Name: Transferencia de Protones y Proteína Conformación Dinámica de proteínas fotosensibles por Time resuelto-Step-scan transformada de Fourier espectroscopia de infrarrojo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 3 s
Description: Aprende a estudiar la dinámica de protonación y cambios conformacionales en proteínas de membrana fotosensibles mediante espectroscopia FTIR de paso a paso resuelta en el tiempo. Este método permite observar procesos rápidos en escalas de microsegundos a milisegundos.

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Este trabajo fue financiado por subvenciones de la Deutsche Forschungsgemeinschaft a J.H. (FOR-1279, SFB-1078, B3). Agradecemos a Tom Resler y Björk Süss por sus útiles comentarios.

1. Aspectos generales de la muestra y la preparación del instrumento <ol><li> Utilice un comercial espectrómetro FT-IR equipado para mediciones de paso-scan con resolución temporal. Para obtener los mejores resultados sitúan el espectrómetro FT-IR en la parte superior de una mesa de vibración desacoplado. </li><li> Evacuar el alojamiento óptico a unos pocos mbar. Purgar el compartimento de la muestra con aire seco o nitrógeno. </li><li> Coloque un material transparente IR opaco a la radiación visible en frente del detector MCT de la espectrómetro de FT-IR. Esta precaución es esencial para evitar los artefactos del pulso láser emocionante durante los experimentos paso del análisis. Nota: Utilizamos una germanio (Ge) ventana de 25 mm de diámetro. Su alto índice de refracción hace que la intensidad indeseable pierde, evitado en gran medida el uso de un filtro con recubrimiento antirreflectante Ge. </li><li> Enfriar el dewar detector MCT con nitrógeno líquido. Nota: Se prefiere el uso de detectores de MCT fotovoltaica sobre photoconductives debido a su respuesta lineal y, por lo tanto, photometr superioresIC exactitud y fiabilidad de línea de base 31,53. </li><li> Pre-concentrar la muestra utilizada para los experimentos a por lo menos 2 mg de proteína / ml en un tampón de baja (&lt;20 mM) fuerza iónica para evitar la formación de cristales de sal, mientras que el secado de la suspensión de proteína para formar una película de proteína homogénea. Cuando las muestras de sedimentos, lavar / concentrarlos aplicando ultracentrifugación (por ejemplo, proteínas de membrana en liposomas o en parches de membrana celular). Utilice centricons de corte adecuado para las proteínas que no lo hacen los sedimentos (por ejemplo, detergentes proteínas de membrana solubilizadas). </li><li> Para obtener resultados óptimos utilice: a) las preparaciones de proteína pura y activa como sea posible; b) las relaciones de lípido / proteína ≤ 3 en el peso de las proteínas en parches de membrana celular o reconstituidas en liposomas; c) las relaciones de detergente / proteína ≤ 1 en el peso de las proteínas solubilizados con detergente. Evitar el uso de detergentes o lípidos cuyas bandas de vibración se superponen con los de la proteína (por ejemplo, CHAPS). </li></ol&gt; 2. Preparación del total atenuada Experimentos reflexión sobre Bacteriorhodopsin <ol><li> Monte el accesorio de ATR en el compartimiento de la muestra del espectrómetro FT-IR. Nota: Usamos un ATR ZnSe / diamante con 5 reflexiones activas. Evitar materiales semiconductores tales como germanio o silicio como elemento de reflexión interna (IRE) del accesorio de ATR, ya que sus propiedades ópticas se ven afectados por la emocionante láser visible. </li><li> Mida un amplio alcance (aprox. 4,000-800 cm -1) espectro de energía a los 4 cm -1 de resolución de la superficie IRE limpia por espectroscopia FT-IR convencional rápido-scan. Utilice este espectro como un espectro de referencia para calcular los espectros de absorción en una etapa posterior. </li><li> Cubra la superficie IRE del ATR con 20 l de buffer usado más tarde para rehidratar la muestra (por ejemplo, NaCl 4 M y 100 mM NaPi a pH 7,4). Medir la absorción de IR de la memoria intermedia. </li><li> Retire el amortiguador, y enjuague la superficie wi IREth agua. Evite tocar la superficie. Retire el líquido residual de la superficie IRE por una intensa corriente de aire. </li><li> Corre ~ 3 l de bacteriorhodopsin (BR) en las membranas de color púrpura (~ 6 mg de proteína / ml en agua desionizada) en la parte superior de la superficie de IRE (~ 0.2 cm 2 de área). Se seca la suspensión de proteína bajo una corriente suave de aire seco hasta que se alcanza una película. </li><li> Medir el espectro de absorción de la película seca (véase la Figura 1). </li><li> Añadir suavemente 20-40 l de un tampón de alta fuerza iónica para rehidratar la película seca (por ejemplo, 4 M NaCl y 100 mM NaPi a pH 7,4). Nota: La alta fuerza iónica previene la hinchazón excesiva de la película de la membrana, lo que permite conservar la mayor cantidad de proteínas de lo posible cerca de la superficie palpada (Figura 2). </li><li> Cubrir el titular de ATR con una tapa para evitar la evaporación del agua. Opcionalmente, colocar una chaqueta de cubierta conectado a un baño circulatorio ajustado a 25 ° C para el control de la temperatura. Para las proteínas con photocycles largos (y #62; segundo), control de la temperatura podría aumentar la estabilidad de la línea de base. </li><li> Medir un espectro de absorbancia. Estimar el porcentaje de muestra restante cerca de la superficie después de la rehidratación de la película restando el espectro de absorción del tampón (Figura 3). </li><li> Confirmar la estabilización de la película de la hinchazón mediante el registro de espectros de absorción a intervalos de 5-20 min después de la rehidratación (Figura 4). Este paso es opcional, pero se recomienda. </li></ol> 3. Realización de experimentos de transmisión de detergente disuelto canalrodopsina-2 <ol><li> Añadir 10 l de ChR2 (~ 10 mg de proteína / ml) disueltos en NaCl 5 mM, 5 mM de HEPES (pH 7,4) y decil-maltósido (DM) en el centro de una ventana de BaF 