una crema de depilación disponibles en el mercado, mientras que los animales están ya en la analgesia. Con el fin de mantener el estatus libre de patógenos durante todo el procedimiento, utilice guantes asépticos y utilizar siempre instrumentos cuidadosamente limpiados con etanol al 70%. </li><li> Control de estabilidad de la temperatura del cuerpo por una placa de calefacción controlada y retroalimentación (Figura 2) sonda termo rectal. Si es necesario, utilice un paño estéril para cubrir la placa de calentamiento entre los animales con el fin de mantener un entorno experimental estéril. Además, se recomienda utilizar una placa de calentamiento, que se controla electrónicamente a través de un sensor integrado para limitar la temperatura de calentamiento a ≤ 40 ° C con el fin de evitar daños en los tejidos. <img alt="Figura 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig1.jpg" /> Figura 1 Exp.configuración erimental mostrando un ratón anestesiado con extremidades posteriores afeitadas. </li><li> Tome electrocardiografía (ECG) grabaciones para monitorear la frecuencia cardiaca como un parámetro vital. Instalar tres electrodos para las grabaciones de ECG de la siguiente manera: un electrodo debajo de la piel de cada extremidad anterior y un electrodo debajo de la piel en la zona del cuello. </li><li> Electrodos Place anillo utilizando gel de contacto para la resistencia óptima conductividad / transferencia. El electrodo sensor (marcado en negro) se coloca en la posición en el músculo gastrocnemio tiene su diámetro máximo. El electrodo de referencia (indicado en rojo) se coloca justo debajo de la electrodo de detección. Nota: Por favor vea &#39;tabla de materiales &quot;para detalles del equipamiento. </li><li> Marque las posiciones de medida correctas con distancias predeterminadas pero consistentes entre los extremos proximal y estimulación del nervio ciático distal y el electrodo de plomo. Propuesta experimental: A una distancia de 4 mm del electrodo de detección, la estimulación distal se llevará a cabo.En una distancia de 16 mm hasta el electrodo de detección, la estimulación proximal se llevará a cabo (Figura 2). </li></ol><img alt="Figura 2" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig2.jpg" /> Figura 2. Imagen representativa que muestra la situación experimental justo antes del comienzo de las mediciones. La flecha blanca indica la posición de la detección (negro) y de referencia (rojo) de electrodo en el músculo gastrocnemio de la extremidad posterior izquierda. La estimulación por electrodos de aguja se realizará en las posiciones definidas en relación con el electrodo sensor negro. El punto de estimulación distal (punto negro con &quot;DS&quot; en la extremidad posterior izquierda) tiene una distancia de 4 mm del electrodo de detección; el lugar de la estimulación proximal (punto negro con &quot;ps&quot;) es de 16 mm de distancia. La línea roja en la extremidad posterior derecha muestra el ca<html> Imate curso anatómico del nervio ciático. Por otra parte, las posiciones aproximadas de los músculos de las extremidades traseras relevantes se muestran como puntos de referencia. El asterisco indica que la sonda térmica rectal. 2. Medición <ol><li> Principio: Realice una serie de estimulaciones nerviosas con repetitivamente generados pulsos de onda cuadrada única de 0,1 ms de duración por electrodos de aguja monopolar desechable 28 T (tasa de repetición 200 ms; ver Figura 3A). Para el análisis de datos fuera de línea, se recomienda para adquirir simultáneamente las señales de estimulación junto con la curva de respuesta de la función neuromuscular (Figura 3B) debido a la estimulación del nervio. Promedio, una serie de respuestas máximas (&quot;respuesta representativa de la función neuromuscular&quot;) para el análisis de datos posterior. Con el fin de obtener datos fiables, ficha y después promedio por lo menos 3, las curvas de respuesta óptimos independientes por zona de estimulación y de los animales. p_upload/51181/51181fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51181/51181fig3.jpg &quot;/&gt; Figura 3. Procedimiento para la adquisición de datos y análisis (presentación esquemática). Repetitivamente impulsos generados son aplicados para el nervio ciático a través de electrodos de aguja (fila superior en la Figura 3A). Al mismo tiempo, se registran varias curvas de respuesta neuromuscular correspondientes (fila inferior en la Figura 3A). Cuando promediado y ampliada, curvas de respuesta neuromuscular debido a impulsos de