Name: Todo el montaje de imágenes de embriones de ratón Proyecciones sensorial Axon (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Aprende a evaluar fenotipos de crecimiento axonal sensorial en embriones de ratón mediante tinción, deshidratación y aclarado con BABB. Este protocolo optimizado permite visualizar proyecciones de nociceptores periféricos en toda la muestra.

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Los autores desean agradecer al Dr. Louis Reichardt para los ratones TrkA taulacZ y Dr. Annette Markus para el debate profundo y sugerencias. Este trabajo fue apoyado por fondos de puesta en marcha de la Fundación Burke, así como la Fundación Whitehall beca de investigación 2010-08-61, una beca de investigación de Wings for Life Foundation (WFL-US-028/14), conceder ZB1-1102-1 del Christopher &amp; Dana Reeve Foundation, y subvenciones 1R01EY022409 y 3R01EY022409-01S1 del Instituto Nacional del Ojo, a JZ. KJO es un compañero de Goldsmith.

NOTA: Todos los procedimientos se ajusten a la Guía del NIH para el uso y cuidado de animales de laboratorio. El animal protocolo fue aprobado por el IACUC en el Weill Cornell Medical College. 1. Preparación del tejido <ol><li> La eutanasia hembras cronometrada del embarazo por dislocación cervical 15. Diseccionar embrionarias E16 - E18 embriones de las hembras cronometrada del embarazo y colocar los embriones individualmente en los pocillos de una placa de 6 pocillos, llenos de solución salina tamponada con fosfato fría (PBS). </li><li> Enjuague los embriones en PBS frío. </li><li> Retirar una pequeña porción de la membrana amniótica del embrión y el lugar en una solución de proteinasa K pre-preparado para la posterior determinación del genotipo. Alternativamente, si se pierde la membrana amniótica, retirar una pequeña porción de la punta de la cola del embrión y colocarlo en una solución de proteinasa K </li><li> Hacer agujeros en la piel en todo el embrión utilizando pasadores de insectos (por lo menos 100 por cada lado). </li><li> Retire PBS y poco a poco añadir nuevo máximo de 2% de paraformaldehído (PFA),pH 7,4, al pozo. </li><li> Agite suavemente durante 2 horas a 4 ° C. </li><li> Enjuague embriones dos veces en PBS y almacenar en PBS a 4 ° C hasta que la tinción. </li></ol> 2. Genotipado <ol><li> Sumergir membranas amnióticas o de las colas de embriones en proteinasa K mezcla de acuerdo con las instrucciones del fabricante. </li><li> Incubar a 56 ° C durante 10 min. </li><li> Extracto de ADN utilizando un kit de purificación de ADN disponible en el mercado. </li><li> Tomar 0,5 l de los totales de 200 l purificados solución de ADN genómico, combinarlo con 0,5 l de cada uno de los cebadores sentido y antisentido de genes específicos (10 mM), 2 l de dNTP Mix (2,5 mM de dATP, dCTP, dGTP y dTTP) , 0,2 Taq polimerasa l (5 U / l) y 2 l de tampón PCR (10x), añadir H 2 O hasta un volumen total de 20 l. NOTA: Las secuencias de cebador son los siguientes (Tabla 1): TrkA: TrkA_F: GCG GGC GCC GCC GCG ATG, TrkA_R: GAA GCC GCC TGC GCG GCT CTG CCA GGG TG; Frag PCRción longitud: 400 pares de bases (pb). Bax: In5R: GTT GAC CAG AGT GGC GTA GG, Ex5F: TGA TCA GAA CCA TCA TG, NeoR: CCG CTT CCA TTG CTC AGC GG; PCR longitudes de los fragmentos: tipo salvaje, 304 pb; Nula Bax, 507 pb. TauLacZ: lacZup: ACA ACG TCG TGA GTG GGA AAA, lacZdown: ATC AAC ATT AAA TGT GAG CGA G; PCR longitud de los fragmentos: 360 pb. </li><li> Ejecutar una PCR con el siguiente programa para TrkA: paso 1: 1 min a 95 ° C, etapa 2: 10 segundos a 95 ° C, paso 3: 20 segundos a 68 ° C, etapa 4: 30 segundos a 72 ° C. Repita los pasos 2-4 para 40 ciclos. <ol><li> Para LacZ y Bax, ejecute una PCR con el siguiente programa: paso 1: 1 min a 95 ° C, etapa 2: 10 segundos a 95 ° C, paso 3: 1 min a 54 ° C, etapa 4: 1 min a 72 ° C, repita los pasos 2-4 para 35 ciclos. </li></ol></li><li> Run muestras de PCR en un gel de agarosa al 2% a 100 V en tampón 