2 de 20 mm de diámetro. Corre con la ayuda de la punta de la micropipeta a un diámetro de 6-8 mm (densidad de superficie de la proteína de ~ 200 g / cm 2). </li><li> Formar una usi películang un flujo suave de aire seco. Para obtener los mejores resultados de asegurar que la película es homogénea y tiene un diámetro más o menos coincide con el tamaño del haz IR en la abertura más grande. </li><li> Hidratar la película mediante la adición de 3-5 l de una mezcla de glicerol / agua distribuida en 3-5 gotas alrededor de la película seca, y se cierran con una segunda ventana utilizando una silicona O-anillo plano de ≥ 1 mm de espesor. Nota: La relación de la mezcla de glicerol / agua controla la humedad relativa entre las ventanas 54. Para las muestras higroscópicos utilizan una relación de 3/7 o 2/8 de glicerol / agua (W / W). Las gotas de glicerol / agua nunca debe estar en contacto directo con la película de proteína. </li><li> Inserte los BaF 2 ventanas intercaladas en un soporte. Prevenir la luz directamente de llegar al detector, cubriendo la ventana de muestra con un material opaco de IR, tal como papel, con un agujero que coincide con el tamaño de la película hidratada. Coloque el soporte en el compartimiento de la muestra. </li><li> Controlar la temperatura del soporte a 25 °C por una camisa termostática conectado a un baño de temperatura controlada circulatorio. </li><li> Medir un espectro de absorción. Asegúrese de que la absorción máxima en la región de amida I (~ 1,700-1,620 cm-1) está en el intervalo de 0,6-1,0. </li><li> Estimar la masa y la relación molar de la proteína / detergente / agua del espectro de absorción de la película hidratada (Figura 5) usando la extinción de referencia coeficiente de espectros para el agua, DM, y proteínas de la membrana representativos (Figura 6). </li><li> Espere hasta que el nivel de hidratación se estabilice antes de realizar experimentos paso del análisis (≥ 1 hr). </li></ol> 4. Ajuste y sincronización del láser Emocionante Para los experimentos sobre bR utilizan la segunda emisión de armónicos de un láser pulsado de Nd: YAG (λ = 532 nm) para activar el fotociclo. Para los experimentos con ChR2, utilice una excitación de λ = 450 nm a lo dispuesto por una oposcilador paramétrico vertical (OPO) impulsado por el tercer armónico (λ = 355 nm) de un láser de Nd: YAG. Asegúrese de que el pulso de láser es suficientemente corto (~ 10 ns) para reducir al mínimo la foto-excitación secundaria. Nota: La energía de los pulsos de láser debe ser lo más constante posible. En nuestra configuración, la intensidad del láser fluctúa ≤ 10% en torno al valor medio, según lo confirmado por la medición de un reflejo del láser por un fotodiodo conectado a un registrador de transitorios y la integración de la respuesta (Figura 8). <ol><li> Pareja el láser para la muestra. Ajustar la densidad de energía del láser en la muestra a 2-3 mJ / cm 2 por pulso usando una potencia-metros. <ol><li> Para la configuración de ATR, utilizar una fibra óptica colocada en lo alto de la tapa de ATR. </li><li> Para los experimentos de transmisión, utilizar espejos para llevar el láser a la muestra y, si se requiere, ya sea lentes para colimar o divergir el haz de láser a un diámetro ligeramente por encima del tamaño de la película de muestra. </li></ol></li><li> Sincronizar la laseR pulso con el registro de datos por el espectrómetro. Utilice la Q-interruptor de sincronización de salida de impulsos TTL de la electrónica del láser Nd: YAG para activar el espectrómetro. Ajuste la velocidad de excitación del láser Nd: YAG a 10 Hz para bR y 0,25 Hz para ChR2, respectivamente. </li><li> Utilice un generador de retardo de pulso (PDG) para controlar la velocidad de excitación de láser si la tasa de repetición del láser de Nd: YAG no es fácilmente ajustable. <ol><li> Conecte la lámpara de sincronización de salida del láser de Nd: YAG a la entrada de disparo externo PDG. El PDG proporciona una salida de ~ 190 microsegundos pulso TTL retraso a la Q-interruptor de sincronización en la entrada del láser Nd: YAG para desencadenar la acción láser. Puerta de la PDG para aceptar un disparador externo sólo después de cierto período de tiempo desde el último disparador aceptada (100 ms para bR o 4 segundos para ChR2). </li></ol></li></ol> 5. Preparaciones y Configuración Paso-scan resueltos en tiempo <ol><li> Coloque un filtro óptico de paso bajo en el trayecto óptico. Para realizar las mediciones de paso de barrido con resolución temporal en el 1,800-850 cm -1 rango espectral, utilizan un filtro opaco por encima de 1950 cm -1 y con una buena transmisión (&gt; 50-80%) por debajo de 1800 cm-1 (Figura 7). </li><li> Cambiar el detector de CA a modo de acoplamiento de CC. Nota: Después de este ajuste la señal de interferograma ya no oscilará en torno a cero, pero alrededor de un valor conocido como el nivel de CC. </li><li> Utilice la abertura más grande posible del haz del espectrómetro para mayor flujo de fotones y, por lo tanto, una mejor relación señal-ruido, pero dentro de los límites de la linealidad del detector. </li><li> Llevar el nivel de corriente continua del interferograma a cero y vuelva a ajustar la ganancia electrónica para hacer un mejor uso de la gama dinámica del convertidor analógico digital, convertido (ADC). Lograr compensado por la aplicación de una polarización de tensión de la señal proporcionada por el pre-amplificador de nivel de DC. Nota: Esta opción se incluye en los modernos espectrómetros FT-IR. De lo contrario, un dispositivo externo hecho en casa se ​​puede utilizar en lugar, colocado entre el preamplificador y el ADC 38. El cuidado es entoncesnecesaria para asegurar que la electrónica de dicho dispositivo son rápido y lineal. </li><li> Inicie el menú de pasos-scan del espectrómetro FT-IR. Ajuste el ancho de banda espectral de destino para la medición de paso-scan para 1,975.3-0 cm -1. Ajuste el ancho de banda espectral a una fracción