Name: RNA-Seq Análisis de Expresión diferencial de genes en electroporación de embriones de pollo de la médula espinal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 13 s
Description: Aprenda a realizar análisis de RNA-Seq para evaluar expresión diferencial de genes en médulas espinales de embriones de pollo electroporados in ovo. Este protocolo permite identificar genes diferencialmente expresados con alta sensibilidad.

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CYIY cuenta con el apoyo de la FAPESP (2012/14421-5) y FMV con una beca de la FAPESP (2009/53695-0). Agradecemos al DNA Technologies Core de la Universidad de California, Davis, por la preparación y secuenciación de las bibliotecas de RNA-Seq utilizadas en este trabajo, al equipo de Galaxy por proporcionar una interfaz excelente y gratuita para herramientas de análisis de datos de secuenciación de alto rendimiento y a la Dra. Marianne Bronner por permitirnos filmar en su espacio de laboratorio.

1. electroporar la construcción de interés en los tubos neurales de HH12-13 pollo embriones in ovo Utilice un indicador fluorescente, preferiblemente en una transcripción bicistrónico o fusionado a la proteína de interés con un intercalante péptido 2a viral 11, para permitir la identificación rápida de los individuos con niveles satisfactorios de la transfección. NOTA: El tiempo de incubación típico para esta etapa es de alrededor de 48 horas a 37,8 ° C. <ol><li> Abrir una pequeña ventana en los huevos después de la eliminación de 3 ml de albúmina con una jeringa acoplada a un 18 G x 1 1/2 aguja. Para mejorar la visualización de embriones, inyectar una pequeña cantidad de tinta china diluida 1:50 en solución de Ringer estéril debajo del embrión 1-4. </li><li> Después de cubrir el embrión con solución de Ringer estéril, inyectar una solución mM Tris-HCl 10, pH 8.2 y 0.1% del tinte de Alimentos (F, D &amp; C) que contiene 2,5 g / l de ADN a través del extremo posterior del tubo neural hasta que llenahasta la región posterior del cerebro. Para electroporar, electrodos de platino de posición (0.5 mm de diámetro) separados por 4 mm 1 a lo largo de la región de flanco 5 y entregar pulsos de 50 ms y 20 V con un intervalo de 100 mseg entre ellos 4. </li><li> Después de la electroporación, se incuban los embriones manipulados durante 48 horas más hasta que llegan a la etapa HH23 y identificar a las personas que presentan alto nivel de transfección en la región del flanco bajo un microscopio estereoscópico fluorescente. NOTA: La duración de la incubación después de la electroporación depende del objetivo del experimento. Los plásmidos electroporadas pueden generar niveles de expresión significativos después de 2 horas 2. Así, si el interés reside en genes de aparición temprana el período de incubación después de la electroporación puede ser reducido. </li></ol> 2. Cosecha transfectadas con éxito embriones y diseccionar las mitades de la médula espinal a electroporación NOTA: Este procedimiento dura 2-3 horas por cada 10 embriones y los rendimientos de 1-2 RNA total g por embrión. La disección de los tubos neurales requiere movimientos finos y algunas sesiones de práctica puede ser necesario antes de aplicarlo a las muestras experimentales. <ol><li> Descontaminar las herramientas metálicas disección con RNasa solución de descontaminación o de hornear a 150 ° C durante 4 h 12 y preparar PBS tratada con DEPC. Utilice sólo recipientes de plástico nueva RNasa libre de certificado. NOTA: Después de la cosecha, es importante seguir la atención estándar para prevenir la contaminación de ARNasa durante la disección. </li><li> Coseche los embriones utilizando un par de tijeras de disección finas y una cuchara colección tamizada. Mantener los embriones en PBS frío tratada con DEPC en un plato de Petri de 100 mm. </li><li> Con un par de pinzas finas, cortar toda la región del flanco (entre el límite posterior de la yema del miembro anterior y el límite anterior de la yema de la extremidad posterior) y la transferencia de esta sección a un nuevo plato que contiene frío PBS tratada con DEPC. </li><li> Utilice dos agujas finas de vidrio para perforar en tres diferentespuntos a cada lado dorsolateral del embrión entre el tubo neural y el mesodermo paraxial. </li><li> Introducir las dos agujas de cristal en la perforación central