Name: Utilización de microescala silicio voladizos para evaluar la función contráctil celular In Vitro (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-03T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 53 s
Description: Aprende a evaluar la función contráctil celular in vitro utilizando microescalas de silicio voladizos. Este método no invasivo mide la contracción muscular mediante láser y fotodetector para estudios de fisiología.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Esta investigación fue financiada por el Instituto Nacional de Salud de subvención números R01NS050452 y R01EB009429. La fabricación de los chips en voladizo se realizó externamente por los colaboradores en el Centro de nanofabricación situado en la Universidad de Cornell. Todos los equipos utilizados en el proceso de fabricación en voladizo se encuentra en esta instalación. Un agradecimiento especial a Mandy Esch y Jean-Matthieu Prot por su colaboración en voladizo microfabricación. Vídeo de animación de la funcionalidad voladizo fue generada por Charles Hughes, Alex y Eric Zelenin Imperiale desde el Laboratorio de Realidad sintética en la UCF.

1. Cantilever viruta Fabrication Detalles ilustrados de los pasos de fabricación descritos se proporcionan en la Figura 1. <ol><li> Coloque las obleas de silicio sobre aislante (SOI) en un horno y hornear a 125 ° C durante 20 minutos para deshidratar ellos. </li><li> Depositar una gruesa capa de óxido de silicio 1,5 m sobre la capa de mango de la oblea SOI deshidratado usando un Plasma Enhanced Chemical Vapor Deposition (PECVD) de la herramienta. </li><li> Coloque las tabletas sobre el mandril recubridora de rotación con la capa de dispositivo hacia arriba. Asegúrese de oblea se centra, dispensan 2 ml de cebador P20 en el centro de la oblea, y centrifugado a 3.000 rpm durante 60 segundos a una aceleración de 1.000 rpm / seg. P20 imprimación promueve la adhesión de resina fotosensible a la capa de dispositivo. </li><li> Mientras que la oblea todavía está en el revestidor de giro del mandril, prescindir de 2 ml de S1818 fotorresistente en el centro de la oblea, y centrifugado a 3.000 rpm durante 60 segundos a una aceleración de 1000 rpm / sec a Obtain una gruesa capa de resina fotosensible 1,5 m. </li><li> Coloque las tabletas sobre un plato caliente y realizar una cocción suave a 115 ° C durante 1 min. </li><li> Realizar un disco exposición por contacto UV utilizando un alineador de máscara de fotolitografía de contacto con el fin de transferir el patrón de la máscara en voladizo a la resina fotosensible sobre la capa de dispositivo. Calcular el tiempo de exposición basado en el valor energético de la exposición de 125 mJ / cm 2 para S1818 fotoprotector. </li><li> Desarrollar la fotoprotección mediante la inmersión de la oblea en un MIF promotoras de fotorresistencia 726 para 1 min mientras se agita suavemente la oblea de ida y vuelta. </li><li> Enjuague la oblea con (DI) de agua desionizada y se seca, preferiblemente usando una herramienta de secador de enjuague de centrifugado (SRD). </li><li> Retire la fotoprotección desde el borde de la oblea (hasta 5 mm del borde) con un bastoncillo de algodón humedecido en acetona. </li><li> Cargar la oblea en una herramienta de Deep Reactive Ion Etch (DRIE), con la cara de resina fotosensible, y ejecutar una receta para grabar la capa de silicio modelada a través de la Devicapa de ce. Las funciones de la capa de óxido enterrada como una parada de grabado, de modo realizar un grabado con 50% a 100% más ciclos que se espera que sea necesaria para garantizar un grabado completo. </li><li> Coloque las tabletas en un baño de solución fotoprotector caliente durante 20 minutos para quitar la fotoprotección. Transferir la oblea a un-dump-enjuagadora rápida (QDR) para enjuagar la oblea con agua DI. A raíz de la tira fotoprotector, cargue la oblea en una herramienta SRD para enjuagar y secar la oblea. Inspeccionar la oblea bajo un microscopio para asegurar el patrón voladizo aparece como se esperaba. </li><li> Depositar una gruesa capa de óxido de silicio dopado con un-1 m sobre la capa de dispositivo de la oblea usando una herramienta de PECVD. Esta capa de óxido funciones como una capa protectora para los voladizos durante etapas de procesamiento adicionales. </li><li> Coloque la oblea sobre el mandril recubridora de rotación con la capa de mango hacia arriba para comenzar el procesamiento de la parte trasera de la oblea. Asegúrese de oblea se centra, dispensan 2 ml de cebador P20 en el centro de la oblea, y centrifugado a 3000 rpmdurante 60 segundos con una aceleración de 1.000 rpm / seg. </li><li> Mientras que la oblea todavía está en el revestidor de giro del mandril, prescindir de 2 ml de resina fotosensible SPR220-4.5 sobre el centro de la oblea, y centrifugado a 2.000 rpm durante 45 segundos a una aceleración de 1.000 rpm / seg para obtener una capa gruesa de 6,5 micras fotoprotector. </li><li> Coloque la oblea en una placa caliente de proximidad para llevar a cabo una cocción suave a 115 ° C durante 2 min. </li><li> El uso de un alineador de contactos de fotolitografía capaz de delante / atrás alineación, alinear la máscara de la ventana trasera al patrón voladizo lado frontal y realizar un contacto dura la exposición UV con el fin de transferir el patrón de la máscara de la ventana trasera a la resina fotosensible sobre la capa de mango. Utilice un tiempo de exposición calculado con base en el valor de energía de exposición de 480 mJ / cm 2 para fotoprotector SPR220-4.5. </li><li> Después de la exposición UV, permiten las obleas permanecen en una zona oscura durante 30 min antes de la siguiente etapa de procesamiento. </li><li> Desarrollar la fotoprotección sumergiendo la oblea enun desarrollador 726 MIF fotoprotector durante 2 minutos mientras se agita suavemente la oblea de ida y vuelta. </li><li> Enjuague la oblea con (DI) de agua desionizada y se seca, preferiblemente usando una herramienta de secador de enjuague de centrifugado (SRD). </li><li> Coloque las obleas en un horno a 90 ° C durante 12 horas. </li><li> Etch la capa de óxido de silicio en la parte trasera de la oblea utilizando un sistema RIE con gases fluorados y una receta para el grabado de óxido. El óxido de modelado en la parte trasera de la oblea actúa como una máscara de grabado para su posterior procesamiento. Inspeccionar las obleas bajo un microscopio para asegurarse de que el óxido de silicio en la ventana expuesta está completamente grabado. </li><li> Retire la resina fotosensible en el borde de la oblea (hasta 5 mm del borde) usando un hisopo de sala limpia sumergido en acetona. </li><li> Cargar la oblea en una herramienta con DRIE y ejecutar una receta para grabar la capa modelada mango a una profundidad de 500 micras con el funcionamiento capa de óxido enterrada como un tope de grabado. Dividir esta grabado en múltiples carreras para evitar un calentamiento excesivo de laoblea, lo que hace que el grabado inconsistente del silicio. Este paso elimina por completo el ataque químico de silicio por debajo de los voladizos. </li><li> Realizar una etapa de ataque químico en húmedo utilizando 25% grabador HF diluido, para despojar a la capa de óxido enterrada debajo de los voladizos y la capa protectora de óxido en la parte superior de los voladizos. NOTA: Este paso libera la superficie inferior de las palancas de silicio y también abre una ventana debajo para proporcionar un acceso a sondear el voladizo con el láser. </li><li> Enjuague la oblea usando una serie de baños de agua DI y secar cuidadosamente con nitrógeno. Desde los voladizos se apoyan sólo en sus bases, no utilice aerosoles contundentes de agua desionizada o gas inerte directamente en los voladizos. </li><li> Escindir los chips individuales de la oblea a lo largo de las líneas escinden producidos durante el paso de capa de grabado mango. </li></ol> 2. Cell Culture <ol><li> Preparar 13F cubreobjetos de acuerdo con métodos publicados previamente 17. NOTA: Si 13F calarslips no están disponibles, cualquier superficie hidrofóbica con un ángulo de contacto por encima de 95 ° se puede utilizar. </li><li> Esterilizar fichas en voladizo y 13F cubreobjetos en una solución de etanol al 70% y dejar secar al aire en una campana de flujo. </li><li> Coloque fichas individuales en voladizo en la parte superior de 13F cubreobjetos interior una placa de estándar de 12. </li><li> Escudo los voladizos con la modificación de biopolímeros o superficie optimizado para el tipo de células que se utilizan de acuerdo con los protocolos estándar de cultivo celular. </li><li> Vuelva a suspender las células en su medio de crecimiento específico a la concentración deseada. NOTA: Este protocolo se traducirá en un número sustancial de células que caen a través de la ventana en voladizo y no se adhieren a la superficie en voladizo deseado. Por lo tanto, las preparaciones de células se deben hacer 3-4x más concentrada que para las preparaciones cubreobjetos estándar. Por ejemplo, la siembra de las células satélite de músculo esquelético de rata se lleva a cabo típicamente utilizando una densidad de siembra de 500 