Name: El uso de fluorescentes Arrays objetivo para la evaluación de las respuestas de células T En vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 9 s
Description: Aprende a generar matrices de blancos fluorescentes para evaluar respuestas de células T in vivo mediante citometría de flujo multiparamétrica. Este método permite analizar más de 250 parámetros simultáneamente en un solo animal.

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Este trabajo fue apoyado por becas del proyecto # 1010395 (BQ y CP) y # 525431 (CR), y un Programa de Subsidios # 455395 (CP) de la Salud y medicina Consejo de Investigación Nacional de Australia, el Centro Australiano para la hepatitis y el VIH Virología EOI 2012 de subvención (CR y JJR) y una beca de la Fundación Gordon Bootes y Gretel (BQ y CR). Queremos agradecer Harpreet Vohra y Michael Devoy por su excelente mantenimiento del laboratorio JCSMR FACS, el Fondo para la Investigación del Cáncer de Australia Fundación de Recursos Biomolecular, JCSMR, ANU, para la síntesis de péptidos, y el Dr. David Boyle, CSIRO animales Laboratorios de Salud, Geelong, Australia para proporcionar a las poblaciones parentales vacunas contra el VIH.

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</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

La ventaja de ensayos basados ​​en TLC es que permiten la discriminación de&gt; 250 poblaciones de células objetivo viable y completamente funcional de un solo animal huésped por citometría de flujo. Esto proporciona un nivel de complejidad a fluir ensayos in vivo basados ​​en citometría de que no ha sido posible antes. Esto se pone de relieve en los 2 experimentos con animales muestran arriba, donde las respuestas a 7 epítopos virales distintas a 6 concentraciones podrían ser monitoreados en réplicas ...