1x Tris-acetato-EDTA durante 20 minutos con un carril de escalera de ADN para evaluar longitudes de los fragmentos. </li><li> Analizar los embriones para detectar la presencia de tipo salvaje TrkA, TRKA-tauLacZ y Bax alelos nulos. Los genotipos de los embriones experimentales son TrkA taulacZ / WT: Bax - / - y TrkA taulacZ / taulacZ: Bax - / -, en función de las preguntas experimentales. Los embriones que carecen de la reportero tauLacZ serán negativos para la tinción axonal y por lo tanto pueden servir como controles negativos para calibrar el proceso de tinción. </li></ol> 3. La tinción de embriones <ol><li> Utilice un kit comercial para la tinción de lacZ con algunas modificaciones, como se describe a continuación en las secciones 3.2 a 3.8. En este caso, utilice el kit de Millipore. </li><li> Sumerja embriones en Tampón A durante al menos 1 hora, agitando suavemente a temperatura ambiente. </li><li> Directamente sumerja embriones en tampón B durante al menos 15 minutos, agitando suavemente a temperatura ambiente. </li><li> Mientras que los embriones son en Tampón A / B, solución Base de tejidos pre-caliente a 37 ° C. Usar 5 ml de la solución de base de tisú por embrión. </li><li> Mientras que los embriones son en Tampón A / B, preparar fresco 5-bromo- 4- cloro- 3- indolilo α-D-galactopiranósido (X-gal) a una concentración de 40 mg / ml en 100% de sulfóxido de dimetilo (DMSO). </li><li> Diluir X-gal en la solución de base de tisú pre-calentado a una concentración de 1 mg / ml y añadir 5 ml de X-gal / mezcla base de tejido a un vial de centelleo de vidrio. </li><li> Transferencia de embriones a un vial de centelleo de vidrio que contiene mezcla Base X-gal / Tissue. Sellar la tapa con Parafilm y se incuba a 37 ° C durante la noche, la comprobación de la presencia de la mancha azul. </li><li> Embriones Postfix con frescos PFA al 4%, pH 7,4. Agite suavemente durante 4 horas a 4 ° C. </li><li> Enjuague embriones dos veces en PBS frío. </li></ol> 4. Tejido Deshidratación y Compensación <ol><li> Coloque los embriones en 50% de metanol / 50% de mezcla de PBS durante 30 minutos a temperatura ambiente, agitando en los viales de vidrio. </li><li> Continuar para deshidratar en 75% de metanol / 25% PBS durante 30 min a temperatura ambiente, agitando en viales de vidrio. </li><li> Continuar para deshidratar en 90% de metanol / 10% de PBS durante 30 min a temperatura ambiente, agitando frascos de vidrio. </li><li> Continuar para deshidratar en 100% de metanol durante 30 min (2x) a temperatura ambiente, agitando en viales de vidrio. </li><li> Mientras que los embriones se deshidratante, preparar una 1: 1 (v: v) mezcla de alcohol de benzoilo y de benzoato de benzoilo. NOTA: alcohol de benzoilo y benzoilo benzoato es tóxico. </li><li> Sumergir los embriones en el 1: 1 (v: v) mezcla de 100% de metanol: 100% BABB durante 15 min. Sólo utilizar el vidrio porque el BABB se disolverá plástico. </li><li> Sumerja los embriones en el 100% BABB para borrar por completo el tejido y para visualizar la tinción con X-gal en el embrión despejado. NOTA: La imagen lo más pronto posible porque la mancha X-gal se desvanecerá con el tiempo. </li></ol> 5. todo el montaje de imágenes <ol><li> Estabilizar el embrión, inmerso en el 100% BABB, en los ángulos adecuados para la fotografía utilizando pinzas metálicas. Ilumine con una combinación de fuentes hasta la luz y bajo la luz de la luz. </li><li> Adquirir imágenes con un microscopio de disecciónequipado con una cámara digital. Tome varias exposiciones de campo claro en cinco planos focales sucesivas 0,5 mm de separación a lo largo del eje Z. Los tiempos de exposición y diafragmas pueden variar en función de la iluminación y la cámara especificaciones y necesitan ser optimizados para cada configuración. </li><li> Utilice software estándar de procesamiento de imágenes para procesar imágenes superpuestas y generar fotomontajes. </li></ol>

