Name: Preparación de Mica Soportado bicapa lipídica de Alta Resolución Microscopía Óptica de Imagen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-07T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 48 s
Description: Aprende a preparar bicapas lipídicas soportadas en mica para microscopía de alta resolución usando solo 30 microlitros de vesículas. Este método simplifica el manejo del material y mejora la calidad de imagen.

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Los autores no tienen reconocimientos.

1. Mica y Preparación Diapositivas <ol><li> Lugar N º 1 ½ (0,17 mm) en cubreobjetos gradilla de tinción. </li><li> Someter a ultrasonidos durante 30 min en 2% de detergente a 60 ° C. </li><li> Lavar 20 veces con agua desionizada. </li><li> Retirar los portaobjetos usando pinzas y secar con aire comprimido o nitrógeno. </li><li> Cortar la hoja de mica en 10 x 10 mm piezas cuadradas con unas tijeras o cuchilla de afeitar. </li><li> Corte cada pedazo de mica en 2-3 foliolos delgados utilizando una hoja de afeitar. NOTA: Este paso requiere el uso de la hoja afilada. </li></ol> 2. Asamblea Mica y la Cámara de montaje <ol><li> Limpio portaobjetos de vidrio microscópico con etanol. </li><li> Pegamento folleto de mica cortado en el paso de 1,6 a portaobjetos de vidrio utilizando adhesivo óptico. Se aconseja adhesivo de baja viscosidad, para difundir mejor la caída y la cola de la mica. </li><li> Curar bajo la lámpara UV, 10 min. NOTA: El adhesivo se curó con luz UV con un máximo de absorción en el intervalo de 350 a 380 nm y la energía recomendada required para el curado total es de 4,5 J / cm 2. Sin embargo, diferentes fuentes de luz se pueden utilizar para este paso (ver materiales proporcionados por proveedor del adhesivo). </li><li> Exponer una superficie de mica limpio mediante la eliminación de las primeras capas con cinta Scotch. </li><li> Coloque una pequeña gota (~ 20 m) de adhesivo óptico sobre la superficie de mica. NOTA: En este paso, se aconseja alto pegamento viscosidad con bajo nivel de autofluorescencia. Nuestra experiencia ha demostrado que el uso de combinación de baja (paso 2.2) y los adhesivos de alta viscosidad aumenta significativamente la eficacia de la escisión mica (paso 2.7). </li><li> Coloque suavemente el cubreobjetos recién limpiada en la gota de adhesivo, evitando las burbujas de aire, dejar reposar durante 1 minuto. </li><li> Curar bajo la lámpara UV, 10 min. NOTA: después de este paso, el sándwich de lámina de vidrio, mica y cubreobjetos se puede almacenar durante un período relativamente largo de tiempo (hasta varias semanas). Continúe con el siguiente paso justo antes de la preparación efectiva SLB, para asegurarse de que la superficie de la mica es fresco. NOTA: Adhesivo se cura por la luz UV con la máxima absorción en el intervalo de 350 a 380 nm y la energía recomendada necesaria para el curado completo es 4.5J/cm 2. Sin embargo, diferentes fuentes de luz se pueden utilizar para este paso (ver materiales proporcionados por proveedor del adhesivo). </li><li> Usando un cuchillo exacto, desmontar suavemente el cubreobjetos de portaobjetos de vidrio lateral como se muestra en el video. En la mayoría de los casos, una capa delgada y plana de la mica permanecerá unido a la cubreobjetos. Mica adjunta a portaobjetos de vidrio pueden ser reutilizados (repita desde el paso 2.4). </li><li> Compruebe la calidad de la superficie a simple vista o bajo un microscopio de disección, para asegurarse de que la capa de mica está todavía pegada a la cubreobjetos y no se ha eliminado completamente durante la división en el paso 2.8. Haciendo un pequeño rasguño con una pinza o aguja de disección ayudará a distinguir entre el adhesivo que tiene una consistencia de forma detectable diferente de mica. </li><li> Retire el sello de goma de un ml frasco tapa 1,5 y pegar la tapa boca abajo a la superficie utilizando ópticaadhesivo o esmalte de uñas, y curar con lámpara UV, o dejar secar al aire 10 minutos, respectivamente. NOTA: Si se prepara la muestra para su uso simultáneo óptica (TIRFM o confocal) con imágenes de AFM, un ml frasco tapa 1.5 puede ser demasiado pequeño para montar la cabeza AFM en la platina del microscopio. En ese caso, la tapa podría ser sustituida por cualquier junta tórica de plástico con un diámetro más grande, adecuada para el montaje de la cabeza de AFM. En caso de que el experimento requiere quitar la tapa sin dañar la superficie de la mica, grasa de silicona se puede utilizar en lugar de pegamento o esmalte de uñas. </li></ol> 3. Apoyado bicapa lipídica (SLB) Formación <ol><li> Coloque solución de liposomas recién preparada en la cámara con la superficie. El volumen mínimo requerido para la formación de SLB es ~ 30 l. NOTA: Para más detalles sobre el liposoma y la formación de SLB, se refieren a los protocolos publicados, como por ejemplo, bolsa y otros, 2014 15.. </li><li> Proceda con la formación de SLB con el protocolo deseado. Durante la incubación yde formación de imágenes, la cámara se puede colocar en un bloque de calor o platina del microscopio calentado para mantener la temperatura necesaria para mantener los lípidos que se utilizan por encima de su temperatura de fusión. </li></ol>