Células T juegan un papel central en la respuesta inmune adaptativa y, a menudo son objeto de manipulación en la inmunoterapia. Las células T efectoras CD4 + responden al antígeno extraño secretando citoquinas que regulan muchos aspectos de la inmunidad y también puede ayudar directamente a las células B para la fabricación de anticuerpos. Células T citotóxicas CD8 + (CTL) también pueden responder a antígeno extraño mediante la secreción de citoquinas así como jugando un papel central en matar directamente las células que expresan un antígeno extraño. La interacción fundamental que inicia estas funciones efectoras de células T implica la interacción del receptor de células T (TCR) con péptidos extraños que aparecen en las moléculas MHC sobre la superficie de las células. Células T CD4 + reconocen péptidos presentados en las moléculas de MHC de clase II en las células presentadoras de antígeno y células T CD8 + reconocen péptidos presentados en las moléculas de MHC de clase I que típicamente se muestran en las células infectadas por microbios. En ordenpara evaluar el papel de las células T juegan en una respuesta inmune, es esencial que sus funciones efectoras se miden por técnicas fiables y sensibles. Los métodos comunes para la evaluación de la respuesta de células T incluyen; MHC class-I/II/peptide reactividad tetrámero; producción de citocinas por ELISPOT y tinción intracelular de citoquinas; y matando a la capacidad por 51 ensayos de Cr-liberación. Estos ensayos, sin embargo, se llevan a cabo típicamente ex vivo con la estimulación in vitro, o proporcionan información limitada en función de células T. Idealmente, cuando la medición de respuestas de células T sería beneficioso para evaluar in situ, in vivo como se producen, sin la manipulación de las células T a fin de evitar cambios en los parámetros funcionales que se pueden producir a través de la estimulación in vitro. Algunas de las más utilizadas en vivo T ensayos funcionales de células se basan en la medición de la matanza CTL mediada por células diana pulsadas con péptidos MHC de clase I-vinculantes, que se enumeran en vivoa través de su detección mediante marcaje fluorescente con colorantes vitales como la CFSE. Si bien estos tipos de ensayos pueden supervisar la matanza CTL mediada de objetivos cuando ocurren in vivo, han tenido previamente una capacidad relativamente limitada para evaluar la matanza de blancos múltiples que presentan diferentes concentraciones y diferentes tipos de epítopos peptídicos, que se requiere para permitir a los parámetros cualitativos, avidez como funcional y variante epítopo reactividad cruzada que deben evaluarse. Estos ensayos también no proporcionan ninguna información sobre las respuestas mediadas por células T CD4 +. Para superar muchas de las limitaciones con los métodos actuales utilizados para evaluar las respuestas de células T, hemos desarrollado recientemente un ensayo múltiple basado en matrices fluorescentes objetivo (TLC), lo que permite el seguimiento de las respuestas de células T contra&gt; 250 células diana simultáneamente en un animal por la citometría de flujo 1, 2. TLC se componen de linfocitos marcados con sevrales concentraciones y combinaciones de colorantes vitales como la CFSE, CTV y CPD permitiendo&gt; 250 grupos de células de fluorescencia único que se generen. Puesto que estas células permanecen viables y completamente funcional, que pueden ser inyectados en los animales para permitir la monitorización de su interacción con células T efectoras in vivo 3. Por ejemplo, los grupos de células del TLC pueden ser pulsadas con péptidos I-vinculante-MHC de clase para permitir la evaluación de matar CTL mediada por antígeno específico de células diana 1. Además, los grupos de células TLC también pueden ser pulsadas con péptidos del MHC de clase II-de unión, lo que permite la evaluación de antígeno específico de células T auxiliares (T H) mediante la evaluación de la actividad de activación (por evaluación de marcadores de activación tales como CD69, CD44 y / o CD62L) de las células B en el TLC que llevan péptido afín 2. Desde hace más de 250 objetivos se pueden detectar de forma simultánea, es posible medir las respuestas de CTL y T H contra muchos grupos de células diana pulsadas con npéptidos umerosos a diferentes concentraciones y la inclusión de muchas repeticiones. Por tanto, el ensayo de TLC proporciona un nivel sin precedentes de la evaluación de la respuesta T efectoras de células in vivo. A continuación se describe en detalle la construcción de un acuerdo de libre comercio y mostrar la forma en que se pueden aplicar a la evaluación de las respuestas de células T in vivo. El procedimiento describe la construcción de un TLC compuesta de 252 grupos de células discernibles a través de la utilización de tres colorantes vitales, compuestos de 6 repeticiones de 42 grupos de células pulsadas con MHC de clase I y II de unión a péptidos. El etiquetado de los 42 grupos de células se produce en 10 ml de fondo cónico de tubos y que es útil para poner éstos hacia fuera en un bastidor de tubo como se muestra en la Tabla 1. Este método se puede ajustar para un número menor de grupos discernibles como es requerido por la reducción de la cantidad de etiquetado de cada colorante a cabo 1. Se destaca la utilidad del ensayo, mostrando cómo se puede medir la responsES generados por la vacunación de la viruela de virus recombinante contra múltiples epítopos en una pequeña cohorte de ratones. Esto muestra cómo el ensayo de TLC se puede utilizar para medir las respuestas acumuladas y avidez funcional a través de, respectivamente, el uso de área bajo la curva (AUC) y las evaluaciones de medición de la concentración de péptido eficaz requerida para generar respuestas máximas media (CE 50).

<table><tbody><tr><td>RPMI</td><td>Sigma</td><td>R8758</td><td></td></tr><tr><td>Suero fetal para terneros</td><td>Serana</td><td>FCS-500</td><td></td></tr><tr><td>CTV</td><td>Invitrogen</td><td>C34557</td><td></td></tr><tr><td>CFDA, SE</td><td>Invitrogen</td><td>C1157</td><td></td></tr><tr><td>CPD</td><td>eBioscience</td><td>65-0840-90</td><td></td></tr><tr><td>anti-B220 PerCp-Cy5.5</td><td>eBioscience</td><td>110730</td><td></td></tr><tr><td>anti-CD69 violeta brillante 605</td><td>Biolegend</td><td>104529</td><td></td></tr><tr><td>PKH-26</td><td>Sigma</td><td>PKH26GL-1KT</td><td></td></tr><tr><td>Centrífuga Vortex</td><td>Scientific Industries Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Citómetro de flujo Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>(Fortessa o equivalente con fuente láser azul, roja y violeta)</td><td>BD Bioscience</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

el uso de fluorescentes arrays objetivo para la evaluación de las respuestas de células t<em&gt; en vivo</em