estimulación (fila superior de la Figura 3B) muestran las propiedades siguientes características (fila inferior de la Figura 3B): Latencia de la respuesta de la señal, así como la duración y la amplitud de la señal se indican y pueden ser obtenido para los cálculos y las estadísticas posteriores. Conducción de la señal irregular y / o grabaciones subóptimas suelen dar lugar a diversas deformaciones de señal con algo más que una positiva y una desviación negativa o deformación de la señal(Forma bimodal) con una reducción de la amplitud (Figura 3C). </li><li> Realizar la estimulación proximal con un electrodo de aguja en la posición determinada (&quot;PS&quot; en la Figura 2). <ol><li> Con el fin de lograr mejores condiciones de grabación con amplitudes máximas, visualizar las curvas de respuesta reales simultáneas para el proceso de estimulación. Al hacerlo, el experimentador es capaz de evaluar inmediatamente la forma de las curvas de respuesta, así como el tamaño de la amplitud. </li><li> Si es necesario, ligeramente y cuidadosamente manipular la posición y / o el ángulo de la aguja con respecto a la estimulación del nervio ciático. Este suave optimización de las condiciones de estimulación permite alcanzar amplitudes constantes con el valor más grande posible y una curva de respuesta de forma típica bifásica (Figura 4). </li></ol></li><li> Realice la estimulación distal con un electrodo de aguja en la posición determinada (&quot;DS&quot; en la Figura 2). </li><li> Después completion de la medida, transferir el ratón a prueba a una jaula separada hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. No deje un animal desatendido y en la compañía de otros animales hasta que se haya recuperado totalmente de la anestesia. Administrar oportuna ya analgésicos de acción para el control del dolor postoperatorio. La administración sistémica de fármacos antiinflamatorios no esteroideos (AINE) y los opioides se recomiendan durante 1-3 días. </li><li> Alternativamente, sacrifica el ratón sigue anestesiado en una manera rápida y cruel y evitarle más dolor para el animal, por ejemplo, la dislocación cervical. </li></ol><img alt="Figura 4" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51181/51181fig4.jpg" /> Figura 4. Ilustración para determinar las grabaciones CMAP con amplitudes máximas. Una serie de registro completo se presenta. (Un </strong&gt;) Punto de inserción con una respuesta mínima CMAP. (B) los resultados del movimiento de la aguja de estimulación leve en CMAP grabaciones con amplitudes máximas. (C) Los cambios adicionales en la colocación de agujas producen CMAP grabaciones con diferentes amplitudes entre ellos-cerca de la máxima amplitud. (D) La estimulación de reemplazo de la aguja con CMAP grabaciones de serie de amplitudes casi máximos. Nota: disminución típica en amplitudes de CMAP puede ocurrir durante la estimulación repetitiva en el sitio de estimulación óptima 12, 13. Los asteriscos indican las grabaciones CMAP con amplitudes máximas representados para el promediado. 3. Análisis <ol><li> Extraer parámetros de conducción nerviosa basadas en el conjunto de datos representativo respuesta de la función neuromuscular mediante un paquete de software apropiado (por ejemplo AtisaPro). Nota: Por favor, maneje la determinación de datos relacionada con el tiempo, con especial cuidado, porque la determinación del punto de inflexión de la acción motriz compuesto potrencial (CMAP) de inicio y terminación puede ser difícil. Un procedimiento con reproducibilidad verificado se da en la Figura 3B, donde se utilizan las tangentes en deflexiones de señal después del inicio y antes de rescisión. </li><li> Calcular los valores de los CMAP &#39;&#39; latencia de la señal &#39;y. <ol><li> Latencia &#39;representa el retardo de tiempo entre la estimulación y la CMAP inicio, mientras que el intervalo de tiempo entre el inicio de CAMP de deflexión inicial negativa a regresar a la línea de base se llama iniciales «duración CMAP&#39;. Utilice la diferencia entre latencias distales y proximales para calcular la velocidad de conducción junto con la distancia entre los sitios de estimulación distal y proximal. velocidad de conducción = latencia / distancia entre los sitios de estimulación </li><li> CMAP &#39;(compuesto potencial de acción motor) amplitud representa la magnitud entre el máximo punto de inflexión positivo y negativo de la señal CMAP (dado en mV). «Punto de inflexión positiva&quot; CMAP = valor - po de respuesta negativa de valor &quot;int &#39; </li></ol></li></ol>

