Name: Técnica quirúrgica para la implantación de la ingeniería tisular injertos vasculares y posterior En Vivo Monitoreo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 17 s
Description: Aprende la implantación quirúrgica de injertos vasculares tisulares en la arteria carótida de ovejas con monitoreo hemodinámico en tiempo real. Este protocolo optimizado permite evaluar el flujo sanguíneo y la presión arterial durante el procedimiento.

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Este trabajo fue apoyado por subvenciones del Instituto Nacional de Corazón y Pulmón (R01 HL086582) y el Fondo de Células Madre de Ciencias de Nueva York (NYSTEM, Contrato # &#160; C024316) a STA y DDS ilustraciones utilizadas en vídeo JoVe fueron completados por Juan Nyquist; Ilustrador médico de la Universidad Estatal de Nueva York en Buffalo.

NOTA: Este protocolo ha sido aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Estatal de Nueva York en Buffalo. Preparación 1. Pre-quirúrgico <ol><li> Utilice ovejas (cross Dorset, hembra, de aproximadamente 1-3 años de edad con un peso de 40-60 kg) para el siguiente estudio. Administrar ciclosporina A (200 mg / día), aspirina (975 mg / día), y Coumadin (20-30 mg / día) por vía oral, comenzando 3 días antes de la cirugía y continuar durante la duración de todos los estudios. </li><li> Asegúrese de que la oveja ha ayunado 12 h antes de la cirugía (alimento normal = 1,8 kg y 0,4 kg de heno de granos). </li><li> Esterilizar todos los suministros quirúrgicos utilizando un autoclave de vapor a 121 ° C y 15 psi durante 30 min. </li><li> Coloque los siguientes elementos en una hora desecador paraformaldehído 48 antes de la cirugía: sondas de 4 mm de flujo Doppler, 1 mm cristales ultrasónicos, permanentes catéteres arteriales, tubos de extensión y 42 &quot;Tygon Tubería. NOTA: Una tabla de equipo médico pertinente necesaria para lacirugía y para la esterilización se enumeran en la Tabla 1. Pre-colocación de la instrumentación en el tubo Tygon en este paso le ayudará a ahorrar tiempo durante la cirugía. <ol><li> Etiquete cada extremo de las sondas, catéteres y cristales como la izquierda y la derecha, en su caso. </li></ol></li></ol> 2. Operación Quirúrgica <ol><li> Inducir ovejas para la anestesia con diazepam (0,5 mg / kg) y ketamina (4 mg / kg) por vía intravenosa (IV). Alternativamente, utilizar Telazol (4 mg / kg) IV. <ol><li> Realizar intubación orotraqueal con un tubo endotraqueal diámetro 8,5-10,0 mm interno esposado 7. </li><li> Administrar anestesia inhalatoria a través de un circuito de reinhalación con un ventilador de las mareas volumen (7-10 ml / kg) o un ventilador de presión regulada (15-20 cm H 2 O). Use un vaporizador de precisión para administrar isoflurano o sevoflurano en una cantidad apropiada (3% -4% inicialmente) para llegar a un medio a lo profundo del escenario anestésico quirúrgico. La concentración alveolar mínima paraovejas es de 1,4% o 1,9%, respectivamente 8. </li><li> Evaluar la profundidad anestésica mediante la observación de la respuesta motora a los estímulos, reflejo palpebral, posición de los ojos, y la frecuencia cardíaca. De la saturación de oxígeno en la sangre (95% -100%) utilizando la oximetría de pulso, concentración de CO 2 (45-55 mmHg) en los gases espiratorios utilizando capnografía y mantener la temperatura corporal durante el procedimiento (38,5-39,5 ° C) usando una manta de calentamiento auto regulado. </li></ol></li><li> Afeitado lana de todo el cuello de la oveja, y más de un vena cefálica, utilizando una cuchilla # 40 en máquinas de cortar estándar. Preparar la piel de ambos sitios para la cirugía utilizando un 70% de alcohol isopropílico y 7,5% matorrales betadine gasa saturada. Comienza con una gasa alcohol para facilitar la extracción de aceites de la piel. Alternar entre gasas betadine y alcohol gasa tres veces. </li><li> Coloque ovejas en la mesa de operaciones en decúbito dorsal en la parte superior de una manta térmica. Pasar una sonda orogástrica de tamaño medio para permitir la expulsión pasiva de los contenidos estomacales. Extender elcuello y de oveja utilizar amortiguación de apoyo, según sea necesario para mantener la colocación. <ol><li> Realice una limpieza aséptica final utilizando 7,5% betadine gasa embebida y deje reposar durante 5 minutos antes de la cirugía. </li></ol></li><li> Administrar líquidos por vía intravenosa (solución de lactato de Ringer o solución salina 0,9%) a 10 ml / kg / hora a través de un angiocath colocado en la vena cefálica. Administrar antibióticos intraoperatorios y analgesia: Penicilina G procaína 6.600 U / kg por vía intramuscular (IM), gentamicina 1,6 mg / kg IM, y buprenorfina 0,005-0,01 mg IV o IM. </li><li> Hacer una incisión cm ~ 12 longitudinalmente sobre el cuello de la línea media ventral usando electro cauterio. Aislar arterias carótidas izquierda y derecha (~ 6 cm) mediante la eliminación de tejido conectivo usando una técnica de disección roma. Ate y cauterizar microvasos de ramificación de las arterias carótidas para minimizar la hemorragia. </li><li> Mantener la esterilidad mediante la utilización (a no estéril) enfermera quirúrgica para ayudar con la madriguera todos (sonda de flujo cableado y tubos, alambres de cristal ultrasónicosy el tubo de catéter) en la capa subcutánea de la piel. Use un trocar romo, que sale a través de la incisión