<ol><li>Verze, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cutaneous+innervation+in+hereditary+sensory+and+autonomic+neuropathy+type+IV%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Cutaneous innervation in hereditary sensory and autonomic neuropathy type IV.</a> Neurology. 55, 126-128 (2000).</li>
<li>Sethna, N. F., Meier, P. M., Zurakowski, D., Berde, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cutaneous+sensory+abnormalities+in+children+and+adolescents+with+complex+regional+pain+syndromes%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Cutaneous sensory abnormalities in children and adolescents with complex regional pain syndromes.</a> Pain. 131, 153-161 (2007).</li>
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<li>Moqrich, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expressing+TrkC+from+the+TrkA+locus+causes+a+subset+of+dorsal+root+ganglia+neurons+to+switch+fate%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Expressing TrkC from the TrkA locus causes a subset of dorsal root ganglia neurons to switch fate.</a> Nature. 7, 812-818 (2004).</li>
<li>Knudson, C. M., Tung, K. S., Tourtellotte, W. G., Brown, G. A., Korsmeyer, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bax-deficient+mice+with+lymphoid+hyperplasia+and+male+germ+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Bax-deficient mice with lymphoid hyperplasia and male germ cell death.</a> Science. 270 (5233), 96-99 (1995).</li>
<li>Lentz, S. I., Knudson, C. M., Korsmeyer, S. J., Snider, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurotrophins+support+the+development+of+diverse+sensory+axon+morphologies%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neurotrophins support the development of diverse sensory axon morphologies.</a> J. Neurosci. 19, 1038-1048 (1999).</li>
<li>Patel, T. D., Jackman, A., Rice, F. L., Kucera, J., Snider, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+sensory+neurons+in+the+absence+of+NGF%2FTrkA+signaling+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Development of sensory neurons in the absence of NGF/TrkA signaling in vivo.</a> Neuron. 25, 345-357 (2000).</li>
<li>Donovan, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((B-RAF+kinase+drives+developmental+axon+growth+and+promotes+axon+regeneration+in+the+injured+mature+CNS%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+experimental+medicine%22%5BJournal%5D)">B-RAF kinase drives developmental axon growth and promotes axon regeneration in the injured mature CNS.</a> The Journal of experimental medicine. 211, 801-814 (2014).</li>
<li>Mercer, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+endogenous+oncogenic+V600EB-raf+induces+proliferation+and+developmental+defects+in+mice+and+transformation+of+primary+fibroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+research%22%5BJournal%5D)">Expression of endogenous oncogenic V600EB-raf induces proliferation and developmental defects in mice and transformation of primary fibroblasts.</a> Cancer research. 65, 11493-11500 (2005).</li>
<li>Tronche, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+the+glucocorticoid+receptor+gene+in+the+nervous+system+results+in+reduced+anxiety%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+genetics%22%5BJournal%5D)">Disruption of the glucocorticoid receptor gene in the nervous system results in reduced anxiety.</a> Nature genetics. 23, 99-103 (1999).</li>
<li>Madisen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+toolbox+of+Cre-dependent+optogenetic+transgenic+mice+for+light-induced+activation+and+silencing%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing.</a> Nat Neurosci. 15, 793-802 (2012).</li>
<li>Feng, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+Neuronal+Subsets+in+Transgenic+Mice+Expressing+Multiple+Spectral+Variants+of+GFP%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Imaging Neuronal Subsets in Transgenic Mice Expressing Multiple Spectral Variants of GFP.</a> Neuron. 28, 41-51 (2000).</li>
<li>Schmidt, H., Rathjen, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DiI-labeling+of+DRG+neurons+to+study+axonal+branching+in+a+whole+mount+preparation+of+mouse+embryonic+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">DiI-labeling of DRG neurons to study axonal branching in a whole mount preparation of mouse embryonic spinal cord.</a> J Vis Exp. , (2011).</li>
</ol>

