Name: Un Proteoliposoma Basada Eflujo Ensayo para determinar una sola molécula Propiedades de Cl - Canales y Transportadores (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 47 s
Description: Aprende a medir cuantitativamente la actividad de transporte de canales y transportadores de cloruro reconstituidos en proteoliposomas utilizando un electrodo sensible a cloruro. Este método permite determinar la tasa de transporte unitaria y la estequiometría del complejo proteico activo.

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Este trabajo fue apoyado por GM085232 de subvención de los NIH y un premio Irma T. Hirschl/ Monique Weill-Caulier Scholar Award (a A.A.).

1. Preparación de lípidos <ol><li> Alícuota de los lípidos cantidad deseados en un tubo de vidrio transparente. Tu Ves. coli extracto lipídico polar, pero la mayoría de composiciones lipídicas pueden ser utilizados. Si los lípidos están en forma de polvo, ellos resuspender en cloroformo a una concentración de 20 mg / ml. Secar los lípidos a TA bajo N2 gas hasta que todo el disolvente se haya evaporado. </li><li> Resuspender los lípidos en pentano y secar de nuevo un flujo constante de gas N 2 para eliminar los restos sobrantes de cloroformo. Seco hasta que todo el disolvente se haya evaporado. Si bien el secado, gire suavemente el tubo de manera que el lípido se distribuye en una película uniforme que cubre el tercio inferior del tubo en lugar de una formación de una masa densa en la parte inferior. </li><li> Añadir el tampón de reconstitución que contiene detergente (300 mM KCl, 50 mM de ácido cítrico, 25 mM de K 2 HPO 4, pH 4,5, 35 mM CHAPS) para disolver los lípidos. Utilice otros detergentes suaves para este paso si la proteína es poco tolerante a la CHAPS. </li><li> Resuspend los lípidos a la claridad utilizando un aparato de ultrasonidos baño de agua. Sumergir el tubo en el centro del baño de agua sonicador la máxima potencia a corto (30 seg-1 min) con impulsos cortos (30 seg-1 min) pausas. La solución debería quedar claro. NOTA: El grado final de la claridad lograrse depende de la composición lipídica específico usado. Alguna variación de lote a lote en este paso, incluso entre los lípidos nominalmente idénticos, también es posible. Bruma residual es debido a la dispersión de la luz por las grandes partículas en la suspensión, que se pueden eliminar por centrifugación. </li><li> Incubar los lípidos se resuspendieron a temperatura ambiente durante 20-60 min. </li></ol> 2. Proteoliposoma Formación NOTA: Varias estrategias se puede emplear para insertar la proteína solubilizada con detergente en liposomas. Para CLC-EC1 diálisis funciona bien y por lo tanto es el método de elección 6,9,10. <ol><li> Añadir la proteína purificada a la deseada proteína-lípido (P / L) relación (expresada en microgramos o<html> f proteína / mg de lípidos). La selección de la relación P / L depende de la finalidad del experimento. <ol><li> Si el objetivo es evaluar la actividad de la proteína de interés, reconstituir a alta P / L&#39;s para maximizar la señal, ya que cada liposoma contiene múltiples copias de la proteína. Para cuantificar la actividad y / o la velocidad de transporte unitario de la proteína, reconstituir en un régimen de dilución de Poisson a baja P / L&#39;s, de modo que cada vesícula contiene en promedio proteína 1. Vea el paso 7 y Discusión para un análisis más profundo de cuándo utilizar cada régimen. </li></ol></li><li> Para determinar los valores de P / L óptimas para los diferentes regímenes, realizar una valoración completa de la actividad como una función de la concentración de proteína 8,11-13. Sin embargo, para cualquier proteína para la que el peso molecular (MW, expresado en kDa) de la unidad activa se conocen los siguientes valores P / L se pueden utilizar como guesstimates iniciales: pg &quot;/&gt; <img alt="Ecuación 2" fo:content-width="1.5in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq2.jpg" /></li><li> Cargue la proteína y mezcla de lípidos en un tubo de diálisis pre-humedecida o un casete. Coloque el dispositivo de diálisis en un vaso de precipitados que contiene 500-1,000x el volumen del tampón de reconstitución de lípidos (es decir, 1 L de tampón de 1 ml de la resuspensión