a 700 células / mm cuadrado 15,16, Y se usan con sustratos en voladizo a 2.000 células / mm cuadrado. Experimentos de optimización deben llevarse a cabo con nuevas fuentes de células para determinar una densidad de siembra apropiada. </li><li> Pipetear 200 l de la suspensión celular sobre la superficie del chip en voladizo, asegurando la burbuja de medio cubre las ventanas en voladizo por completo. Si el medio absorbe a través de la ventana y no forma una burbuja estática en la parte superior de las ménsulas reemplazar el cubreobjetos 13F y reintentar el forro. </li><li> Transferir la placa que contiene las fichas a una incubadora y permitir que las células se adhieran durante al menos 1 hora (preferiblemente 2-3 h). </li><li> Después de este período de chapado, el uso de fórceps estériles para transferir el chip a un pocillo limpio, sin un cubreobjetos 13F, y la parte superior de la cultura con 1 ml de medio de crecimiento. </li><li> Volver a la placa de la incubadora. </li><li> Mantener las células de acuerdo con su protocolo estándar para el mantenimiento in vitro en cubreobjetos. Para las células del músculo esquelético,un interruptor de la composición del medio para inducir la formación de miotubos una vez que las células se vuelven confluentes será necesario. </li></ol> 3. Configuración de Hardware y Software para el Análisis Cantilever deflexión <ol><li> Colocar una placa de cultivo calentado en la etapa de un microscopio de electrofisiología en posición vertical. </li><li> Añadir 3 ml del medio de alimentación de las células se suspenden en la actualidad (+ 10 mM HEPES) a la platina del microscopio climatizada. </li><li> Montar los electrodos de acero inoxidable en el interior de la placa de cultivo se calentó a una distancia de separación de 15 mm y conectarlos a un generador de impulsos, capaz de producir impulsos de estimulación campo de intensidad variable, frecuencia y forma de onda, para permitir que el sistema para producir la estimulación de campo de las células cuando sea apropiado. </li><li> Perno de un láser de helio-neón, montado en etapas de traslación XY, a la parte inferior de la mesa microscopio y ajustar de modo que el rayo láser se dirige a través de la base de la placa de cultivo se calentó a un ángulo de 30 ° relative al plano del voladizo. </li><li> Atornille un módulo fotodetector cuadrante, montado en etapas de traslación XY, en los bajos de la platina del microscopio y ajuste la posición para que las tierras rayo láser reflejado en el centro de los 4 cuadrantes. Figura 2 proporciona una visión general del hardware configurado necesarios para la aplicación del protocolo descrito. </li><li> Escriba un programa de software para controlar los actuadores lineales que exploran a través de los voladizos. Escribir el programa de software con referencia al diagrama de flujo proporcionado en la Figura 3. La interfaz gráfica programada para su uso con este sistema se proporciona en la Figura 4. </li></ol> 4. grabación Cantilever deflexión de datos <ol><li> Encienda el hardware análisis voladizo y el software asociado. </li><li> Inserte el termistor escenario caliente en el medio y esperar a leer 37 ° C. </li><li> Inserte el chip en voladizo en el escenario con el cantilevers orientados hacia el lado derecho del escenario. </li><li> Encienda la fuente de luz del microscopio. </li><li> Enfocar el microscopio para que los bordes de las ménsulas a la vista y utilizar el software de control de láser / fotodetector para posicionar el haz de láser en la punta del cantilever 1. NOTA: Suponiendo que los voladizos están orientados a la derecha del escenario, en voladizo 1 es la una situada en la parte superior izquierda de la matriz y los números se extienden hasta 16 en la parte inferior izquierda. Cantilever 17 está en la posición de arriba a la derecha y corre a 32 en la parte inferior derecha (Figura 5A). </li><li> Pulse el botón "Play" en el software de grabación. </li><li> Coloque el fotodetector para que la señal se lee "0" en ambos x y marcos Y ajustando los motores paso a paso que controlan el fotodetector. </li><li> Establecer voladizo 1 posición en el software de control de láser / foto-detector (Figura 4). </li><li> Mueva el láser a la punta del cantilever 16, repita el paso 4.7., Y establecer cantilever 16 posición en el software de control de láser / foto-detector. </li><li> Mueva el láser a la punta del cantilever 32, repita el paso 4.7., Y establecer en voladizo 32 posición en el software de control de láser / foto-detector. </li><li> Mueva el láser a la punta del cantilever 17, repita el paso 4.7., Y establecer en voladizo 17 posición en el software de control de láser / foto-detector. </li><li> Apague la fuente de luz del microscopio y la luz del techo en el laboratorio. </li><li> Pulse el botón "Grabar" en el software de grabación. </li><li> Configure el hardware generador de impulsos a 40 ms, 5 V pulsos a una frecuencia de 1 Hz, y encender la máquina. NOTA: De forma opcional, emplean protocolos de estimulación optimizados para fuentes de células específicas en este punto, los ajustes indicados son directrices basadas en datos recopilados utilizando humanos y celulares de roedores fuentes 12,13,15,16. </li><li> Usando el software de control de láser / foto-detector, establezca el hardware para explorar a través de la matriz 32 en voladizo, parando durante 5 segundos a cada uno ene. </li><li> Cuando el análisis de los 32 voladizos es completa, apague el estimulador, a continuación, detener el software de grabación y abrir el archivo de datos. </li><li> Examine la traza registrada de cada voladizo para la evidencia de la actividad contráctil. Tome nota de cada voladizo con respuestas positivas. Una contracción se define como un pico si la desviación es de al menos 0,1 V por encima de la línea de base. </li><li> Retire cualquier voladizos que no responden desde el protocolo de exploración en el software de control de láser / foto-detector. </li><li> Los voladizos activos pueden entonces ser analizados de nuevo sin estimulación con el fin de obtener una lectura de la actividad contráctil espontánea de la célula. </li><li> Ejecutar exploraciones con o sin un amplio campo de estimulación eléctrica, después de la adición de un compuesto terapéutico para el medio con el fin de observar su efecto sobre la salida funcional de las células cultivadas. </li><li> Llevar a cabo evaluaciones de la fatiga mediante la estimulación eléctrica de las células durante largos periodos y niveles de exploración de contr actility para medir cuánto tiempo le toma a la fuerza máxima a caer por debajo de un umbral determinado. </li><li> En experimentos en los que las neuronas motoras se mantienen en co-cultivo con músculo, medir la formación de la unión neuromuscular a través del tratamiento de las neuronas motoras en voladizo myotube-co-cultivos con un estimulante neuronal (tales como glutamato) o inhibidor sináptica (por ejemplo, D-tubocurarina) y escaneo para aumentos y disminuciones en la actividad espontánea, respectivamente 16. </li><li> Realizar exploraciones específicas según lo dictado por las necesidades de los experimentos planeados. </li></ol> 5. Análisis de voladizo deflexión de datos <ol><li> Uso modificar las ecuaciones de Stoney 15 (detallados a continuación) para convertir datos de deflexión de voladizo en bruto (en voltios) en una lectura de la tensión en la capa de células o myotube (en Pascales), y una medición directa de la fuerza contráctil celular (en nano-Newtons): ad / 51866 / 51866eq1.jpg "/&gt; la ecuación 1 <img alt="Ecuación 2" fo:content-width="2in" width="300" src="/files/ftp_upload/51866/51866eq2.jpg"> Ecuación 2 </li><li> Donde δ = desviación de la punta en voladizo y el estrés producidos por el myotube, σ c = tensión producida por el myotube, suponiendo una película de espesor uniforme toda la anchura del voladizo, detector C = el coeficiente específico del sistema de tensión relativa a la posición del láser en la foto -detector, θ = el ángulo del láser y el detector con respecto al plano del voladizo, Si = E el módulo elástico de silicio, Si = t Los espesores de las voladizo, t = espesor myotube f, v = relación de Si de veneno de silicio, L = longitud en voladizo, longitud P = ruta de láser desde la punta en voladizo para detector, y w la Figura 6. </li><li> Suponiendo que el myotube es una película uniforme, la fuerza en la myotube es igual a la fuerza en la película, lo que lleva a la Ecuación 3, igualando el cálculo de la fuerza de la tensión y el área de sección transversal de células asumido que se utilizó para la aplicación de Stoney de ecuación. <img alt="Ecuación 3" fo:content-width="1.5in" src="/files/ftp_upload/51866/51866eq3.jpg"> Ecuación 3 </li><li> Tras la recogida de datos funcional, fijar los chips en voladizo para el análisis inmunocitoquímico o utilizar las células para análisis de proteína o ADN usando técnicas estándar. </li><li> Opcionalmente, devolver las células a la incubadora en lugar de prepararse para el análisis molecular con el fin de volver a evaluar el rendimiento funcional en un punto de tiempo después. </li></ol>