y mover lentamente uno de ellos de distancia a lo largo del eje antero-posterior del tubo neural. Repita esto para las perforaciones que no fueron alcanzados por los primeros movimientos. Retire el mesodermo paraxial unifamiliar con un par de pinzas finas. </li><li> Gire el embrión de lado, insertar las puntas de las pinzas entre el tubo neural y la notocorda y deslice en direcciones opuestas a lo largo del eje antero-posterior para separar las dos estructuras. NOTA: Esto también se debe eliminar la mayor parte del mesodermo todavía unido al tubo neural. </li><li> Si es necesario, retire todos los trozos más grandes de tejido mesodérmico que permanecen unidas tirando con un par de pinzas, mientras sujeta ligeramente el tubo neural con otro par de pinzas. Cuando haya terminado, transferir suavemente el tubo neural a otro plato que contiene fría tratada con DEPC PBS utilizando unaRNasa libre Pasteur de vidrio pipeta acoplado a una bomba de pipeta manual y mantener en hielo hasta que se diseccionan todos los tubos. </li><li> Divida a los tubos neurales en dos mitades. Para ello, inserte la punta afilada de un par de pinzas de cierre en el lumen y abra la chapa de techo moviendo las pinzas a través de ella. Después de esto, separe las mitades por el corte de la placa de suelo con las puntas de pinzas. </li><li> Ordenar electroporación de mitades no electroporación bajo un microscopio de disección fluorescente y la transferencia a un tubo de 1,5 ml lleno con PBS tratada con DEPC enfriado con hielo. Si es necesario, chasquear los microtubos suavemente para liberar cualquier tejido unido a las paredes de plástico y para promover la sedimentación de los tubos. </li><li> Centrifugado a 100 xg durante 3 segundos y retirar muy lentamente tanto PBS como sea posible con una micropipeta de 1 ml. Haga esto mientras mira a una fuente de luz que brilla a través del microtubo para monitorear si cualquier material embrionario se aspira a la punta de la pipeta; si esto sucede, se descargan lentamente y repita la centrifugación. </li><li> Añadir 70 l de solución de lisis para la extracción de ARN por medio de tubo neural y la película del tubo para mezclar el contenido. Incubar a temperatura ambiente durante 5 min y agitar vigorosamente. Repetir la incubación de 5 min y agitación en vórtex dos veces más. Almacenar a -80 ° C. </li><li> Recoge al menos ocho mitades del tubo neural por muestra para asegurar un rendimiento adecuado para el siguiente paso. Reúnase muestras más pequeñas si se requieren varias sesiones de electroporación / disección amasar número suficiente de tubos neurales. Almacene las muestras suficientes para duplicados o triplicados para cada condición. </li></ol> 3. Purificar ARN y Preparar Bibliotecas para Illumina secuenciación <ol><li> Retire las muestras de -80 ° C almacenamiento y colocar en hielo durante 15-30 min. Reanudar la descongelación a temperatura ambiente hasta que se complete. </li><li> Vortex bien y dejar a temperatura ambiente durante 5 min. Vortex de nuevo y se centrifuga a 15.000 xg durante 1 min para sedimentar el material insoluble. </li><li> Transferir el sobrenadante a un tubo nuevoy proceder a la extracción de RNA de acuerdo con las instrucciones de aislamiento de ARN total del manual del kit. Eluir en el volumen mínimo recomendado para aumentar la concentración. NOTA: después de tratamiento DNasa limpieza se recomienda con el fin de evitar la contaminación potencial de secuencias de ADN genómico en los conjuntos de datos de RNA-Seq. </li><li> Flick el tubo para mezclar el contenido y eliminar 5 l para el análisis de control de calidad. Conservar la muestra restante a -80 ° C hasta que la preparación de la biblioteca; estas muestras deben descongelarse sólo una vez para evitar la degradación del ARN. </li><li> Ejecutar ARN purificado en un instrumento Bioanalyzer utilizando el kit RNA 6000 Nano; RIN valor debe ser al menos por encima de 7 para continuar. </li><li> Generar bibliotecas utilizando un kit de preparación de la biblioteca de ARN-Seq compatible Illumina y multiplexar hasta 4 bibliotecas en un carril de un instrumento HiSeq configurar para generar 100 pb solo lee. Si es posible, incluir todas las muestras en el mismo plazo para reducir al mínimo los posibles artefactos técnicos. NOTA: Esto debería producir hasta 50 millones de rEADS por