Name: Extracelular alambre Tetrodo grabación en el cerebro de Libremente caminar Insectos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-01T16:30:00.000+00:00
Duration: 15 min 28 s
Description: Aprende a registrar actividad neural extracellular en cucarachas de libre movimiento usando tetrodos de alambre. Este método permite correlacionar señales cerebrales con comportamiento locomotor en tiempo real.

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Los autores agradecen a Nick Kathman para sugerencias y ayuda en la preparación para el manuscrito. Esta técnica fue desarrollada en conjunto con el trabajo apoyado por el AFOSR bajo la subvención FA9550-10-1 hasta 0054 y la National Science Foundation con la subvención No. IOS-1120305 al RER.

1. Preparación de Cables tetrodo <ol><li> Saque un alambre de nicrom muy delgada (12 m de diámetro, revestimiento PAC) de alrededor de 1,1 m de longitud. Adjunte una etiqueta de cinta a cada extremo. Colgar el alambre sobre una varilla roscada horizontal de tal manera que los dos extremos están a la misma altura, cerca de la mesa de trabajo. </li><li> Repita el paso 1.1 para un segundo cable, haciendo dos extremos más para un total de 4, y colocarlo al lado del primer alambre (aproximadamente 1 cm entre ellas). </li><li> Pegue las cuatro extremos junto con una etiqueta de cinta y adjuntar la etiqueta a un dispositivo de enrollamiento rotativo motorizado. Este dispositivo se puede hacer de un motor de corriente continua de bajo costo. </li><li> Enrollar el tetrodo en una dirección durante 2 min (60 rpm) y descansar en la dirección opuesta para 30 seg. </li><li> Utilice una pistola de calor para fundir los cables juntos. No toque los cables con el arma. Utilice tres arriba y abajo pasa de sentido alterno, con cada pasada de tomar alrededor de 10 segundos. </li><li> Cortar la parte superior y la parte inferior de los cables de la herida. Los cuatro cables están trenzados unad fusionado en un extremo, pero separar en el otro. </li><li> Añadir al tubo de soporte. Cortar una longitud de 30 cm de tubo de polietileno (diámetro: 0,28 mm en el interior, fuera de 0,61 mm). Pase el tetrodo muy lentamente y con cuidado en el tubo de soporte de forma que no se doble. </li><li> Una vez que el extremo fusionado aparece por el otro lado, tire de ella a través de modo que haya una longitud igual de alambre en ambos extremos del tubo de guía. </li><li> Tome el extremo separado de cada cable con una pinza. Utilizando la base de la llama de un quemador de gas, quemar cuidadosamente el aislamiento de de los últimos 2 o 3 mm de cada cable. Calentar el alambre hasta que se ilumina, pero no se enrosca. </li><li> Conecte el tetrodo con un adaptador de enchufe IC hombre-mujer que se adapta a su dispositivo de grabación. Ponga el extremo deinsulated de cada cable en una toma de corriente diferente de adaptador con un fórceps. Estabilizar el cable en el zócalo con un pequeño alfiler de bronce. Utilice un soldador de punta fina y llenar el zócalo con la soldadura fundida. Tenga cuidado de no ponerse en contacto conel hilo frágil con el soldador. </li><li> Compruebe la impedancia de cada cable y la impedancia de entre cada par de cables. <ol><li> Coloque el fusionado, extremo trenzado en un recipiente de solución salina y conectar un conductor de alambre de cobre de la solución salina a la metro ohmios. </li><li> Conectar el otro extremo de la metros a la clavija de caja que contiene el cable. La impedancia de cada hilo debe ser inferior a 3 MΩ. </li><li> Si no se alcanzan los valores anteriores, volver a intentar las conexiones de soldadura. </li><li> Retire los cables de la solución salina, enjuague la punta con agua, y poner a prueba la impedancia entre hilos para cada pareja (n = 6). La impedancia entre debería estar por encima de 5 MΩ. </li><li> Si no se alcanzan los valores anteriores, cortar una pequeña cantidad de la punta fuera al final condensado y vuelva a probar. </li><li> Deseche todo el conjunto de cables que no cumpla con los dos requisitos de impedancia de todos los cables. </li></ol></li><li> Asegure el tetrodo. <ol><li> Doble una pequeña caja de papel rectangular slightly más grande que el adaptador de enchufe. </li><li> Transferir el adaptador en la caja con el lado masculino en el fondo. Penetrar en la caja de tal manera que todos los pines de la parte masculina están fuera de la caja, mientras que el resto del adaptador es dentro del área. </li><li> Pegue las esquinas de la caja en la parte exterior. Use pequeños trozos de cinta adhesiva de doble cara en la parte interior de la caja para estabilizar las hebras individuales de alambre. El cable debe estar fusionado a medida que sale de la caja. </li><li> Mezclar fraguado rápido 2 part epoxy y se vierte en la caja para asegurar el adaptador y todos los cables. </li><li> Una el extremo cercano del tubo de guía a un lado de la caja con cera dental, pero dejar el tubo de abrir de manera que el tetrodo se puede extraer a través libremente en ambos extremos. </li></ol></li><li> Afilar la tetrodo. <ol><li> Antes de cada experimento, corte la punta del tetrodo con una hoja de bisturí, no