<ol><li>Bischoff, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enzymatic+liberation+of+myogenic+cells+from+adult+rat+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Anat.+Rec%22%5BJournal%5D)">Enzymatic liberation of myogenic cells from adult rat muscle.</a> Anat. Rec. 180, 645-661 (1974).</li>
<li>Yasin, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+technique+for+growing+human+adult+skeletal+muscle+in+culture+starting+from+mononucleated+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurol.+Sci%22%5BJournal%5D)">A quantitative technique for growing human adult skeletal muscle in culture starting from mononucleated cells.</a> J. Neurol. Sci. 32, 347-360 (1977).</li>
<li>Dennis, R. G., Kosnik, P. E., 2nd, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitability+and+isometric+contractile+properties+of+mammalian+skeletal+muscle+constructs+engineered+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22In+Vitro+Cell+Dev.+Biol.+Anim%22%5BJournal%5D)">Excitability and isometric contractile properties of mammalian skeletal muscle constructs engineered in vitro.</a> In Vitro Cell Dev. Biol. Anim. 36, 327-335 (2000).</li>
<li>Khodabukus, A., Baar, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defined+electrical+stimulation+emphasizing+excitability+for+the+development+and+testing+of+engineered+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">Defined electrical stimulation emphasizing excitability for the development and testing of engineered skeletal muscle.</a> Tissue Eng Part C Methods. 18, 349-357 (2012).</li>
<li>Langelaan, M. L. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+maturation+by+electrical+stimulation%3A+Differences+in+response+between+C2C12+and+primary+muscle+progenitor+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+tissue+engineering+and+regenerative+medicine%22%5BJournal%5D)">Advanced maturation by electrical stimulation: Differences in response between C2C12 and primary muscle progenitor cells.</a> Journal of tissue engineering and regenerative medicine. 5, 529-539 (2011).</li>
<li>Stephenson, G. M., O'Callaghan, A., Stephenson, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-fiber+study+of+contractile+and+biochemical+properties+of+skeletal+muscles+in+streptozotocin-induced+diabetic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes%22%5BJournal%5D)">Single-fiber study of contractile and biochemical properties of skeletal muscles in streptozotocin-induced diabetic rats.</a> Diabetes. 43, 622-628 (1994).</li>
<li>Harber, M., Trappe, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+muscle+fiber+contractile+properties+of+young+competitive+distance+runners%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+applied+physiology+%28Bethesda%2C+Md%3A+1985%29%22%5BJournal%5D)">Single muscle fiber contractile properties of young competitive distance runners.</a> Journal of applied physiology (Bethesda, Md: 1985). 105, 629-636 (2008).</li>
<li>Hvid, L. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+days+of+muscle+disuse+impairs+single+fiber+contractile+function+in+young+and+old+healthy+men%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+gerontology%22%5BJournal%5D)">Four days of muscle disuse impairs single fiber contractile function in young and old healthy men.</a> Experimental gerontology. 48, 154-161 (2013).</li>
<li>Edman, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contractile+performance+of+striated+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+experimental+medicine+and+biology%22%5BJournal%5D)">Contractile performance of striated muscle.</a> Advances in experimental medicine and biology. 682, 7-40 (2010).</li>
<li>Krivickas, L. S., Walsh, R., Amato, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+muscle+fiber+contractile+properties+in+adults+with+muscular+dystrophy+treated+with+MYO-029%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Single muscle fiber contractile properties in adults with muscular dystrophy treated with MYO-029.</a> Muscle Nerve. 39, 3-9 (2009).</li>
<li>Sung, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfabricated+mammalian+organ+systems+and+their+integration+into+models+of+whole+animals+and+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Microfabricated mammalian organ systems and their integration into models of whole animals and humans.</a> Lab on a chip. 13, 1201-1212 (2013).</li>
<li>Wilson, K., Molnar, P., Hickman, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integration+of+functional+myotubes+with+a+Bio-MEMS+device+for+non-invasive+interrogation%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Integration of functional myotubes with a Bio-MEMS device for non-invasive interrogation.</a> Lab on a chip. 7, 920-922 (2007).</li>
<li>Wilson, K., Das, M., Wahl, K. J., Colton, R. J., Hickman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+contractile+stress+generated+by+cultured+rat+muscle+on+silicon+cantilevers+for+toxin+detection+and+muscle+performance+enhancement%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Measurement of contractile stress generated by cultured rat muscle on silicon cantilevers for toxin detection and muscle performance enhancement.</a> PLoS ONE. 5, (2010).</li>
<li>Binnig, G., Quate, C. F., Gerber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atomic+Force+Microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review+Letters%22%5BJournal%5D)">Atomic Force Microscope.</a> Physical Review Letters. 56, 930-933 (1986).</li>
<li>Pirozzi, K. L., Long, C. J., McAleer, C. W., Smith, A. S., Hickman, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+embryonic+skeletal+muscle+myotube+physical+characteristics+with+contractile+force+generation+on+an+atomic+force+microscope-based+bio-microelectromechanical+systems+device%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+physics+letters%22%5BJournal%5D)">Correlation of embryonic skeletal muscle myotube physical characteristics with contractile force generation on an atomic force microscope-based bio-microelectromechanical systems device.</a> Applied physics letters. 103, 83108(2013).</li>
<li>Smith, A., Long, C., Pirozzi, K., Hickman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+functional+system+for+high-content+screening+of+neuromuscular+junctions+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Technology%22%5BJournal%5D)">A functional system for high-content screening of neuromuscular junctions in vitro.</a> Technology. 1, 37-48 (2013).</li>
<li>Stenger, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coplanar+molecular+assemblies+of+amino-+and+perfluorinated+alkylsilanes%3A+characterization+and+geometric+definition+of+mammalian+cell+adhesion+and+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Coplanar molecular assemblies of amino- and perfluorinated alkylsilanes: characterization and geometric definition of mammalian cell adhesion and growth.</a> Journal of the American Chemical Society. 114, 8435-8442 (1992).</li>
<li>Das, M., Rumsey, J. W., Bhargava, N., Stancescu, M., Hickman, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+defined+long-term+in+vitro+tissue+engineered+model+of+neuromuscular+junctions%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">A defined long-term in vitro tissue engineered model of neuromuscular junctions.</a> Biomaterials. 31, 4880-4888 (2010).</li>
<li>Rumsey, J. W., Das, M., Bhalkikar, A., Stancescu, M., Hickman, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+the+mechanosensory+circuit+of+the+stretch+reflex+arc%3A+Sensory+neuron+innervation+of+intrafusal+muscle+fibers%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering the mechanosensory circuit of the stretch reflex arc: Sensory neuron innervation of intrafusal muscle fibers.</a> Biomaterials. 31, 8218-8227 (2010).</li>
<li>Das, M., Rumsey, J. W., Bhargava, N., Stancescu, M., Hickman, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+muscle+tissue+engineering%3A+A+maturation+model+promoting+long-term+survival+of+myotubes%2C+structural+development+of+the+excitation-contraction+coupling+apparatus+and+neonatal+myosin+heavy+chain+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Skeletal muscle tissue engineering: A maturation model promoting long-term survival of myotubes, structural development of the excitation-contraction coupling apparatus and neonatal myosin heavy chain expression.</a> Biomaterials. 30, 5392-5402 (2009).</li>
<li>Das, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developing+a+novel+serum-free+cell+culture+model+of+skeletal+muscle+differentiation+by+systematically+studying+the+role+of+different+growth+factors+in+myotube+formation%5BTitle%5D)+AND+%22In+Vitro+Cell+Dev+Biol+Anim%22%5BJournal%5D)">Developing a novel serum-free cell culture model of skeletal muscle differentiation by systematically studying the role of different growth factors in myotube formation.</a> In Vitro Cell Dev Biol Anim. 45, 378-387 (2009).</li>
<li>Stenger, D. A., Pike, C. J., Hickman, J. J., Cotman, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+determinants+of+neuronal+survival+and+growth+on+self-assembled+monolayers+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+research%22%5BJournal%5D)">Surface determinants of neuronal survival and growth on self-assembled monolayers in culture.</a> Brain research. 630, 136-147 (1993).</li>
<li>Hickman, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rational+pattern+design+for+in+vitro+cellular+networks+using+surface+photochemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vacuum+Scienc.%2C+%26+Technology+A%3A+Vacuum%2C+Surfaces%2C+and+Films%22%5BJournal%5D)">Rational pattern design for in vitro cellular networks using surface photochemistry.</a> Journal of Vacuum Scienc., & Technology A: Vacuum, Surfaces, and Films. 12, 607-616 (1994).</li>
<li>Das, M., Molnar, P., Devaraj, H., Poeta, M., Hickman, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+and+morphological+characterization+of+rat+embryonic+motor+neurons+in+a+defined+system%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+progress%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological and morphological characterization of rat embryonic motor neurons in a defined system.</a> Biotechnology progress. 19, 1756-1761 (2003).</li>
<li>Rumsey, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Node+of+Ranvier+formation+on+motor+neurons+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Node of Ranvier formation on motor neurons in vitro.</a> Biomaterials. 30, 3567-3572 (2009).</li>
<li>Murugan, R., Molnar, P., Rao, K. P., Hickman, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomaterial+Surface+patterning+of+self+assembled+monolayers+for+controlling+neuronal+cell+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22International+journal+of+biomedical+engineering+and+technology%22%5BJournal%5D)">Biomaterial Surface patterning of self assembled monolayers for controlling neuronal cell behavior.</a> International journal of biomedical engineering and technology. 2, 104-134 (2009).</li>
<li>Guo, X., Johe, K., Molnar, P., Davis, H., Hickman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+human+fetal+spinal+cord+stem+cell+line%2C+NSI-566RSC%2C+and+its+induction+to+functional+motoneurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Tissue+Engineering+and+Regenerative+Medicine%22%5BJournal%5D)">Characterization of a human fetal spinal cord stem cell line, NSI-566RSC, and its induction to functional motoneurons.</a> Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 4, 181-193 (2010).</li>
<li>Varghese, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+target+for+amyloid+beta+toxicity+validated+by+standard+and+high-throughput+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">A new target for amyloid beta toxicity validated by standard and high-throughput electrophysiology.</a> PLoS ONE. 5, e8643(2010).</li>
<li>Natarajan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterned+cardiomyocytes+on+microelectrode+arrays+as+a+functional%2C+high+information+content+drug+screening+platform%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Patterned cardiomyocytes on microelectrode arrays as a functional, high information content drug screening platform.</a> Biomaterials. 32, 4267-4274 (2011).</li>
<li>Davis, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+Cortical+Oligodendrocyte-Embryonic+Motoneuron+Co-Culture%3A+An+Axon-Oligodendrocyte+Interaction+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+biomaterials+and+tissue%22%5BJournal%5D)">Rat Cortical Oligodendrocyte-Embryonic Motoneuron Co-Culture: An Axon-Oligodendrocyte Interaction Model.</a> Journal of biomaterials and tissue. 2, 206-214 (2012).</li>
<li>Natarajan, A., DeMarse, T., Molnar, P., Hickman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineered+In+Vitro+Feed-Forward+Networks%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biotechnol+Biomater%22%5BJournal%5D)">Engineered In Vitro Feed-Forward Networks.</a> J Biotechnol Biomater. 3, 2(2013).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Los pasos críticos en el análisis de voladizos microescala para la evidencia de la contracción celular son la colocación del chip en voladizo dentro de la platina del microscopio, y la posterior alineación del láser y foto-detector con la punta de los voladizos de las esquinas de la matriz. Si esto no se realiza con precisión, entonces el software no será capaz de extrapolar las posiciones de los voladizos restantes en la matriz, que puede conducir a la acumulación de falsos negativos durante la recogida de datos. Los o...