muestra, lo cual es más que suficiente para obtener la cobertura para la mayoría de los genes 13. </li></ol> 4. Comparación de conjuntos de datos de RNA-Seq en el servidor de la galaxia público 10. NOTA: el espacio de almacenamiento del servidor está limitada y experimentos que comparan muchas muestras puede requerir la eliminación de los archivos intermedios generados en los pasos de filtrado. <ol><li> Crear una cuenta de usuario en el servidor público de la galaxia ( <a href="https://usegalaxy.org/">https://usegalaxy.org</a> ) y FTP subir los conjuntos de datos en formato de Illumina FASTQ. </li><li> Preparar los archivos cargados con la herramienta FastqGroomer 14 bajo la NGS: menú de control de calidad y la manipulación; si las puntuaciones de calidad ya están codificados en Phred + 33 (Sanger), omita este paso, simplemente cambiando el tipo de archivo a fastqsanger bajo los atributos de cada conjunto de datos. </li><li> Analizar la calidad general de cada conjunto de datos utilizando la herramienta de FastQC bajo la NGS: QC y la manipulación menu. NOTA: Especial atención se debe dar a los gráficos resultantes para cada secuencia de bases de la calidad y por base el contenido de la secuencia, ya que éstos proporcionarán estimaciones de los parámetros que se utilizan para recortar los extremos de las lecturas. </li><li> Recortar lee descartar 3 &#39;termina con datos de baja calidad utilizando la herramienta FASTQ Calidad Trimmer 14 bajo la NGS: menú de control de calidad y la manipulación. Ajuste la herramienta para procesar sólo 3 &#39;termina para el nivel de calidad por debajo de 20. </li><li> Retire secuencias adaptadoras de lee con la función Clip ( <a href="http://hannonlab.cshl.edu/fastx_toolkit/">http://hannonlab.cshl.edu/fastx_toolkit/</a> ) bajo la NGS: menú de control de calidad y la manipulación. Ajuste la herramienta para descartar lee con menos de 45 pb a la izquierda, la entrada de la secuencia del adaptador utilizado y elija el resultado de incluir ambas secuencias recortadas y no recortadas. Además, optar por no descartar las secuencias con bases desconocidos desde la mayoría de las bases de baja calidad ya fueron retirados en el último paso. </lyo&gt; <li> Con la herramienta Recortar secuencias ( <a href="http://hannonlab.cshl.edu/fastx_toolkit/">http://hannonlab.cshl.edu/fastx_toolkit/</a> ) bajo la NGS: control de calidad y el menú de la manipulación, corte las primeras bases de las lecturas para eliminar 5 &#39;sesgo de secuencia detectada por FastQC (típicamente 10). NOTA: En este punto, es una buena idea ejecutar FastQC de nuevo y comparar con el análisis previo para determinar si la calidad de conjunto de datos se ha mejorado. </li><li> Descargar y descomprimir la última asamblea del genoma de pollo para la UCSC genoma navegador de Illumina iGenomes ( <a href="http://support.illumina.com/sequencing/sequencing_software/igenome.ilmn">http://support.illumina.com/sequencing/sequencing_software/igenome.ilmn</a> ) y cargar el archivo en formato fasta todo el genoma y el archivo de formato gtf genes anotación a la historia de la galaxia con la función de carga de archivos en el menú Obtener datos. </li><li> Mapa lee para cada muestra que el genoma de pollo usando el alineador TopHat2 15 bajolos NGS: menú Análisis de ARN. Elija utilizar un genoma de Historia (seleccione el archivo fasta cargado en el paso 4.7). </li><li> Construir un transcriptoma predicho para cada muestra usando Gemelos 16 bajo los NGS: menú de análisis de ARN. Elija utilizar la anotación de referencia como guía (seleccione el archivo gtf cargado en el paso 4.7) y encender las opciones Realizar sesgo de corrección (de la Historia, archivo fasta desde el paso 4.7) y uso correcto de lectura múltiple. </li><li> Combinar transcriptomas previstos para todas las muestras utilizando Cuffmerge 16 bajo la NGS: menú Análisis de ARN. Elija utilizar la anotación de referencia (archivo gtf desde el paso 4.7) y datos de la secuencia (de Historia, archivo fasta desde el paso 4.7). </li><li> Comparar archivos BAM generados por TopHat2 para cada muestra usando Cuffdiff 16 bajo la NGS: menú Análisis de ARN. En las transcripciones de campo seleccione el metranscriptoma rged generada por Cuffmerge y activar las opciones Realizar sesgo de corrección (de la Historia, archivo fasta desde el paso 4.7) y uso