del número de onda láser de He-Ne (1/8 º en el presente caso), ligeramente superior a la de corte del filtro óptico. </li><li> Desactive cualquier filtro electrónico de paso alto para evitar distorsiones de la cinética en épocas posteriores. Un filtro electrónico de paso bajo puede ser beneficioso cuando su frecuencia de corte es del orden o por encima de la frecuencia de muestreo del ADC (aliasing reduce el ruido). </li><li> Ajuste la resolución espectral y de fase a 8 cm -1 y 64 cm -1, respectivamente. Ajuste el modo de adquisición interferograma a una sola cara hacia adelante. Con estas opciones se interferograma requiere alrededor de 500 puntos. </li><li> Establezca la frecuencia de muestreo del ADC a la más alta disponible en el espectrómetro (por ejemplo, 160 kHZ, o 6,25 microsegundos). Ajuste el &quot;detonante de experimento&quot; a &quot;externa&quot;, es decir, el láser es el maestro. Establecer el número de puntos de datos linealmente espaciados a grabar: 7000 para bR (hasta 42 ms) y 20.000 para ChR2 (hasta 125 ms). Nota: las escalas de tiempo más largas pueden ser cubiertos sin desbordar la memoria ADC usando un cuasi-logarítmicamente pulsos TTL externos espaciados en el tiempo a partir de un generador de onda para activar la adquisición de datos 38, o mediante el uso de dos registradores de transitorios paralelas como sustitutos de la ADC interno 31, 32. </li><li> Ahorra aproximadamente 100 puntos previos al disparo como una referencia para el estado oscuro de la muestra. Nota: En la escala de tiempo de milisegundos la calidad de los datos es a menudo limitada por las fluctuaciones en el espejo móvil. El aumento de los puntos de pre-activación por encima de 100 es, por lo tanto, no se espera para mejorar significativamente la calidad de los datos. </li><li> Establecer el número de compañeros de adiciones, es decir, el número de promedios del fotorreacción por espejo positde iones. Para bR, utilice 20 compañeros de adiciones (20 min de tiempo de medición a las 10 tasa de excitación Hz). Para ChR2 utilice 2 compañeros de adiciones (70 min de medir el tiempo en 0.25 tasa de excitación Hz) </li><li> Repita el experimento 10 veces para bR, y 35x en tres diferentes películas de la muestra para ChR2, que finalmente ~ 200 compañeros de sumas por posición del espejo. </li></ol> 6. Proceso de Datos <ol><li> Confirmar el estado de la muestra comparando el espectro de diferencia IR inducida por la luz obtenida a partir de la primera y la última medición. Considere la posibilidad de descartar cualquier mediciones en las que la intensidad del espectro de diferencia cae por debajo de 60% de la primera medición. </li><li> La media de los interferogramas grabados. <ol><li> Usando el software OPUS del espectrómetro FTIR seleccionar los interferogramas con resolución temporal para promediar y añadirlos a la &quot;Spectrum Calculator&quot;. </li><li> Haga clic en &quot;=&quot; para obtener el promedio de los interferogramas. Nota: Cuando la fase del interferogramaes constante durante la medición es indiferente a interferogramas medias o espectros de un solo canal. Una fase constante se puede confirmar mediante el cálculo y comparando el espectro de fase para la primera y la última interferograma registrada. </li></ol></li><li> Realizar la transformada de Fourier de los interferogramas con resolución temporal promediados para obtener un promedio de solo espectros canal con resolución temporal. <ol><li> Utilizando el mismo software que en el paso 6.2.1, seleccione el interferograma resuelta en el tiempo promedio y haga clic en el icono de &quot;interferograma de espectros&quot;. Utilice el método Mertz de corrección de fase, factor de llenado de cero de 2 (dos puntos digitales por resolución instrumental), y una función de apodización (por ejemplo, un triángulo, Blackmann-Harris 3-términos, etc.) </li><li> Haga clic en la &quot;conversión&quot; de abajo para transformar el interferograma resuelta en el tiempo en los espectros de resolución temporal. </li></ol></li><li> Exportar los datos de un solo canal con resolución temporal como una &quot;tabla de puntos de datos&quot; o una &quot;; &quot;Archivo con el&quot; matlab guardar como &quot;icono en el software OPUS. Continuar el tratamiento de datos en un programa externo. <ol><li> Promediar los espectros de un solo canal antes de que el láser, y convertir los datos de un solo canal con resolución temporal de los espectros de absorción de la diferencia de resolución temporal. </li><li> Calcular un vector para la desviación estándar del ruido esperado en los espectros de diferencia como una función del número de onda (Figura 12), usando la desviación estándar del ruido, ε, y la media, S 0 (ν), de la 100 única espectros de canal anterior a la de láser: ε / S 0 (ν). El valor de ε se calcula restando espectros de un solo canal consecutivo y el cálculo de la desviación estándar corregido por √ 2. </li><li> Retire las regiones espectrales demasiado ruidosos para ser de utilidad (por ejemplo, por encima de 1825 cm -1 y 850 cm por debajo de -1). </li><li> Realice una cuasi-logarítmica promedio (por ejemplo, 20 década espectros / hora). El appearance de los datos mejorará y el número de espectros se redujo de 4 a 10 ~ ~ 10 2, sin ninguna información significativa perdido (Figura 9). </li><li> Aumenta cuatro veces la densidad espectral de puntos (1 punto / cm-1) usando la interpolación de Fourier (post-llenado cero). Nota: Realice los pasos 6.4.1 al 6.4.4 en un programa de fabricación casera que se ejecuta en MATLAB. </li></ol></li><li> Procesar los espectros de resolución temporal obtenida (Figura 10A) con la descomposición de valor singular, SVD, (Figura 13). Lograr eliminación de ruido de datos mediante la reconstrucción de los datos con un número limitado de componentes SVD significativas (Figura 10B). Nota: Nosotros realizamos SVD en MATLAB, utilizando la función &quot;svd&quot; incorporado. </li></ol>