de lípidos) bajo agitación suave. <ol><li> Cambio búfer 3-4 veces a intervalos de&gt; 3 horas. En cada cambio de solución, lavar la casete / tubo y el vaso de precipitados con agua destilada y llenar el vaso de precipitados con tampón de reconstitución fresco. Incluya 2.1 O / N intervalos para el cambio de solución. El número exacto y la duración de los cambios solución depende de la exacta de lípidos y detergentes utilizados. </li></ol></li><li> Después de la última etapa, retire los liposomas de la vasija de diálisis, alícuota en tubos y flash les congele en N2 líquido o congelación a -80 ° C. </li></ol> 3. Registro de Configuración &lt;p class = &quot;jove_content&quot;&gt; NOTA: La grabación de configuración (Figura 2A) se compone de dos cámaras (cilindros de fondo plano, ~ volumen 3-4 ml), un Cl - (ver más abajo) de electrodo, un medidor de pH con un análogo o salida digital eléctrica, un digitalizador, y un ordenador con un software de adquisición correspondiente. <ol><li> Conectar el Cl - electrodo al medidor de pH, la salida del medidor de pH para el digitalizador que está conectado a la computadora. Coloque el electrodo de referencia en una cámara y el cable de recodificación en la otra (Figura 2B). NOTA: La polaridad de los cables es correcta si? V Cal (ver Paso 6.4 y 7.2) es positiva. </li><li> Coloque las cámaras en una placa de agitación con una barra de agitación en la cámara de grabación (Figura 1B). Asegúrese de que la barra de agitación no toque el electrodo. </li><li> Conectar las cámaras utilizando un puente de agar (Figura 2B) (100 mM KCl y 2% de agarosa). Guarde los puentes de agar en 100 mM KCl. </li&gt; </ol> 4. Preparación de la Cl - Electrodo <ol><li> Tome un electrodo de edad y -eventualmente- que no funciona pH. Romper el recubrimiento de vidrio para revelar completamente los cables de plata. </li><li> Retire cuidadosamente el recubrimiento de los cables de plata usando una hoja de bisturí. Limpie los cables usando copiosas cantidades de H 2 O y EtOH. </li><li> Colocar en una solución saturada de FeCl 3 (o lejía) hasta que los cables están cubiertos con una capa oscura uniforme de AgCl. </li></ol> 5. Preparación de vesículas unilamelares <ol><li> La noche antes de los experimentos, se hinchan 1 g de Sephadex G-50 bolas en 15 ml de tampón externo (1 mM KCl, 150 mM de K 2 SO 4, ácido cítrico 25 mM, pH 4,5) con agitación suave (no revuelva) para al menos 3 horas a RT antes de su uso. Cada experimento requiere ~ 3 ml de perlas hinchadas. Mantenga las perlas hinchadas a 4 ° C durante unos días como máximo. </li><li> Mientras que los liposomas están descongelando a temperatura ambiente, se vierte en cada columna ~ 3 ml de hinchadas G-50 perlas. Deje que se sequen por gravedad a RT; esto por lo general toma 1-2 min. </li><li> Preparar vesículas unilamelares por extrusión de los proteoliposomas 11 veces a través de un Mini-Extrusora utilizando un punto de corte 0,4 m de teflón. </li><li> Colocar la columna en un tubo de fondo redondo de plástico. Haga girar las columnas para eliminar el exceso de solución. Centrifugar durante 20-30 segundos a 1400 xg en una centrífuga clínica. </li><li> Desechar el flujo a través, la columna de lugar en un tubo de vidrio de 13 x 100 mm y añadir 100 l de las vesículas extruidos a la columna. Girar la columna durante 1 min a 500 xg en una centrífuga clínica. </li><li> Recoger ~ 200 l de flujo a través que se añadirán a la cámara de grabación en el paso 6.5. </li></ol> 6. Eflujo Medición <ol><li> Coloque 2 ml de KCl 100 mM en la cámara (tierra) de referencia y 1,8 ml del tampón externo (1 mM KCl, 150 mM K 2 SO 4, ácido cítrico 25 mM, pH 4,5) a la cámara de grabación. El desequilibrio leve osmótico entre el interiory soluciones externas no afecta </li><li> Inicie el programa de adquisición. Deje que la línea de base se equilibre, esto puede tardar unos minutos. </li><li> Una vez que la señal llega a una línea de base estable (los liposomas están listos y las columnas seco), iniciar la grabación (Figura 3A). </li><li> Añadir 15 l de una solución 10 mM KCl para calibrar el sistema (Figura 2A). </li><li> Añadir liposomas. Un pequeño salto podría ser visible debido a la eliminación incompleta de Cl externa - a partir de