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<li>Vleggeert-Lankamp, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiology+and+morphometry+of+the+alpha-+and+beta-fiber+populations+in+the+normal+and+regenerating+rat+sciatic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiology and morphometry of the alpha- and beta-fiber populations in the normal and regenerating rat sciatic nerve.</a> Exp. Neurol. 187, 337-349 (2004).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El protocolo descrito proporciona un método sencillo y fiable para determinar las propiedades de conducción del nervio ciático en ratones anestesiados y sin la necesidad de exponer el nervio de interés. Sin embargo, este procedimiento experimental provoca lesión tisular por punción con aguja. Por tanto, es una opción razonable para sacrificar a los animales después de terminar las grabaciones. Sin embargo, en comparación con otros procedimientos más invasivos, que requieren la exposición del nervio antes de grabaciones,...

Las medidas electrofisiológicas son una herramienta indispensable para la investigación de la integridad funcional de los nervios periféricos, tanto en entornos clínicos y de laboratorio. En los seres humanos, un gran número de trastornos neuromusculares y neuropatías diagnóstico se basan en mediciones electrofisiológicas. Mediante la medición de propiedades nerviosas como la velocidad de conducción o potenciales amplitudes de la señal, es posible caracterizar el origen áspera de las enfermedades nerviosas periféricas. La velocidad de conducción nerviosa es altamente dependiente de la rápida propagación de la señal habilitada por la mielinización. Por lo tanto, los procesos desmielinizantes generalmente muestran una disminución de la velocidad de conducción 4. El potencial de acción compuesto de motor (CMAP) - se correlaciona con el número de axones funcionales - es un indicador de daño axonal cuando redujo significativamente 5. Por lo tanto, por medio de métodos electrofisiológicos la etiología de daño nervioso periféricopuede ser discriminado, tal como, por neuropatías hereditarias 6,7, neuropatía diabética 8,9, polineuropatías desmielinizantes inflamatorias crónicas (PDIC) 10, o neuropatías metabólicas 11. Normalmente, en la aplicación en seres humanos se prefieren las grabaciones no invasivas en el nervio sural o cubital. En los ratones, es sencillo para analizar propiedades nerviosas de los nervios ciáticos, el nervio más grande del sistema nervioso periférico (SNP) que contiene tanto grandes - y axones de pequeño calibre del sistema motriz y sensorial. El procedimiento como se ha demostrado aquí es un método rápido, sencillo y fiable para medir todos los valores estándar pertinentes para electrofisiología en los nervios periféricos en el ratón intacto. Al tomar grabaciones de un organismo conservado, se garantizan las condiciones fisiológicas del medio ambiente nervio.