El cultivo in vitro de células musculares de fuentes humanas y roedoras ha sido posible durante décadas1,2. Sin embargo, si bien las preparaciones estándar de cubreobjetos son útiles para la evaluación bioquímica, no facilitan el análisis de la producción funcional primaria de la célula (contractilidad) y, por lo tanto, tienen un valor algo limitado como medio para evaluar la maduración y el rendimiento celular. Con el fin de maximizar la cantidad de datos que se pueden obtener de estos cultivos in vitro, es necesario avanzar en el desarrollo de sistemas capaces de albergar dichas células en configuraciones que permitan la evaluación en tiempo real de su rendimiento funcional. El establecimiento de una multitud de modelos musculares tridimensionales ha hecho algunos progresos hacia la satisfacción de esta necesidad, y dichos sistemas se han utilizado en una serie de publicaciones como un medio para evaluar la capacidad contráctil de las células musculares cultivadas in vitro3-5. Si bien estos sistemas son invaluables para el modelado de tejidos y los estudios de reconstrucción, su aplicabilidad es limitada para los estudios de respuestas de células individuales. En los casos en que son necesarios estudios de una sola fibra, las metodologías ex vivo complejas y laboriosas siguen siendo la única opción6-10. Además, el movimiento actual hacia el desarrollo de plataformas complejas y multiorgánicas para el desarrollo de fármacos y protocolos de cribado requiere el establecimiento de sistemas que sean no invasivos, fácilmente escalables y que se integren fácilmente con las células de soporte y los modelos de tejidos11. 
Los voladizos a microescala ofrecen un método sencillo para evaluar la capacidad contráctil funcional de células individuales/pequeñas poblaciones de células12,13. La técnica se basa en la tecnología modificada de microscopía de fuerza atómica (AFM)14, y utiliza un láser y un sistema de fotodetector para medir la deflexión en voladizo a microescala en respuesta a la actividad contráctil del miotubo cultivado. A continuación, se utilizan las ecuaciones de Stoney modificadas para calcular la tensión en el miotubo y la fuerza ejercida por el miotubo para generar la deflexión del sustrato observada15. Se ha escrito un programa de escaneo que permite la evaluación simultánea de matrices en voladizo multiplexadas, ofreciendo posibles aplicaciones de rendimiento moderado a alto para estudios de toxicidad/eficacia de fármacos15,16. Esta tecnología puede resultar muy valiosa en el desarrollo de ensayos preclínicos funcionales para predecir la eficacia de los fármacos in vivo. Además, la fabricación de chips en voladizo en silicio no impide el procesamiento posterior al análisis de las células para ensayos biomoleculares estándar, como la inmunotinción, la transferencia occidental y la PCR. 
Este manuscrito proporciona instrucciones detalladas sobre la fabricación y preparación de voladizos de silicio a microescala, la configuración de hardware y software, y las directrices operativas para evaluar la funcionalidad de las células contráctiles cultivadas en estos chips. Se pueden implementar técnicas estándar de cultivo celular para la siembra y el mantenimiento de células en estas superficies, por lo tanto, cualquier tipo de célula contráctil para el que existan parámetros de cultivo confiables debería poder integrarse con este dispositivo con facilidad. Los parámetros de cultivo 2D relativamente simples utilizados en este sistema hacen que la integración de otros modelos celulares o la adición de tipos de células que puedan interactuar con el músculo (como las neuronas inervantes) sean sencillas, lo que aumenta en gran medida la aplicabilidad de este modelo en el desarrollo de ensayos funcionales in vitro más complejos y modelos multiorgánicos de sistemas de mamíferos.

