Name: Live-proyección de imagen de la Drosophila Pupal Ojo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-12T13:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 54 s
Description: Aprende a realizar imagen en vivo del ojo pupal de Drosophila para estudiar neuroepitelio y biología del desarrollo. Este método permite visualizar límites celulares con proteínas GFP marcadas.

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Los autores agradecen a David Larson por desarrollar el protocolo original para obtener imágenes del ojo vivo de la pupa de Drosophila. Agradecemos a nuestros colegas Richard Carthew, Shoichiro Tsukita y Matthew Freeman, quienes desarrollaron las moscas transgénicas que combinamos para generar nuestras líneas de moscas de imágenes en vivo. Brittany Baldwin-Hunter hizo comentarios útiles sobre el manuscrito. Este trabajo fue apoyado por fondos iniciales otorgados a Ruth Johnson por la Universidad Wesleyan.

La Figura 3 muestra un resumen del procedimiento experimental. 1. Preparación del tejido <ol><li> Para determinar las consecuencias de la expresión modificada de un gen de interés, establecer la siguiente cruz por duplicado y se mantiene a 25 ° C: UAS transgenes (machos) X GMR-GAL4; UAS-α-cat: GFP, ubi-DE-Cad: GFP; + / SM5-TM6B (hembras vírgenes) NOTA: Para obtener el control cruzado tejido UAS-lacZ varones de GMR-GAL4; UAS-α-cat: GFP, ubi-DE-Cad: hembras GFP. β-galactosidasa no genera defectos en el comportamiento celular en la retina. </li><li> Para mejorar la eficacia de los transgenes RNAi, cruz UAS-RNAi varones de GMR-GAL4, UAS-DCR-2; UAS-α-cat: GFP, ubi-DE-Cad: GFP; + / SM5-TM6B hembras vírgenes. NOTA: defectos ocasionales en el comportamiento de células que expresan en retinae se han observado ectópico DCR-2 (datos no mostrados). La vigilancia se recomienda si el uso de este enfoque. </li><li> Selecto blanco pre-pupas de genotipos adecuados y colocar en tubos de 1,5 ml de microcentrífuga. Si el pupas expresar DCR-2, seleccione pupas ya sea hombre o mujer: expresión de UAS-DCR-2, una inserción en el cromosoma X, es más fuerte en los hombres. Las pupas se debe sexuado a 0 h APF antes de la pigmentación de la envoltura pupal - las gónadas de los machos se ven como grandes globos translúcidos en los lados laterales de la pupa (aproximadamente un tercio de la parte posterior). </li><li> Incubar los tubos de microcentrífuga que contienen pupas, en un plástico punta-caja limpia a 25 ° C. Para evitar la desecación de lugar pupas a 10 cm 2 de tejido, empapado en agua destilada, a la caja de punta. NOTA: si la humedad en la caja de la punta es demasiado alta el caso de pupa puede llegar a ser empapado y difícil de diseccionar en los pasos posteriores. </li><li> Incubar durante el tiempo adecuado. Para capturar comportamientos celulares asociadas con modelar el ojo, preparar pupas para imágenes en torno a 17 horas APF, APF 20 horas o 24 horas APF. Ver representativos Resultados para mayor discusión sobre si se respetan mejor los comportamientos específicos de células. </li><li> Coloque un pedazo de cinta adhesiva de doble cara fresca en un plato de disección Sylgard negro. Coloque un lado pupa, dorsal hacia arriba, con la cabeza de la pupa adherido a la cinta de doble cara (Figura 1A) .Try no se adhieren las regiones torácica y abdominal de la pupa a la cinta de doble cara. Con pinzas levante con cuidado y quitar el opérculo para exponer la cabeza de pupa. Tear a lo largo del lado de la caja de pupa para exponer el área alrededor de un ojo. </li><li> Retire con cuidado la pupa de la cinta adhesiva. Si la pupa permanece adherente, aplicar un pequeño volumen de agua destilada a la unión entre el caso pupal y la cinta para debilitar la adhesión. </li></ol> 2. Montaje <ol><li> Construir una pequeña 15 mm 2 marco de papel secante y perforar un agujero en la middlethat es de 5,5 mm de diámetro (Figura 1B). Sumergir en agua destilada y colocar enel centro de un portaobjetos de microscopio. Con una jeringa de 30 cc, exprima un anillo uniforme de vaselina para rodear el marco de papel secante. Asegúrese de que el anillo de vaselina es ligeramente mayor que la anchura de la pupa y que el diámetro del anillo es ligeramente menor que la anchura de una hoja de cubierta. </li><li> Añadir una pequeña gota de vaselina directamente sobre la diapositiva, en el agujero perforado en el papel secante (Figura 1C) .Carefully organizar la pupa, por su