<table><tbody><tr><td>Electrodos de aguja concéntricos (estimulación)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, EE. UU</td>. <td>9013S0901</td><td></td></tr><tr><td>Electrodos de anillo digitales (grabación)</td><td>Natus Medical Incorporated, San Carlos, CA, EE. UU.</td><td>9013S0302</td><td></td></tr><tr><td>ToM - Torre de medición (convertidor A/D)</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AtisaPro, software de adquisición y análisis de datos</td><td>GJB Datentechnik GmbH, Langewiesen, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Estimulador HSE T</td><td>Hugo Sachs Elektronik, Hugstetten, Alemania</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

en vivo electrofisiológicos mediciones sobre los nervios ciáticos de ratones

In Vivo Electrophysiological Measurements on Mouse Sciatic Nerves

Los estudios electrofisiológicos permiten una clasificación racional de diversas enfermedades neuromusculares y son de ayuda, junto con técnicas de neuropatológicos, en el entendimiento de la fisiopatología subyacente 1. Aquí se describe un método para realizar estudios electrofisiológicos en nervios ciáticos de ratones in vivo. Los animales se anestesiaron con isoflurano con el fin de garantizar la analgesia para los ratones probados y sin molestias entorno de trabajo durante las mediciones que se llevan alrededor de 30 min / animal. Una temperatura corporal constante de 37 ° C es mantenida por una placa de calentamiento y mide de forma continua por una sonda termo rectal 2. Además, un electrocardiograma (ECG) se registra habitualmente durante las mediciones con el fin de vigilar continuamente el estado fisiológico de los animales investigados. Los registros electrofisiológicos se realizan en el nervio ciático, el nervio más grande de the sistema nervioso periférico (SNP), el suministro de la cierva extremidad ratón con tractos de fibras, tanto motoras y sensoriales. En nuestro protocolo, nervios ciáticos permanecer in situ y por lo tanto no tienen que ser extraídos o expuestos, lo que permite mediciones sin ningún irritaciones nerviosas adversos junto con grabaciones reales. El uso de electrodos de aguja apropiadas 3 que realizamos tanto proximal y estimulaciones nerviosas distales, el registro de los potenciales de transmisión con electrodos sensores en músculos gemelos. Después del procesamiento de datos, fiable y valores altamente consistentes para la velocidad de conducción nerviosa (NCV) y el compuesto potencial de acción motor (CMAP), los parámetros clave para la cuantificación de funcionamiento de los nervios periféricos bruto, se puede lograr.

<html> Hemos llevado a cabo una serie de in vivo mediciones electrofisiológicas sobre los nervios ciáticos de 12 ratones en total para este estudio: 6 animales de cada sexo. Las mediciones se realizaron con el protocolo presentado y se entregan los siguientes resultados: Ambos ratones machos y hembras muestran una velocidad de conducción del nervio ciático media de aproximadamente 20 m / seg (Figura 5). Esto es consistente con otras mediciones en la literatura. Ademá...

Las mediciones de las propiedades de conducción nerviosa in vivo ejemplo de una poderosa herramienta para caracterizar diversos modelos animales de enfermedades neuromusculares. A continuación, presentamos un protocolo sencillo y fiable por lo cual el análisis electrofisiológico en los nervios ciáticos de ratones anestesiados se puede realizar.

En Vivo electrofisiológicos mediciones sobre los nervios ciáticos de ratones

Electrophysiological studies allow a rational classification of various neuromuscular diseases and are of help, together with neuropathological ...