Los autores declaran no tener ningún interés financiero en competencia.

Uno de los aspectos primero que necesita consideración a la hora de realizar el paso de escaneo experimentos FT-IR resueltas en el tiempo en una proteína es la preparación de una muestra en una forma adecuada para la espectroscopia de IR. La absorción de IR de sustancias distintas de la proteína de interés debe ser reducido, sobre todo que a partir de agua. El enfoque más común es para evaporar el agua a granel de la muestra para formar una película. La película puede ser rehidratado ya sea mediante la adición de algunas gotas de una solución acuosa o mediante la exposición de la película a una atmósfera de humedad controlada. Hemos mostrado cómo en ambos casos es posible estimar el nivel de hidratación obtenida por medio de la espectroscopia de absorción de IR (véase la Figura 3 y la Figura 5). Aunque los niveles de hidratación obtenidos pueden aparecer bajo en comparación con aquellos en solución, que son en realidad cerca de las que se encuentran en las células vivas 70, por lo que el estudio de las películas hidratadas de proteínas funcionalmente relevantes. Además de agua,También es importante conocer y controlar la cantidad de lípidos o detergente en la muestra. Tanto debe mantenerse lo suficientemente baja para tener un impacto espectroscópico reducida en la absorción de IR, pero lo suficientemente alta para preservar la integridad y la funcionalidad de la proteína de interés. Espectroscopia de paso del escaneo de resolución temporal es sólo francamente aplicable a las proteínas que muestran reacciones reversibles que se pueden activar de forma reproducible por la luz (pero ver el progreso en el acoplamiento de la etapa de exploración con el intercambio de tampón rápido) 71. En la etapa-escanear la reacción tiene que ser reproducible para al menos ~ 500x, el número mínimo para completar un interferograma que cubre el 1,800-850 cm -1 región a 8 cm -1 resolución. En la práctica, sin embargo, con un promedio adicional de datos generalmente se requiere para impulsar el nivel de ruido. Por 200 posición co-additions/mirror (10 5 repeticiones de la reacción) un espectro 6,25 microsegundos resolución diferencia de absorción puede mostrar una estación de ruidodesviación ndard entre 2 x 10 -5 y 2 x 10 -4 para un ATR y entre 5 x 10 -6 y 3 x 10 -5 para un experimento de transmisión (Figura 15). Gracias a su mayor rendimiento de fotones, la transmisión permite ~ 7 niveles de ruido más bajos que los ATR, un aspecto clave para el estudio de muestras en las que con éxito los cambios de absorción débiles como ChR2. Por otro lado, ATR requiere de 5 a 25 veces menos que muestra un experimento de transmisión. La aplicación de la etapa de exploración espectroscopia FT-IR resuelta en el tiempo es un problema para proteínas que muestra photocycles lentos: la grabación de un interferograma a paso-scan puede llegar a ser poco práctico larga. Algunas soluciones se han presentado para hacer frente a estos casos 72,73, a menudo basadas en el uso de múltiples muestras intercambiables para acelerar las medidas a costa de un mayor consumo de proteínas y la complejidad experimental 27,74. En algunos casos es posible eludir este problema por el excitando la muestra antes de la fotociclo está estrictamente completó. Para ChR2, con un fotociclo requiere después de la foto-excitación 60 seg para la recuperación de 99%, la recuperación en 4 seg ya de 80% es 48. Con una eficiencia de excitación de 10% por pulso láser, 98% de las moléculas de Chr2 están en la oscuridad estado 4 seg después de la foto-excitación, lo que hace posible llevar a cabo experimentos a una tasa de repetición del láser a 0,25 Hz. Tratamiento de la información es un aspecto técnico final necesario para alcanzar los mejores resultados posibles. Promedio logarítmico reduce el ruido y, también importante, reduce el tamaño de los datos sin distorsiones, una característica esencial para el análisis de datos posteriores utilizando la descomposición de valor singular o ajuste global. Promedio logarítmico es, sin embargo, no es muy exitosa en un promedio de las fluctuaciones en el tiempo-huellas causadas por las oscilaciones en el espejo móvil y otras fuentes de ruido 1 / f durante las mediciones (Figura 9). Estas fluctuaciones en la línea de basepuede superar el ruido en el rango de milisegundos y corrupto de la calidad de los datos. Descomposición de valor singular se aprovecha de la redundancia de los datos para reducir el ruido, y con algunas modificaciones 57 que puede reducir así las fluctuaciones en la línea de base. Finalmente, la mayor parte más difícil y requiere mucho tiempo de un paso de exploración de FT-IR experimento resuelta en el tiempo corresponde a la asignación de bandas y para la interpretación espectral y cinética de los datos. Para bacteriorhodopsin muchas de las bandas que aparecen en los espectros de diferencia IR han sido asignados o interpretado gracias al trabajo acumulado de muchos grupos de investigación en las últimas décadas. Para una proteína mucho menos estudiado, como canalrodopsina-2, los experimentos de IR con resolución temporal anteriormente presentados tienen que ser acompañados por experimentos paralelos en mutantes dirigidos al sitio y se combinan con la información de técnicas complementarias para llegar a una interpretación mecanicista 48.