<ol><li>Giocondi, M. -C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+topography+of+membrane+domains%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+%28BBA%29+-+Biomembranes%22%5BJournal%5D)">Surface topography of membrane domains.</a> Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1798, 703-718 (2010).</li>
<li>Garcia-Saez, A. J., Schwille, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface+analysis+of+membrane+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">Surface analysis of membrane dynamics.</a> Biochim Biophys Acta. 1798, 766-776 (2010).</li>
<li>Plochberger, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cholesterol+slows+down+the+lateral+mobility+of+an+oxidized+phospholipid+in+a+supported+lipid+bilayer%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Cholesterol slows down the lateral mobility of an oxidized phospholipid in a supported lipid bilayer.</a> Langmuir. 26, 17322-17329 (2010).</li>
<li>El Kirat, K., Morandat, S., Dufrêne, Y. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoscale+analysis+of+supported+lipid+bilayers+using+atomic+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+%28BBA%29+-+Biomembranes%22%5BJournal%5D)">Nanoscale analysis of supported lipid bilayers using atomic force microscopy.</a> Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1798, 750-765 (2010).</li>
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<li>Strulson, M. K., Maurer, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcontact+printing+for+creation+of+patterned+lipid+bilayers+on+tetraethylene+glycol+self-assembled+monolayers%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Microcontact printing for creation of patterned lipid bilayers on tetraethylene glycol self-assembled monolayers.</a> Langmuir. 27, 12052-12057 (2011).</li>
<li>Satriano, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+oxidized+polyhydroxymethylsiloxane--a+new+smooth+surface+for+supported+lipid+bilayer+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Plasma oxidized polyhydroxymethylsiloxane--a new smooth surface for supported lipid bilayer formation.</a> Langmuir. 26, 5715-5725 (2010).</li>
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<li>Shaw, J. E., Slade, A., Yip, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+in+situ+total+internal+reflectance+fluorescence%2Fatomic+force+microscopy+studies+of+DPPC%2FdPOPC+microdomains+in+supported+planar+lipid+bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Chem+Soc%22%5BJournal%5D)">Simultaneous in situ total internal reflectance fluorescence/atomic force microscopy studies of DPPC/dPOPC microdomains in supported planar lipid bilayers.</a> J Am Chem Soc. 125, 11838-11839 (2003).</li>
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<li>Sbalzarini, I. F., Koumoutsakos, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feature+point+tracking+and+trajectory+analysis+for+video+imaging+in+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22J+Struct+Biol%22%5BJournal%5D)">Feature point tracking and trajectory analysis for video imaging in cell biology.</a> J Struct Biol. 151, 182-195 (2005).</li>
<li>Linkert, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metadata+matters%3A+access+to+image+data+in+the+real+world%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Metadata matters: access to image data in the real world.</a> J Cell Biol. 189, 777-782 (2010).</li>
<li>Schutz, G. J., Schindler, H., Schmidt, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+microscopy+on+model+membranes+reveals+anomalous+diffusion%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Single-molecule microscopy on model membranes reveals anomalous diffusion.</a> Biophys J. 73, 1073-1080 (1997).</li>
<li>Matysik, A., Kraut, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TrackArt%3A+the+user+friendly+interface+for+single+molecule+tracking+data+analysis+and+simulation+applied+to+complex+diffusion+in+mica+supported+lipid+bilayers%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Research+Notes%22%5BJournal%5D)">TrackArt: the user friendly interface for single molecule tracking data analysis and simulation applied to complex diffusion in mica supported lipid bilayers.</a> BMC Research Notes. 7, (2014).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este protocolo describe un método para la preparación de superficies lisas y finas de mica para la deposición de bicapa de lípidos y formación de imágenes de alta resolución. La técnica requiere habilidades manuales mínimas, limitadas principalmente a la desmontaje cuidadoso de la sándwich de vidrio-mica y vidrio (paso 2.8), que es crítico para la obtención de una superficie de mica de alta calidad. Inspección de la mica recién escindido siempre se requiere en este punto, ya que es posible para la mica se desprenda del ...