preparada quirúrgicamente en el cuello dorsolateral. <ol><li> Alcanzar bajo el paño estéril y gire la cabeza de las ovejas para que el lado del cuello puede ser visualizado bajo la sábana. </li><li> Utilice una pinza hemostática curva 8 cm de túnel a través del espacio subcutáneo entre la incisión en el cuello en la línea media ventral y el lado del cuello. Abra y cierre la pinza hemostática para diseccionar sin rodeos un espacio para la tubería ~ 1.5 cm de ancho. Las puntas de la pinza hemostática deben residir a medio camino entre la cabeza y los hombros, a unos 10 cm caudal a la oreja derecha o izquierda. Gire la pinza hemostática para que las puntas están apuntando hacia la piel superficial. </li><li> Alcance bajo el paño estéril y hacer una incisión de 1,5 cm a través de la piel, sobre las puntas de la pinza hemostática con una cuchilla # 11 estéril. Visualice la punta de la pinza hemostática para confirmar una salida clara a través de la piel. </li><li> Pase el tubo de Tygon que contiene unall cableado y la tubería a través del túnel subcutáneo. Mantenga los cables y los tubos por encima del campo estéril. </li><li> Llegar debajo de la cortina para retirar el tubo de Tygon exterior del cuello, exponiendo el cableado implantado, ya que deja el cuello de la oveja. Tire de las líneas individuales para minimizar la holgura en el espacio subcutáneo. Deje suficiente distancia para fijar correctamente la instrumentación de la arteria. </li></ol></li><li> Coloque 4 mm sondas de flujo Doppler en ambas arterias carótidas y alcanzar una lectura inicial (Figura 1). Administrar 100 U / kg de heparina IV 30 min antes de la sujeción de la arteria. </li><li> Continuar la administración de heparina a 100 U / kg / hr hasta el final de la cirugía. Sujete la arteria carótida utilizando no trituración pinzas vasculares y extirpar una porción (aproximadamente 4 cm de longitud). La velocidad de flujo de la carótida contralateral aumentará 50% -100% para mantener el flujo de sangre al cerebro. NOTA: Es posible limitar el estiramiento longitudinal por retroceso del vaso nativo mediante la eliminaciónsegmentos más cortos que están sustituyendo y / o estirar la arteria nativa con vascular abrazaderas para acortar brecha hasta que se complete el procedimiento de anastomosis completo. Esto ayudará a limitar la tensión en las suturas de retención individuales y el injerto implantado. </li><li> Suturar la TEV en su lugar con puntos interrumpidos simples con 7-0 prolina ETHALLOY doble sutura monofilamento armado. Si es necesario, aplique relajantes musculares lisas vasculares como la papaverina (15 mg / ml) o nicardipina (1,25 mg / ml) por vía tópica a la vasculatura nativa con el fin de evitar la vasoconstricción lo que dificultaría la sutura de la anastomosis. NOTA: Comience colocando suturas con aproximadamente 1 mm de distancia. Esto puede variar mucho de un caso a otro. La composición y el espesor de TEV afectarán a la distancia efectiva entre las suturas. A medida que el espesor del tejido nativo o TEV disminuye, puede ser necesario colocar las suturas más juntos. <ol><li> Primero ancla cuatro puntos de la TEV a la arteria nativa mediante la colocación de dos s opuestastitches en ambos extremos proximal y distal (Figura 2 -Di). Mantenga cada ancla enseñado usando pinzas hemostáticas. NOTA: descripciones proximal y distal están en referencia a la dirección del flujo de sangre a través del papel. </li><li> Añadir 5-6 suturas más en el lado superficial de ambos los extremos proximal y distal para comenzar la anastomosis. (Figura 2 -Pr). Simultáneamente gire el vascular abrazaderas 180 grados. </li><li> Vuelva a establecer la tensión en las suturas de anclaje. Añadir adicional (5 a 6) suturas interrumpidas a extremos proximal y distal en el lado girada de la TEV. </li></ol></li><li> Una vez que el TEV se sutura firmemente en su lugar, gire de nuevo a la posición original y retire el vascular abrazaderas de uno a la vez, pinza distal primero. Un ligero sangrado en los sitios de anastomosis es común. Esto puede resolver de forma natural después de varios minutos de liberación de la abrazadera y reclamping o exigir la colocación de suturas adicionales. Coloque la sonda de flujo Doppler (Figura 3-FL) De nuevo en proximal de la arteria nativa de flujo de sangre que entra en el TEV y la velocidad de flujo del monitor. NOTA: Espere que los caudales de la carótida izquierda y la derecha se equilibren después de aproximadamente 15 min. Si la velocidad de flujo en la arteria carótida con implantado TEV cae de manera constante, es posible que el TEV es la coagulación. Otras anormalidades posibles respecto al flujo pueden ser atribuidos a la constricción de la proximal arterias nativas o distal a la TEV. Si esto ocurre, el uso de relajante del músculo liso vascular adicional puede ser aplicado, y el vaso nativo debería volver a un tono basal después de 30-60 min tras el cierre de tejido sobre el sitio del injerto. <ol><li> Si lo desea, extirpar la arteria carótida contralateral y se sutura en su lugar como un control &quot;Sham&quot;. Esto es más clínicamente relevante que dejando la arteria carótida derecha sola y única fijación de la sonda de flujo, cristales ultrasónicos, y el catéter. Si se quiere un simulacro de control, realice esto antes de ir al paso 2.11. </li></ol></li><li> Sutura 1 mm cristales ultrasónicos (Figura 3 -CR1 CR2) a los lados de la VET oponerse utilizando 7-0 Proline. Hilo de sutura a través de la cabeza de cristal ultrasónico y cosa sólo a la capa superficial de la TEV. </li><li> Cateterización de la arteria mediante un modificado 18 G catéter con un bolsito de teflón tejido (Figura 3- Ca y Figura 4A). Coloque el catéter distal a la TEV en tejido arterial nativo. <ol><li> Suturar la tapeta de la pared arterial con 5/0 Ethibond para controlar el sangrado. Utilice ciclohexanona para adherir el tubo capilar al catéter que ha sido purgado con solución salina. Utilice la tubería como una línea de extensión. </li><li> Utilice un adaptador Stub 20 G Luer con un tapón de inyección SurFlo para sellar el extremo exteriorizado de tubo (Figura 4B). Para mantener la permeabilidad del catéter, obtener el volumen de cebado de la línea y lavarlo con 10 ml de solución salina y luego 5.000 U / ml de la inyección de heparina sódica cada 2-3 días. </li></ol></li><li> Registre la distancia entre la sonda de flujo y los cristales ultrasónicos, así como la distancia entre la sonda de flujo y el catéter. Esto permitirá a la velocidad de la onda de pulso que se calcula en relación con el software. Si no se necesitan estos cálculos, no implante de un catéter. </li><li> Obtener una lectura intraoperatoria si se desea asegurar todo el material implantado es funcional (véase la sección 3). </li><li> Asegure las líneas y cables implantados a la cercana musculatura utilizando 2/0 seda y una aguja cónica (Figura 3). <ol><li> Coloque la sonda de flujo vascular cable paralelo al buque, con el caudal de la sonda y el cable que se extiende cranealmente y, a continuación, hacer una &quot;U-Turn&quot; hacia la musculatura lateral. Fije el cable a la musculatura adyacente, usando seda 2-0 en una aguja cónica en dos lugares, de manera que la sonda de alambre o de flujo no es capaz de colocar cualquier cepa en el buque. Asegúrese suturas estén ajustadas, pero no apriete demasiado y estrangular musculatura (Figura 3). </li><li> Suturar la línea de cables de cristal y arterial catéter a la musculatura lateral, lo que permite ~ 1,5 cm de holgura, similar a los pasos anteriores para asegurar sonda de flujo (Figura 3). </li><li> Grupo todos los cables y líneas juntas y anclarlos a la musculatura justo antes de salir a través de túnel subcutáneo, similar a los pasos anteriores. </li></ol></li><li> Cierre la zona quirúrgica con una sutura de Vicryl 2-0 en capas utilizando un patrón de sutura que se ejecuta en el salpicadero y subdérmico, corriendo colchón puntadas en la piel (salpicadero, la aguja no cortante, la piel, el corte de la aguja). Cerrar la incisión 1,5 cm en el cuello dorsal alrededor de los cables y líneas exteriorizados usando Vicryl 2/0 y una aguja de corte. </li><li> Coloque los cables de sonda de flujo, líneas de catéteres y alambres de cristal de ultrasonidos en una bolsa (10 cm x 10 cm) que se sutura firmemente a la piel de las ovejas (Figura 5 - después de la recuperación). </li><li> Poco a poco dejar de depender de las ovejas de la anestesiay el ventilador volumen corriente y luego retirar la intubación a las ovejas cuando se reanuda la respiración espontánea. Retire la angiocath inserta en la vena cefálica y el vendaje de ser necesario. </li><li> Vendar el cuello usando un ungüento antibiótico triple en las incisiones, una almohadilla Telfa, gasa rodillo tensor y Elasticon. </li><li> Administrar analgesia postoperatoria: flunixina meglumina 2,2 mg / kg IM una vez durante la recuperación, luego 1.1 mg / kg IM una vez al día durante dos días, buprenorfina 0,005-0,01 mg IV o IM dos veces al día durante un día. </li></ol> 3. En Monitoreo Vivo <ol><li> Coloque las ovejas en el carro móvil para garantizar la seguridad adecuada. Esto permite a las ovejas para mantener la calma y consciente, sin comprometer el hardware. Es posible que necesite para aclimatarse ovejas para la compra 2 o 3 veces durante 30 minutos antes de obtener grabaciones de instrumentación. </li><li> Retire todos los cables y las líneas de la bolsa y conectarse a los dispositivos de vigilancia. Conecte la sonda de flujo a un medidor de flujo, los cristales de 1 mm de ultrasonidos conectado a TRBCaja -USB y catéteres líneas a transductores de presión. Un diagrama de flujo de esta configuración se proporciona (Figura 6). </li><li> Calibrar sondas de flujo y transductores de presión antes de la adquisición de datos. NOTA: Debido a la variabilidad potencial entre las versiones de software y las diferencias en los equipos utilizados, calibraciones y ajustes variarán de un caso a otro. </li><li> Utilizar un osciloscopio para afinar la medición de cristal Sonometrics, de acuerdo con el protocolo del fabricante. </li><li> Registrar los datos utilizando software informático (Figura 7). Rastros en la mitad superior de la figura 7 en el color blanco corresponde a la TEV implantado, mientras trazas en la mitad inferior de color rojo corresponde al Sham / nativos. Tanto para el TEV y Sham la velocidad de flujo (ml / min), la presión arterial de la sangre (mm Hg) y el diámetro (mm) se registran en vivo. </li><li> Registro durante al menos 1 min sin perturbaciones. Exportar estos datos para un análisis más detallado. Después de la grabación, DISCONNect todos los cables y lugar de nuevo en la bolsa se sutura en el cuello de la oveja. </li></ol>