Para dilucidar plenamente cómo las proteínas realizan su función, se requiere para medir mientras trabajan, es decir, a lo largo de un camino de reacción que implica a menudo una serie de productos intermedios y se extiende varios órdenes de tiempo. Los pasos clave de la función de proteínas a menudo tienen lugar en el microsegundo de milisegundos rango de tiempo 1, en ​​particular la columna vertebral cambios conformacionales y reacciones transferencias de protones en las proteínas de membrana. La cristalografía de rayos X, sin duda el pilar de la biología estructural, proporciona (promediada en el tiempo) densidades electrónicas estáticas de bienestar de difracción de cristales de proteína, muy difícil de crecer con proteínas de la membrana 2. Un modelo atómico 3D puede ser construido en base a la densidad de electrones, aunque rara vez incluida la ubicación de los átomos de hidrógeno. El notable avance en la cristalografía de rayos X con resolución temporal, basándose ya sea en Laue difracción 3 o en pulsos de rayos X de femtosegundos 4, añade la dimensión temporal a la gran información estructural eninherente a la cristalografía de rayos X 5. Pero dejando a un lado desafíos técnicos y analíticos, la red cristalina puede afectar la columna vertebral cambios conformacionales y alterar la dinámica de proteínas, un inconveniente inevitable de métodos basados ​​en cristales de proteínas 5. En consecuencia, los aspectos dinámicos de proteínas están aún mejor cubiertas por métodos ópticos, ya que por primera vez por el flash fotólisis 6,7, aunque con el inconveniente general de visión estructural limitado. Espectroscopia de infrarrojos por transformada de Fourier (FT-IR) combina la resolución temporal de espectroscopias ópticas con una sensibilidad valiosa a la estructura de la proteína, la última característica explotada en innumerables investigaciones estructurales y funcionales estáticas en proteínas de la membrana 8-11. En particular, la espectroscopia de diferencia FT-IR ha demostrado ser una herramienta ideal para estudiar pequeños cambios espectrales como tránsitos de proteínas de un estado metaestable a otro 12-19. Studies sobre la dinámica de proteínas, excepto en el único nivel de molécula 20,21, requieren un proceso de activación para la sincronización. Una reacción está convenientemente inició rápida y no invasiva utilizando la luz como disparador, como se hizo en el estudio de las proteínas con fotorreacciones cíclicos. Un reto importante asociado con estudios de tiempo-resuelto es la consecución de suficiente resolución de tiempo manteniendo una buena resolución espectral y la relación adecuada de señal a ruido. También es esencial para cubrir una gama suficientemente amplia espectral y temporal. Paso de barrido Tiempo de resolver la espectroscopia FT-IR sobresale en todos estos aspectos 22, con ejemplos publicados que cubren los rangos espectrales tan amplia como 3,900-850 cm -1 y la dinámica que se extiende ~ 9 órdenes de tiempo, con un máximo de 3,5 cm -1 espectral y 30 de la resolución temporal ns 23-28. Espectrómetros de transformación de Fourier de infrarrojos muestran ruido reducido y mayor precisión fotométrica sobre los dispersivos 29. Sin emer, en el modo de grabación rápida exploración normal espectrómetros FT-IR sufren de un tiempo de resolución limitado a ≥ 5-10 mseg como consecuencia de el tiempo mínimo el espejo móvil del interferómetro requiere para completar una exploración. Con la técnica de paso de escaneado, en contraste, la dependencia del tiempo del evento dinámico está desacoplada de la duración de la exploración del interferómetro. En pocas palabras, el espejo se mueve móviles en pasos discretos en lugar de escanear continuamente para realizar la exploración. En cada uno de estos pasos el espejo (móvil) se mantiene fijo y un transitorio se registra. Por lo tanto, el tiempo de resolución está limitada por el tiempo de subida del mercurio de teluro de cadmio (MCT) detector, que está típicamente en el intervalo de 10-100 nseg. En la práctica, la gran gama dinámica del interferograma (que contiene una señal intensa en las señales centerburst y pequeños en las alas), requiere de digitalización adecuado un convertidor analógico / digital (ADC) con un máximo de 16 a 24 bits que lleva a un muestreo tasas no superiores a 200 kHz ~(5 microsegundos) 30. Nanosegundo tiempo-resolución puede llevarse a cabo mediante la medición de sólo los cambios en el interferograma, para el que un bit ADC 8-12 es suficiente 23,31-33. Aspectos técnicos 30,34,35 y aplicaciones 36-38 de paso-scan con resolución temporal se han discutido en detalle en otra parte. El propósito de la contribución actual es proporcionar un protocolo que describe los aspectos prácticos de la etapa de exploración espectroscopía FT-IR resuelta en el tiempo en proteínas de la membrana fotosensibles. Aquí, el rendimiento de la técnica se muestra para dos métodos de muestreo: de transmisión y reflexión total atenuada (ATR). El uso de ATR, permite trabajar en la presencia de exceso de agua, que no sólo garantiza condiciones de hidratación completa para la proteína, pero también permite el control agudo de la muestra de pH y fuerza iónica 49,50. Experimentos escanear a paso se ilustran en dos sistemas seleccionados: bacteriorrodopsina y canalrodopsina-2. 39,40, por lo que es la proteína de membrana mejor entendido hasta ahora. Entre las numerosas técnicas aplicadas al estudio de la funcionalidad bR espectroscopia FT-IR ha ejercido sin duda uno de los impactos más grandes. A saber, la espectroscopia FT-IR ha sido la clave para resolver los grupos involucrados en la transferencia de protones a través de la membrana como en otros lugares representaron 13,41,51. Canalrodopsina (CHR) es el primer canal de iones de luz cerrada que se encuentra en la naturaleza 42,43. Luz de excitación de ChR conduce a la apertura transitoria de un canal iónico. Su descubrimiento se estableció el camino para el desarrollo de la optogenética, donde los procesos moleculares son controlados por la luz 44,45. ChR pertenece, como bR, a la familia de rhodopsins microbiana pero en contraste con bR, y mucho menos se sabe acerca de su mecanismo funcional 52. ChR2 combina su función como ion con la actividad del canal de protones bombeo 46,47. Recientemente, hemos aplicado paso-scan espectroscopia FT-IR de resolución temporal para resolver las reacciones de transferencia de protones dentro de la proteína y la dinámica de las proteínas de backbone cambios de conformación en ChR2 48.