El objetivo general del presente protocolo es mostrar un método para la preparación de superficies de mica de alta resolución de imagen de mica apoyados bicapas lipídicas (SLBS) mediante microscopía óptica total de fluorescencia de reflexión interna (TIRFM) o microscopía confocal, que también se podría combinar con la fuerza atómica microscopía (AFM). SLBS son un modelo ampliamente utilizado para numerosos estudios de la agrupación de lípidos, la separación de fases, la dinámica de componentes de la bicapa o sus interacciones con péptidos, proteínas u otros compuestos 1-5. Diferentes sustratos pueden ser utilizados para la formación de SLB (es decir, vidrio, mica, dióxido de silicio, polímeros) dependiendo de la naturaleza del estudio 4,6-8. Estudios de membrana típicos se basan en técnicas de formación de imágenes basada en microscopía, tales como TIRFM y AFM. Por lo tanto, para obtener imágenes TIRFM, una superficie de vidrio es una opción típica porque el vidrio es transparente. Preparación de vidrio es relativamente fácil, y la calidad de los resultados es principalmentedeterminado por la superficie de limpieza a fondo antes de la deposición de las vesículas de lípidos. AFM, debido a su elevada resolución axial requiere superficies de mica. La mica es un mineral de silicato, con cerca de clivaje basal perfecto. Así, el recién exfoliados mica es atómicamente plana, lo que permite la observación de las diferencias de altura de la membrana, incluso a escala sub-nanométrica 9. Los estudios de difusión utilizando métodos tales como la espectroscopia de correlación de fluorescencia (FCS), sola molécula de seguimiento (SMT), y la recuperación de la fluorescencia después de photobleaching (FRAP) mostraron sin embargo, que la dinámica de la membrana de lípidos dependen en gran medida del tipo de superficie sobre la que se depositan, en el que el vidrio y la mica puede dar resultados muy variables 10,11. Estas diferencias incluyen no sólo los coeficientes de difusión de las sondas de membrana, sino también la detección de poblaciones separadas de las partículas que se difunden con diferentes tasas, y posiblemente la conmutación entre diferentes estados. Por lo tanto,la comparación directa de los resultados obtenidos utilizando técnicas TIRFM y AFM es a menudo problemática, a menos que la misma superficie (en este caso la mica) se utiliza. Aunque hay algunos estudios en los que se llevó a cabo TIRFM y AFM de imágenes bicapa en la misma superficie de mica 12,13, mica se utiliza muy poco para la microscopía óptica, sobre todo debido a problemas de manejo. Preparación Mica requiere de corte a mano en folletos delgadas, que luego se pegan a la cubreobjetos usando adhesivo óptico 12. Este método, sin embargo requiere un poco de práctica para lograr resultados satisfactorios. Además, las superficies obtenidas son a menudo ondulado y grueso, lo que dificulta su uso con distancia de trabajo bajo, lentes de alta apertura numérica. Superficies de mica preparados como se describe en este protocolo son muy delgadas (~ 220 m, incluyendo el espesor cubreobjetos de 170 m) y extremadamente plana, evitando &quot;ondulación&quot;, que es fundamental para la imagen de alta resolución con éxito. Se pueden utilizarpara TIRFM o confocal configuraciones. Por otra parte, las mismas muestras se pueden transferir a AFM, e incluso reflejados simultáneamente con TIRFM / confocal y AFM. La combinación de estas dos técnicas permite la correlación directa de comportamiento de la difusión con la estructura 14 de la membrana bicapa. Debido a que las superficies de mica están recién troceados, que estén limpias y no requieren mucho tiempo, poco reproducibles, y los procedimientos de limpieza potencialmente peligrosos (protocolos de limpieza de vidrio por lo general incluyen productos químicos como solución Piranha, ácido sulfúrico, hidróxido de sodio / potasio). Montaje de una pequeña cámara, también se describe en el protocolo, reduce el volumen de vesículas necesarios para la formación de bicapa eficaz a menos de 50 l. Finalmente, todo el proceso de montaje de superficie no es mucho tiempo (preparación tarda menos de 30 min), y no requiere un alto grado de habilidad manual, al igual que la escisión de mica convencional y encolado.