<table><tbody><tr><td>Medio primario de crecimiento</td><td></td><td></td><td></td>muscular</tr> de <tr><td>rata Medio neurobasal</td><td>Life Technologies</td><td>21103-049</td><td></td></tr><tr><td>B27 (50x)</td><td>Life Technologies</td><td>17504044</td><td>1x</td></tr><tr><td>Glutamax (100x)</td><td>Life Technologies</td><td>35050061</td><td>1x</td></tr><tr><td>suplemento G5</td><td>Life Technologies</td><td>17503-012</td><td>1x</td></tr><tr><td>Derivado de Glial Factor neurotrófico</td><td>Ciencias celulares</td><td>CRG400B</td><td>20 ng/ml</td></tr><tr><td>Factor neurotrófico derivado del cerebro</td><td>Ciencias celulares</td><td>CRB600B</td><td>20 ng/ml</td></tr><tr><td>Factor neurotrófico ciliar</td> Ciencias <td>celulares</td><td>CRC400A</td><td>40 ng/ml</td></tr><tr><td>Neurotrofina-3</td><td>Ciencias celulares</td><td>CRN500B</td><td>20 ng/ml</td></tr><tr><td>Neurotrofina-4</td><td>Ciencias celulares</td><td>CRN501B</td><td>20 ng/ml</td></tr><tr><td>Factor de crecimiento de fibroblastos ácidos Life Technologies</td><td></td><td>13241-013&nbsp;</td><td>25 ng/ml</td></tr><tr><td>Cardiotrofina-1</td><td>Ciencias celulares</td><td>CRC700B</td><td>20 ng/ml</td></tr><tr><td>Sulfato de heparina</td><td>Sigma</td><td>D9809&nbsp;</td><td>100 ng/ml</td></tr><tr><td>Factor Inhibidor de la Leucemia</td><td>Sigma</td><td>L5158&nbsp;</td><td>20 ng/ml</td></tr><tr><td>Vitronectina</td><td>Sigma</td><td>V0132</td><td>100 ng/ml</td></tr><tr><td>Medio de diferenciación muscular primario de rata</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NB Activ 4</td><td>Brain Bits LLC</td><td>NB4-500</td><td></td></tr><tr><td>Equipo</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Láser de diodo rojo de clase 2</td><td>Fotodetector Newport</td><td></td><td></td></tr> Noah <tr><td></td><td>Industries</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Modelo 2100 Pulse estimulador</td><td>A-M systems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multiclamp 700B Digitizador</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinza de parche Microscopio y platina</td><td>Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Delta T4 controlador de placa</td><td>de cultivo Bioptechs Software de</td><td></td><td></td></tr><tr><td>axoscopio</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Software LabVIEW</td><td>National Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>37 oC, 5% CO2 incubadora</td><td>NAPCO</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Clase 2 campana de flujo microbiológico</td><td>Labconco</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipetas y puntas</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

