El Sistema Swimmeret de cangrejo de río: Una guía práctica para la disección del cordón nervioso y extracelulares Grabaciones del patrón motor

El objetivo general de este procedimiento es diseccionar el cordón nervioso abdominal del cangrejo de río para utilizarlo en estudios electrofisiológicos. Esto se logra anestesiando primero al cangrejo de río. A continuación, se realiza una disección macroscópica para aislar la placa ventral del cangrejo de río.

A continuación, se realiza una disección fina para aislar completamente el sistema nervioso central desde los ganglios raicos hasta los ganglios abdominales. Un seis. Finalmente, se retira la vaina ganglionar de todos los ganglios para facilitar los experimentos electrofisiológicos.

En última instancia, la cadena de ganglios abdominales se utiliza para registros extracelulares o intracelulares. Para estudiar la coordinación de los generadores de patrones centrales o para investigar la morfología y el contexto sináptico de las neuronas identificadas. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neurociencia, como proporcionar experiencia práctica sobre la función de la red nerviosa para poder registrar la conmoción fic FLA en el sistema nervioso aislado, o para caracterizar la morfología de los ganglios abdominales o la de neuronas específicas.

Aunque este método puede proporcionar información sobre el sistema de velocidad de natación de los cangrejos de río. También se puede aplicar a otros sistemas, como una red neuronal que impulsa el comportamiento de volteo de la cola en el cangrejo de río que trabaja con el cangrejo de río del Pacífico Stacia Linea Guus. Después de anestesiar a un animal de acuerdo con el protocolo de texto, sostenga el lado ventral hacia arriba y use tijeras fuertes para cortar ambas garras en sus bases cerca del tórax.

A continuación, retire los europods izquierdo y derecho. Coloque el animal con el lado ventral hacia arriba en un plato de disección forrado con sarda negra antes de usar solución salina fría para perfundir a través de la abertura de la garra. A continuación, usa unas tijeras fuertes para hacer un solo corte transversal justo detrás de los ojos del cangrejo de río para decapitarlo.

A continuación, retire todas las patas que caminan cerca de las articulaciones de la base para aislar el abdomen junto con los últimos segmentos torácicos del resto del tórax. Inserte la punta de las tijeras en la abertura de la segunda pata para caminar y corte hacia el lado opuesto. Después de extender la incisión a ambos lados a través del tórax y exponer algunos de los órganos internos como se describe en el protocolo de texto, retire la parte anterior del tórax.

Ahora retire los órganos internos y enjuague al animal con solución salina fría. Continúe la disección con un corte en una posición lateral máxima entre el lumón y las ratas nadadoras a lo largo de toda la longitud de la placa esternal. Haz el mismo corte en el otro lado.

Coloca el abdomen del cangrejo con el lado ventral hacia arriba en la placa de disección. Utilice alfileres de insectos para fijar el espécimen posteriormente en el tellson y anteriormente en los restos de la carabase. Rellena el plato con suero salino de cangrejo de río para que cubra el ejemplar.

Use pinzas gruesas en la mano izquierda para agarrar a través de la abertura de una pierna móvil y abrir la muestra. Identifica las dos hebras grandes del músculo flexor dorsal. Fíjalos y corta sus bases ventrales, así como la arteria esternal.

Exponga los primeros ganglios abdominales A uno y los nervios asociados N uno N dos. Ahora pasando al segundo segmento abdominal. Retire la base de las hebras musculares cerca de la base ventral.

El ganglio abdominal A dos es ahora visible con los nervios asociados N uno, N dos y N tres. Transecte los nervios N tres en la posición más distante del cordón nervioso. Repita estos pasos para los siguientes tres segmentos abdominales con los ganglios abdominales.

Un tres a un cinco. Al llegar al ganglio abdominal, un seis. Corta la placa esternal, posterior a los nervios de un seis.

Mantenga la parte ventral y sujétela con alfileres. Con el lado dorsal hacia arriba en el plato lleno de solución salina bajo el microscopio. Use fórceps para extirpar las partes más anteriores del céfalo torácico de popa.

A continuación, corte los músculos entre las estructuras exoesqueléticas restantes. Después de levantar con cuidado el extremo anterior del cordón nervioso ventral, corte los nervios torácicos lateralmente. Concéntrese en un uno y corte los nervios N uno y N dos de un uno a un máximo de un centímetro de largo para sujetarlos.

A continuación, muévase a A dos e identifique los nervios N uno, N dos y N tres de este segmento. Los nervios n uno de los ganglios abdominales, de dos a cinco. Residen entre dos cuticulares esternales en desdoblamientos en cada segmento y están cubiertos por musculatura.