<table><tbody><tr><td>Sonicador</td><td>de baño Fisher Scientific</td><td>FB15051</td><td></td></tr><tr><td>cubreobjetos 24 x 50 mm - Nº H1.5</td><td>Marienfeld</td><td>102222</td><td></td></tr><tr><td>DOPC</td><td>Avanti Lípidos polares</td><td>850357</td><td></td></tr><tr><td>Hellmanex III (detergente)</td><td>Hellma Analytics</td><td>320.003</td><td></td></tr><tr><td>Mica V-1 Grado</td><td>SPI Proveedores</td><td>1872-CA</td><td></td></tr><tr><td>Adhesivo óptico (alto viscosidad)</td><td>Norland Products</td><td>NOA63</td><td></td></tr><tr><td>Adhesivo óptico (baja viscosidad)</td><td>Norland Products</td><td>NOA60</td><td></td></tr><tr><td>Esfingomielina-ATTO647N</td><td>AttoTec</td><td>AD 647N-171</td><td></td></tr><tr><td>Lámpara UV</td><td>Synoptics Ltd.</td><td>GelVue GVM20</td><td>La lámpara se configuró al 100% de potencia</td></tr></tbody></table>

preparación de mica soportado bicapa lipídica de alta resolución microscopía Óptica de imagen

Preparation of Mica Supported Lipid Bilayers for High Resolution Optical Microscopy Imaging

Bicapas lipídicas soportadas (SLBS) son ampliamente utilizados como modelo para el estudio de propiedades de la membrana (separación de fases, la agrupación, la dinámica) y su interacción con otros compuestos, como los fármacos o péptidos. Sin embargo las características SLB difieren dependiendo del soporte utilizado. Técnicas utilizadas comúnmente para SLB óptica y mediciones son microscopía de fluorescencia de una sola molécula, de FCS y microscopía de fuerza atómica (AFM). Debido a que la mayoría de los estudios de formación de imágenes ópticas se llevan a cabo en un soporte de vidrio, mientras que AFM requiere una superficie extremadamente plana (generalmente de mica), los resultados de estas técnicas no se pueden comparar directamente, ya que las propiedades de carga y la suavidad de estos materiales influyen fuertemente en la difusión. Desafortunadamente, el alto nivel de destreza manual necesaria para el corte y pegado de láminas finas de mica para el portaobjetos de vidrio presenta un obstáculo para el uso rutinario de la mica para la preparación SLB. Aunque esto sería el método de elección, tales mica preparadosuperficies con frecuencia terminan siendo desigual (ondulado) y difícil de la imagen, especialmente con la pequeña distancia de trabajo, lentes de alta apertura numérica. Aquí presentamos un método simple y reproducible para la preparación de superficies planas delgadas de mica para la deposición de vesículas de lípidos y preparación SLB. Además, nuestra cámara por encargo requiere sólo pequeñas cantidades de vesículas para la formación de SLB. Los resultados del procedimiento general en la producción eficiente, simple y barato de superficies bicapa de lípidos de alta calidad que son directamente comparables a los utilizados en los estudios de AFM.