The Use of Fluorescent Target Arrays for Assessment of T Cell Responses In vivo

La capacidad de monitorear las respuestas de células T in vivo es importante para el desarrollo de nuestra comprensión de la respuesta inmune y el diseño de inmunoterapias. Aquí se describe el uso de la tecnología fluorescente matriz de destino (TLC), que utiliza colorantes vitales como succinimidiléster carboxifluoresceína (CFSE), colorantes excitables láser violeta (violeta CellTrace: CTV) y colorantes excitables láser rojo (proliferación de células tinte eFluor 670: CPD ) para combinatoriamente linfocitos de ratón de etiquetas en&gt; 250 grupos de células fluorescentes discernibles. Grupos de células dentro de estos TLC pueden ser pulsados ​​con mayor de histocompatibilidad (MHC) de péptidos de unión de clase I y MHC de clase II y por lo tanto actúan como células diana para CD8 + y células T CD4 +, respectivamente. Estas células TLC siguen siendo viables y completamente funcional, y por lo tanto se pueden administrar en ratones para permitir la evaluación de CD8 + T muerte celular mediada de células diana TLC y CD4 + T de células HEL-meditadop de las células diana de células B TLC en tiempo real in vivo por citometría de flujo. Desde&gt; 250 células diana pueden evaluarse a la vez, la técnica permite el seguimiento de las respuestas de células T contra varios epítopos de antígeno a varias concentraciones y en múltiples repeticiones. Como tal, la técnica puede medir las respuestas de células T a una cuantitativa (por ejemplo, la magnitud de la respuesta acumulativa) ambos y un (por ejemplo. Avidez funcional y-epítopo Reactividad cruzada de la respuesta) cualitativa nivel. Aquí se describe cómo se construyen estos TLC y dan un ejemplo de cómo se pueden aplicar para evaluar las respuestas de células T inducida por una vacuna de virus de la viruela recombinante.

Como un ejemplo de la utilización del ensayo de TLC, un ratón BALB / c fue inmunizado con el virus vaccinia recombinante (VV) que expresan epítopos del VIH-I (VV-VIH) y las respuestas a los epítopos de CTL VIH-I, de la mordaza, de la mordaza de mut, Env y Pol, el VV CTL epítopos F2L y mut F2L, y el epítopo de células VIH-I T H, Gag Th (como se describe en 2) se evaluó a través de un parámetro de 252 TLC ensayo (Figura 1B). Epítopo variantes de la mordaza (mut GAG) y F2L (mut F2L) n...

La capacidad de controlar las respuestas de células T en detalle en vivo es importante para el desarrollo de nuestra comprensión de la respuesta inmune. Aquí se describe el uso de conjuntos de blancos fluorescentes (TLC) en un ensayo in vivo de células T en el que evalúa&gt; 250 parámetros simultáneamente por citometría de flujo.

El uso de fluorescentes Arrays objetivo para la evaluación de las respuestas de células T<em&gt; En vivo</em

The ability to monitor T cell responses in vivo is important for the development of our understanding of the immune response and the design of ...