<table><tbody><tr><td>Espectrómetro FT-IR</td><td>Bruker</td><td>Vertex 80v</td><td>Equipado con detector fotovoltaico-MCT, un global externo, y una bomba exenta de aceite. Firmware 2.3.</td></tr><tr><td>BaF2 ventanas</td><td>korth Kristalle</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diamond ATR accesorio</td><td>Detección</td><td></td> de herreros Baño termostático <td>DuraDisk de nueve reflexiones</td></tr><tr><td></td><td>Julabo</td><td>F25</td><td></td></tr><tr><td>Mesa desacoplada por vibración</td><td>OPTA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Láser pulsado Nd:YAG con un segundo generador de armónicos</td><td>Electro-Óptica de continuo</td><td>Minilite&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Oscilador paramétrico óptico (OPO)</td><td>OPTA</td><td>BBO-355-VIS/IR S/N 1009</td><td></td></tr><tr><td>Generador digital de retardo/impulsos&nbsp;</td><td>Stanford Research Systems</td><td>DG535</td><td></td></tr><tr><td>Láser pulsado de Nd:YAG con un tercer generador de armónicos</td><td>Spectra-Physics</td><td>Quanta-Ray</td><td></td></tr><tr><td>Varios espejos ópticos y lentes</td><td>ThorLabs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>OPUS 7.0</td><td>Bruker</td><td></td><td>Software para controlar el espectrómetro Vertex 80v</td></tr><tr><td>Tiempo de ejecución de MATLAB</td><td>Mathworks</td><td></td><td>Se utiliza para ejecutar programas ejecutables caseros para Preprocesar los datos</td></tr></tbody></table>

transferencia de protones y proteína conformación dinámica de proteínas fotosensibles por time resuelto-step-scan transformada de fourier espectroscopia de infrarrojo

Proton Transfer and Protein Conformation Dynamics in Photosensitive Proteins by Time-resolved Step-scan Fourier-transform Infrared Spectroscopy

Monitoreo de la dinámica de protonación y proteínas backbone cambios de conformación durante la función de una proteína es un paso esencial hacia la comprensión de su mecanismo. De protonación y conformacionales cambios afectan el patrón de vibración de las cadenas laterales de aminoácidos y del enlace peptídico, respectivamente, ambos de los cuales se puede probar por infrarrojos (IR) espectroscopia de diferencia. Para las proteínas cuya función puede ser repetitiva y reproducible provocada por la luz, es posible obtener espectros de diferencia de infrarrojo, con (sub) Resolución de microsegundos en un amplio rango espectral usando la técnica infrarroja paso a escanear la transformada de Fourier. Con ~ 10 2 -10 3 repeticiones de la fotorreacción, el número mínimo para completar una exploración a una resolución espectral razonable y ancho de banda, el nivel de ruido en los espectros de diferencia de absorción puede ser tan bajo como ~ 10 - 4, suficiente para seguir la cinética de cambios de protonación de un único aminoácido. Inferiorlos niveles de ruido se puede lograr por más de promediado de datos y / o procesamiento matemático. La cantidad de proteína requerida para obtener resultados óptimos es entre 5-100 mg, dependiendo de la técnica de muestreo utilizada. En cuanto a requisitos adicionales, la proteína necesita ser concentrado primero en un tampón de fuerza iónica baja y después se seca para formar una película. La película de proteína se hidrata antes del experimento, o bien con pequeñas gotas de agua o bajo la humedad atmosférica controlada. El nivel de hidratación alcanzado (g de agua / g de proteína) se mide a partir de un espectro de absorción IR. Para mostrar la técnica, se estudió la fotociclo del bacteriorhodopsin la bomba de protones impulsada por la luz en su entorno membrana púrpura nativa, y del canal de iones canalrodopsina-2 la luz cerrada solubilizada en detergente.

Los pasos clave de la función de las proteínas, en particular los cambios conformacionales de la columna vertebral y las reacciones de transferencia de protones, a menudo tienen lugar en la escala de tiempo de microsegundos a milisegundos. Estos procesos dinámicos pueden estudiarse mediante espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier de barrido escalonado resuelto en el tiempo, en particular para proteínas cuya función es desencadenada por la luz.

Transferencia de Protones y Proteína Conformación Dinámica de proteínas fotosensibles por Time resuelto-Step-scan transformada de Fourier espectroscopia de infrarrojo

Monitoring the dynamics of protonation and protein backbone conformation changes during the function of a protein is an essential step towards ...