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El propósito de este informe es proporcionar un procedimiento fiable y reproducible para VETs implantes de interés en la arteria carótida ovina. Las arterias carótidas nativas de los animales utilizados en este modelo fueron 0,5-0,75 mm de espesor y 4.5-5 mm de diámetro exterior. La técnica quirúrgica descrita aquí ha sido un éxito para la implantación VETs de geometrías variables que miden 0,25 a 1 mm de espesor, de 4-5 mm de diámetro exterior y 4 cm de longitud, con gran éxito la prueba efectiva de hasta 3 meses de du...

El enfoque principal para el desarrollo de TEV ha sido la de proporcionar un sustituto para el reemplazo de injerto autólogo cuando los vasos autólogos no están disponibles y limitar los donantes vista morbilidad. Por ejemplo, el número de cirugías de revascularización coronaria por año ha superado los 350.000 en los EE.UU., y la fuente ideal de injertos adecuados sigue siendo la arteria mamaria interna izquierda, arteria descendente anterior coronaria y la vena safena 1. Dado que muchas personas que sufren de enfermedades vasculares pueden no tener las arterias y venas adecuadas para la sustitución de injerto autólogo, el desarrollo de TEVs por lo tanto se ha convertido en un intenso campo de la investigación durante décadas 1-6. Mientras que la ingeniería y optimización de nuevos VETs han sufrido muchos avances, informes sobre las técnicas quirúrgicas empleadas para implantar las VETs mismos no ha sido un tema de tanta discusión intensa. Más bien, los protocolos relativos a la implantación de TEVs en modelos animales se dejaron en gran partehasta investigar los investigadores. La siguiente manuscrito muestra cómo implantar TEVs mediante la utilización de un enfoque anastomosis de extremo a extremo. Este procedimiento se ha optimizado mediante el uso de un patrón de sutura de la anastomosis específica, la estabilización de técnica de sutura, la optimización de la tensión longitudinal y la adición de la instrumentación de monitoreo in vivo. Este método se contrasta con algunas de las muchas variaciones que se han utilizado previamente. Además, este procedimiento se describe cómo adquirir parámetros tales como la presión arterial, la TEV diámetro / cumplimiento y el caudal a través de la TEV después de la cirugía hasta la explantación. Esta recogida de datos proporciona un análisis indispensable de la TEV mientras está en el proceso de remodelación.