los proteoliposomas (Figura 3A). Espere hasta que se estabilice la línea de base. </li><li> Añadir valinomicina (1 l de 1 mg / ml en EtOH) para iniciar el eflujo (Figura 3A). </li><li> Deje que el flujo de salida siga su curso temporal hasta que mesetas (Figura 3A). </li><li> Añadir 40 l de 1,5 M β-octilglucósido (β-OG) preparado en el tampón externo para disolver todos los liposomas (figura 3A). Termine la grabación. </li></ol> 7. Datos Análisis <ol><li> Exportar el archivo de rastreo de en un formato ASCII o texto e importarlo al programa de análisis de la elección. </li><li> Mida la tensión en los siguientes puntos (Figura 3A): Al comienzo de la grabación (V 0); Después de la adición del pulso de calibración (V cal); Después de la adición de los liposomas (V lipo); Al final de el flujo de salida (V fin); Después de la adición de detergente (V tot); Los voltajes de línea de base de manera que V 0 = 0. </li><li> Use la ecuación de Nernst-Plank para determinar el valor experimental de <img alt="Ecuación 3" fo:content-width=".3in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq3.jpg" /> midiendo <img alt="Ecuación 4" fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq4.jpg" /> Cuando Vol Cal es el volumen del impulso de calibración en l, 1,800 es el volumen de cámara en el comienzo del experimento se expresa en1; l, [Cl] cal / en son el Cl - concentraciones del impulso de calibración y de la memoria intermedia externa en mM y cal? V es el salto en mV medido después del pulso de calibración. NOTA: Esta determinación empírica de α sirve para tres propósitos: asegura que el sistema responde correctamente, ofrece una medida de la consistencia de la respuesta del instrumento entre los experimentos, así como para comprobar que no se han cometido errores en la fabricación solución. </li><li> Calcular las concentraciones de Cl después de cada paso de la siguiente manera: <img alt="Ecuación 5" fo:content-width="3.5in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq5.jpg" /> <img alt="Ecuación 6" fo:content-width="3.5in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq6.jpg" /> <img alt="Ecuación 7" fo:content-width="3.5in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq7.jpg" /> El factor de 3/400 proviene de la dilución del impulso de calibración 15 l en el volumen final de 2.000 l. </li><li> Calculcomieron los cambios en [Cl] en cada paso, ΔCl lipo / def / tot. </li><li> Convertir V (t) en Cl (t) con <img alt="Ecuación 8" fo:content-width="3.5in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq8.jpg" /> Determinar directamente los valores [CL] en los puntos críticos y compararlos con los valores calculados como un control interno. </li><li> Normalizar la traza para que la lipo Cl rel = 0 y Cl tot rel = 1 <img alt="Ecuación 9" fo:content-width="3.5in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq9.jpg" /></li><li> Montar el supuesto tiempo de flujo a la siguiente ecuación: <img alt="Ecuación 10" fo:content-width="3.5in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq10.jpg" /> Donde L es la tasa de Cl - fuga que se determina experimentalmente mediante la medición de Cl - flujo de salida a partir de liposomas libres de proteínas preparados en las mismas condiciones y τ es la constante de tiempo del proceso. </li><li> Calcular v, la velocidad inicial: Cuando ΔCl aleta se expresa en milimolar y V es el volumen de la cámara en l. </li><li> Calcular la tasa de transporte / conductancia <img alt="Ecuación 12" fo:content-width="3.5in" src="/files/ftp_upload/52369/52369eq12.jpg" /> Donde p es el P / L, MW es el peso molecular del complejo activo expresada en kDa </li></ol>

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Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Hemos descrito un protocolo detallado para medir la Cl - transporte mediado por canales o transportadores reconstituidas en liposomas aniones selectiva purificados. El ejemplo utilizado fue el procariota H + / Cl - Intercambiador CLC-ec1. Sin embargo, la metodología se puede adaptar fácilmente para estudiar canales cerrados por ligandos 12,13,15, 11,12 tensión, o deportivo selectividad diferente aniónico 15,16 sustituyendo el Ag: electrodo AgCl con uno adecuado para...