tijeras. Esto evita que la trituración y ensanchamiento de los extremos del cable mientras que proporciona un borde plano limpio para el siguiente paso. <ol&gt; <li> Utilice una pequeña herramienta rotativa montada verticalmente con discos de lijado de grano medio y fino (estos se pueden combinar en una sola plataforma) para pulir el tetrodo y eliminar algunas de aislamiento extremo. Sostenga el paquete cerca de su extremo con una pinza. Incline el extremo fijado a un alambre de 45 º de ángulo con respecto al disco de lijado y suavemente tocar el disco giratorio velocidad moderada durante 1 o 2 segundos cada uno en el medio y luego las finas arenas. Repita esto tres veces más, axialmente girar el haz de 90 ° cada vez. Es crítico que la dirección de giro de los discos de lijado es de distancia desde el ángulo poco profundo de los extremos de los cables, de lo contrario se puede producir la separación de los alambres. </li><li> El resultado deseado se transforma el extremo paquete desde un borde recto a un extremo en punta con pequeñas cantidades de aislamiento retirados desde el extremo de cada cable. Verifique el punto usando un microscopio de disección de las placas, el tetrodo. Si nota algún rasguño se produce en la punta, volver a cortar y repulir. </li><li> Si las pruebas de impedancia durante el subsequpaso de chapado ENT muestra los valores de alambre inter extremadamente bajos (menos de 4 MΩ), que indica demasiado material eliminado durante la etapa de pulido. Volver a cortar y repulir el tetrodo. </li></ol></li><li> Placa del tetrodo. Ponga la punta de la tetrodo en una solución saturada de sulfato de cobre (85 ml de agua, 5 ml de ácido sulfúrico, 50 g de sulfato de cobre). Placa de cada alambre con una corriente de 2,5 μA con un aislador de estímulo. Se inyecta la corriente durante 1 segundo, hacer una pausa durante 1 segundo y repetir este proceso 4x. </li><li> Compruebe la impedancia de cada cable y la interimpedance de cada par de cables. La impedancia de cada cable debe estar entre 0,5 a 1 MΩ y el inter impedancia deben estar por encima de 4 MΩ. </li><li> Monte el adaptador en el headstage de un sistema de grabación de múltiples canales. </li><li> Coloque un alfiler de insectos doblada a un micromanipulador. Coloque la punta del tetrodo a la clavija de insectos con cera dental </li></ol></li></ol> 2. Preparación de los animales <ol><li> Se anestesia lacucaracha con hielo. </li><li> Después de la cucaracha deja de moverse, frenar la cucaracha en posición vertical en una superficie plana de corcho con alfileres de la silla de montar grandes que se sitúan en el insecto, pero no penetran en cualquier parte de su cuerpo. </li><li> Transferir la preparación en un recipiente de plástico y colocar hielo alrededor del animal para minimizar el flujo de la sangre y los movimientos del cuerpo. </li><li> Coloque un aro de plástico en el cuello para apoyar la cabeza y colocar la cera dental alrededor de la cabeza para estabilizarlo. </li><li> Cortar una pequeña ventana entre los ocelos con una hoja de afeitar y eliminar la cutícula de la cabeza. </li><li> Quite los tejidos conectivos y la grasa con un fórceps para exponer el cerebro. </li><li> Coloque un poco de solución salina cucaracha en la cápsula de la cabeza para cubrir el tejido cerebral. </li><li> Para desheath el cerebro, utilizar una pinza fina para agarrar suavemente la vaina en la parte superior del cerebro y utilizar otros pinzas finas para rasgar la funda de separación, en la zona implantada alambre. </li><li> Abra un pequeño agujero en la cápsula de la cabeza por delante del ingenio cerebralh un pin de insectos. Inserte una trenza de tres diámetros más grandes (56 mM) con aislamiento de cables de cobre en el orificio para servir como un electrodo de referencia / suelo. </li><li> Bajar la punta de la tetrodo a la superficie del cerebro con el micromanipulador y colocarla cerca de la región del cerebro de interés. </li><li> Colocar con cuidado dos pequeños trozos de hoja delgada de etilo (2 mm x 1 mm), ligeramente más grande que el agujero en la cápsula de la cabeza, anterior y posterior a la tetrodo. </li><li> Encienda el sistema de grabación. </li><li> Lentamente baje la tetrodo 150-250 micras por debajo de la superficie del cerebro en función de la calidad de grabación. </li><li> Apague el sistema de grabación. </li><li> Mueva las dos piezas de lámina de acetato tan cerca del tetrodo posible sin tocarlo (Figura 1A). </li><li> Caliente una pequeña espátula o una aguja hipodérmica aplanada y ponerlo en cera dental de manera que hay cera líquida en la punta de la espátula. Tocar con cuidado el extremo de cada pedazo de lámina de acetato de latetrodo con la espátula de modo que la cera líquida puede fluir en cada pieza y sellar la brecha entre ella y la cutícula cabeza. </li><li> Repita paso de 2.16. Caída de una pequeña cantidad de cera líquida sobre la hoja de etilo cada vez. Inicie el proceso de lejos del tetrodo y avanzar gradualmente hacia ella. Finalmente, el tetrodo se anclará por la cera dental. Evite que la cera caliente en la cavidad y en el cerebro. </li><li> Utilice el mismo método que en los pasos 2,16 y 