correcto de lectura múltiple. </li><li> Ordenar expresión diferencial probar tablas numérico ascendente en la columna 13 (valor q) utilizando la herramienta Ordenar debajo del filtro y el menú Ordenar. NOTA: Los genes / transcripciones muestran significativa expresión diferencial entre las condiciones experimentales se presentarán los valores q más bajos. </li><li> Para comprobar los resultados visualmente con gráficos de cobertura, primero convertir archivos a formato BAM bedGraph utilizando la herramienta Crear un BedGraph de cobertura del genoma 17 bajo el menú BEDTools. Desactivar la presentación de informes de las regiones sin cobertura, optar por tratar las entradas empalmados como intervalos distintos y la escala de la cobertura por un factor que normaliza profundidad secuenciación de todos los conjuntos de datos que se comparan. </li><li> Convertir el archivo bedGraph resultante a formato utilizando el pez gordoherramienta peluca / BedGraph-a-pez gordo ( <a href="http://www.genome.ucsc.edu/">http://www.genome.ucsc.edu/</a> ) en el menú Formatos convertir. Sube los archivos bigwig como pistas personalizadas en la UCSC genoma navegador ( <a href="http://www.genome.ucsc.edu/">http://www.genome.ucsc.edu/</a> ) para el montaje galGal4 y la búsqueda de un gen de interés para visualizar la cobertura en los conjuntos de datos. </li></ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Aquí proporcionamos directrices para el análisis de los efectos después de la electroporación de la gallina de la médula espinal. Aunque la electroporación de vectores de ADN se utiliza con más frecuencia para sobreexpresar un gen de interés, se puede también utilizar construcciones que codifican dominantes negativos, proteínas o precursores para quimeric siRNAs para generar las condiciones de la función de genes knock-down 19-21. De hecho, la comparación de los perfiles resultantes de transcriptoma tanto gan...

Los estudios genéticos en los organismos vivos utilizan con frecuencia el embrión de pollo como modelo porque en la electroporación in ovo representa un modo rápido y barato para transfectar parcialmente estructuras embrionarias in vivo con construcciones de ADN 1-5. Vectores de expresión bicistrónicos que codifican una transcripción que contiene un indicador fluorescente junto con el gen de interés, tales como pCIG 6 o 7 PMES, permiten una rápida verificación de la calidad de la transfección en la región deseada bajo un estereomicroscopio embriones antes de procesar para el análisis de aguas abajo. Con los recientes avances en la secuenciación del ADN, ahora es posible obtener los perfiles de expresión del transcriptoma enteros digitales a partir de muestras de ARN usando ARN-Seq 8,9. Por lo tanto, en lugar de los métodos que requieren mucho tiempo que permiten el análisis de los pocos productos de genes en paralelo, tales como la hibridación in situ, inmunohistoquímica y qPCR, preparación de bibliotecas de ADNc parasecuenciación de alto rendimiento puede proporcionar información de todo el transcriptoma. La observación de los efectos experimentales sobre los niveles de expresión de cada gen puede a su vez proporciona una visión de gran alcance en las vías alteradas por la construcción utilizada. Esto es particularmente fácil si un conjunto genómico para el organismo utilizado está disponible, por lo tanto el embrión de pollo de nuevo es un modelo adecuado. Si el usuario tiene acceso a un centro de secuenciación del genoma fiable, la cuestión principal es la obtención de muestras de ARN de alta calidad. Este trabajo demuestra un método para la obtención de muestras de ARN a partir de tubos neuronales transfectadas adecuadas para la RNA-Seq, así como los pasos aguas abajo para análisis in silico de los conjuntos de datos resultantes. Después de la electroporación en HH12-13 seguido de 48 horas de incubación, tronco transfectadas mitades de la médula espinal fueron disecados en condiciones libre de ribonucleasa, inmediatamente zadas y más protegidos de la degradación por la ultra-bajo de congelación hasta la purificación de ARN y la biblioteca preparatde iones. El servidor público de la galaxia 10 proporciona acceso a recursos gratuitos para el análisis de datos de secuenciación de alto rendimiento. La cantidad de espacio que ofrece a los usuarios registrados es suficiente para pequeños