El objetivo general de este método es determinar las principales propiedades de conducción nerviosa en los nervios SCIC de ratones vivos. El ratón que se va a probar se coloca sobre su estómago. Tenga en cuenta que debe estar familiarizado con la anatomía del nervio SCIC, indicado aquí en azul; los electrodos sensores indicados en negro se instalan en una posición donde el músculo gastrocnemio tiene su diámetro máximo.Los electrodos de referencia indicados en rojo se colocan justo debajo de los electrodos sensores. Ahora debe marcarse el punto de estimulación distal. Elegimos arbitrariamente una distancia definida y constante de cuatro milímetros.El lugar de estimulación proximal se encuentra a una distancia de 16 milímetros del electrodo sensor. Esto significa que tenemos una separación exacta de 12 milímetros entre los puntos de estimulación proximal y distal del nervio STIC. La estimulación mediante electrodos de aguja se realiza posteriormente primero en el sitio de estimulación proximal y después en la posición de estimulación distal.Hola, mi nombre es Alexander Schultz. Trabajo en el Instituto Ance para Investigación H en Gina, Alemania, bajo la supervisión de la Dra. Helen Morrison. En colaboración con el profesor Reinhard Power del Instituto de Biología Celular Molecular del Hospital Universitario de Gina, hemos establecido un método mediante el cual podemos realizar mediciones electrofisiológicas en nervios craneales de ratones vivos.Estas grabaciones son una herramienta poderosa utilizada para caracterizar modelos de ratón de enfermedades neuromusculares. Así que comencemos. Este es el equipo que necesitaría para realizar las mediciones.Tres electrodos de aguja para registros de ECG. Un electrodo de aguja para estimulación, electrodos anulares para detección y como referencia un cabello, elimine la crema con una afeitadora eléctrica, una placa calefactora con control de retroalimentación, una sonda térmica Recal, una pieza para ratón para anestesia y gel de contacto. Los ratones son anestesiados mediante inhalación continua de isoflurano para la inducción de la anestesia.Aplicamos un 3% de isoflurano en oxígeno al cien por cien. Posteriormente, durante las mediciones, es suficiente trabajar con un 2% de isoflurano en oxígeno al cien por cien. Con el fin de reducir la resistencia cutánea durante las mediciones, eliminamos completamente el pelaje de las extremidades traseras de los ratones analizados.Esto se logra mediante una afeitadora eléctrica. Además, utilizamos una crema depilatoria disponible comercialmente. Al final, la crema se elimina completamente y la piel se limpia utilizando etanol al 70 %.En el siguiente paso, instalamos tres electrodos para la grabación del ECG: un electrodo bajo la piel de cada pata trasera y un electrodo bajo la piel en la zona del cuello. La toma de registros del ECG durante las mediciones permite el monitoreo de al menos un parámetro vital. Ambas extremidades traseras se fijan al suelo con cinta adhesiva tras colocar aproximadamente los electrodos anulares.Para una conductividad de señal óptima, utilizamos gel de contacto para reducir la resistencia de transferencia entre la piel y los electrodos anulares. Los electrodos de detección etiquetados en negro se colocan en la posición donde el músculo gastrocnemio tiene su diámetro máximo. Los electrodos de referencia indicados en rojo se colocan justo debajo de los electrodos de detección.Luego se definen y marcan las posiciones exactas para la estimulación del nervio ciático a una distancia de cuatro milímetros respecto a los electrodos sensoriales. La estimulación distal se realizará a una distancia de 16 milímetros respecto a los electrodos sensoriales. La estimulación proximal se llevará a cabo aquí.Aquí se observa la interfaz de usuario de un programa para la adquisición y el análisis de datos. En la primera fila, se visualiza el registro del ECG. En la segunda fila.Puede observarse los pulsos repetitivos provenientes del estimulador. En la tercera fila, aparecerán las señales de respuesta detectadas por el electrodo sensor utilizando una tasa de muestreo de 50 kilohercios. Ahora podemos comenzar las grabaciones reales.La aguja de estimulación se inyecta primero en la posición de estimulación proximal. La colocación correcta de la aguja, o más específicamente, la estimulación adecuada del nervio STIC, puede monitorizarse mediante una respuesta muscular apropiada ubicada aguas abajo del nervio STIC. En la zona de los electrodos de detección, las señales registradas por estos electrodos se visualizan en la interfaz de usuario.Simultáneamente, intente obtener curvas de respuesta bifásicas claras con una Amplitud máxima constante. Posteriormente, se realiza la estimulación distal de la misma manera. En la esquina superior izquierda, puede observar las grabaciones simultáneas provenientes de los electrodos fijos en la Interfaz de usuario.En la fila superior, se observa una imagen representativa de un pulso de onda cuadrada simple de 0,1 milisegundos de duración, que es aplicado por los electrodos de aguja de estimulación cada 200 milisegundos; en la fila inferior, se muestra la curva correspondiente de respuesta neuromuscular. El análisis de datos comprende la determinación de la latencia y la amplitud de las señales registradas. A tal fin, se recomienda promediar múltiples curvas de respuesta provenientes de un mismo sitio de estimulación.La latencia de la señal es el tiempo entre el inicio de la estimulación y el comienzo de la curva de respuesta. O, más precisamente, el punto de inflexión; la diferencia temporal entre las latencias tras la estimulación proximal y distal puede utilizarse ahora para calcular la velocidad de conducción nerviosa. A tal fin, también es necesario conocer la distancia espacial entre la estimulación proximal y distal, en nuestro caso 12 milímetros.Además, la amplitud de la curva de respuesta puede cuantificarse para determinar el llamado potencial de acción motor compuesto. Este representa la magnitud entre los puntos máximos positivo y negativo de inversión de la señal. Para algunas aplicaciones, también puede ser útil medir la duración de la amplitud de la señal, que va desde el primer punto de inflexión hasta el último de la curva de respuesta.La velocidad de conducción nerviosa depende en gran medida de la propagación rápida de la señal facilitada por la mielinización. Por lo tanto, las enfermedades desmielinizantes generalmente presentan velocidades de conducción disminuidas. El potencial de acción motora compuesto, que se correlaciona con el número de axones funcionales y uniones neuromusculares, es un indicador de daño axonal cuando se encuentra significativamente reducido.Acabamos de mostrarle una forma sencilla y confiable de determinar las principales propiedades de conducción nerviosa en ratones. Al realizar este procedimiento, es muy importante reducir la resistencia de la piel mediante la eliminación completa del vello y la limpieza de la piel. Luego, registrará señales con una relación señal-ruido óptima.Además, es importante identificar la respuesta máxima al estímulo para una adquisición adecuada de los datos. Esto puede lograrse mediante un movimiento suave de la aguja de estimulación de forma que se puedan detectar curvas de respuesta bifásicas. Gracias por ver este video y mucha suerte con sus experimentos.