2,17 para anclar el electrodo de referencia / suelo con cera. </li><li> Calentar la cera que une el tetrodo a la micromanipulador para liberar el tetrodo de ella. </li><li> Pase el tetrodo en la cera dental en la cabeza para proporcionar un alivio de tensión (fig. 1B). </li><li> Cubra el bucle de anclaje con cera dental (Figura 1C). </li><li> Retire con cuidado las limitaciones y transferir la preparación en una placa de Petri. Restringir el lado dorsal preparación con grandes pins sillín. </li><li> Adjuntaruna varilla al pronoto con una pistola de pegamento. Este es un palo de madera que se extiende desde el pronoto sobre el abdomen. </li><li> Coloque la punta de la tubería de tetrodo para el extremo posterior de la varilla con cera dental. </li><li> Ancla el tetrodo y el electrodo de referencia / suelo para el extremo anterior de la varilla con cera dental. </li><li> Tire del tetrodo desde el extremo del zócalo de la tubería tanto como sea posible, pero no tirar de ella, con el fin de eliminar la posibilidad de que el animal puede dañar la parte de la tetrodo fuera del tubo (Figura 1D). </li><li> Eliminar todas las restricciones. Conecte el electrodo de referencia / tierra al tubo tetrodo con cera dental. </li><li> Espere al menos 60 minutos para que el animal se recupere de la anestesia hielo antes de cualquier experimento. </li></ol> 3. Procedimientos Experimentales <ol><li> Conecte un PC tanto con el sistema de grabación y una luz LED usando un cable USB a puerto serie. </li><li> Comience grabaciones neuronales. </li><li>Comience grabaciones de vídeo a 20 fotogramas por segundo para caminar experimentos utilizando el paquete de adquisición de imágenes Motmot 16 o 120 fps para la escalada experimentos usando una cámara de alta velocidad. </li><li> Coloque la cucaracha en un 40 cm x 40 cm Plexiglas arena para los experimentos a pie o un 58 cm de largo, 5 cm de ancho y 5 cm de alto de la arena para subir experimentos. La arena caminar tiene una barrera transparente que se extiende desde el centro de la pared de la derecha del centro de la arena, por encima del cual la headstage se encuentra. La barrera se utiliza para evitar que los animales caminar en áreas donde la vista de la cámara se bloquea por el headstage. El rocódromo tiene un bloque acrílico (ya sea de 1,2 cm o 1,8 cm de alto y 5 cm de ancho) o un estante situado a una altura comparable en el centro. </li><li> Generar un pulso TTL desde el PC utilizando un comando de MATLAB personalizada. (S = serial (&#39;COM4&#39;); fopen (s); s.RequestToSend = &#39;off&#39; / s.RequestToSend = &quot;on&quot; /; fclose (s), delete (s) ;). El pulso TTL genera vecesapisonar para el sistema de grabación y, o bien se enciende o se apaga la luz LED. </li><li> Permitir la cucaracha para explorar la arena hasta que deja de moverse durante más de 30 segundos para los experimentos para caminar. Deje que la cucaracha ya sea subir sobre el bloque / plataforma o túnel a través de la plataforma para la escalada experimentos. </li><li> Deje de grabaciones de vídeo. </li><li> Detener grabaciones neuronales. </li><li> Anote la fecha y hora generada por el pulso TTL. </li><li> Retire la cucaracha de la arena y esperar al menos 3 min. </li><li> Repita los pasos 03.02 a 03.10 para la próxima prueba. </li><li> Una vez que todas las grabaciones se han completado, pasar 5 segundos de la corriente 5 μA DC a través de una de las puntas de alambre (ánodo) y el electrodo de referencia (cátodo) para depositar cobre en el cerebro en la punta del alambre. </li></ol> 4. Análisis Desconectado <ol><li> Sincronizar los datos neuronales vídeo y vinculando el marco que se ha cambiado la luz LED y la marca de tiempo registrados por el sistema de grabación enese momento. </li><li> Ubicaciones punta del alambre Marcar. Utilice los procedimientos de intensificación Timms para precipitar y observar el cobre en 12 m de serie de secciones 17. Depósitos prominentes deben ser visibles en 3-8 secciones adyacentes (alrededor de 18-48% de la longitud del plano ventral dorsal de la zona que grabar desde) (Figura 2). </li><li> Correlacionar los impulsos eléctricos específicos a la actividad de las neuronas individuales. Siga pico procedimientos de clasificación establecidos en detalle en otra parte 10,14,18. Utilice el programa KlustaKwik (versión 1.5, autor K. de Harris, de la Universidad de Rutgers) para generar, la agrupación automatizada inicial. Importarlos en el programa MCLUST (versión 3.5, los autores AD Rojizo et al., Universidad de Minnesota) para su posterior refinamiento y análisis (Figura 3). </li><li> Seguimiento de los movimientos de la cucaracha. Para los experimentos de caminar, extraer la posición de (visual) Centro de la cucaracha de la masa y la orientación del cuerpo en cada cuadro de la vidgrabaciones eo utilizando el Caltech múltiple Fly Tracker (versión 0.1.5.6; http://ctrax.sourceforge.net/) y la caja de herramientas FixErrors asociado para MATLAB 19. Para escalar experimentos, extraer la posición del bloque y la cabeza y el pronoto de la cucaracha en cada fotograma del vídeo, utilizando el paquete de software de análisis de movimiento. </li></ol>