parte, con el apoyo de la perla de vaselina (Figura 1D). </li><li> Coloque un cubreobjetos en la parte superior del anillo de la jalea de petróleo de manera que entra en contacto con el epitelio encima de la neuroepitelio ojo (Figura 1D). Comprimir ligeramente la preparación para sellar el cubreobjetos contra la vaselina y generar una pequeña superficie de contacto plana entre la región de los ojos de pupa y el cubreobjetos. </li></ol> 3. La fluorescencia de imágenes <ol><li> Image la preparación de pupa utilizando unamicroscopio de fluorescencia. Cada 7 min captura de secciones en serie a través del dominio apical del neuroepitelio ojo, en la región de las uniones adherentes. NOTA: a) las secciones de serie apropiados son generalmente 4-5 por z-pila compuesta de 0,2 micras z pasos. b) Irregularidades en la topología del epitelio, incluyendo golpes suaves y pliegues, puede hacer que sea difícil para adquirir imágenes en foco de grandes regiones del tejido. Si bien las imágenes, se puede encontrar parte de un área de interés para estar en foco, y una región vecina a estar fuera de foco. La inclusión de una pequeña gota de agua destilada entre el ojo y el cubreobjetos pupal puede eliminar algunos pliegues de tejido aguda, pero no la característica topología ligeramente desigual de las primeras etapas de la morfogénesis del ojo de pupa. En estos casos sobremuestrear el tejido mediante la ampliación de la z-pila hasta de enfoque rebanadas se adquieren por todo el campo. c) La captura de secciones seriadas cada 7 min debe permitir en vivo de imágenes de 3 a 4 horas sin un importante reducción en la intensidad de fluorescencia de GFP que puede comprometer la calidad de la imagen. Intervalos de tiempo más cortos pueden reducir el tiempo total de formación de imágenes. </li><li> Continuar imágenes para 3 a 4 horas. No utilice un enfoque automático y función de tiempo que está disponible en muchos microscopios fluorescentes ya que el crecimiento de pupa y el bombeo de la hemolinfa mueve la posición de la retina y vigilante reorientar se requiere cada 14-21 min. NOTA que la imagen más allá de 4 horas puede retardar o detener la morfogénesis del ojo. </li><li> Utilice software de deconvolución adecuada para reducir el fondo y mejorar el contraste de las imágenes en la sección de serie. Para cada archivo z-stack, realice lo siguiente en software LAS AF (véase la Tabla de Materiales): Navegue hasta el panel Herramientas, seleccione 3D Deconvolución y haga clic en Aplicar. </li><li> Generar una imagen de proyección máxima (MP) para cada archivo de pila deconvoluted: Navegue hasta el panel Herramientas, seleccione la proyección en 3D y haga clic en Aplicar. NOTA: El algoritmo de máxima proyección puede no generar un uniformely imagen enfocada para el tejido que ha sido muestreada. Una técnica para el afilado de las regiones fuera de enfoque se describe en el paso 5.2. </li></ol> 4. Post-proyección de imagen Pupal Rescate y fenotipo Verificación <ol><li> Para determinar si los artefactos fueron introducidos o la pupa dañado durante la exploración, retire con cuidado la pupa de la plataforma de formación de imágenes: el uso de fórceps quitar el cubreobjetos y transfieren la pupa a un vial limpio de comida. Guarde a temperatura ambiente o 25 ° C hasta que emerge la mosca adulta. </li><li> Examine cuidadosamente el fenotipo del ojo adulto y comparar a los ojos de las moscas adultas emergen de la cruz mosca originales. </li></ol> Procesamiento 5. Imagen <ol><li> Alineación automática de imagen: NOTA: El tejido Drosophila vivo cambiará y crecer a lo largo del proceso de formación de imágenes. En consecuencia, los centros de imágenes recogidas en puntos de tiempo sucesivos pueden no corresponder al mismo punto en el tejido Drosophila. Además, eltodo el disco retina gira alrededor de 30 ° entre ~ 21 y 23 horas APF. Para resaltar los comportamientos individuales de células y reducir las distracciones causadas por el crecimiento del organismo, alinear cada MP image.While esto se puede realizar de forma manual, el software de edición de imagen utilizada aquí (véase la Tabla de Materiales) ha algoritmos incorporados que pueden acelerar el proceso. <ol><li> En la ficha Archivo del menú principal, Scripts abiertos y seleccione Archivos de carga en la pila. </li><li> Importe los archivos de imagen de MP en el panel de capas de la carga y seleccione Aceptar. Asegúrese de que no está seleccionada