<table><tbody><tr><td>Transductor de presión</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Cantidad: 1+ (1 para cada arteria). Utilizado con cúpulas de diafragma llenas de agua.</td></tr><tr><td>Caja de amplificadores y transductores</td><td>Gould</td><td>5900 Acondicionador de señal Cantidad de jaula</td><td>: 1. Se deben incluir dos transductores y amplificadores en la jaula. Si bien esta unidad específica puede ser descontinuada, otros transductores de presión disponibles comercialmente con una salida BNC/analógica se comunicarán con el equipo Sonometrics.</td></tr><tr><td>Consola T403 con módulo de caudalímetro perivascular TS420 (x2)</td>Módulo T403 de <td>Transonic Systems</td><td>y TS420 (x2)</td><td>Cantidad: 1. Las sondas de flujo que miden el flujo a través de cada una de las arterias carótidas se conectarán a cada una de las unidades TS420.</td></tr><tr><td>unidad de medición ultrasónica digital</td><td>Sonometrics</td><td>TR-USB</td><td>Cantidad: 1</td></tr><tr><td>Sonda de flujo Precision S-Series 4&nbsp; mm</td><td>Sistemas Transónicos Inc.</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td>Cantidad: 2</td></tr><tr><td>1&nbsp; mm Sonometrics Crystals</td><td>Sonometrics Systems</td><td>1R-38S-20-NC-SH</td><td>Cantidad: 2-4 (2 para cada arteria)</td></tr><tr><td>Catéter para implante</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>&nbsp; 381447</td><td>Cantidad: 1+ (1 para cada arteria). El catéter se corta y se asegura al tubo de microperforación, se utiliza un estilete para la inserción.</td></tr><tr><td>Tubo de microperforación</td><td>Tygon Norton Performance Plastics</td><td>(AAQ04127) Formulación S-54-HL</td><td>Cortado a medida para un juego de extensión</td></tr><tr><td>Luer Stub Adapter</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>427564 (calibre 20)</td><td>Cantidad: 1+ (1 por cada catéter arterial)</td></tr><tr><td>Surflo Injection Plug</td><td>Terumo</td><td>SR-IP2</td><td>Cantidad: 1+ (1 por cada catéter arterial)</td></tr><tr><td>Meadox</td><td>PTFE (Teflón) Fieltro</td><td>19306</td><td>Corte a medida. El fieltro de PTFE utilizado en nuestros estudios fue descontinuado. Sin embargo, empresas comparables como " malla quirúrgica" ofrecer productos que sean equivalentes.</td></tr></tbody></table>

técnica quirúrgica para la implantación de la ingeniería tisular injertos vasculares y posterior<em&gt; en vivo</em&gt; monitoreo

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

El desarrollo de la ingeniería de tejidos vasculares (TEV) es avanzado por la capacidad de VETs implantes rutinaria y eficaz (4-5 mm de diámetro) en un modelo animal de gran tamaño. Un protocolo paso a paso para la colocación de inter-posicional de la evaluación digital de TEV y en tiempo real de la TEV y las arterias carótidas nativas se describe aquí. En vivo monitoreo es posible gracias a la implantación de sondas de flujo, catéteres y cristales ultrasónicos (capaz de registro de los cambios dinámicos de diámetro de TEVs implantados y arterias carótidas nativos) en el momento de la cirugía. Una vez implantados, los investigadores pueden calcular los patrones de flujo sanguíneo arterial, presión arterial invasiva y diámetro de la arteria produciendo parámetros como la velocidad de la onda de pulso, índice de aumento, las presiones de pulso y el cumplimiento. La adquisición de datos se lleva a cabo utilizando un único programa de ordenador para el análisis de toda la duración del experimento. Tales datos invaluable da una idea de remodelación de la matriz TEV, su resemblance / a controles simulados nativos y el rendimiento general del TEV en vivo.

Más de 30 ovejas han sido sometidos a la técnica quirúrgica se describe en este informe para la implantación de TEV (en prensa) 9. Una tabla que resume las más recientes operaciones de ovejas después de optimización de protocolos se muestran en la Tabla 2. Todas las ovejas recuperados después de la implantación TEV sin complicaciones potencialmente mortales. En algunos animales, la fibrosis se observó en la arteria nativa cerca de la punta del catéter arterial. No se ha observado un aumento s...

Un protocolo de paso a paso para la colocación inter-posicional de ingeniería tisular buques (TEV) en la arteria carótida de una oveja mediante anastomosis de extremo a extremo y la evaluación digital en tiempo real en vivo hasta el sacrificio de animales.