utilización de microescala silicio voladizos para evaluar la función contráctil celular in vitro

Utilization of Microscale Silicon Cantilevers to Assess Cellular Contractile Function In Vitro

El desarrollo de ensayos in vitro más predictivos y biológicamente relevantes se basa en el avance de los sistemas de cultivo de células versátiles que facilitan la evaluación funcional de las células sembradas. Para ello, la tecnología voladizo microescala ofrece una plataforma con la que para medir la funcionalidad contráctil de una gama de tipos celulares, incluyendo esquelético, cardiaco, y las células de músculo liso, a través de la evaluación de la contracción inducida por sustrato flexión. Aplicación de las matrices multiplexadas en voladizo proporciona los medios para desarrollar protocolos de moderado a alto rendimiento para la evaluación de la eficacia del fármaco y la toxicidad, fenotipo de la enfermedad y la progresión, así como neuromusculares y otras interacciones célula-célula. Este manuscrito proporciona los detalles para la fabricación de matrices voladizo fiables para este fin, y los métodos necesarios para con éxito células de cultivo en estas superficies. Una descripción más detallada se proporciona en los pasos necesarios para realizar anal funcionalanalysis de tipos de células contráctiles mantuvo en tales matrices usando una novela láser y sistema de foto-detector. Los datos representativos proporcionados destaca la precisión y la naturaleza reproducible de análisis de la función contráctil posible utilizar este sistema, así como la amplia gama de estudios a los que tal tecnología se puede aplicar. Amplia adopción exitosa de este sistema podría proporcionar a los investigadores con los medios para llevar a cabo estudios funcionales rápidas y de bajo costo in vitro, lo que lleva a predicciones más exactas de rendimiento de tejidos, desarrollo de la enfermedad y la respuesta al nuevo tratamiento terapéutico.

Cultivo con éxito de células contráctiles en voladizos es un procedimiento relativamente sencillo, utilizando técnicas estándar de cultivo de células (Figura 5). El porcentaje de los voladizos soportan células contratantes variará dependiendo del tipo de célula que se examina y técnica de cultivo específica empleada. El uso de células embrionarias de rata primarios derivados de las extremidades posteriores, la actividad contráctil se detectó el 12% de los voladizos examinadas (n = 4). Análisis de la fun...

Este protocolo describe el uso de palancas de silicio microescala como superficies de cultivo flexibles para la medición de la contractilidad de las células musculares in vitro. La contracción celular hace que la flexión en voladizo, que se puede medir, grabada, y se convierte en lecturas de fuerza, proporcionando un sistema no invasivo y escalable para la medición de la función contráctil in vitro.

Utilización de microescala silicio voladizos para evaluar la función contráctil celular In Vitro

The development of more predictive and biologically relevant in vitro assays is predicated on the advancement of versatile cell culture systems which ...