la opción Intentar Images Fuente para alinear automáticamente. NOTA: Si se selecciona esta opción, el software puede utilizar un algoritmo de alineamiento que distorsiona los datos de la imagen. </li><li> Una vez que todos los archivos MP han cargado en el panel Capas, asegúrese de que todas las imágenes están en orden cronológico tal que el menor período de tiempo es en la parte superior de la pila de capas. Si las capas no están en el orden correcto, arrastrar y soltar hasta que se ordenancorrectamente. </li><li> Seleccione Alinear capas automáticamente desde la pestaña Editar del menú principal. Elija Reposición y haga clic en Aceptar. </li><li> Si el algoritmo de alineación automática falla para orientar los marcos de un centro de coordinación pertinente, realizar pequeños ajustes con la herramienta Mover. </li></ol></li><li> Afilado Compuesto: NOTA: las regiones fuera del foco de una imagen inicial MP pueden ser afiladas por &#39;recorte&#39; del correspondiente pila deconvoluted en software LAS AF. Recorte de un archivo de pila permite que uno restringir manualmente el intervalo de un z-pila que se somete al algoritmo de proyección máxima. <ol><li> Busque la función Recortar en el panel Herramientas (en la pestaña de procesos). Restringir manualmente las rebanadas iniciales y finales de tal manera que abarcan sólo el cinturón de la adhesión dentro de la región inicialmente fuera de foco. Haga clic en Aplicar para generar un nuevo archivo de pila que está optimizado para esta región. </li><li> Generar una nueva proyección máxima de la pila optimizada a nivel local y de exportación como un archivo TIFF. </li><li> En ªe software de edición de imagen (véase la Tabla de Materiales), Scripts abiertos (ubicadas en la ficha Archivo del menú principal) y seleccione Cargar archivos en pila. </li><li> Importe el archivo de imagen MP inicial y archivo MP optimizado localmente para un momento determinado punto en el panel de capas de la carga y seleccione Aceptar. Asegúrese de que no está seleccionada la opción Intentar Images Fuente para alinear automáticamente. </li><li> Seleccione las dos capas en las capas panel y seleccione Fusionar capas automáticamente (ubicado en la ficha Edición del menú principal) para enmascarar automáticamente las regiones apropiadas de las dos imágenes, produciendo una manera uniforme en-foco del campo de la retina. Guarde esta imagen compuesta como un archivo TIFF. </li><li> Repita los pasos 5.2.1 a través de 5.2.5 para todas las imágenes subóptimas MP. </li></ol></li><li> Ajustes Adicionales: girar, recortar y ajustar los niveles de las capas de película: <ol><li> Con todas las capas seleccionadas, utilice la herramienta de transformación (Edición&gt; Transformación libre) para girar las imágenes de forma que el eje dorsal-ventral de la retina está alineadopara el eje y de la trama de la película. </li><li> Si es necesario, utilice la herramienta de recorte para reducir el campo de visión de un tamaño y forma deseados. </li><li> Use ajuste de nivel (de fotogramas individuales) para ayudar a mejorar el contraste entre la membrana celular y cuerpo celular. </li><li> Para efectos estilísticos y hacer hincapié en los comportamientos específicos de células, introducir falso color para resaltar los puntos de interés en cada fotograma. </li></ol></li><li> Animación: convertir las imágenes en una película: <ol><li> Abra el panel Animación desde la ficha de Windows del menú principal. Seleccione Crear cuadros de Capas en el menú situado en la esquina superior derecha del panel Animación. </li><li> Tenga en cuenta que las capas se añaden al panel de animación en orden secuencial comenzando desde la parte inferior de la pila. Para invertir el orden de los marcos, primero seleccionar todos los fotogramas y seleccione Invertir fotogramas desde el menú del panel Animación. </li><li> Seleccione un tiempo de demora de fotogramas para cada fotograma utilizando el menú desplegable debajo del pulgar marcouña. NOTA: La demora de fotogramas de películas 1 a 4 se presenta en este documento es de 0,8 seg. </li><li> En la ficha Archivo del menú principal, abierta Exportación y seleccione Render video. Elige QuickTime exportación bajo Opciones de archivo y seleccione un formato de vídeo deseado. Bajo Render opciones SET Frame Rate en Personalizado, introduzca una velocidad de 15, y haga clic en Render. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