<ol><li>Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+central+complex+and+the+genetic+dissection+of+locomotor+behaviour%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The central complex and the genetic dissection of locomotor behaviour.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 12, 633-638 (2002).</li>
<li>Pick, S., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Goal-driven+behavioral+adaptations+in+gap-climbing+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Goal-driven behavioral adaptations in gap-climbing Drosophila.</a> Curr. Biol. 15, 1473-1478 (2005).</li>
<li>Triphan, T., Poeck, B., Neuser, K., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+targeting+of+motor+actions+in+climbing+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Visual targeting of motor actions in climbing Drosophila.</a> Curr. Biol. 20, 663-668 (2010).</li>
<li>Heinze, S., Gotthardt, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transformation+of+polarized+light+information+in+the+central+complex+of+the+locust%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neuorosci%22%5BJournal%5D)">Transformation of polarized light information in the central complex of the locust.</a> J. Neuorosci. 29, 11783-11793 (2009).</li>
<li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maplike+representation+of+celestial+E-vector+orientations+in+the+brain+of+an+insect%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Maplike representation of celestial E-vector orientations in the brain of an insect.</a> Science. 315, 995-997 (2007).</li>
<li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroarchitecture+of+the+central+complex+of+the+desert+locust%3A+Intrinsic+and+columnar+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Neuroarchitecture of the central complex of the desert locust: Intrinsic and columnar neurons.</a> J. Comp. Neurol. 511, 454-478 (2008).</li>
<li>Heinze, S., Homberg, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linking+the+input+to+the+output%3A+new+sets+of+neurons+complement+the+polarization+vision+network+in+the+locust+central+complex%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Linking the input to the output: new sets of neurons complement the polarization vision network in the locust central complex.</a> J. Neurosci. 29, 4911-4921 (2009).</li>
<li>Heinze, S., Reppert, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sun+compass+integration+of+skylight+cues+in+migratory+monarch+butterflies%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Sun compass integration of skylight cues in migratory monarch butterflies.</a> Neuron. 69, 345-358 (2011).</li>
<li>Brill, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parallel+processing+via+a+dual+olfactory+pathway+in+the+honeybee%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Parallel processing via a dual olfactory pathway in the honeybee.</a> J Neurosci. 33, 2443-2456 (2013).</li>
<li>Guo, P., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+activity+in+the+central+complex+of+the+cockroach+brain+is+linked+to+turning+behaviors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Neural activity in the central complex of the cockroach brain is linked to turning behaviors.</a> J. Exp. Biol. 216, 992-1002 (2013).</li>
<li>Ritzmann, R. E., Ridgel, A. L., Pollack, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-unit+recording+of+antennal+mechanosensitive+units+in+the+central+complex+of+the+cockroach%2C+Blaberus+discoidalis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Multi-unit recording of antennal mechanosensitive units in the central complex of the cockroach, Blaberus discoidalis.</a> J. Comp. Physiol. A. 194, 341-360 (2008).</li>
<li>Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nature Neurosci. 7.5, 446-445 (2004).</li>
<li>Huston, S. J., Jayaraman, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+sensorimotor+integration+in+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Studying sensorimotor integration in insects.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 21, 527-534 (2011).</li>
<li>Bender, J. A., Pollack, A. J., Ritzmann, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+activity+in+the+central+complex+of+the+insect+brain+is+linked+to+locomotor+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Neural activity in the central complex of the insect brain is linked to locomotor changes.</a> Curr. Biol. 20, 921-926 (2010).</li>
<li>Harrison, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+Neural%2FEMG+telemetry+systems+for+small+freely+moving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE%22%5BJournal%5D)">Wireless Neural/EMG telemetry systems for small freely moving animals.</a> IEEE. 5, 103-111 (2011).</li>
<li>Straw, A. D., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motmot%2C+an+open-source+toolkit+for+realtime+video+acquisition+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Source+Code+Biol.+Med%22%5BJournal%5D)">Motmot, an open-source toolkit for realtime video acquisition and analysis.</a> Source Code Biol. Med. 4, 5(2009).</li>
<li>Strausfeld, N. J., Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTyrer%2C+NM+%22Neuroanatomical+Techniques.+Insect+Nervous+System%22">Neuroanatomical Techniques. Insect Nervous System</a>. , Springer Verlag. (1980).</li>
<li>Daly, K., Wright, G., Smith, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+features+of+odorants+systematically+influence+slow+temporal+responses+across+clusters+of+coordinated+antennal+lobe+units+in+the+moth%2C+Manduca+sexta%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophsyiol%22%5BJournal%5D)">Molecular features of odorants systematically influence slow temporal responses across clusters of coordinated antennal lobe units in the moth, Manduca sexta.</a> J. Neurophsyiol. 92, 236-254 (2004).</li>
<li>Branson, K., Robie, A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nat Methods. 6, 451-457 (2009).</li>
</ol>

Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.

Mientras que los estudios electrofisiológicos anteriores sobre la CC o de otras regiones del cerebro del insecto nos han proporcionado conocimientos sobre la central de control de la conducta, la mayoría de ellos fueron realizados en cualquiera de los preparativos restringidos 9,11 o los atados 10,14. Como resultado, el de la experiencia sensorial y el estado fisiológico del animal podrían ser muy diferentes de los de un entorno natural. Por otra parte, las tareas de comportamiento que el animal pu...

En este artículo se describe un sistema exitoso para la grabación de las neuronas en el complejo central (CC) de la cucaracha, discoidalis Blaberus, como el insecto camina en una arena y se ocupa de los objetos que hacen que la vuelta, túnel bajo, o pasar por encima de obstáculos. Los cables también pueden ser conectados a un estimulador para evocar la actividad en el neuropilo circundante con los consiguientes cambios de comportamiento. Durante la última década una considerable atención se ha dirigido a las funciones que desempeñan las diversas regiones del cerebro en el control del comportamiento de los insectos. Gran parte de esta atención se ha dirigido hacia los neuropils cerebrales de la línea media que se conocen colectivamente como el complejo central (CC). El progreso ha sido hecha como resultado de la amplia variedad de técnicas dirigidas a preguntas sobre el papel de la CC en el comportamiento. Esas técnicas van desde la manipulación neurogenéticos, principalmente en Drosophila, junto con behavianálisis oral de 1-3, a las técnicas electrofisiológicas que supervisan la actividad de los nervios dentro de la CC y el intento de relacionar esta actividad con los parámetros de comportamiento pertinentes. Técnicas electrofisiológicas incluyen registro intracelular de las neuronas individuales identificadas 4-9 y registro extracelular, a menudo con sondas multicanal 10,11. Estas dos técnicas son complementarias. Registro intracelular con electrodos afilados o parche de células enteras ofrece datos muy detallados sobre las neuronas identificadas, pero se limita a una o dos celdas a la vez, requiere un movimiento limitado o no, y puede mantenerse durante períodos de tiempo relativamente cortos. Registros extracelulares se pueden configurar fácilmente, no requieren moderación, y se puede mantener durante horas. Con tetrodos multicanal y de corte clúster, bastante grandes poblaciones de neuronas se pueden analizar simultáneamente 9,12. Mientras patc células enterash ha sido utilizado con éxito en los insectos cautivos 13, nos parece que también hay una necesidad de técnicas que nos permiten grabar la actividad neuronal en el cerebro durante largos períodos de tiempo en comportarse libremente insectos ya que frente a las barreras al movimiento de avance. La necesidad de registrar como los movimientos de insectos y sube y baja nos empujó hacia métodos de grabación extracelular. Hemos tenido buena grabación éxito en preparaciones y fijados con los disponibles comercialmente sondas de 16 canales de silicio 11, sin embargo, el pequeño tamaño de incluso cucarachas grandes significa que las sondas tienen que ser montado fuera del cuerpo. Eso, junto con la delicadeza de las puntas de la sonda, los hacía inapropiados para una preparación gratuita a pie. En dos proyectos anteriores, se utilizaron fardos de alambres finos que forman un tetrodo de lograr propiedades de grabación similares pero en un acuerdo más sólido. Estos paquetes tetrodo nos permitieron grabar desde cucarachas atados unad relacionar la actividad de la unidad de CC a los cambios en la velocidad al caminar 14 y girando el comportamiento resultante del contacto antenal con una varilla de 10. Tan útil como estos preparados cautivos han sido y seguirán siendo, lo hacen presentar algunas limitaciones. En primer lugar, los comportamientos que el insecto puede realizar se limitan a un plano. Es decir, podríamos evocar fácilmente los cambios en la velocidad al caminar o de inflexión, pero las acciones de escalada y túneles no fuera posible, al menos con la disposición típica correa. En segundo lugar, los preparativos están atados &quot;lazo abierto&quot;. Es decir, que no permiten la normal de movimiento relacionados con retroalimentación al sistema. Por lo tanto, como la cucaracha encendido nuestra correa de sujeción, su mundo visual no se alteró en consecuencia. Es posible construir sistemas de sujeción de lazo cerrado para introducir este tipo de comentarios. Sin embargo, están limitados por la complejidad de la programación y el hardware del entorno visual simulado. Nevertheless, sentimos que podíamos mejorar nuestros métodos de grabación atados existentes mediante el registro del animal, ya que caminaba libremente en un escenario o pista y objetos encontrados como lo haría en su entorno natural. Aunque los sistemas inalámbricos para el registro de la actividad cerebral 15 sería ideal, los sistemas actuales tienen limitaciones en el número de canales de grabación, el tiempo de adquisición de datos, la vida de la batería y el peso. Nosotros, por lo tanto, optamos por tratar de adaptar nuestro sistema de registro tethered para su uso en el movimiento libremente preparativos. Como mejores sistemas inalámbricos estén disponibles, esta técnica se puede adaptar fácilmente a tales dispositivos. El sistema que se describe en este artículo es de peso ligero, funciona muy bien y parece tener poco efecto perjudicial sobre el comportamiento de la cucaracha. Con una cámara de alta velocidad de bajo costo y software de corte de clúster, la actividad en las neuronas individuales del cerebro puede estar relacionado con el movimiento. Aquí se describe la prepación de los cables tetrodo y su implantación en el cerebro del insecto, así como las técnicas de grabación de la actividad eléctrica y el movimiento y cómo esos datos pueden ser reunidos para su posterior análisis.

<table><tbody><tr><td>Alambre de nicromo&nbsp;</td><td>Tecnología de calefacción de Sandvik</td><td>Kanthal RO-800</td> Uso para tubos de polietileno <td>biomédico Tetrode</td></tr><tr><td></td><td>A-M Systems</td><td>800700</td><td>Uso para tubos de tetrodo</td></tr><tr><td>Lynx-8</td><td>Neuralynx</td><td></td><td>Uso para grabación multiunidad</td></tr><tr><td>Cheetah 32</td><td>Neuralynx</td><td></td><td>Uso para grabación multiunidad</td></tr><tr><td>Cámara de alta velocidad</td><td>Basler</td><td>A602f</td><td>Uso para grabación de video para Experimentos a pie Cámara</td></tr> de <tr><td>alta velocidad</td><td>Casio</td><td>EX-FC150</td><td>Uso para la grabación de vídeo para experimentos de escalada</td></tr><tr><td>WINanalyze</td><td>Winanalyze</td><td>versión 1.4 3D</td><td>Uso para seguimiento de vídeo&nbsp;</td></tr><tr><td>MATLAB</td><td>MathWorks</td><td>MATLAB R2012b</td><td>Utilícelo para la generación de pulsos TTL y el análisis de datos sin conexión</td></tr></tbody></table>

extracelular alambre tetrodo grabación en el cerebro de libremente caminar insectos

Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

El creciente interés en el papel de la actividad cerebral en el control motor de insectos requiere que seamos capaces de controlar la actividad neuronal mientras que los insectos realizan comportamiento natural. Anteriormente desarrolló una técnica para la implantación de cables tetrodo en el complejo central de los cerebros de las cucarachas que nos permitió registrar la actividad de múltiples neuronas simultáneamente mientras una cucaracha tethered resultó alterada o la velocidad al caminar. Mientras que un gran avance, los preparativos atados proporcionan acceso a los comportamientos limitados ya menudo carecen de procesos de retroalimentación que se producen en animales libres de movimiento. Ahora presentamos una versión modificada de la técnica que nos permite grabar desde el complejo central de moverse libremente cucarachas, ya que caminar en una arena y hacer frente a los obstáculos girando, subiendo o túneles. Junto con el vídeo de alta velocidad y el corte de clúster, ahora podemos relacionar la actividad cerebral a diversos parámetros del movimiento de los insectos comportarse libremente.