El comportamiento de la difusión de sondas fluorescentes de lípidos en SLBS es diferente dependiendo del sustrato. TIRFM combinado con la técnica SMT es un método valioso para la visualización de movimientos de partículas y la extracción de sus coeficientes de difusión. Señales de moléculas individuales de una sonda de esfingomielina-ATTO647N de difusión en un DOPC (1,2-dioleoil-sn-glicero-3-fosfocolina) bicapa apoyado sobre el vidrio y mica se muestran en la figura animada adjunto. La superficie de la mica se ...

Presentamos un método de preparación de mica apoyado bicapas lipídicas de microscopía de alta resolución. La mica es transparente y plana en una escala atómica, pero rara vez se utiliza en la formación de imágenes debido a dificultades de manejo; nuestra preparación resulta en la deposición uniforme de la hoja de mica, y reduce el material utilizado en la preparación bicapa.

Preparación de Mica Soportado bicapa lipídica de Alta Resolución Microscopía Óptica de Imagen

Supported lipid bilayers (SLBs) are widely used as a model for studying membrane properties (phase separation, clustering, dynamics) and its interaction ...

El procedimiento presentado aquí muestra un método sencillo de preparación de lípidos soportados por MICA mediante capas adecuadas para la obtención de imágenes de alta resolución, como los estudios de seguimiento de una sola molécula. La superficie de MICA se prepara dividiendo un sándwich de una sola hoja de MICA pegada entre el portaobjetos de microscopio de vidrio y el cubreobjetos con adhesivo óptico que expone una superficie plana y extremadamente delgada de mica fresca. Al montar una pequeña cámara de plástico hecha de un vaso de vial de un mililitro y medio, el volumen de vesículas lipídicas necesarias para la formación de bicapas puede ser tan bajo como 30 microlitros.Como primer paso, tome la lámina multicapa de MICA tal como viene del proveedor y córtela con unas tijeras en trozos más pequeños. Al folíolo en dos o tres folíolos más delgados con una hoja de cuchillo nueva. Ahora limpie bien la cubierta para dormir.Esto implica colocar una tapa de 0,17 milímetros. Duerme en un frasco de entrenamiento de vidrio cada tapa. Duerma en una ranura separada y sonique el detergente durante 30 minutos a 60 grados centígrados.Lave la funda. Duerme de 10 a 20 veces con agua mini key

preparation-mica-supported-lipid-bilayers-for-high-resolution-optical

Research

Investigación

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Bioengineering

Bioingeniería

Apoyado bicapas planas son potentes herramientas que pueden ser utilizados para modelar las interacciones moleculares en una sinapsis inmunológica. Aquí, se muestra los métodos para el anclaje de las proteínas de adhesión celular sabe que modulan la formación de sinapsis en el folleto superior de la bilyer lípidos y visualizar la formación de sinapsis mediante microscopía TIRF.

El apoyo de bicapa plana para la Formación de Estudio de la sinapsis inmunológica y Kinapse

En este video, demostramos un procedimiento para investigar la organización de la septina en una bicapa lipídica soportada por vidrio in vitro utilizando microscopía de fluorescencia de reflexión interna total.