Técnica quirúrgica para la implantación de la ingeniería tisular injertos vasculares y posterior<em&gt; En Vivo</em&gt; Monitoreo

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

El objetivo general de este procedimiento es proporcionar un protocolo reproducible para la implantación quirúrgica de injertos vasculares e instrumentación novedosa en la arteria carótida. Esto se logra primero extirpando una sección de la arteria carótida nativa en una oveja. El segundo paso es suturar el injerto vascular al que se hace referencia aquí como vaso de ingeniería tisular o TEV mediante puntos interrumpidos simples y establecer la anastomosis.A continuación, un catéter de sonda de flujo. Y así, los cristales métricos se fijan a la arteria carótida y al injerto vascular. En última instancia, después de la implantación, este procedimiento permite registrar in vivo los cambios de diámetro, el flujo sanguíneo y la presión arterial durante todo el experimento.A partir de estas mediciones, se puede monitorear la distensibilidad dinámica, la velocidad de la onda de pulso y otros parámetros hemodinámicos para seguir la remodelación in vivo. La principal ventaja de esta técnica es que proporciona un protocolo de implantación de injerto vascular optimizado y detallado que puede convertirse en una práctica estándar, minimizando así la variabilidad quirúrgica y proporcionando un medio para estudiar el remodelado in vivo. En general, las personas nuevas en este método pueden tener dificultades porque es posible que no estén familiarizadas con los detalles del procedimiento de implantación optimizado y la importancia de monitorear el injerto vascular, la adaptación y la remodelación in vivo.Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del desarrollo y la biología del injerto vascular, como las condiciones óptimas de ingeniería de tejidos vasculares y la remodelación y enfermedad del injerto vascular. Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia la terapia de reemplazo vascular porque proporciona un procedimiento para estudiar mejor el desarrollo de injertos vasculares para aplicaciones clínicas. A través de este método, podemos proporcionar información sobre el estudio de la ingeniería de tejidos de órganos enteros y la remodelación vascular y enfermedades como la hipertensión o incluso el trasplante de órganos completos.La primera vez que tuvimos esta idea fue cuando utilizamos un modelo de derivación arteriovenosa ex vivo para evaluar las condiciones óptimas para el desarrollo de un injerto vascular de ingeniería tisular. La demostración visual de este método es esencial, ya que la colocación de las suturas y la instrumentación son fundamentales para la permeabilidad y la adquisición exitosa de datos. Para comenzar este procedimiento, induzca a las ovejas a la anestesia y prepare a las ovejas para la cirugía.Como se describe en el protocolo de texto, realice una incisión de aproximadamente 12 centímetros a lo largo sobre el cuello de la línea media ventral mediante electrocauterización. Luego, aísle las arterias carótidas izquierda y derecha mediante la extirpación del tejido conectivo. Usando una técnica de disección roma, mete la mano debajo de la cortina estéril y gira la cabeza de la oveja para que se pueda visualizar el lado del cuello debajo de la cortina.Use un hemostático curvo de ocho centímetros para hacer un túnel a través del espacio subcutáneo entre la incisión ventral del cuello en la línea media y el costado del cuello. Abra y cierre el hemostático para diseccionar sin rodeos un espacio para el tubo de aproximadamente 1,5 centímetros de ancho. Pase la mano por debajo del paño estéril y haga una incisión de 1,5 centímetros a través de la piel sobre las puntas del hemostático con una cuchilla estéril número 11.Pase el tubo de tigón que contiene todo el cableado y la tubería a través del túnel subcutáneo. Sostenga los cables y los tubos por encima de la cortina estéril. A continuación, mete la mano por debajo de la cortina para retirar el tubo de tigón exterior del cuello, dejando al descubierto el cableado implantado a medida que sale del cuello de la oveja.Tire de las líneas individuales para minimizar cualquier holgura en el espacio subcutáneo. Deje suficiente distancia para sujetar correctamente la instrumentación a la arteria. Después de colocar las sondas de flujo Doppler y administrar heparina como se describe en el protocolo de texto, pinza la arteria carótida con pinzas vasculares no aplastantes y extirpe una porción de aproximadamente cuatro centímetros de longitud.Sutura el vaso de ingeniería tisular o TEV en su lugar usando puntos interrumpidos simples con aleación 7.0 prolina F. Sutura monofilamento de doble brazo. En primer lugar, anclar cuatro puntos del TEV a la arteria nativa colocando dos puntos opuestos en ambos extremos proximal y distal.A continuación, añada cinco o seis suturas más en el lado superficial de los extremos proximal y distal. Para comenzar la anastomosis simultáneamente, gire las