Se registró la actividad neuronal de 50 unidades de la CC en 27 preparativos para experimentos para caminar. Para 15 de esos preparados (23 unidades), también se llevaron a cabo experimentos de escalada. Las unidades individuales se nombran de acuerdo a los números de la preparación y de la unidad (por ejemplo, unidad de 1-2 indica la preparación 1, unidad 2). Las instantáneas de vídeo de un ensayo de escalada se muestran en la Figura 4. Todo el video está disponibl...

Anteriormente desarrolló una técnica para la implantación de cables tetrodo en el complejo central de los cerebros de las cucarachas que nos permite monitorear la actividad en unidades individuales de cucarachas atados. A continuación les presentamos una versión modificada de esa técnica que nos permite también registrar la actividad cerebral en el movimiento libre de insectos.

Extracelular alambre Tetrodo grabación en el cerebro de Libremente caminar Insectos

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...

El objetivo general de este procedimiento es registrar la actividad neural compleja en el cerebro y coordinarla con los comportamientos grabados en video de insectos que se mueven libremente. Esto se logra primero mediante la fabricación de un tetrodo flexible de grabación a partir de un alambre extremadamente delgado, afilando, probando y recubriendo la punta y el material para marcar su ubicación y estabilizar el alambre dentro de un tubo de polietileno. El segundo paso consiste en insertar el tetrodo de grabación en el cerebro, estabilizarlo con acetato y cera, y asegurar un bucle de alivio de tensión en la cabeza. A continuación, se registra la actividad neuronal junto con la grabación de video del comportamiento locomotor. Sincronice el video con la grabación mediante un pulso de sincronización enviado a un LED y al amplificador. El paso final consiste en depositar cobre utilizando una corriente eléctrica continua y realzar la tinción mediante el método de Tims para visualizar el sitio de grabación.En última instancia, las técnicas de clasificación extracelular multiunidad de alta densidad identifican unidades neuronales, mientras que el análisis del video grabado simultáneamente de los comportamientos permite una correlación de escala fina entre la actividad neuronal y el comportamiento. La principal ventaja de esta técnica es que nos permite utilizar procedimientos existentes para registrar actividad neuronal extracelular de alta densidad desde el cerebro de un insecto mientras realiza un comportamiento complejo. Luego, nos permite identificar la ubicación en el cerebro donde estaban las vías Tet, y todo esto puede realizarse a un costo relativamente bajo.Esta técnica puede ayudar a responder preguntas clave en neuropatología al correlacionar el momento y la intensidad de la actividad neuronal en regiones cerebrales específicas con el comportamiento de un animal en movimiento libre. Este método puede proporcionar información sobre el control sensoriomotor, pero también puede aplicarse a cualquier comportamiento que requiera un insecto en movimiento libre, como el aprendizaje de orientación o la navegación. En general, las personas nuevas en este campo tendrán dificultades porque los electrodos de grabación son difíciles de preparar, y su colocación y estabilización para la grabación requieren técnicas microquirúrgicas muy precisas.La demostración visual de este método es fundamental. Los procedimientos de fabricación e implantación del Tero son difíciles de aprender porque se realizan con materiales muy pequeños y frágiles, y es necesario tener mucho cuidado para no dañar el tejido cerebral. Para preparar los alambres Tet Road, coloque dos alambres de rom recogidos en un dispositivo motorizado de enrollado rotatorio.Enrolle el tero en una dirección durante dos minutos a 60 rotaciones por minuto, luego desenróllelo en la dirección opuesta durante 30 segundos. A continuación, use una pistola térmica para fusionar los alambres, teniendo cuidado de no tocar los alambres con la pistola. Realice tres pasadas hacia arriba y hacia abajo desde direcciones alternas, con cada pasada durando aproximadamente 10 segundos.Luego agregue un tubo de soporte hecho de un trozo de tubo de polietileno de 30 centímetros de longitud. Introduzca el tetra lentamente en el tubo de soporte para que no se pliegue. Una vez que el extremo fusionado aparezca en el otro extremo del tubo, extráigalo para que quede una longitud igual de alambre en ambos extremos del tubo guía.Ahora, tome con pinzas el extremo separado de cada cable utilizando la base de la llama de un mechero de gas. Queme cuidadosamente el aislamiento de los últimos dos o tres milímetros de cada cable. Caliente el cable hasta que brille, pero sin que se enrolle.A continuación, utilice unas pinzas para conectar el tero con un adaptador de zócalo IC macho-hembra que se ajuste al dispositivo de grabación. Introduzca el extremo desaislado de cada cable en un zócalo diferente del adaptador. Añada un pasador de latón para ayudar a mantener los cables en su lugar.Luego, utilice un soldador de punta fina para llenar el zócalo con la soldadura fundida. A continuación, compruebe las conexiones eléctricas adecuadas utilizando un medidor de impedancia según se describe en el protocolo de texto adjunto. Usando un adaptador separado y sin usar, forme un molde pequeño de papel con agujeros en la parte inferior.Para los pasadores de correo, transfiera el adaptador de trabajo al interior de la caja con el lado de correo hacia abajo y los pasadores sobresaliendo de la caja. Después de colocar cinta adhesiva en la caja, como se describe en el protocolo escrito, mezcle rápidamente. Prepare el epóxico de dos componentes y viértalo en la caja.Para asegurar el adaptador y todos los cables, sujete el extremo cercano del tubo guía a un lado