El objetivo del siguiente experimento es medir la actividad contráctil de fibras musculares cultivadas en respuesta a la estimulación en un entorno in vitro controlado. Esto se logra mediante la colocación de placas de células musculares disociadas en voladizos de silicio a microescala e induciendo la fusión de estas células mononucleadas para formar fibras denominadas miotubos. Estos chips en voladizo que soportan células musculares diferenciadas se transfieren a un microscopio de electrofisiología modificado para soportar un láser y un fotodetector utilizado para medir la deflexión del voladizo en respuesta a la contracción muscular después de la colocación del chip en el equipo.El láser se coloca de manera que se enfoca en la punta del voladizo y el fotodetector también se alinea para que atrape el haz desviado. Se obtienen resultados que muestran el grado de deflexión del voladizo, que es causado por la contracción muscular en respuesta a un tratamiento eléctrico o químico, proporcionando una medición directa del perfil de contracción de las células sembradas en tiempo real. En última instancia, el desplazamiento en voladizo se puede procesar para proporcionar una lectura de la fuerza. Este sistema está multiplexado para proporcionar un banco de pruebas potencial de alto rendimiento para la evaluación de cambios en la función contráctil en respuesta al tratamiento con medicamentos, enfermedades, estado o protocolos de ejercicio.La principal ventaja de esta técnica en comparación con los métodos existentes, como la electrofisiología de la pinza de parche, es que este método de análisis funcional no es invasivo y se adapta fácilmente a estudios de alto rendimiento. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del desarrollo de fármacos, como la identificación de las concentraciones adecuadas de dosis-respuesta antes de la evaluación clínica. Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia la terapia de múltiples enfermedades musculares, ya que proporciona medios para investigar el rendimiento funcional de células de diferentes fenotipos patológicos. Sin embargo, en tiempo real, este método puede proporcionar información sobre las patologías del músculo esquelético.También se puede utilizar para otros sistemas de tejidos, como el cardíaco y el músculo liso. Esterilizado, virutas en voladizo previamente preparadas y 13 F cubreobjetos en solución de etanol al 70% y permite que se seque al aire en una campana de flujo. A continuación, coloque las virutas individuales en voladizo encima de los cubreobjetos 13 F. Dentro de una placa estándar de 12 pocillos, cubra los voladizos con el biopolímero o la modificación de la superficie optimizada para el tipo de célula que se utiliza. De acuerdo con los protocolos estándar de cultivo celular, el recubrimiento de la superficie tarda 30 minutos utilizando nuestro método de preparación, pero puede modificarse según el protocolo de cultivo específico del investigador.Reese ha sido las células en su medio de crecimiento específico a la concentración deseada, luego cientos de microlitros de la suspensión celular en la superficie del voladizo, asegurando que la burbuja del medio cubra las ventanas en voladizo por completo. Transfiera la placa que contiene las virutas a una incubadora y permita que las células se adhieran durante al menos una hora después de este período de siembra. Use pinzas estériles para transferir el chip a un pozo limpio sin un cubreobjetos de 13 F y agregue un mililitro de medio de crecimiento a cada uno.Bien devuelva la placa a la incubadora, mantenga las celdas de acuerdo con su protocolo estándar para el mantenimiento in vitro. En los cubreobjetos, coloque una placa de cultivo caliente sobre la platina de un microscopio electrofisiológico vertical. Agregue tres mililitros del medio de alimentación de células actual al microscopio calentado.Electrodos de acero inoxidable montados en la etapa en el interior de la placa de cultivo calentada a una distancia de separación de 15 milímetros. Conéctelos a un generador de pulsos capaz de producir estimulación de campo, pulsos de diversa intensidad, frecuencia y forma de onda para permitir que el sistema produzca estimulación de campo de las células cuando sea apropiado. Atornille un láser de helio y neón montado en etapas de traslación XY a la parte inferior de la mesa del microscopio.Luego ajuste el láser para que el rayo láser se dirija a través de la base de la placa de cultivo calentada en un ángulo de 30 grados en relación con el plano del voladizo. A continuación, un módulo fotodetector de cuadrante montado en etapas de traslación XY en la parte inferior de la etapa del microscopio. Ajuste su posición para que el rayo láser reflejado caiga en el centro de los cuatro cuadrantes.Escriba un programa de software para controlar los actuadores lineales que escanean a través de los voladizos con referencia al diagrama de flujo proporcionado en el protocolo de texto. Encienda el hardware de análisis en voladizo y el software asociado. Inserte la etapa calentada ther mrta en el medio y espere a que marque 37 grados centígrados.A continuación, inserte el chip en voladizo en el escenario con los voladizos orientados hacia el lado derecho del escenario. Encienda la fuente de luz del microscopio. Enfoque el microscopio para ver los bordes de los voladizos y utilice el software de control del fotodetector láser para colocar el rayo láser en la punta del voladizo, suponiendo que los voladizos estén orientados a la derecha del voladizo de la etapa.Uno es el que se coloca en la parte superior izquierda de la matriz y los números bajan hasta 16. En la parte inferior izquierda. El voladizo 17 está en la posición superior derecha y llega hasta el 32.En la parte inferior derecha, pulsa reproducir en el software de grabación. Coloque el fotodetector de modo que la señal lea cero en los fotogramas x e y ajustando los motores paso a paso que controlan el fotodetector. A continuación, ajuste el voladizo en una posición en el software de control del fotodetector láser.A continuación, mueva el láser a la punta del voladizo 16. Repita el posicionamiento del fotodetector y configure la posición en voladizo 16 en el software de control del fotodetector láser. Ahora mueva el láser a la punta del voladizo 32.Repita el posicionamiento del fotodetector y configure la posición en voladizo 32 en el software de control del fotodetector láser. Finalmente, mueva el láser a la punta del voladizo 17. Repita el posicionamiento del fotodetector y configure la posición en voladizo 17 en el software de control del fotodetector láser.Apague la fuente de luz del microscopio y luego la luz del techo en el laboratorio. Presione grabar en el software de grabación. Configure el hardware del generador de pulsos a 40 milisegundos y pulsos de cinco voltios, una frecuencia de un hercio.A continuación, encienda la máquina Con el software de control del fotodetector láser, configure el hardware para escanear a través de la matriz de 32 voladizos. Deteniéndose durante cinco segundos en cada uno. Cuando se complete el escaneo de los 32 voladizos, apague el estimulador.A continuación, detenga el software de grabación y abra el archivo de datos. Examine el rastro registrado de cada voladizo. Para evidencia de actividad contráctil.Una contracción se define como un pico. Si la deflexión es de al menos 0,1 voltios por encima de la línea de base, tome nota de cada voladizo con respuestas positivas. Retire los voladizos que no respondan del protocolo de escaneo en el software de control del fotodetector láser.A continuación, los voladizos activos se pueden volver a escanear sin estimulación para obtener una lectura de la actividad contráctil espontánea de la célula. A continuación, agregue un compuesto terapéutico al medio para observar su efecto en la producción funcional de las células cultivadas. Después de la adición de exploraciones de ejecución compuesta con o sin estimulación eléctrica de campo amplio, se realizan evaluaciones de fatiga mediante la estimulación eléctrica de las células durante períodos prolongados, seguidas de niveles de contractilidad de exploración para medir cuánto tiempo tarda la fuerza máxima en caer por debajo de un umbral específico.En experimentos en los que las neuronas motoras se mantienen en cocultivo con la medición muscular de la formación de la unión neuromuscular mediante el tratamiento de cocultivos en voladizo de tubos miológicos motores con un estimulante neuronal o un inhibidor sináptico y la exploración de aumentos y disminuciones en la actividad espontánea, proceda a analizar los datos de deflexión en voladizo como se detalla en el protocolo de texto. El cultivo exitoso de células contráctiles en voladizos es un procedimiento relativamente sencillo que utiliza técnicas estándar de cultivo celular. El software electrofisiológico estándar se puede utilizar para analizar los datos brutos, lo que facilita el cálculo de las propiedades funcionales relevantes, como la fuerza máxima, el tiempo hasta la fuerza máxima y el tiempo hasta la mitad de la relajación.Los protocolos de estimulación ampliados proporcionan los medios para evaluar las tasas de fatiga en las células cultivadas, ampliando así el nivel de datos fisiológicos que se pueden obtener de este sistema. El sistema de cultivo en voladizo puede modificarse para incluir neuronas motoras en el sistema de cultivo con miotubos de músculo esquelético, a fin de permitir la evaluación de la formación de sinapsis neuromuscular in vitro. En tales culturas, las tasas de actividad contráctil espontánea se comparan con las tasas de contracción en respuesta al tratamiento con un estimulante específico de la neurona como el glutamato.Cualquier aumento observado inducido por glutamato en las tasas de contracción sugiere la activación de neuronas cultivadas que conduce a la liberación de acetilcolina y la posterior activación del tubo mio. El tratamiento con inhibidores sinápticos como el bloqueador de los receptores de acetilcolina, que conducen al cese de la actividad inducida por el glutamato, proporciona más evidencia de la presencia de sinapsis neuromusculares funcionales en estos cultivos. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo usar voladizos de silicio a microescala para evaluar las propiedades funcionales del músculo esquelético cultivado.