experimentos, eliminando así la necesidad de una infraestructura computacional local. Análisis de datos RNA-Seq incluye filtrado, la alineación y la cuantificación / comparación de la expresión génica. Aunque existen pautas generales para el análisis de datos RNA-Seq, parámetros de filtrado dependerá en gran medida de la calidad de la secuencia y se deben determinar después de un análisis de control de calidad de los datos en bruto. Este protocolo describe los pasos para obtener y comparar los perfiles de ARN-Seq de pollo embrionario médulas espinales transfectadas in vivo. Como un resultado representativo, la comparación de conjuntos de datos obtenidos a partir de dos muestras de control independientes transfectadas con un vector vacío mostró que el método es reproducible y debería permitir la identificación de expres diferencialmentetranscripciones de sed en las muestras experimentales. Por lo tanto, la aplicación de este método tiene el potencial de aumentar enormemente el número de descubrimientos después de un solo experimento y por lo tanto proporcionar un conjunto grande de datos para la investigación posterior.

<table><tbody><tr><td>Tinta china</td><td>Cualquier proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>18G x 1 1/2 aguja</td><td>BD</td><td>305196</td><td></td></tr><tr><td>jeringa de 3 ml</td><td>BD 309657</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tris</td><td>MP Biomedicals</td><td>819620</td><td></td></tr><tr><td>F D & C Blue 1</td><td>Spectra Colors Corporation</td><td>5.FC.0010P0</td><td>Colorante alimentario utilizado para visualizar la inyección de ADN</td></tr><tr><td>Solución de Ringer (1 L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 7,2 g NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-9888</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 0,37 g KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-4504</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 0,225 g CaCl2&#8226; 2H2O</td><td>Fisher Scientific</td><td>10043-52-4</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 0,217 g Na2HPO4.7H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-9390</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 0,02 g KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-5379</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - ddH2O a 800 ml y ajustar el pH a 7,4</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - ddH2O a 1 L</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - Filtro y autoclave</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS (solución tamponada de fosfato) (1 L)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 8 g de NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-9888</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 0,2 g KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-4504</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 1,15 g Na2HPO4&#8226; 7H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S-9390</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 0,2 g KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P-5379</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - ddH2O a 800 ml y ajustar el pH a 7,2</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - ddH2O a 1 L y filtro</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - 1 ml DEPC (Dietilpirocarbonato)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D-5758</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - Agitar vigorosamente y dejar reposar toda la noche a temperatura</td><td></td><td></td><td></td> ambiente</tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; - Autoclave</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cuchara tamizada</td><td>Cualquier proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Estéril 60 x 15 mm Placas de poliestireno Placas de Petri</td><td>Corning Life Sciences</td><td>351007</td><td></td></tr><tr><td>RNaseZap Solución de descontaminación de RNasa</td><td>Life Technologies</td><td>AM9780</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas de punta fina</td><td>Cualquier proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinzas rectas de punta fina</td><td>Cualquiera proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aguja de vidrio estirado hecha de tubos capilares de vidrio de 1,1 x 75 mm