El objetivo general de este procedimiento es investigar la dinámica de protonación y los cambios conformacionales de dos proteínas de membrana fotosensibles utilizando espectroscopía FTIR con escaneo STEP resuelta en el tiempo. Esto se logra primero formando una película proteica hidratada cuya absorción infrarroja será analizada, bien en una configuración de reflexión total atenuada para la bacterioopsina, bien en una configuración de transmisión para el canal Rodopsina 2. El segundo paso consiste en excitar la muestra con un destello láser de nanosegundos de longitud de onda adecuada para iniciar una reacción fotoquímica en la proteína, detectando así cambios resueltos en el tiempo en la intensidad de la luz infrarroja que interactúa con la muestra.A continuación, se repite el proceso anterior en posiciones discretas del espejo móvil de un interferómetro que controla la diferencia de trayectoria óptica entre dos haces divididos, hasta que se registra un interferograma completo resuelto en el tiempo. El paso final consiste en transformar el interferograma resuelto en el tiempo en un espectro de absorción infrarroja por diferencias resuelto en el tiempo, utilizando la transformada de Fourier y la ley de Lambert-Beer. En última instancia, se examina la evolución temporal de las bandas, especialmente en la región del MI y en la del doble enlace C=O de los grupos carboxílicos, para obtener la dinámica de los cambios conformacionales y de protonación en la proteína.La principal ventaja de la técnica frente a la mayoría de los métodos experimentales existentes es que permite resolver cambios transitorios de protonación en proteínas. Además, lo hace en escalas de tiempo de micro y milisegundos, el rango temporal más relevante para investigar la funcionalidad proteica. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la biofísica molecular y la ciencia de proteínas, como qué residuos se protonan y cuándo lo hacen durante el mecanismo funcional de una proteína o cuándo tienen lugar cambios importantes en las proteínas.El procedimiento será demostrado por Victor Ria, investigador asociado de mi laboratorio. En primer lugar, monte el accesorio de reflexión total atenuada o A TR en el compartimento de muestra del espectrómetro FTIR. Mida un espectro de energía amplio a cuatro centímetros inversos. Resolución de la superficie limpia del elemento de reflexión interna mediante espectroscopía FTIR de barrido rápido convencional. Cubra la superficie del A TR con 20 microlitros del tampón de alta fuerza iónica que se usará posteriormente para rehidratar la muestra.Luego, mida la absorción IR del tampón. A continuación, retire el tampón y enjuague la superficie con agua sin tocarla. Elimine el líquido residual mediante un flujo intenso de aire y extienda aproximadamente tres microlitros de una solución proteica de seis miligramos por mililitro de bacterias Rodin en membrana púrpura sobre la superficie.Seque la suspensión proteica bajo una corriente suave de aire seco hasta obtener una película. Luego, mida el espectro de absorción de la película seca. A continuación, agregue suavemente de 20 a 40 microlitros del tampón de alta fuerza iónica para rehidratar la película seca.Cubra el soporte A TR con una tapa para evitar la evaporación del agua y medir el espectro absorbente. Estime el porcentaje de muestra restante cerca de la superficie después de la rehidratación de la película restando el espectro de absorción del tampón. En este punto, agregue 10 microlitros de canal opsin 2 disuelto en dec alside en un tampón de baja fuerza iónica en el centro de una ventana de fluoruro de bario de 20 milímetros de diámetro.Extienda la solución con la ayuda de la punta de micropipeta hasta un diámetro de seis a ocho milímetros utilizando un flujo suave de aire seco para obtener una película homogénea tibia que tenga un diámetro aproximadamente igual al tamaño del haz de IR en la abertura más grande. A continuación, utilice una junta tórica plana de silicona de un milímetro de espesor. Hidrate la película añadiendo de tres a cinco microlitros de una mezcla de glicerol y agua distribuidos en tres a cinco gotas alrededor de la película seca y ciérrela herméticamente con una segunda ventana.Inserte las ventanas de fluoruro de bario en forma de sándwich en un soporte. Luego coloque el soporte en el compartimento de la muestra. Mida un espectro de absorción.Confirme que la absorción máxima en la región de amida uno esté en el rango de 0,6 a 1,0 para el equipo A TR. Utilice una fibra óptica colocada encima de la tapa A TR para acoplar el láser a la muestra. Ajuste la densidad de energía del láser en la muestra a dos o tres milijulios por centímetro cuadrado por pulso.Utilizando un medidor de potencia o los experimentos de transmisión, use espejos para dirigir el láser hacia la muestra y, si es necesario, lentes para colimar o desviar el haz láser hasta un diámetro ligeramente superior al tamaño de la película de la muestra. Sincronice el pulso del láser con la grabación de datos utilizando el interruptor Q. Use el pulso TTL de salida de sincronización de la electrónica del láser de granate de aluminio y itrio dopado con neodimio para activar el convertidor analógico-digital del espectrómetro.Configure la tasa de excitación del láser para realizar mediciones de barrido por pasos resueltas en el tiempo en el rango espectral de 1800 a 850 centímetros inversos. Coloque un filtro óptico de paso bajo en la trayectoria óptica que sea opaco por encima de 1.950 centímetros inversos y que tenga buena transmisión por debajo de 1800 centímetros inversos.Luego cambie el detector del modo acoplado en CA al modo acoplado en CC. En este momento, lleve el nivel de CC del INTERFEROGRAMA a cero aplicando un sesgo de corriente al detector. Ajuste nuevamente la ganancia electrónica para aprovechar mejor el rango dinámico del convertidor analógico a digital.A continuación, inicie el menú de escaneo por pasos del espectrómetro FTIR. Establezca el ancho de banda espectral objetivo para la medición de escaneo por pasos en un octavo del número de onda del láser de helio-neón. Establezca la resolución espectral y la resolución de fase en ocho centímetros inversos y 64 centímetros inversos, respectivamente.Seleccione una función appe. Luego, configure el modo de adquisición de INTERFERÓGRAMA en avance unilateral. Establezca la tasa de muestreo del convertidor analógico a digital en el valor más alto disponible en el espectrómetro.Configure el disparador del experimento en externo. A continuación, establezca el número de puntos de datos espaciados linealmente que se registrarán, incluyendo 100 puntos previos al disparador. Luego, establezca el número de coediciones o el número de promedios de la reacción fotónica por posición del espejo e inicie el experimento.Finalmente, repita el experimento 10 veces para bacterias, redsin, y 35 veces en tres películas de muestra diferentes para el canal redsin dos, a fin de tener aproximadamente 200 coadicionamientos por posición del espejo. Las bandas características provenientes de las vibraciones del enlace peptídico de amita son distinguibles en el espectro de absorción del espuma seca de bacteria redsin. Al utilizar tampones de baja fuerza iónica, la película se expande excesivamente, reduciendo la cantidad de proteína analizada por el campo evanescente. La dependencia exacta entre la hinchazón de la película y la fuerza iónica del tampón dependerá, entre otros factores, de la naturaleza de los lípidos.La hinchazón de la película tras la hidratación requiere tiempo para alcanzar la estabilización en bacterias de dosin. En la membrana púrpura, el proceso es monoexponencial con una constante de tiempo de 12 minutos. Un gráfico 3D de un escaneo típico resuelto en el tiempo por pasos, experimento FDIR en bacterias.Se muestra aquí redsin. Se pueden extraer espectros en tiempos específicos. Por ejemplo, cuando se espera que los estados intermedios en el ciclo fotoquímico de redsin en bacterias alcancen su máxima población.En las trazas temporales del ciclo fotoquímico de la bacteria bastón Dossin, los cambios de absorbancia a 1.762 centímetros inversos informan sobre la dinámica de protonación-desprotonación del aspartato 85, y a 1.741 centímetros inversos sobre cambios en los enlaces de hidrógeno y la dinámica de desprotonación-reprotonación del ácido aspártico.96. Las trazas temporales a 1.670 y 1.555 centímetros inversos.Informe sobre los cambios en las vibraciones MI uno y dos, que son sensibles a la conformación del armazón peptídico. Tras el desarrollo de este método, se pueden realizar otras técnicas, como la neurogénesis dirigida por sitio o la espectroscopía enzimática retinal, con el fin de asignar bandas vibracionales a residuos específicos en la proteína. Esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la biofísica molecular exploraran el mecanismo funcional de numerosas proteínas impulsadas por la luz.