utilization-microscale-silicon-cantilevers-to-assess-cellular

Research

Investigación

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingeniería

Aquí se describe un método sencillo y rápido para medir la rigidez de la célula. El principio general de este enfoque consiste en medir la deformación de la membrana en respuesta a la bien definida la presión negativa aplicada a través de una micropipeta a la superficie celular. Este método proporciona una poderosa herramienta para estudiar las propiedades biomecánicas de los adjuntos sustrato células.

Aspiración Micropipeta de células adheridas a sustratos para estimar la rigidez Celular

Este video describe la medición de la contracción de las células del músculo liso aórtico (SMC) utilizando la detección de impedancia eléctrica de sustrato de la célula, o ECIS. ECIS mide la locomoción de las células y es un método fiable para medir las contracciones.

Medición de la contracción de SMC in vitro: un método no invasivo para evaluar la contracción de las células musculares lisas mediante la detección de impedancia eléctrica de sustrato celular

Se desarrolló un novedoso protocolo de imagen utilizando un actuador mecánico accionado por motor personalizado para permitir la medición de las respuestas en tiempo real a la tensión mecánica en células vivas. Relevante para la mecanobiología, el sistema puede aplicar deformaciones de hasta el 20% al tiempo que permite obtener imágenes casi en tiempo real con microscopía confocal o de fuerza atómica.

Imágenes de células vivas durante el estiramiento mecánico

Aquí, describimos el desarrollo y la aplicación de un ensayo de contracción en gel para evaluar la función contráctil en células mesenquimales que experimentaron una transición epitelio-mesenquimatosa.

Desarrollo de una<em&gt; In Vitro</em&gt; Ensayo para evaluar la función contráctil de las células mesenquimales que la transición epitelio-mesenquimal Sufrió

Las fuerzas mecánicas son importantes para controlar la migración celular. Este protocolo demuestra el uso de hidrogeles elásticos que se pueden deformar utilizando una micropipeta de vidrio y un micromanipulador para estimular las células con un gradiente de rigidez local para provocar cambios en la estructura celular y la migración.

Ensayo Desafiador durotaxis de una sola célula para evaluar el control mecánico del movimiento celular y los eventos de señalización relacionados

Este protocolo tiene como objetivo describir paso a paso la técnica de extracción y evaluación de la función cardíaca utilizando cardiomiocitos despellejados. Esta metodología permite la medición y la agudomodulación de la función de miofilamento utilizando pequeñas biopsias congeladas que se pueden recoger de diferentes lugares cardíacos, desde ratones hasta hombres.

Evaluación In Vitro de la Función Cardíaca usando Cardiomiocitos Pielados

Aquí se presenta un protocolo para evaluar las propiedades contráctiles de los miofibriles musculares estriados con resolución nano-Newton. El protocolo emplea una configuración con una sonda de fuerza óptica basada en interferometría. Esta configuración genera datos con una alta relación señal-ruido y permite la evaluación de la cinética contráctil de myofibrils.

Aislamiento de myofibrils de biopsias de músculo esquelético y determinación de la función contráctil con un transductor de fuerza de resolución Nano-Newton

Este artículo describe un método basado en el cultivo de explantes para el aislamiento y cultivo de células primarias del músculo liso aórtico humano específico del paciente y fibroblastos dérmicos. Además, se presenta un nuevo método para medir la contracción celular y el análisis posterior, que se puede utilizar para estudiar las diferencias específicas del paciente en estas células.

Aislamiento de células primarias del músculo liso aórtico específicas del paciente y mediciones semicuantitativas de contracción en tiempo real in vitro

Este trabajo presenta un protocolo flexible para utilizar la tecnología de superficies contráctiles elastoméricas marcadas fluorescentemente (FLECS) en formato de micropozos para una cuantificación simplificada y sin intervención de las fuerzas contráctiles de una sola célula basada en desplazamientos visualizados de micropatrones de proteínas fluorescentes.

Análisis simplificado y de alto rendimiento de la contractilidad de una sola célula utilizando elastómeros con micropatrones

La función del músculo esquelético se puede evaluar cuantificando la contractilidad de las fibras musculares aisladas, tradicionalmente utilizando enfoques laboriosos y de bajo rendimiento. Aquí, describimos un método de alto rendimiento basado en la óptica para cuantificar la contractilidad de las fibras musculares incrustadas en hidrogel. Este enfoque tiene aplicaciones para la detección de fármacos y el desarrollo terapéutico.

Mediciones contráctiles de alto rendimiento de fibras musculares intactas de ratón incrustadas en hidrogel utilizando un sistema basado en óptica

Aquí presentamos un dispositivo novedoso que aplica formas de onda de deformación isotrópicas y uniaxiales a las células, al tiempo que apoya el cultivo en sustratos con rigidez sintonizable y matrices proteicas personalizables. Esta plataforma sencilla y económica permite a los investigadores investigar cómo las señales mecánicas regulan la función celular tanto en estudios fundamentales como en contextos relevantes para enfermedades.

Una plataforma novedosa para el estiramiento e imagen celular in vitro

Aprende a evaluar la función contráctil celular in vitro utilizando microescalas de silicio voladizos. Este método no invasivo mide la contracción muscular mediante láser y fotodetector para estudios de fisiología.

Utilización de microescala silicio voladizos para evaluar la función contráctil celular In Vitro

Explorar más videos