El objetivo general de este procedimiento es generar una matriz de hasta 252 células diana fluorescentes con marcado distinto para ensayos inmunitarios mediante citometría de flujo de múltiples parámetros. Esto se logra primero marcando linfocitos diana con combinaciones únicas e intensidades diferentes de colorantes vitales como CFSE y CTV. El siguiente paso consiste en pulsar cada población distinta de linfocitos diana con epítopes peptídicos candidatos que se unen a MHC clase I y MHC clase II.A continuación, se lavan extensamente las células para mantener la especificidad de los epítopos, luego se agrupan las células y se inyectan en un animal. Los pasos finales consisten en obtener las células con arreglo de etiquetas fluorescentes a partir de tejidos específicos, etiquetarlas y evaluar las respuestas específicas de péptidos del MHC. En última instancia, los resultados de citometría de flujo pueden mostrar respuestas de CTL mediante la medición de la muerte celular diana, y pueden mostrar respuestas de linfocitos T auxiliares CD4 positivos mediante la medición del aumento de la expresión de marcadores de activación en células B. Una ventaja principal de esta técnica frente a los ensayos convencionales de CTL in vivo es que permite la medición simultánea de más de 250 células diana en un solo animal. Quien demostrará el procedimiento será Ben Quire, investigador asociado en mi laboratorio.El procedimiento requiere linfocitos recolectados del bazo aislado y/o de los ganglios linfáticos de ratones, filtrados y resuspendidos hasta 200 millones de células por mililitro en 11,5 mililitros de RPMI que contiene 5% de suero de feto bovino. La preparación de la FDA comienza con la etiquetación. 42 tubos plásticos cónicos de 10 mililitros, numerados del uno al 42, contendrán todas las células que serán estimuladas con siete epítopos peptídicos diferentes a seis concentraciones distintas, repetidas seis veces, para generar 252 agrupaciones celulares discernibles.Ahora, resuspenda completamente los linfocitos invirtiendo varias veces el tubo. Luego agregue 1,9 mililitros de la suspensión celular a los tubos de 10 mililitros etiquetados del 37 al 42, teniendo cuidado de no mojar la mitad superior de los tubos.Ahora retire la tapa del tubo 38 y colóquelo horizontalmente en la parte superior del tubo 38. Añada 83 microlitros de PBS. Luego añada 17 microlitros del stock adecuado de CTV según se presenta en la tabla dos del protocolo del texto.Una vez cargado el tubo, agítelo en vórtex. Repita esto con los tubos del 39 al 42. Asegúrese de que cada tubo reciba un stock diferente de CTV según lo indicado en la tabla dos.Ahora incube las células durante al menos cinco minutos a temperatura ambiente. Luego agregue cinco mililitros de RPMI que contenga 5% de FCS a cada tubo. Suspender bien las células mediante vortexeo en cada tubo. Transfiera un mililitro de la suspensión a otros seis tubos siguiendo el patrón de carga sugerido en el protocolo escrito; durante cada transferencia, es importante no mojar la parte superior del tubo cargado. Para etiquetar las células con CFSE, retire las tapas de los tubos 31 a 36 que contienen un mililitro de células y coloque los tubos horizontalmente junto a cada uno de los tubos.Primero, agregue 103 microlitros de PBS, expulsándolos sobre la pared superior seca. Luego agregue siete microlitros del stock adecuado de CFSE según la tabla tres del protocolo escrito y vortexe inmediatamente el tubo. Repita este procedimiento con los tubos agrupados según la tabla tres.Asegúrese de que cada tubo reciba un stock diferente de CFSE. Incube todos los tubos durante al menos cinco minutos a temperatura ambiente. Después de esperar cinco minutos, lave las células para finalizar la marcación.Diluya cada suspensión con nueve mililitros de RPMI a temperatura ambiente con 5% de FCS. Precipite las células a 300 GS durante 10 minutos a temperatura ambiente y elimine los sobrenadantes mediante aspiración usando una pipeta de transferencia. En el protocolo escrito se presenta la preparación de péptidos de unión para MHC clase I y MHC clase II. Esta sección muestra cómo etiquetar por pulsos las células con estos péptidos.Primero, re suspenda el pellet celular en el medio residual, por ejemplo, pasando los tubos por una rejilla. Luego, aforar el volumen total de la suspensión celular a 250 microlitros en nuestro PMI que contiene 5 %FCS. Cada pellet celular requerirá aproximadamente 200 microlitros de medio.A continuación, agregue 250 microlitros de los stocks de péptidos previamente preparados que se enumeran en la tabla cinco a los tubos designados. Siga el patrón presentado en la tabla uno y asegúrese de incluir un tubo control con PBS solo para calcular las respuestas de las células T. Es fundamental que cada epítopo peptídico y cada concentración de péptido se asigne a un solo tubo y que esto se registre claramente según la fluorescencia esperada de