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Este video demuestra el autoensamblaje de péptidos amiloides en una estructura supramolecular rica en láminas beta utilizando espectroscopia infrarroja por transformada de Fourier. Se pasa un rayo infrarrojo a través de un cristal con un alto índice de refracción y se registra la absorción de energía a través de la interfaz del cristal y la muestra. Las estructuras secundarias de las proteínas de la muestra se identifican analizando sus picos de absorción característicos en regiones específicas...

Una técnica de espectroscopia infrarroja por transformada de Fourier para estudiar el autoensamblaje de péptidos

Aquí se presenta una aplicación de la técnica de deflexión de haz fototérmica en combinación con un compuesto de calcio enjaulado, DM-nitrofen, para supervisar microsegundos y milisegundos dinámica y de la energética de cambios estructurales asociados con la asociación de calcio a un sensor de calcio neuronal, elemento regulador aguas abajo Antagonista Modulador .

Submillisecond Cambios conformacionales en proteínas resueltas por fototérmica Desviación de haz

flexibilidad conformacional desempeña un papel crítico en la función de la proteína. En este documento, se describe el uso de la espectrometría de masas de ionización por electrospray resuelta en el tiempo junto con el intercambio de hidrógeno-deuterio para sondear los rápidos cambios estructurales que impulsan función en proteínas ordenadas y desordenadas.

Resuelta en el tiempo de ionización por electrospray de hidrógeno-deuterio Espectrometría de Masas de cambio para el estudio de la estructura proteica y Dinámica

Las interacciones proteína-proteína son críticas para los sistemas biológicos, y estudios de la cinética de Unión proporcionan penetraciones en la dinámica y función de complejos de la proteína. Se describe un método que cuantifica los parámetros cinéticos de una proteína compleja mediante la transferencia de energía de resonancia de la fluorescencia y la técnica de flujo detenido.

Uso en transferencia de energía de resonancia de la fluorescencia de Vitro para el estudio de la dinámica de los complejos de la proteína en una escala de tiempo de milisegundos

Se describen los detalles de la generación y optimización de señales, la medición, la adquisición de datos y el manejo de datos para un espectrómetro Raman de ir cercano a un intervalo de femtosegundos, que se resuelve en el tiempo. Un estudio Raman estimulado por infrarrojos cercanos sobre la dinámica de estado excitado del caroteno en el tolueno se muestra como una aplicación representativa.

Ultrafast Time-resolved Near-IR Stimulated Raman Measurements of Functional - conjugate Systems

La oxidación fotoquímica rápida de proteínas es una técnica emergente para la caracterización estructural de proteínas. Diferentes aditivos solventes y ligandos tienen variadas propiedades de barrido hidroxilo radical. Para comparar la estructura proteica en diferentes condiciones, se requiere una compensación en tiempo real de los radicales hidroxilo generados en la reacción para normalizar las condiciones de reacción.

Habilitación de la compensación en tiempo real en oxidaciones fotoquímicas rápidas de proteínas para la determinación de los cambios en la topografía proteica

El presente protocolo describe métodos para investigar la estructura y la dinámica de dos proteínas modelo que tienen un papel importante en la salud humana. La técnica combina la caracterización biofísica de sobremesa con la espectroscopia de eco de espín de neutrones para acceder a la dinámica en escalas de tiempo y longitud relevantes para los movimientos entre dominios de proteínas.

Estudio de la dinámica de proteínas a través de la espectroscopia de eco de espín de neutrones

La mejora de la fluorescencia inducida por proteínas de una sola molécula resuelta en el tiempo es un útil sensor de proximidad espectroscópico de fluorescencia sensible a los cambios estructurales locales en las proteínas. Aquí mostramos que se puede usar para descubrir conformaciones locales estables en α-sinucleína, que también se conoce como globularmente no estructurada e inestable cuando se mide utilizando la regla FRET de mayor alcance.

Utilizando la mejora de la fluorescencia inducida por proteínas resueltas en el tiempo para identificar conformaciones locales estables un monómero α-sinucleína a la vez

El estudio detalla la metodología del mapeo FRET, incluida la selección de sitios de etiquetado, la elección de tintes, la adquisición y el análisis de datos. Esta metodología es efectiva para determinar los sitios de unión, los cambios conformacionales y los movimientos dinámicos en los sistemas de proteínas y es más útil si se realiza junto con la información estructural 3D existente.

F&#246;rster Resonance Energy Transfer Mapping: A New Methodology to Elucidate Global Structural Features

La espectroscopia de retrodispersión de neutrones ofrece un acceso no destructivo y sin etiquetas a la dinámica ps-ns de las proteínas y su agua de hidratación. El flujo de trabajo se presenta con dos estudios sobre proteínas amiloides: sobre la dinámica resuelta en el tiempo de la lisozima durante la agregación y sobre la dinámica del agua de hidratación de tau en la formación de fibra.

Espectroscopía de neutrones de alta resolución para estudiar la dinámica de picosegundos-nanosegundos de proteínas y agua de hidratación

La espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN) puede caracterizar la dinámica estructural de proteínas de una manera específica para cada residuo. Proporcionamos un protocolo práctico para registrar la relajación de RMN 15N R1 y R2 y los experimentos de efecto Overhauser heteronuclear (hetNOE) de {1H}-15N, sensible a la escala de tiempo de picosegundos a nanosegundos.

Experimentos de relajación de RMN 15N para la investigación de la dinámica estructural de proteínas de picosegundos a nanosegundos

Aprende a estudiar la dinámica de protonación y cambios conformacionales en proteínas de membrana fotosensibles mediante espectroscopia FTIR de paso a paso resuelta en el tiempo. Este método permite observar procesos rápidos en escalas de microsegundos a milisegundos.

Transferencia de Protones y Proteína Conformación Dinámica de proteínas fotosensibles por Time resuelto-Step-scan transformada de Fourier espectroscopia de infrarrojo (Video) | JoVE Journal

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