La descripción del desarrollo de tipo salvaje (arriba) forma la base para las comparaciones de eventos patrones en RNAi o genotipos sobreexpresión. Las comparaciones de desarrollo de tejido vivo son muy valiosos para determinar con precisión qué comportamientos celulares están regulados por una proteína de interés. Además, y no se describe aquí, imágenes de células vivas permite a uno hacer descripciones cualitativas y / o cuantitativas de la función de un gen de interés en los eventos que el patrón del ojo. Por 30-32 h...

El compuesto Drosophila ojo se caracteriza por la disposición de sus estereotipada ~ 750 ommatidia separadas por un panal de celosía de las células de pigmento de accesorios 4,5. Estas células pigmentarias se modelan mediante una combinación coordinada de eventos: los movimientos celulares locales, el crecimiento celular, los cambios en la forma celular y la apoptosis. La visualización en directo de este epitelio permite estudiar los mecanismos moleculares que sustentan estos eventos en un contexto tridimensional fisiológicamente relevante e imperturbable. En contraste con los protocolos anteriores 6,7, la técnica descrita aquí incorpora un método eficaz para estabilizar el movimiento tejido extraño que no puede ser desacoplado del proceso de formación de imágenes. Este método mejora estudios de comportamiento de las células en el desarrollo de Drosophila epitelio ojo pupal - un tejido que crece, gira, y los cambios en el curso de formación de imágenes. Además, el movimiento de estabilización técnica dedescrito aquí será de gran utilidad para el estudio de las células en otros contextos donde se produce el movimiento extraño. Para visualizar límites de las celdas en el campo de la retina Drosophila, líneas de moscas transgénicas se generaron que expresan ubi-DE-cadherina: GFP, así como UAS-α-catenina: GFP bajo el control del controlador de ojos específica GMR-GAL4 1-3. El uso de dos marcadores de membrana GFP-etiquetados permite la visualización de límites de las celdas en la luz de menor intensidad. Esto minimiza el daño tisular y photobleaching en la exposición repetida a longitudes de onda de alta energía, lo que permite una mayor velocidad de fotogramas y la duración de la película. Para mejorar la eficacia de los transgenes RNAi, UAS-DCR-2 también se incorporaron a una segunda línea de la mosca 8. En una tercera actualización de los protocolos anteriores, un equipo de formación de imágenes más simple que se monta fácilmente en la mayoría de los laboratorios se describe. Este aparato evita la necesidad de tener una imagen especializada rig genera de una universidad &#39;tienda de máquina o un servicio similar. Este aparejo de formación de imágenes es similar a la utilizada para otros tejidos imagen pupal 9,10. Se presenta aquí es un simple protocolo de imágenes de células vivas que se puede utilizar para evaluar directamente los eventos morfogenéticos que contribuyen a modelar el ojo del ~ 17 a 42 horas después de la formación pupario (hr APF). En concreto, este protocolo permite a uno para determinar las consecuencias de la modificación de la expresión génica durante el desarrollo pupal.

<table><tbody><tr><td>GMR-GAL4; UAS-a-cat:GFP, ubi-DE-Cadherin:GFP ; + / SM5-TM6b</td><td>Disponible a petición de los autores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UAS-dcr-2; UAS-a-cat:GFP, ubi-DE-Cadherin:GFP; + / SM5-TM6b&nbsp;</td><td>Disponible bajo pedido de los autores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cinta adhesiva adhesiva Scotch</td><td>3M</td><td>665</td><td></td></tr><tr>Negro Plato <td></td><td></td> de<td>disección Sylgard</td><td>Llene la placa de Petri de vidrio hasta el borde con Sylgard (coloreado de negro con polvo de carbón finamente molido) o Sylgard 170; deje a temperatura ambiente durante 24-48 horas para polimerizar</td></tr><tr><td>Sylgard</td><td>Dow Corning</td><td>SYLG184</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard (Negro)</td><td>Dow Corning</td><td></td><td></td>SYLG170</tr><tr><td>Placa de Petri de vidrio</td><td>Corning</td><td>7220-85</td><td></td></tr><tr><td>25 x 75 x 1 mm portaobjetos de microscopio de vidrio</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-413</td><td></td></tr><tr><td>22 x 40 mm cubreobjetos de vidrio</td><td>VWR</td><td>48393-172</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas&nbsp;</td><td>Herramientas de ciencia fina</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Whatman Papel de cromatografía de 3 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-713-336</td><td></td></tr><tr><td>Vaselina</td><td>Fisher Scientific</td><td>19-086-291</td><td>O cómpralo en la farmacia local.</td></tr><tr><td>Jeringa de 30 ml</td><td>Fisher Scientific</td><td>S7510-30</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio Leica TCS SP5 DM</td> Software de microscopio <td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LAS AF Versión 2.6.0.7266</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