las células en este tubo.Dado que la firma fluorescente de este grupo definirá este péptido, mezcle cada suspensión celular mediante vortex y luego incube las células a 37 grados Celsius durante una hora. Tras la incubación, proceda a lavar las células. Primero, agregue cinco mililitros de RPMI frío con hielo al 5% FCS a cada suspensión celular y resuspenda las células invirtiendo los tubos.Luego, agregue cuidadosamente debajo de cada suspensión celular tres mililitros de suero bovino de feto frío en hielo, sedimentando las células mediante una centrifugación de 10 minutos a 300 G mantenida a cuatro grados Celsius. Utilice aceleración y frenado lentos para asegurar que la interfase de la solución se mantenga en cada tubo. Aspire cuidadosamente el RPMI y luego aspire el FCS, dejando el pellet celular lavado sin perturbar.Después de aislar los pellets, lave las células nuevamente hasta obtener los pellets celulares lavados dos veces. Suspéndalos en 10 mililitros de RPMI frío con hielo con 5 %FCS y repita la centrifugación; tras el giro, deseche los sobrenadantes. Luego, reúna todas las poblaciones en un nuevo tubo de 10 mililitros con seis mililitros de RPMI frío con hielo que contenga 5 %FCS, sedimente las células combinadas mediante centrifugación y aspire el sobrenadante con una pipeta de transferencia en este punto del procedimiento completo.Pueden generarse seis réplicas intraensayo mediante la etiquetación de las células con pulso de péptido con seis concentraciones diferentes de CPD. Primero, añada 11,4 mililitros de RPMI a temperatura ambiente que contenga 5 % FCS al pellet celular agrupado y resuspenda completamente mediante pipeteo. Segundo, añada 1,9 mililitros de suspensión celular a seis nuevos tubos de 10 mililitros etiquetados de la A a la F, teniendo cuidado de no mojar la mitad superior del tubo.Para comenzar a marcar las células, coloque el tubo B sin tapa con CPD y coloque el tubo horizontalmente a lo largo de la pared seca. Primero, agregue 92 microlitros de PBS seguidos de un volumen de CPD stock según la tabla cuatro. Luego, vortexee la mezcla. Repita este paso con el tubo C dos F asegurándose de que cada tubo reciba un CPD stock diferente según la tabla cuatro.Después de mezclar todos los tubos, déjelos incubar durante cinco minutos a temperatura ambiente. Luego, lave las células dos veces: primero resuspenda las células en 10 mililitros de medio a temperatura ambiente. Segundo, centrifúguelas y tercero aspire los sobrenadantes con una pipeta de transferencia.Luego repita el proceso. Ahora reúna todas las células de los tubos A a F en un solo tubo con ocho mililitros de medio frío con hielo.Recolecte las células mediante centrifugación y continúe con la inyección de las células en animales y el posterior análisis mediante citometría de flujo. Los detalles se proporcionan en el protocolo escrito. Un ratón BC fue inmunizado con virus vaccinia recombinante que expresaba epítopos de VIH V1 y se evaluaron las respuestas frente a diversos epítopos utilizando un ensayo FTA de 252 parámetros.Dos variantes de epítopos, gag mute y FTL mute, no se expresaron en el vector, y también se inyectaron ratones ingenuos con el FTA. El TA se discriminó de las células huésped del ratón mediante la marcación con PKH26, y las células FTAB se discriminaron mediante tinción con el anticuerpo B220 mediante citometría de flujo. Cada uno de los seis réplicas intra-animales se seleccionó según la fluorescencia de CPD; los blancos de FTA que expresaban las diversas concentraciones de epítopos se seleccionaron según la fluorescencia de CFSE y CTV.La fracción de muerte celular específica de cada réplica se evaluó comparando la muerte celular en los grupos de células FTA en animales primados con respecto a los grupos FTA correspondientes en animales ingenuos. La actividad de las células T colaboradoras se evaluó comparando la upregulación de CD69 en células B FTA en animales primados con respecto a los grupos correspondientes de células B FTA en animales ingenuos. A partir de este análisis, la infección por V-V-H-I-V generó las respuestas CTL más fuertes contra el epítopo inmunodominante de VV, F two L, con el 100 % de las células diana FDA pulsadas con 0,001 micromolar o más del epítopo eliminadas del bazo.Además de las respuestas de linfocitos T citotóxicos, el ensayo FTA también midió las respuestas de linfocitos T auxiliares mediante la evaluación de la activación de las células FTAB, que expresan el epítopo de unión al MHC clase II del VIH, gag th. Esto mostró que ocurrió activación de linfocitos B específicos para el antígeno en animales previamente sensibilizados, lo que sugiere la generación de linfocitos T auxiliares efectoras específicas para el antígeno gag del VIH. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo generar una matriz fluorescente de células diana con más de 250 células diana.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