Los autores declaran que no hay intereses contrapuestos.

El procedimiento de tinción X-gal-descrita anteriormente de ratones embrionarios TrkA taulacZ permite la visualización rápida y detallada de las proyecciones de los axones de larga distancia en el embrión intacto fijo. Debido a la nula fondo Bax estos ratones permiten el sondaje de los mecanismos que pueden contribuir tanto al crecimiento del axón neuronal y la supervivencia de señalización. El apareamiento con transgénicos o knockout ratones de interés permite una evaluación completa de los...

Establecimiento de redes neuronales precisos es un complejo proceso de desarrollo esencial para la funcionalidad del sistema nervioso. Perturbación en este proceso conduce a la disfunción neuronal que ha sido implicado en enfermedades neurológicas humanas 1-3. Para estudiar los mecanismos moleculares subyacentes de crecimiento de los axones y la inervación diana en mamíferos, hemos desarrollado un protocolo para visualizar las trayectorias axonales de TrkA-expresión de las neuronas sensoriales usando una combinación de dos líneas de ratones modificados genéticamente. TrkA es un receptor para el factor de crecimiento nervioso NGF y es un marcador funcional de las neuronas sensoriales nociceptivas 4. TrkA es altamente expresado en las neuronas nociceptivas durante el desarrollo temprano y media la supervivencia de neuronas dependientes de NGF, el crecimiento axonal, la arborización y el objetivo inervación 5-9. En los ratones TrkA taulacZ, el gen TrkA de tipo salvaje se sustituye por una expresión taulacZ cassette 10, de tal manera que la morfología axonal de las neuronas TrkA-positivos putativos se puede visualizar por β-gal (X-gal) tinción 11. Mediante una línea de TrkA taulacZ / WT heterocigóticos, podemos examinar los factores que pueden regular o interferir con el desarrollo de proyecciones aferentes sensoriales en vivo. Por otra parte, la expresión de TrkA está ausente en ratones homocigotos TrkA taulacZ / taulacZ, que por lo tanto pueden ser utilizados para evaluar el crecimiento del axón promoción de mecanismos en la ausencia de la señalización de NGF / TrkA. Dado que las neuronas nociceptivas dependen de NGF / TrkA señalización no sólo para el crecimiento axonal, sino también para la supervivencia, empleamos otra línea de ratones, que carecen del gen Bax pro-apoptóticos, para inhibir la apoptosis en las neuronas DRG embrionarias, rescatar de la muerte celular que es lo contrario observado en ausencia de la señalización de TrkA. El Bax - / - fondo 12 por lo tanto permite la molecudisección lar de las vías de señalización que afectan específicamente axón 7-9,13-15 crecimiento. En TrkA - / -: Bax - / - ratones, DRG neuronas sobreviven, pero inervación aferente sensorial en la piel es la supresión total de 14,15. Podemos activar selectivamente las vías de señalización para determinar sus respectivas contribuciones al desarrollo de las proyecciones de los axones. La utilidad de este método es que permite la evaluación de los cambios en los fenotipos de crecimiento axonal cuando diferentes modificaciones genéticas se crían en el TrkA taulacZ / taulacZ: Bax - / - o TrkA taulacZ / WT: Bax - / - fondos.