Luego, comenzando en el borde lateral del abdomen, haga un corte a lo largo del pliegue cuticular esternal posterior y proceda hacia la línea media después de descubrir N one de acuerdo con el protocolo de texto. Si es necesario, corte el nervio lo más distalmente posible. Proceda hacia el lado contralateral y comience a aislar el nervio N uno de la línea media cerca del ganglio, procediendo hacia el borde lateral cortando a lo largo del envolvimiento cuticular esternal posterior.

Ahora corte los nervios N dos de este ganglio a una longitud adecuada para sujetarlo. A continuación, repita los pasos que se muestran para los ganglios abdominales. Un dos por un tres a un cinco lo más distalmente posible.

Corta los nervios del ganglio a seis. Use fórceps para agarrar varios nervios de un seis para levantar el ganglio y comenzar a aislar la cadena de ganglios de la placa esternal. Después de aislar completamente el cordón nervioso, transfiera la cadena de ganglios a una placa de Petri forrada con un protector de umbral transparente y rellena de solución salina con pequeños alfileres cortados de alambre de acero inoxidable mientras aplica un suave toque de estiramiento.

Sujete la cadena de ganglios en línea recta con el cordón nervioso dispuesto con el lado dorsal hacia arriba. Mantenga solo los dos últimos ganglios torácicos y fije los nervios torácicos a un lado. Sujeta con alfileres los nervios de uno en un ángulo de 90 grados con respecto al cordón nervioso.

Luego proceda a un dos y fije los nervios N dos en un ángulo de 35 a 45 grados en relación con el cordón nervioso. Una vez que los nervios N uno estén separados y fijados de acuerdo con el protocolo de texto, fije la rama anterior del nervio N uno en un ángulo de 90 grados con respecto al cordón nervioso. A continuación, fije la rama posterior del nervio N uno entre la rama anterior N una y el nervio N dos.

Dado que todos los ganglios abdominales tienen que ser desenvainados, use unas tijeras de resorte finas para hacer un pequeño corte lateral a través de la vaina ganglionar posterior al ganglio y entre los nervios N dos y N tres. Corte transversalmente a través de la vaina por encima del conectivo. Luego continúe cortándolo a lo largo de los bordes laterales del ganglio antes de quitar la vaina.

Si es necesario, utilice pinzas finas para levantar la vaina y realizar registros extracelulares. Siguiendo la configuración de las herramientas y reactivos enumerados en el protocolo de texto, coloque la cadena de ganglios en la mesa del microscopio e ilumine desde abajo. Inserte el electrodo de registro en el protector sil cerca del nervio objetivo y el electrodo de referencia en una posición cercana pero lateral a los ganglios.

A continuación, dobla el nervio objetivo alrededor de la grabación. Después de estirar y asegurar el nervio, use una jeringa llena de vaselina y una aguja de punta redondeada de calibre 20 para aislar el nervio objetivo de la solución de baño. Repita esto para todos los nervios cuya actividad deba registrarse.

Finalmente, comience a registrar como se muestra aquí, la actividad PS extracelular de las neuronas motoras PS dos a PS cinco ipsilaterales comienza con un estallido de PS en un cinco y la onda de excitación se propaga en la dirección anterior. Además, el tiempo medido desde el inicio de una ráfaga hasta el inicio de la siguiente ráfaga en cada segmento permanece constante y se define como el período de los períodos de ritmo y ráfaga. Las duraciones pueden variar entre las diferentes preparaciones, pero el retraso de fase entre segmentos permanece constante en aproximadamente un cuarto del ciclo, independientemente de la frecuencia del ritmo.

Estos patrones de coordinación se pueden ver mejor en los histogramas de fase que se ven aquí. Aquí, utilizando microelectrodos afilados, los registros intracelulares de las dendritas de las neuronas motoras Ps. muestran oscilaciones de fase de neuronas individuales con la actividad registrada extracelularmente de todas las neuronas motoras PS del mismo ganglio hemi. Para identificar las neuronas registradas intracelularmente, las células se pueden vaciar utilizando microelectrodos afilados e iontoforesis.

En esta figura, la sosa ventral de dos neuronas motoras PS llenas de di se encuentra posterior a la base del nervio N uno. La neurita primaria se proyecta anteriormente y se ramifica dentro de la píldora neuro lateral. El axón se proyecta a través de la rama posterior del nervio N uno a la musculatura.

Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en 45 minutos a una hora si se realiza correctamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar cambiar la solución salina a intervalos regulares para mantener el tejido nervioso sano. Siguiendo este procedimiento, se pueden realizar otros métodos como el registro intracelular de neuronas motoras o interneuronas para responder a preguntas adicionales como analizar el mecanismo celular de coordinación, medir corrientes iónicas o estudiar el efecto de los neuromoduladores en la actividad rítmica de células específicas.