La compartimentación de las proteínas, ya sea dentro de la membrana plasmática o en lugares intracelulares es un mecanismo de regulación que pueden influir mucho en los resultados de señalización, por lo que, para comprender la señalización es importante estudiar el comportamiento espacial y temporal de las proteínas implicadas. Se describe aquí un sistema de microscopía TIRF base para estudiar la transducción de señal en las células T, pero es ampliamente aplicable.

Una técnica de microscopía TIRF en tiempo real, imágenes simultáneas de la TCR y sus proteínas asociadas de señalización

Este vídeo muestra el cribado de compuestos inmunomoduladores mediante un ensayo basado en fluorescencia. Los linfocitos T transgénicos derivados de ratones con casetes de expresión de proteínas fluorescentes verdes se tratan con estos compuestos. Las señales de GFP aumentadas y reducidas permiten identificar los efectos estimulantes e inhibidores de los compuestos, respectivamente.

Ensayo basado en fluorescencia que utiliza linfocitos modificados genéticamente para el cribado de compuestos inmunomoduladores

Se describe una sola célula de alto rendimiento de ensayo para medir la citotoxicidad de las células T cuando se incuba con las células diana tumorales. Este método emplea una matriz densa, elastómero de sub-nanolitros pozos (~ 100.000 pozos / matriz) para confinar espacialmente las células T y las células diana en proporciones definidas, y está acoplado a la microscopía de fluorescencia para monitorizar efector-diana conjugación y posterior apoptosis.

Cuantitativo de alto rendimiento de una sola célula de ensayo de citotoxicidad de las células T

Describimos técnicas basadas en imágenes de animales enteros y citometría de flujo para monitorear la expansión de las células T CD8+ específicas de antígeno en respuesta a la inmunización con nanopartículas en un modelo murino de vacunación.

Imaging Whole-animal y de citometría de flujo Las técnicas para T CD8 + respuestas celulares Análisis de antígeno-específicos después de nanopartículas Vacunación

Este manuscrito describe cómo realizar ensayos basados en la Transferencia de Energía por Resonancia de Förster (FRET) (molécula única) para medir la dinámica de unión entre el receptor de antígeno de células T (TCR) y las moléculas MHC cargadas de péptidos antigénicos a medida que ocurren dentro de la sinapsis inmunológica de una célula T en contacto con una bicapa lipídica plana funcionalizada con soporte.

Medición de TCR-pMHC Encuadernación<em&gt; In Situ</em&gt; Usando un ensayo de microscopía basada en FRET

Los mecanismos que regulan la motilidad intersticial de las células T CD4 efectoras en sitios de inflamación son relativamente desconocidos. Se presenta un enfoque no invasivo para visualizar y manipular en las células T CD4 in vitro -primed en la dermis para los oídos inflamados, lo que permite el estudio del comportamiento dinámico de estas células in situ.

La migración de células T CD4 obtener imágenes intersticial en la dermis inflamadas

Presentamos en el estudio actual un ensayo basado en fluorescencia novela usando linfocitos derivados de un ratón transgénico. Este ensayo es adecuado para la selección de alto rendimiento (HTS) de moléculas pequeñas dotados de la capacidad de cualquiera de inhibición o promoción de la activación de linfocitos.

Una de linfocitos ensayo basado en la fluorescencia adecuado para el cribado de alto rendimiento de pequeñas moléculas

Este protocolo describe un método de imagen residente tumor-infiltración T CD8 células con anticuerpos fluorescente acoplados dentro de rebanadas de tumor de pulmón humano. Esta técnica permite el análisis en tiempo real de la migración de células T CD8 usando microscopia confocal.

Ex Vivo Proyección de imagen de los linfocitos de T CD8 residente en Tumor de pulmón humano rebanadas utilizando Microscopía Confocal

Este protocolo describe un método basado en la proyección de imagen para activar los linfocitos T con photoactivatable péptido-MHC, que precisa control espacio-temporal de la activación de células T.

Control espacial y Temporal de la activación de células T con un agonista de la Photoactivatable

Este protocolo describe la metodología para el seguimiento no invasivo de células T genéticamente modificadas para expresar receptores de antígenos quiméricos in vivo con una plataforma clínicamente disponible.

Imágenes dinámicas de células T receptoras de antígeno quimérico con [18F]Tomografía por emisión de positrones tetrafluoroborato/Tomografía computarizada

Aprende a generar matrices de blancos fluorescentes para evaluar respuestas de células T in vivo mediante citometría de flujo multiparamétrica. Este método permite analizar más de 250 parámetros simultáneamente en un solo animal.

El uso de fluorescentes Arrays objetivo para la evaluación de las respuestas de células T

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