<table><tbody><tr><td>PFA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6418</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Life Tech</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Solución de enjuague de pañuelos A</td><td>Millipore</td><td>BG-6-B</td><td></td></tr><tr><td>Solución de enjuague de tejidos B</td><td>Millipore</td><td>BG-7-B</td><td></td>Solución base de</tr><tr><td>tinción de tejidos</td><td>Millipore</td><td>BG-8-C</td><td></td></tr><tr><td>X-gal</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B4252</td><td></td></tr><tr><td>Frasco de centelleo de vidrio</td><td>Kimble Chase</td><td>74500-20</td><td></td></tr><tr><td>Incubadora</td><td>Labline</td><td>Modelo 120</td><td></td></tr><tr><td>Alfileres de insectos</td><td>FST</td><td>26000-30</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Plato de 6 pocillos</td><td>USA Scientific</td><td>CC7672-7506</td><td></td></tr><tr><td>Imprimaciones</td><td>IDT</td><td></td><td></td> personalizadas</tr><tr><td>Mezcla dNTP</td><td>Takara</td><td>4030</td><td></td></tr><tr><td>Tampón Takara LA</td><td>Takara</td><td>RR002A</td><td></td></tr><tr><td>Takara LA Taq</td><td>Takara</td><td>RR002A</td><td></td></tr><tr><td>Máquina de PCR</td><td>Bio-Rad</td><td>DNA Engine Díada</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol bencílico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B-1042</td><td></td></tr><tr><td>Benzoato de bencilo</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B-6630</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de disección</td><td>Leica</td><td>M205A</td><td></td></tr><tr><td>Cámara</td><td>Leica</td><td>DFC310FX</td><td></td></tr><tr><td>Anillo de luz</td><td>Leica&nbsp;</td><td>MEB110</td><td></td></tr><tr><td>Photoshop</td><td>Adobe</td><td>Photoshop 4.0</td><td></td></tr></tbody></table>

todo el montaje de imágenes de embriones de ratón proyecciones sensorial axon

Whole-mount Imaging of Mouse Embryo Sensory Axon Projections

La visualización de proyecciones neuronales de larga duración en los embriones es esencial para obtener una comprensión de cómo los mamíferos desarrollan redes neuronales. Aquí se describe un método para etiquetar in situ un subconjunto de ganglios de la raíz dorsal (GRD) proyecciones axón para evaluar sus características fenotípicas utilizando varias líneas de ratones manipulados genéticamente. Las neuronas TrkA-positivo son las neuronas nociceptivas, dedicada a la transmisión de señales de dolor. Utilizamos una línea de ratones TrkA taulacZ para etiquetar las trayectorias de todos los axones periféricos TrkA-positivo en el embrión de ratón intacto. Criamos aún más la línea TrkA taulacZ sobre un fondo nulo Bax, que esencialmente suprime la apoptosis neuronal, a fin de evaluar las preguntas relacionadas con el crecimiento independientemente de los posibles efectos de las manipulaciones genéticas sobre la supervivencia neuronal. Posteriormente, los ratones modificados genéticamente de interés son criados con el TrkA TaullacZ / Bax línea nula y son entonces listo para su estudio usando las técnicas descritas en el presente documento. Esta presentación incluye información detallada sobre los planes de cría de ratón, genotipificación en el momento de la disección, la preparación del tejido, la coloración y el desmonte para permitir la visualización de larga duración trayectorias axonal en la preparación de todo el montaje.