Kimble</td><td>Chase</td><td>40A502</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta Pasteur de vidrio de 9''</td><td>Cualquier proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bomba de pipeta manual</td><td>Cualquier proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microcentrífuga transparente de 1,5 ml tubos de polipropileno</td><td>Microcentrífuga Corning Life Sciences</td><td>MCT-150-C</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Cualquier proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solución RNAlater para la estabilización del ARN</td><td>Life Technologies</td><td>AM7020</td><td></td></tr><tr><td>ARNkit de aislamiento de ARN total acuoso</td><td>Life Technologies</td><td>AM1912</td><td></td></tr><tr><td>Etanol de grado de biología molecular</td><td>Cualquier proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RNA 6000 Nano Kit</td><td>Agilent Technologies</td><td>5067-1511</td><td></td></tr><tr><td>2100 Electroforesis Instrumento bioanalizador</td><td>Agilent Technologies</td><td>G2939AA</td><td></td></tr><tr><td>Truseq Kit de preparación de muestras de ARN v2</td><td>Illumina</td><td>RS-122-2001/RS-122-2002</td><td></td></tr></tbody></table>

rna-seq análisis de expresión diferencial de genes en electroporación de embriones de pollo de la médula espinal

RNA-Seq Analysis of Differential Gene Expression in Electroporated Chick Embryonic Spinal Cord

La electroporación in ovo del tubo neural del pollito es un método rápido y barato para la identificación de la función génica durante el desarrollo neuronal. El análisis de todo el genoma de las transcripciones expresadas diferencialmente después de una manipulación experimental de este tipo tiene el potencial de descubrir una imagen casi completa de los efectos posteriores causados por la construcción transfectada. Este trabajo describe un método simple para comparar transcriptomas de muestras de médula espinal embrionaria transfectada que comprende todos los pasos entre la electroporación y la identificación de transcripciones expresadas diferencialmente. La primera etapa consiste en pautas para la electroporación e instrucciones para la disección de mitades de médula espinal transfectadas de embriones HH23 en un entorno libre de ribonucleasa y la extracción de muestras de ARN de alta calidad adecuadas para la secuenciación del transcriptoma. La siguiente etapa es la del análisis bioinformático con directrices generales para el filtrado y la comparación de conjuntos de datos de RNA-Seq en el servidor público Galaxy, lo que elimina la necesidad de una estructura computacional local para experimentos de pequeña y mediana escala. Los resultados representativos muestran que los métodos de disección generan muestras de ARN de alta calidad y que los transcriptomas obtenidos de dos muestras de control son esencialmente los mismos, un requisito importante para la detección de genes de expresión diferencial en muestras experimentales. Además, se proporciona un ejemplo en el que la sobreexpresión experimental de una construcción de ADN puede verificarse visualmente después de la comparación con muestras de control. La aplicación de este método puede ser una herramienta poderosa para facilitar nuevos descubrimientos sobre la función de los factores neuronales involucrados en el desarrollo temprano de la médula espinal.

Para validar el método descrito, dos muestras de control se generan a partir de embriones a electroporación con las PME vector vacío 7 y una muestra a partir de embriones transfectadas con el mismo vector que contiene el inserto construir SCRT2-ZNF, que codifica los dominios de dedos de zinc de 18 SCRT2 pollo. Las muestras que producen ARN total 11-22 mg cada se obtuvieron de las piscinas de 8 a 12 embriones. Las tres muestras se calificó como un valor óptimo de RIN 10 en un control de calidad real...

Este video muestra los pasos básicos para realizar el análisis del transcriptoma completo en muestras de médula espinal embrionarias de pollo disecadas después de la transfección con electroporación in ovo.

RNA-Seq Análisis de Expresión diferencial de genes en electroporación de embriones de pollo de la médula espinal

In ovo electroporation of the chick neural tube is a fast and inexpensive method for identification of gene function during neural development. Genome ...