live-proyección de imagen de la drosophila pupal ojo

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Procesos inherentes al desarrollo de pupa Drosophila pueden cambiar y distorsionar el epitelio del ojo de manera que tengan el comportamiento de células individuales difíciles de rastrear durante imágenes de células vivas. Estos procesos incluyen: la rotación de la retina, el crecimiento celular y el movimiento del organismo. Además, las irregularidades en la topología del epitelio, incluyendo golpes sutiles y se pliega a menudo presentados como la pupa se prepara para la imagen, hacen que sea difícil de adquirir imágenes en foco de más de unos pocos ommatidia en un solo plano focal. El flujo de trabajo describe aquí remedios estos temas, lo que permite un fácil análisis de procesos celulares durante el desarrollo del ojo Drosophila pupa. Pupas adecuadamente organizado, están dispuestos en una plataforma de imágenes que se pueden montar fácilmente en la mayoría de los laboratorios de la ubiquitina-DE-cadherina:. GFP y GMR-GAL4 impulsada UAS-α-catenina: GFP se utilizan para visualizar los límites celulares en el epitelio del ojo 1 -3. Después de deconvolución esaplicado a las imágenes fluorescentes capturados en múltiples planos focales, las imágenes de proyección máxima se generan para cada punto de tiempo y mejorar el uso de software de edición de imágenes. Algoritmos de alineación se utilizan para estabilizar rápidamente el movimiento superfluo, haciendo que el comportamiento célula individual más fáciles de seguir.

Live-proyección de imagen del ojo de pupa es una estrategia exitosa para observar comportamientos celulares que contribuyen al patrón del neuroepitelio. El papel de las proteínas específicas se puede evaluar fácilmente mediante la expresión de transgenes que modifican los niveles de proteína durante el desarrollo del ojo. Para ello GMR-GAL4 se utiliza para conducir la expresión del transgen detrás de la morfogénesis surco. Esto ofrece la ventaja de no perturbar eventos anteriores que establecen el campo visual ...

Este protocolo presenta un método eficiente para obtener imágenes del neuroepitelio vivo del ojo de la pupa de Drosophila. Este método compensa el movimiento del tejido y la topología irregular, mejora la visualización de los límites celulares mediante el uso de múltiples proteínas de unión marcadas con GFP y utiliza un equipo de imágenes fácil de ensamblar.

Live-proyección de imagen de la Drosophila Pupal Ojo

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

El objetivo general de este procedimiento es demostrar un método eficiente para generar películas de imágenes en vivo del desarrollo del ojo del pupa de Drosophila. Esto se logra primero retirando el opérculo del caso del pupa y rasgando lateralmente para exponer el epitelio neural de un ojo. El segundo paso consiste en armar un sistema de imagen y montar el pupa sobre una pequeña gota de gelatina de petróleo.Se obtienen siguientes cortes seriados del neuroepitelio en la región del cinturón de adhesión utilizando un microscopio de fluorescencia estándar. El paso final consiste en estabilizar las imágenes y realizar ajustes de color en un software estándar de edición de imágenes. En última instancia, el estudio mediante imagenología de células vivas del neuroepitelio de Drosophila se utiliza para elucidar los comportamientos celulares que generan el patrón.La demostración visual de este método es fundamental, ya que diseccionar parcialmente una pupa y luego montarla correctamente en el dispositivo de imagenología puede ser complicado debido a que las pupas son bastante frágiles en esta etapa. Además, la orientación correcta de la pupa y la colocación precisa del cubreobjetos sobre e

Research

Investigación

JoVE Journal

Developmental Biology

Biología del Desarrollo

A continuación se describe un protocolo para examinar la migración de las células gliales en el desarrollo del ojo de Drosophila mediante el análisis microscópico directo emparejado con GFP etiquetados células gliales.