Los genotipos de TrkA WT / taulacZ: Bax - / - y TrkA taulacZ / taulacZ: Bax - / - embriones se pueden determinar de forma inequívoca por genotipo PCR estándar (Figura 1). Tinción pantallas X-gal detallan cenadores axonales periféricos por vía subcutánea en embriones convencionalmente manchadas (Figuras 2, 3a), y en todo el embrión después de la compensación de tejido (Figuras 3b, 4). Hemos criado l...

Presentamos aquí un protocolo optimizado para genotipar, teñir y preparar ratones fetales para la obtención de imágenes de proyecciones de axones nociceptores periféricos en todo el animal, como un método eficaz para evaluar los fenotipos de crecimiento sensorial de axones en ratones modificados genéticamente en desarrollo.

Todo el montaje de imágenes de embriones de ratón Proyecciones sensorial Axon

The visualization of full-length neuronal projections in embryos is essential to gain an understanding of how mammalian neuronal networks develop. Here we ...

El objetivo general del siguiente experimento es evaluar de manera efectiva los fenotipos sensoriales de crecimiento de axones en ratones fetales en desarrollo. Esto se logra primero mediante la cría y el genotipado adecuados de ratones reporteros tau laxos, de modo que se puedan realizar ensayos de tinción posteriores como segundo paso. Los embriones de ratón se fijan y tiñen para permitir la visualización de las proyecciones sensoriales de los axones en todo el animal.A continuación, los embriones se deshidratan y se limpian para visualizar completamente las proyecciones axónicas profundas que de otro modo no serían visibles. Los resultados demuestran que estos métodos son un medio eficaz para evaluar rápidamente los fenotipos de crecimiento de axones nociceptivos embrionarios. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del crecimiento sensorial de los axones al permitir a los investigadores cruzar su gen de interés en el seguimiento de un fondo tlac Z y detectar cualquier cambio en los fenotipos sensoriales de crecimiento de los axones.Las implicaciones de nuestra técnica se extienden hacia la terapia en el sentido de que los científicos pueden usar nuestra

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Source: &lt;a style='text-decoration:none;' href='https://app.jove.com/v/57546/visualization-of-motor-axon-navigation-and-quantification-of-axon-arborization-in-mouse-embryos-using-light-sheet-fluorescence-microscopy'&gt;Liau, E. S. et al. Visualización de la navegación de axones motores y cuantificación de la arborización de axones en embriones de ratón mediante microscopía de fluorescencia de lámina de luz. J. Vis. Exp. (2018). Este video demuestra el uso de la microscopía de fluorescencia de...

Visualización de proyecciones de neuronas motoras y ramificación de axones mediante microscopía de fluorescencia de lámina de luz

Fuente: Jeong, S. Visualización del patrón de proyección axonal de las neuronas motoras embrionarias en Drosophila. J. Vis. Exp. (2017)Este video demuestra la visualización de proyecciones axonales en embriones de Drosophila. El inmunomarcaje de las neuronas motoras, la disección precisa para exponer las estructuras neuronales y la microscopía de contraste de interferencia diferencial revelan colectivamente una arquitectura neuronal detallada, enfatizando los patrones de proyección axonal.

Visualización de los patrones de proyección axonal de las neuronas motoras embrionarias en Drosophila

La mitosis progenitoras neurales es un parámetro crítico de la neurogénesis. Gran parte de nuestra comprensión de la mitosis progenitoras neurales se basa en el análisis de tejido fijado. Formación de imágenes en vivo en rodajas de cerebro de embriones es una técnica versátil para evaluar la mitosis con alta resolución temporal y espacial en un entorno controlado.

Imágenes en vivo de la mitosis en el desarrollo de la corteza de embriones de ratón

Piel de los mamíferos contiene una amplia gama de estructuras - tales como los folículos pilosos y las terminaciones nerviosas - que exhiben patrones distintivos de organización espacial. El análisis de la piel como montura plana se aprovecha de la geometría de 2 dimensiones de este tejido para producir de espesor total de imágenes de alta resolución de las estructuras de la piel.