de la caja con cera dental, pero deje el tubo abierto de modo que el tero del cable pueda extraerse libremente por ambos extremos. Una vez que el epóxico esté endurecido y el conjunto de atuendo esté seco, el siguiente paso es afilar el tero. Comience cortando la punta del tero con una hoja de bisturí afilada.A continuación, pule el tero utilizando una herramienta rotatoria pequeña montada verticalmente con discos de lija de grano medio y fino. Configure la herramienta rotatoria para que gire a velocidad moderada, sosteniendo el conjunto cerca de su extremo. Con pinzas, incline el extremo del conjunto de alambres a un ángulo de 45 grados con respecto al disco de lija.Es fundamental que la dirección de giro de los discos de lijado sea alejándose del ángulo agudo de los extremos del alambre. De lo contrario, podría producirse la separación de los alambres. Toque suavemente el haz con el disco de lijado de grano medio durante uno o dos segundos, y luego toque el disco de lijado de grano fino durante otros uno o dos segundos.Repita esto tres veces más, rotando axialmente el haz 90 grados cada vez. Al finalizar, utilice un microscopio estereoscópico para verificar que el extremo del haz tenga una punta afilada con pequeñas cantidades de aislamiento retiradas del extremo de cada alambre y que no haya deshilachamiento, después de volver a comprobar las impedancias tanto entre los alambres individuales como entre cada alambre y la placa de tierra.El tero colocando su punta en una solución saturada de sulfato de cobre. Plate el primer alambre con una corriente de 2,5 microamperios. Mediante un aislador de estímulo, inyecte la corriente durante un segundo. Pausa durante un segundo y repita este proceso tres veces.Luego, plaquee los tres alambres restantes de la misma manera. Después, verifique nuevamente la impedancia. Monte el adaptador en la etapa de la cabeza de un sistema de grabación multicanal.Sujete un alfiler para insectos doblado a un micromanipulador y fije el extremo del cable tero al alfiler con cera dental tras anestesiar y asegurar una cucaracha según se describe en el protocolo del texto. Utilice una cuchilla de afeitar para cortar una pequeña ventana entre el ojo de la célula O tras retirar la cutícula. Use pinzas para eliminar los tejidos conectivos y la grasa con el fin de exponer el cerebro. A continuación, coloque solución salina para cucarachas dentro de la cápsula cefálica para cubrir el tejido cerebral y desentrañar el cerebro.Utilice una pinza fina para agarrar suavemente la vaina situada encima del cerebro y use otra pinza fina para rasgar la vaina en el área donde se implantó el alambre. A continuación, utilice un alfiler para insectos para abrir un pequeño orificio en la cápsula cefálica anterior al cerebro. Introduzca una trenza de 3 alambres de cobre aislados de 56 micrones de diámetro en el orificio.Para servir como electrodo de referencia a tierra, baje la punta del tetru hasta la superficie del cerebro con el micromanipulador y colóquela cerca del cerebro. Región de interés. Coloque cuidadosamente dos pequeños trozos de lámina de acetato delgado de dos por un milímetro, ligeramente más grandes que el orificio en la cápsula craneal, anterior y posterior al tetru.Baje lentamente el tetrode 150 a 250 micrones por debajo de la superficie del cerebro mientras monitorea la calidad de la grabación. Busque potenciales de acción espontáneos extracelulares de tamaño moderado a grande para indicar tanto un área de interés como la viabilidad general del tejido neural. Cuando esté satisfecho con la ubicación del tetrode, acerque las dos piezas de hoja de acetato lo más posible al tetrode sin tocarlo.Es muy importante tener extrema precaución durante la disección y la implantación para no dañar los cables. Utilizando una espátula pequeña hecha al aplanar la punta de una aguja hipodérmica, caliente la espátula con un mechero de alcohol. Luego coloque la espátula en cera dental de modo que haya cera líquida en la punta de la espátula.Toque cuidadosamente la cera líquida en un extremo de una hoja de acetato que esté más alejado del tero, permitiendo que la cera líquida selle el espacio entre la hoja de acetato y la cutícula de la cabeza. Continúe recalentando la espátula y depositando una pequeña cantidad de cera líquida sobre la hoja de acetato. Avance gradualmente hacia el tero y, finalmente, sujete el tero con una pequeña cantidad de cera dental.Evite introducir cera caliente en la cavidad y sobre el cerebro. A continuación, fije el electrodo de referencia con cera de manera similar. Ahora caliente la cera que sujeta el tero al micromanipulador para liberar el tero de él.Luego, pase el tero por la cera en la cabeza para proporcionar un alivio de tensión y cubra el bucle de alivio de tensión con cera. En este momento, retire cuidadosamente las sujeciones y transfiera la preparación a una placa de Petri, que debe estar colocada sobre hielo. Sujete la preparación con el lado dorsal hacia arriba utilizando alfileres grandes en forma de silla. Con una pistola de pegamento, fije un palillo de madera de modo que se extienda desde el pro nótum hasta el abdomen.A continuación, fije la punta del tubo tero al extremo posterior de la varilla con cera dental. Luego sujete el tero y el electrodo de referencia al extremo anterior de la varilla con cera dental. A continuación, tire del tero desde el extremo del enchufe del tubo tanto como sea posible, pero no lo jale con fuerza.Fíjelo al adaptador con cera para eliminar la posibilidad de que el animal dañe la porción expuesta del tero. Después de retirar todas las restricciones, sujete el electrodo de referencia al tubo del tero con cera dental. Establezca grabaciones neuronales y de video adecuadas, como se indica en el protocolo escrito, antes de comenzar los experimentos conductuales; para