pinzas vasculares 180 grados, restablezca la tensión en las suturas de anclaje y agregue de cinco a seis suturas interrumpidas adicionales en los extremos proximal y distal en el lado rotado del TEV. Una vez que el TEV esté firmemente suturado en su lugar, gírelo de nuevo a la posición original y retire las pinzas vasculares una a la vez, pinza distal primero.A continuación, sutura cristales ultrasónicos de un milímetro en los lados opuestos del TEV. Con 7.0, la prolina cateteriza la arteria con un catéter modificado de calibre 18 con una placa tejida de teflón. Suturar la placa a la pared arterial con 5.0 en el theon para controlar cualquier sangrado.Utilice un ciclón para adherir el tubo de microperforación al catéter que se ha enjuagado con solución salina. A continuación, asegure las líneas y los cables implantados a la musculatura cercana con seda 2.0 y una aguja cónica. Para hacer esto, coloque el cable de la sonda de flujo vascular paralelo al vaso con el brazo de la sonda y la rana que se extiende del cable, luego haga un giro en U hacia la musculatura lateral.Asegure el alambre a la musculatura adyacente con seda 2.0 en una aguja cónica en dos ubicaciones para que el alambre o la sonda de flujo no puedan ejercer ninguna presión sobre el vaso. A continuación, sutura los alambres de cristal y la línea del catéter arterial a la musculatura lateral, permitiendo aproximadamente 1,5 centímetros de holgura, similar a los pasos anteriores para asegurar la sonda de flujo, agrupa todos los cables y líneas y ancléntalos a la musculatura justo antes de salir a través del túnel subcutáneo. Al igual que en la S anterior, cierre el sitio quirúrgico con una sutura Vicryl 2.0 en capas usando un patrón de sutura corrido en la fascia y la subdérmica y una puntada de colchón corrida en la piel.Cierre la incisión de 1,5 centímetros en el cuello dorsal alrededor de los alambres y líneas exteriorizados con Vicryl 2.0 y una aguja de corte. Finalmente, coloque los cables de la sonda de flujo, las líneas de catéteres y los cables de cristal ultrasónico en una bolsa que esté suturada de forma segura a la piel de la oveja. Consulte el protocolo de texto para los cuidados postoperatorios de las ovejas Coloque a las ovejas en un carro móvil para garantizar una sujeción adecuada.Esto permite que las ovejas permanezcan tranquilas y conscientes sin comprometer el hardware. Retire todos los cables y líneas de la bolsa y conéctelos a los dispositivos de monitoreo. Conecte el flujo.La sonda a un medidor de flujo, los cristales ultrasónicos de un milímetro a la caja A-T-R-B-U-S-B y las líneas del catéter a los transductores de presión. Calibrar las sondas de caudal y los transductores de presión. Antes de la adquisición de datos.Utilice un osciloscopio para ajustar la medición de cristal SOE. De acuerdo con el protocolo del fabricante, registre los datos utilizando un software informático aquí. La mitad superior en color blanco corresponde al TEV implantado, mientras que la mitad inferior en color rojo corresponde a la arteria falsa o nativa tanto para el TEV como para la simulación.Se registra el diámetro, el caudal y la presión arterial. En vivo después de grabar durante al menos un minuto sin molestias. Exporte estos datos para un análisis más detallado.Luego desconecte todos los cables y vuelva a colocarlos en la bolsa suturada en el cuello de la oveja. Mostrado. Aquí está el registro en vivo en vivo del diámetro, el caudal y la presión arterial del TEV, que se puede registrar durante la duración del experimento. Optimización de la implantación de injertos vasculares.El uso de esta técnica quirúrgica permite a los investigadores descartar el error quirúrgico como causa del fracaso del injerto Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en tan solo dos horas y media o tres horas. Si se implanta un TEV o hasta seis horas y media. Si también se va a implantar una simulación e instrumentación autóloga de TEV Al intentar este procedimiento, es importante recordar mantener un nivel adecuado de anticoagulación.Utilizar agentes vasodilatadores una precisión optimizada en la colocación de la sutura anastomótica siguiendo este procedimiento. Se pueden realizar otros métodos, como la inmunotinción, para responder a preguntas adicionales, como la migración celular y la diferenciación celular. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo implantar vasos de ingeniería tisular en la arteria carótida de una oveja, así como cómo monitorear el flujo sanguíneo arterial, la presión arterial y los cambios en el injerto vascular, diámetro in vivo.No olvide que el trabajo con ovejas y otros animales grandes para su uso en un entorno experimental debe seguir precauciones específicas de la especie. Si planea trabajar con estos animales grandes para sus propios estudios, asegúrese de estar debidamente capacitado para manejar estos animales de manera segura y ética. Gracias por ver nuestro video.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingeniería

Nuestro grupo ha desarrollado un sistema de cultivo bio-reactor que imita el estrés pulsátil fisiológicos del sistema cardiovascular para regenerar implantables de pequeño diámetro injertos vasculares.

La ingeniería biológica basada en los injertos vasculares El uso de un biorreactor pulsátil

Un método para la siembra de titanio contacto con la sangre de biomateriales con células autólogas y las pruebas de biocompatibilidad se describe. Este método utiliza células progenitoras endoteliales y los tubos de titanio, cabeza de serie en cuestión de minutos de implantación quirúrgica en porcino venas cavas. Esta técnica se puede adaptar a muchos otros dispositivos biomédicos implantables.

Autólogo de células progenitoras endoteliales-Siembra Tecnología y las pruebas de biocompatibilidad para dispositivos cardiovasculares en el modelo animal de gran

Para mejorar nuestro conocimiento de la formación de neotejido celular y molecular, un modelo murino de la TEVG fue desarrollado recientemente. Los injertos fueron implantados como injertos de interposición de la vena cava infrarrenal en ratones C57BL / 6. Este modelo logra resultados similares a los obtenidos en nuestra investigación clínica, pero durante un transcurso de tiempo mucho más corto.

Implantación de la vena cava inferior interposición del injerto en modelo de ratón

A continuación, presentamos un protocolo para generar ingeniería tisular injertos de vasos que son funcionales para el injerto en ratones por doble siembra de células madre pluripotentes inducidas parcialmente (PIPSC) - deriva células musculares lisas y PIPSC - células endoteliales derivadas de un biorreactor andamio buque descelularizado.

Generación y Acrecentamiento de buques de ingeniería de tejidos en un modelo de ratón

Hasta la fecha, los defectos de tejido grueso se reconstruyen típicamente mediante la aplicación de colgajos de tejido autólogo o tejidos de ingeniería. En este protocolo, presentamos un nuevo método para diseñar un colgajo de tejido vascularizado con un pedículo autólogo, para que sirva como sustituto de los colgajos autólogos.

Diseñado vascularizado colgajo de músculo

Esta es una guía para construir tejido vascularizado in vivo utilizando un asa arteriovenosa microquirúrgica o una configuración de pedículo de flujo continuo dentro de una cámara de ingeniería de tejidos. Los tejidos vascularizados generados se pueden emplear para la regeneración de órganos y el reemplazo de defectos tisulares, así como para pruebas de medicamentos y modelado de enfermedades.

Ingeniería de tejidos por intrínseca Vascularización en una<em&gt; En Vivo</em&gt; Cámara Ingeniería de Tejidos

Se describe un enfoque microquirúrgico para la generación de un bucle arteriovenosa (AV) como un modelo para el análisis de la vascularización in vivo en un entorno aislado y bien caracterizado. Este modelo no sólo es útil para la investigación de la angiogénesis, pero también es adecuado de manera óptima para la ingeniería vascularizado axialmente y tejidos trasplantables.

El asa arteriovenosa (AV) en un modelo de pequeños animales para estudiar la angiogénesis e Ingeniería tejido vascularizado

vasos sanguíneos de ingeniería escalables mejorarían aplicabilidad clínica. El uso de guías fácilmente considerables 3D-impreso, anillos de músculo liso vascular se crearon y se apilan en una forma tubular, formando un injerto vascular. Los injertos pueden ser de un tamaño para cubrir la gama de dimensiones de las arterias coronarias humanas, simplemente cambiando el tamaño de la guía de 3D-impreso.

El escalado de Engineered injertos vasculares Usando 3D Impreso guías y el método de anillo de apilamiento

Aquí, presentamos un método modificado de electrospinning para fabricar injertos vasculares PCL con fibras gruesas y los poros grandes y para describir un protocolo para evaluar el desempeño en vivo en un modelo de rata de reemplazo de la aorta abdominal.

Implantación de injertos vasculares Electrospun con estructura optimizada en un modelo de rata

Aquí, se presenta un protocolo para la implantación de un injerto vascular de ingeniería tisular en la arteria carótida del ratón utilizando la técnica del manguito, proporcionando un modelo animal adecuado para investigar los mecanismos de regeneración del tejido vascular.

Implantación de un injerto vascular de ingeniería tisular en la arteria carótida de ratón mediante la técnica del manguito

Este estudio presenta un modelo porcino para la evaluación de injertos de pequeño diámetro en arterias femorales. El modelo imita la dinámica vascular humana y evalúa de forma exhaustiva la permeabilidad del injerto, la hemodinámica y la remodelación vascular. Ofrece una valiosa plataforma para la prueba de injertos vasculares y su seguimiento con ecografía Doppler y angiografía.

Implante de injerto vascular femoral en un modelo porcino para probar injertos vasculares de pequeño diámetro

Aprende la implantación quirúrgica de injertos vasculares tisulares en la arteria carótida de ovejas con monitoreo hemodinámico en tiempo real. Este protocolo optimizado permite evaluar el flujo sanguíneo y la presión arterial durante el procedimiento.

Técnica quirúrgica para la implantación de la ingeniería tisular injertos vasculares y posterior

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