El objetivo general de este procedimiento es evaluar los niveles de expresión de todos los genes y muestras de la médula espinal embrionaria de pollo electroporada. Esto se logra primero en ovo, estudiando detenidamente el lado derecho de los tubos neurales embrionarios tempranos y volviendo a incubar los embriones hasta la etapa deseada. El segundo paso del procedimiento es diseccionar con éxito las mitades del tubo neural transfectadas en un entorno libre de ARN y proceder a la lisis lo más rápido posible.El tercer paso es aislar el ARN y someter las muestras a la preparación de la biblioteca y a la secuenciación de alto rendimiento. El paso final es procesar los conjuntos de datos para eliminar los artefactos de secuenciación. Asigna razas al genoma y asigna niveles de expresión a cada gen.En última instancia, los resultados pueden mostrar genes expresados diferencialmente a través de la comparación de los niveles de expresión en condiciones de control y experimentales. La demostración visual de este método es fundamental como disección de tubos neurológicos. Los pasos son difíciles de aprender porque requerimos familiaridad con la manipulación de embriones.Para esta demostración, los embriones han sido transformados con la construcción que expresa GFP en el tubo neural. Prepárese para pasar dos horas trabajando en hasta 10 embriones para recolectar de uno a dos microgramos de ARN total por embrión. En condiciones de ARN, sin ARN, se recolectan los embriones con unas tijeras finas de disección y una cuchara de recolección SVE para transferir cada embrión a frío.Tratamiento con DPC. PBS utilizó una solución para todos los pasos de aislamiento del tubo neural, proceda mediante el uso de pinzas finas para eliminar toda la región del flanco de un embrión entre las yemas de las extremidades. Mueva esta sección a una solución fría fresca con el tejido con el lado dorsal hacia arriba.Utilice dos agujas de vidrio finas para perforar tres puntos en cada lado lateral dorsal del embrión entre el tubo neural y el mesodermo parial. Ahora introduzca las dos agujas de vidrio en la perforación central y sepárelas a lo largo del eje AP. Haga esto a través de cada perforación según sea necesario para finalmente separar el mesodermo paral, eliminar y desechar este tejido.A continuación, gira el embrión hacia un lado e introduce las puntas de dos pinzas entre el tubo neural y el cordón ganglionar. Deslícelos a lo largo del eje PA para dividir las estructuras. Termine de quitar los trozos más grandes de tejido de meder del tubo neural asegurándolo suavemente con pinzas mientras quita el exceso de mesodermo.Luego, transfiera suavemente el tubo neural a una solución fría fresca. Con una pipeta de vidrio con una bomba manual, recoja todos los tubos neurales necesarios y manténgalos en hielo antes de continuar. Ahora, divide cada uno de los tubos neurales en dos mitades.Inserte pinzas de punta afilada en el lumen y rompa la placa del techo. A continuación, utiliza las pinzas para cortar la placa del suelo y dividir el tejido por la mitad. Usando un microscopio de disección fluorescente, separe las mitades electroporadas de las no electroporadas.Transfiera las mitades del tubo neural clasificadas a un tubo de 1,5 mililitros con solución fresca. Mueve estos tubos para que todo el tejido llegue al fondo. A continuación, gire los tubos a 100 GS durante unos segundos.Luego, con mucho cuidado y bajo una luz brillante, aspire el snat. Si se extrae tejido, expulse lentamente y repita el giro. Una vez que las mitades del tubo neural se hayan limpiado de la solución, agregue 70 microlitros por tubo neural, la mitad del tampón de lisis al tubo.Agite el tubo e incube a temperatura ambiente durante 15 minutos cada cinco minutos, agite el tubo vigorosamente y proceda a recolectar el ARN para purificar el ARN Para la secuenciación, tenga al menos ocho mitades de tubo neural por muestra. Otras colecciones de tubos neurales de lyce almacenados a menos 80 grados Celsius se pueden agrupar en la colección. Comience descongelándolos en hielo durante 15 a 30 minutos y luego complete la descongelación a temperatura ambiente.Una vez descongeladas, agite vigorosamente todas las muestras y déjelas reposar durante cinco minutos. A continuación, vuelva a vorexar las muestras y centrifugarlas a 15.000 GS durante un minuto. Para deshacerse del material insoluble, transfiera el sobrenadante a un nuevo tubo y proceda a la extracción.Usando un kit de aislamiento de ARN, complete el proceso eludiendo el ARN a la mayor concentración posible. Este protocolo requiere una cuenta en el sitio web de Galaxy para garantizar la cuota de espacio necesaria. En primer lugar, FTP carga los archivos FASTQ en el sitio a menos que las puntuaciones de calidad ya estén codificadas en Shred plus 33.En