Flat Mount Imaging de ratón de la piel y su aplicación al análisis del folículo del pelo Patrones y sensorial Axon Morfología

Este trabajo detalla un método de inmunohistoquímica estándar para visualizar las proyecciones de neuronas motoras de los embriones de Drosophila melanogaster de etapa tardía-16. La preparación en filetes de embriones fijos teñidos con anticuerpos FasII proporciona una potente herramienta para caracterizar los genes necesarios para la búsqueda de axones motores y el reconocimiento de dianas durante el desarrollo neural.

Visualización del patrón de proyección axonal de las neuronas motrices embrionarias<em&gt; Drosophila</em

Aquí, describimos un protocolo para la visualización de proyección de la neurona de motor y arborización de axon en embriones de ratón Hb9::GFP transgénicos. Después de inmunotinción para las neuronas motoras, se utilizó microscopía de fluorescencia de la ficha técnica de iluminación a los embriones de la imagen para el posterior análisis cuantitativo. Este protocolo es aplicable a otros procesos de navegación de la neurona en el sistema nervioso central.

Visualización de la navegación del axón Motor y cuantificación de arborización de Axon en embriones de ratón utilizando microscopía de fluorescencia de la ficha técnica de iluminación

Aquí describimos un procedimiento para tejido claro etiquetado fluorescente y a gran escala imagen de tejido de cerebro de ratón que, por lo tanto, permite la visualización de la organización tridimensional de tipos celulares en el neocortex.

Proyección de imagen tridimensional a gran escala de la organización celular en el Neocortex de ratón

La combinación de microscopía electrónica de transmisión y transducción de señales en el útero es un poderoso enfoque para estudiar los cambios morfológicos en la ultraestructura fina del sistema nervioso durante el desarrollo. Este método combinado permite penetraciones profundas en cambios en los detalles estructurales subyacentes de neuroplasticidad con respecto a su representación topográfica.

Evaluación de parámetros de neuroplasticidad ultraestructurales después en la transducción de útero de cerebro de ratón en desarrollo y a la médula espinal

Este protocolo tiene como objetivo demostrar cómo microinyectar una mezcla de ADN/DOTAP en los auriculares de embriones Xenopus laevis de un día de edad, y cómo imagen y reconstrucción de proteínafluorescentes verdes individuales (GFP) expresando árboles axonales ópticos en intactos, los renacuajos vivos de Xenopus.

Microinyección de ADN en los oculares en embriones de Xenopus laevis e imágenes de gFP que expresan los árboles axonales ópticos en los renacuajos de Xenopus vivos

Durante el desarrollo de la corteza cerebral, las neuronas y las células gliales se originan en la zona ventricular que recubre el ventrículo y migran hacia la superficie cerebral. Muchos genes están involucrados en este proceso. Este protocolo introduce la técnica para la obtención de imágenes en time-lapse de las neuronas migratorias y los progenitores gliales.

Imágenes de lapso de tiempo de neuronas migratorias y progenitores gliales en cortes de cerebro de ratón embrionario

Este estudio presenta un enfoque in vivo de imagen de dos fotones para visualizar las estructuras de terminales axonales de mecanorreceptores de bajo umbral (LTMR) en la piel de la pata delantera de ratones. Utilizando imágenes repetidas y de alta resolución de axones individuales, este método proporciona una nueva plataforma para estudiar la estructura y función del circuito sensorial cutáneo durante el desarrollo y en adultos.

Imagen intravital de dos fotones de la morfología del axón sensorial táctil en piel de ratón

Aprende a evaluar fenotipos de crecimiento axonal sensorial en embriones de ratón mediante tinción, deshidratación y aclarado con BABB. Este protocolo optimizado permite visualizar proyecciones de nociceptores periféricos en toda la muestra.

Todo el montaje de imágenes de embriones de ratón Proyecciones sensorial Axon

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