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Investigación

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Neuroscience

Neurociencia

Este video muestra una técnica in vivo para medir el potencial de acción muscular compuesto (CMAP) en ratones. Describe los pasos para colocar electrodos, estimular las neuronas de las extremidades anteriores que inervan las fibras musculares y registrar las respuestas musculares. La técnica evalúa la desmielinización neuronal y la pérdida de neuronas funcionales.

Medición de los potenciales de acción de los músculos compuestos en los músculos de las extremidades anteriores de los ratones in vivo

Este video muestra el procedimiento para registrar el potencial de acción muscular compuesto (CMAP) en ratas mediante la aplicación de estímulos eléctricos al nervio cubital, el ajuste de electrodos para una señal óptima y el aumento de la estimulación para evaluar la funcionalidad del nervio. Este método permite la investigación in vivo de las funciones de los nervios periféricos en los trastornos neurológicos.

Medición in vivo del potencial de acción muscular compuesto en una rata

Este video muestra una grabación de una sola fibra de la conducción nerviosa de la fibra C en ratas. Se incide una incisión en una rata anestesiada para exponer el nervio ciático, que proporciona suministro sensorial y motor a las extremidades inferiores. A continuación, se exponen las fibras C individuales. La estimulación eléctrica se proporciona mediante electrodos de estímulo implantados en el pie, y se registra una respuesta a partir de una sola fibra nerviosa.

Registro in vivo de fibras C del nervio ciático en ratas

Fuente: Shannonhouse, J., et al. Imágenes de calcio in vivo Imágenes de calcio de conjuntos neuronales en redes de neuronas sensoriales primarias en ganglios de raíz dorsal intactos. J. Vis. Exp. (2023). El video muestra una técnica de imagen de calcio in vivo para monitorear la actividad neuronal en los ganglios de la raíz dorsal (DRG) de un ratón transgénico. Las neuronas DRG expresan un indicador de calcio que aumenta la intensidad de la fluorescencia al unirse al calcio. Los estímulos...