Ensayo de bicapa lipídica soportada plana: una técnica in vitro basada en microscopía para investigar el ensamblaje de septinas en imitaciones de membranas biológicas

Bicapas lipídicas soportadas y partículas de membrana naturales son sistemas convenientes que pueden aproximarse a las propiedades de las membranas celulares y ser incorporadas en una gran variedad de estrategias de análisis. Aquí se demuestra un método para preparar compuestos de microarrays de soportados de lípidos de la bicapa recubiertos de SiO 2 perlas, vesículas de fosfolípidos o partículas de membrana naturales.

Formación de biomembrana Microarrays con un método basado en la Asamblea Rasero

Describimos aquí una combinación de la técnica de bicapa lipídica soportada por vidrio para formar sinapsis inmunológicas con la técnica de imagen de superresolución de la microscopía de depleción por emisión estimulada (STED). El objetivo de este protocolo es proporcionar a los usuarios las instrucciones necesarias para llevar a cabo con éxito estas dos técnicas.

Super-resolución de imagen de la célula Natural Killer inmunológica Synapse en un apoyada-Glass planar bicapa lipídica

Describimos un protocolo para la preparación de bicapas lipídicas soportadas y su caracterización utilizando microscopía de fuerza atómica y espectroscopía de fuerza.

Fuerza Atómica Microscopía Imaging y Fuerza Espectroscopia de admitidos Bilayers lípidos

Se presenta un protocolo experimental para formar una bicapa lipídica apoyado sobre soportes sólidos sin usar vesículas lipídicas. Se demuestra un método de un solo paso para formar una bicapa lipídica en dióxido de silicio y oro, así como membranas soportadas con dominio enriquecida en colesterol para diversas aplicaciones biológicas.

Biomembrana Fabrication por la bicapa lipídica (SALB) Método-Solvente asistida

Aquí se muestra la preparación de bicapas lipídicas planas funcionalizadas con proteínas, la determinación de la movilidad de las proteínas en su interior y la medición de las densidades de las proteínas. Se esboza una hoja de ruta para la construcción de un microscopio de reflexión interna total con reducción de ruido, que permite visualizar fluorocromos residentes de una sola capa con alta resolución espacio-temporal.

Bilayers Individual Molécula microscopía de fluorescencia en planar compatibles

Este protocolo describe la formación de vesículas unilipídicas y multilipídicas que imitan a las células, bicapas lipídicas soportadas y bicapas lipídicas suspendidas. Estos modelos in vitro se pueden adaptar para incorporar una variedad de tipos de lípidos y se pueden utilizar para investigar diversas interacciones de moléculas y macromoléculas.

Ensamblaje de modelos de bicapa lipídica soportada y suspendida de imitación celular para el estudio de interacciones moleculares

Este protocolo describe la formación de bicapas lipídicas soportadas y la adición de filamentos citoesqueléticos y proteínas motoras para estudiar la dinámica de las redes citoesqueléticas reconstituidas y atadas a la membrana utilizando microscopía de fluorescencia.

Reconstitución de corticidades mínimas de actina atadas a la membrana en bicapas lipídicas soportadas

Aquí, se presenta un protocolo para realizar y analizar la unión, movilidad y ensamblaje de moléculas individuales en membranas lipídicas artificiales apiñadas utilizando microscopía de fluorescencia de reflexión interna total de molécula única (smTIRF).

Difusión y ensamblaje de una sola molécula en membranas lipídicas llenas de polímeros

Este artículo ofrece una descripción detallada de cómo crear muestras para el seguimiento de una sola proteína en bicapas lipídicas soportadas por sólidos. También explica un microscopio de fluorescencia sencillo con sensibilidad a una sola molécula y una tasa de fotogramas rápida. Finalmente, describimos el procedimiento para extraer trayectorias de una sola proteína.

Seguimiento de proteínas individuales en bicapas lipídicas mediante microscopía de fluorescencia

Aprende a preparar bicapas lipídicas soportadas en mica para microscopía de alta resolución usando solo 30 microlitros de vesículas. Este método simplifica el manejo del material y mejora la calidad de imagen.

Preparación de Mica Soportado bicapa lipídica de Alta Resolución Microscopía Óptica de Imagen

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