Imágenes en directo de la migración de células gliales en el ojo del disco imaginal de Drosophila

Mesoscópica fluorescencia tomografía opera más allá de los límites de penetración de los tejidos de seccionamiento microscopía de fluorescencia. La técnica se basa en la iluminación multi-proyección y una descripción del transporte de fotones. Se demuestra en vivo de todo el cuerpo visualización en 3D de la morfogénesis de las buenas prácticas agrarias-que expresa ala discos imaginales...

Mesoscópica fluorescencia Tomografía por En vivo Imágenes de desarrollo Drosophila</em

Hemocitos Drosophila se dispersan sobre la totalidad del embrión en desarrollo. Este protocolo demuestra cómo montar y la imagen de estas migraciones el uso de embriones con hemocitos marcados con fluorescencia.

Imágenes en directo de Drosophila melanogaster Migraciones hemocitos embrionarias

Preparación de desarrollo y de adultos Drosophila Los cerebros y retinas de imágenes en vivo

En este video, se describe un método para obtener imágenes de células vivas de la división asimétrica sensorial células progenitoras de órganos y células de la epidermis intacta...

Células vivas imágenes de células de los órganos sensoriales Precursor en Intacto Drosophila Las pupas

Source: Hellerman, M. B., et al. Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye. J. Vis. Exp. (2015)El video muestra una técnica de imagen en vivo para estudiar el patrón de ojos en una pupa de Drosophila melanogaster. Los marcadores marcados con proteína fluorescente verde (GFP) permiten la visualización de la organización y diferenciación celular durante la formación de la estructura ocular en desarrollo.

Imágenes en vivo del ojo de la pupa de Drosophila mediante microscopía de fluorescencia

El método de tomate / GFP-FLP / FRT implica la visualización de las células fotorreceptoras de mosaico en Drosophila que viven. Se puede utilizar para seguir destinos celulares de los fotorreceptores individuales en la retina durante días o semanas. Este método es ideal para los estudios de degeneración de la retina y enfermedades neurodegenerativas o el desarrollo de las células fotorreceptoras.

El tomate / GFP-FLP / FRT Método para imágenes en vivo del mosaico adultos<em&gt; Drosophila</em&gt; Las células fotorreceptoras

En este trabajo se demuestra el uso de un microscopio confocal de barrido rápido de comportamiento de las células de imagen directamente a través de la pupa. Al dejar el caso de pupa intacta, este método permite la observación y medición de los procesos dinámicos de célula en una etapa de desarrollo de Drosophila que es difícil de estudiar directamente.

Imaging A través de la envoltura pupal de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Este protocolo detalla un método simplificado utilizado para llevar a cabo imágenes de células vivas en el contexto de un cerebro de larvas intacta. Enfoques imágenes de células vivas tienen un valor incalculable para el estudio de las divisiones asimétricas de células madre neuronales, así como otros procesos neurogénicos y de desarrollo, descubriendo constantemente los mecanismos que se pasaron por alto anteriormente.

Imágenes en vivo de<em&gt; Drosophila</em&gt; larvales neuroblastos

Este protocolo describe un método detallado para el cultivo a largo plazo ex vivo y de formación de imágenes en vivo de un disco imaginal Drosophila. Esto demuestra la diferenciación de los fotorreceptores y la rotación ommatidial dentro del período de 10 horas de imágenes en vivo del ojo de disco. El protocolo es simple y no requiere instalación costosa.

A largo plazo de imágenes en vivo<em&gt; Drosophila</em&gt; Disco de ojos

Aquí, se presenta un protocolo para la obtención de imágenes en vivo a largo plazo de la pata de Drosophila durante la etapa de pupa, que implica la eliminación completa del pupario. Este protocolo también se puede aplicar a otros tejidos.

Imágenes en vivo a largo plazo del desarrollo de la pata de la pupa de Drosophila después de la extracción del pupario

Aprende a realizar imagen en vivo del ojo pupal de Drosophila para estudiar neuroepitelio y biología del desarrollo. Este método permite visualizar límites celulares con proteínas GFP marcadas.

Live-proyección de imagen de la Drosophila Pupal Ojo

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