experimentos de caminata, permita que la cucaracha explore una arena de plexiglás; para experimentos de escalada.Utilice una arena larga y estrecha con un obstáculo en forma de estante que el animal pueda escalar o pasar por debajo, o bien un bloque de plexiglás que el animal pueda trepar. Al grabar, genere un pulso TTL desde la computadora utilizando un comando personalizado de MATLAB. El pulso TTL genera una marca de tiempo para el sistema de grabación y enciende o apaga la luz LED para los ensayos de estimulación.Series de pulsos de corriente entre los cables de grabación pueden utilizarse para evocar comportamientos una vez que el experimento ha finalizado, tras aplicar durante cinco segundos una corriente continua de cinco microamperios a través de una de las puntas del cable y el electrodo de referencia para depositar cobre en el cerebro. Para marcar la ubicación de la punta del cable, aquí se muestran trazas de voltaje en bruto procedentes de electrodos individuales dentro de un haz de un tero. Observe la diferencia entre las trazas de voltaje de los distintos electrodos.Tres unidades fueron clasificadas utilizando MLUs. Aquí se muestra una vista tridimensional de la energía de la forma de onda registrada en tres de los cuatro electrodos. Cada uno es un evento umbral único codificado por colores según el grupo al que finalmente se asignó.Esta instantánea se tomó de un video de una prueba de escalada; encima de cada cuadro se muestra la velocidad normalizada, la altura de la cucaracha y la frecuencia de disparo instantánea de dos unidades clasificadas, desde el primer cuadro hasta el cuadro actual. El tiempo cero indica el inicio de la escalada; la frecuencia de disparo se normalizó de cero a uno, y la velocidad y la altura se normalizaron de cero a 0,5 con fines de visualización. Las marcas debajo de cada cuadro indican los picos de las dos unidades clasificadas dentro de un segundo del cuadro actual. La línea naranja indica el tiempo abarcado por cada cuadro, y el rectángulo azul indica el doble del ancho del kernel que se utilizó para calcular la frecuencia de disparo instantánea del cuadro actual.Esta grabación se realizó en el cuerpo en forma de abanico derecho. La frecuencia de disparo de la unidad uno uno aumentó durante la escalada, y el incremento en la frecuencia de disparo precedió al aumento de la velocidad. La unidad uno dos estuvo silenciosa antes de la escalada, pero comenzó a disparar después de que se inició la escalada.En esta instantánea del Ensayo de Exploración en la Arena, la línea ovalada roja indica la forma de la cucaracha en ese cuadro y la línea discontinua roja indica la posición del centro de masas de la cucaracha en los 10 cuadros anteriores. Aquí se muestran la velocidad de giro y de desplazamiento hacia adelante, así como la frecuencia de disparo instantánea de la unidad dos uno. Los picos de la unidad dos, uno dentro de cuatro segundos del cuadro actual se muestran debajo del cuadro.Como antes, la línea naranja indica el tiempo cubierto por cada cuadro y el rectángulo azul indica el doble del ancho del kernel que se utilizó para calcular la frecuencia de disparo instantánea del cuadro actual. Esta grabación se realizó en la parte media del cuerpo del abanico. La posición de la cucaracha y su orientación corporal en cada cuadro se extrajeron mediante software de seguimiento, como se describe en el protocolo del texto, y se utilizaron para calcular la velocidad hacia adelante y la velocidad de dirección, así como la frecuencia de disparo instantánea.La frecuencia de disparo de la unidad dos uno aumentó cuando la cucaracha comenzó a caminar y se correlacionó con la velocidad de la marcha. Para muchas unidades del complejo central, el aumento de la frecuencia de disparo se restringió a estados específicos de locomoción. Por ejemplo, la unidad dos, uno se ajustó a la marcha hacia adelante independientemente de la velocidad de giro.La trayectoria de la cucaracha extraída del video se muestra aquí. El punto negro grande indica el punto de partida de la cucaracha, y cada punto negro pequeño indica la posición de la cucaracha en cada cuadro. La trayectoria se codificó por colores para mostrar la tasa instantánea de disparo de la unidad dos, que varía desde azul para indicar una baja tasa de disparo hasta rojo para indicar una alta tasa de disparo.En este mapa de frecuencia de disparos de la Unidad dos uno, el eje X representa la velocidad de giro, y el eje Y representa la velocidad de desplazamiento hacia adelante. Una velocidad de giro positiva indica giro hacia la derecha y una velocidad de giro negativa indica giro hacia la izquierda. La colocación del electrodo se determina mediante depósitos de cobre visibles tras el procedimiento histológico, tal como se describe en el texto.Alternativamente, el electrodo puede recubrirse con un colorante fluorescente y localizarse mediante microscopía confocal. Este es un conjunto complejo de técnicas que, incluso cuando se dominan, requiere un tiempo total de muchas horas; lo mejor es dividir los elementos en subconjuntos, fabricar y probar varios teros antes de iniciar un experimento de implantación.Es importante recordar realizar una prueba previa de un tero para verificar la impedancia adecuada entre cables y la impedancia individual, y tomar precauciones extremas al implantar y asegurar los umbrales en el cerebro. Se pueden incorporar métodos como el seguimiento automatizado en tiempo real para simplificar el procedimiento de análisis. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo fabricar e implantar teros con el fin de coordinar la actividad fisiológica con los comportamientos complejos de un insecto en movimiento libre.

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Research

Investigación

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