Imágenes de calcio in vivo de conjuntos neuronales en los ganglios de la raíz dorsal intacta de un ratón

Inhibición presináptica GABAérgicas es un poderoso mecanismo inhibitorio en la médula espinal importante para el motor y la integración de la señal sensorial en las redes de la médula espinal. Subyacente despolarización aferente primaria se puede medir mediante el registro de los potenciales de la raíz dorsal (DRP). Aquí se demuestra un método de grabación en vivo de DRP en ratones.

Medición de la columna vertebral presináptica inhibición en ratones mediante la raíz dorsal de grabación Potencial<em&gt; En Vivo</em

Los nervios aferentes mesentéricos transmiten información desde el tracto gastrointestinal hacia el cerebro con respecto a la homeostasis normal, así como a la fisiopatología. La actividad del nervio aferente gastrointestinal se puede evaluar mediante el montaje de segmentos intestinales aislados con nervios aferentes adjuntos en un baño de órganos, aislando el nervio y evaluando la actividad basal y estimulada.

In Vitro de grabación de la actividad nerviosa aferente mesentérica en ratón yeyunal y segmentos del colon

La excitabilidad axonal técnicas proporcionan una poderosa herramienta para analizar la fisiopatología y los cambios biofísicos que preceden acontecimientos degenerativos irreversibles. Este manuscrito muestra el uso de estas técnicas en el nervio cubital de ratas anestesiados.

En Vivo Medición electrofisiológica del nervio cubital con la excitabilidad Axonal prueba rata

La medición de la conducción nerviosa es una herramienta útil para evaluar modelos de neurodegeneración ratón pero es con frecuencia sólo se aplica para estimular el nervio ciático en miembros posteriores. Aquí, describimos una técnica para medir compuestos musculares potencial de acción (CMAP) en vivo en el ratón miembro anterior músculos inervados por el plexo braquial.

En Vivo Medición electrofisiológica de potencial de acción compuesto del músculo de las extremidades anteriores en modelos de ratón de la degeneración de la motoneurona

La grabación de una sola fibra es una técnica electrofisiológica eficaz que es aplicable a los sistemas nerviosos central y periférico. Junto con la preparación de DRG intacto con el nervio ciático adjunto, se examina el mecanismo de falla de conducción. Ambos protocolos mejoran la comprensión de la relación del sistema nervioso periférico con el dolor.

Uso de la grabación de una sola fibra In Vivo y el ganglio de raíz dorsal intacto con nervio ciático adjunto para examinar el mecanismo de falla de conducción

La evaluación clínica de la espasticidad basada en el reflejo de Hoffmann (reflejo H) y el uso de estimulación eléctrica de los nervios periféricos es un método establecido. Aquí, proporcionamos un protocolo para una estimulación nerviosa terminal y directa para la cuantificación del reflejo H en la pata delantera del ratón.

Mediciones terminales del reflejo H en ratones

Este artículo detalla cómo realizar una miografía de impedancia eléctrica in vivo (usando matrices de electrodos de superficie y aguja) y ex vivo (usando una celda dieléctrica) en el músculo gastrocnemio de roedores. Demostrará la técnica tanto en ratones como en ratas y detallará las modificaciones disponibles (es decir, animales obesos, cachorros).

Realización de miografía de impedancia eléctrica in vivo y ex vivo en roedores

Aprenda a realizar mediciones electrofisiológicas en nervios ciáticos de ratones anestesiados. Este protocolo permite evaluar propiedades de conducción nerviosa in vivo para estudiar enfermedades neuromusculares.

En Vivo electrofisiológicos mediciones sobre los nervios ciáticos de ratones

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