primer lugar, prepare los conjuntos de datos cargados utilizando la herramienta de aseo FASTQ en el menú Control de calidad y manipulación de NGS. De lo contrario, en atributos, cambie el tipo de archivo a remitente FASTQ. A continuación, en el menú Control de calidad y manipulación de NGS, utilice la herramienta FAST QC para analizar la calidad general de los conjuntos de datos.Seleccione el recortador de calidad FASTQ en el mismo menú para descartar los tres extremos principales que son de baja calidad. Se debe procesar una puntuación de calidad de 20 o superior. Ahora ve a la herramienta de clip en el mismo menú.Configure esta herramienta para descartar lecturas con menos de 45 pares de bases. Introduzca la secuencia del adaptador. Deshabilite la opción para descartar lecturas con bases desconocidas y elija la salida para incluir secuencias recortadas y no recortadas.Continúe con la herramienta de secuencias de recorte. Úselo para recortar las primeras bases de la lectura para eliminar el sesgo de cinco secuencias principales que detecta FAST qc. El siguiente paso es descargar y desempaquetar el último ensamblaje del genoma del pollo desde el sitio del genoma Illumina I.A continuación, cargue el archivo de formato más rápido del genoma completo y el archivo de formato GTF de anotación del gen en el Galaxy History. Ahora mapee las lecturas de cada muestra al genoma accediendo al menú de análisis N-G-S-R-N-A y seleccionando la herramienta top hat two. Seleccione el archivo fasta cargado de la Historia de la Galaxia como genoma de referencia.A continuación, elija la herramienta de gemelos en el mismo menú para crear un transcriptoma predicho. Para cada ejemplo, elija el archivo GTF que se utilizará como guía de anotación de referencia. Seleccione Realizar corrección de sesgo mediante el archivo FASTA para los datos de secuencia y habilite la opción Usar corrección de lectura múltiple.A continuación, combine todos los transcriptomas ensamblados con la herramienta de combinación de manguitos. Con esta herramienta, elija el archivo GTF para la anotación de referencia y el archivo FASTA para los datos de secuencia. Ahora compare los archivos BAM generados por top hat dos para cada muestra usando la herramienta TIFF del brazalete que aún se encuentra en el menú de análisis de ARN.En el campo de transcripciones, seleccione el transcriptoma de combinación generado por la combinación de brazaletes y habilite las opciones. Utilice la corrección de lectura múltiple y realice la corrección de sesgo utilizando el archivo FASTA para los datos de secuencia. El siguiente paso es ordenar las tablas diferenciales Usando la columna Valor Q, seleccione la herramienta de ordenación en el menú de filtro y ordenación.Las secuencias con diferencia significativa entre las condiciones experimentales tendrán los valores Q más bajos en la columna 13. Ahora echa un vistazo a los gráficos de cobertura. Primero, convierta los archivos BAM en archivos de gráfico de lecho usando la herramienta de conversión en el menú de herramientas de lecho en las opciones, deshabilite los informes de regiones sin cobertura y elija tratar las entradas empalmadas como intervalos distintos.Escale también la cobertura por un factor que normalice todas las coberturas del experimento. A continuación, convierta el archivo de gráfico de cama resultante al formato de peluca grande utilizando la herramienta en el menú de conversión de formatos y cargue el archivo de peluca grande como una pista personalizada en el servidor UCSE. En la página del navegador de genomas de la USCS, utilice el ensamblaje GAL cuatro y las búsquedas de genes para la cobertura visual de los conjuntos de datos utilizando los métodos descritos: los tubos neuronales que expresan vectores PS vacíos se recolectaron para su ARN.Esto se hizo por duplicado y el ARN resultante fue de muy alta calidad con un valor RIN óptimo de 10 como se esperaba. La comparación global de los transcriptomas de los controles de vectores vacíos duplicados no mostró diferencias claras y el coeficiente de correlación de Pearson fue de 99. Además, hubo un claro aumento en el número de lecturas asignadas a la secuencia del gen scratch two en una muestra experimental que expresaba los dominios del dedo de zinc scratch two.Por lo tanto, los métodos eran lo suficientemente sensibles como para detectar el enriquecimiento predicho. Después de ver este vídeo, debería ser capaz de aislar el tubo neurológico embrionario y tener una buena comprensión de cómo procesar y comparar el conjunto de datos de IC para encontrar genes expresados diferencialmente siguiendo los pasos de análisis de silicio de la sección cuatro del protocolo.

rna-seq-analysis-differential-gene-expression-electroporated-chick

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