En las últimas dos décadas la capacidad para sobreexpresar y purificar las proteínas de transporte de membrana ha aumentado dramáticamente: canales iónicos, transportadores primario y secundario están ahora purificaron rutinariamente a partir de sistemas de expresión heterólogos, así como de fuentes naturales. Constantemente se están desarrollando nuevos enfoques para controlar la expresión, mejorar y facilitar la extracción y mejorar la estabilidad de estas proteínas 1-5. Estos avances tecnológicos han sido fundamentales en el desencadenamiento de la explosión de la información estructural a nivel atómico en las proteínas de membrana que, a su vez, mejorado nuestra comprensión de las bases estructurales de su función. En contraste, nuestra capacidad para investigar las propiedades funcionales de las proteínas purificadas no aumentó en la misma proporción, de modo que en algunos casos alta resolución información estructural está acompañada por datos funcionales cualitativos, lo que limita nuestra capacidad para probar cuantitativamente predicciones basadas en la estructura. Por lo tanto, la development de ensayos funcionales cuantitativos y generalizables es un paso clave hacia la elucidación de las bases mecanicistas de la función de las proteínas de membrana. Aquí se describe un ensayo de flujo de salida que se puede utilizar para determinar cuantitativamente propiedades funcionales clave de purificado y reconstituido Cl - canales y transportadores. Los principios subyacentes del ensayo se pueden generalizar a una variedad de sistemas de transporte, así como a las proteínas no-iónicos transporte. Los liposomas se reconstituyen con purificados Cl - canal / transportadores en la presencia de un gran Cl - gradiente (Figura 1A, B). Cl - flujo de salida se inicia mediante la adición de un ionóforo para permitir flujo de contra-ión, en nuestro caso el K + valinomicina ionóforo, que la tensión de derivación establecido por el Cl - y establecer el gradiente de potencial inicial membrana para el potencial de equilibrio de K + 6,7. Sin tque ionóforo no significativa Cl neta - flujo de salida se produce, ya que se evita mediante la generación de un potencial transmembrana. Los datos se describe cuantitativamente por dos parámetros medibles (Figura 1C): τ, la constante de tiempo de eflujo de Cl -, y f 0, la fracción de liposomas que no contienen una proteína activa. De τ f 0 y el unitaria Cl - velocidad de transporte, la fracción de proteínas activas y la masa molecular del complejo activo se pueden derivar 8. La técnica se ilustra aquí usando proteoliposomas reconstituidos con CLC-EC1, un bien caracterizado de tipo CLC H + / Cl - intercambiador de la estructura y función conocida. Este ensayo se generaliza fácilmente a los canales o transportadores con diferente selectividad iónica o cuya actividad depende de la presencia de voltaje y / o ligandos. Además, este ensayo se puede usar para determinar si las moléculas pequeñas afectan directamente a la proteína reconstituida,para cuantificar los efectos de estos compuestos y cómo composición de la membrana o de los reactivos modificadores de lípidos afectan a la función de los canales y transportadores reconstituidas.

<table><tbody><tr><td>Liposomizador, Avanti Polar Lipids Inc.</td><td>&nbsp; Avanti Polar Lipids Inc.</td><td>610200</td><td></td></tr><tr><td>IEC Centra CL2 Sobremesa</td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Orion Research Modelo 701A Medidor</td><td></td><td></td> digital de pH-mV <td>Estos se pueden encontrar en Ebay.</td></tr><tr><td>Sonda de pH no funcional Cualquier sonda</td><td></td><td></td><td>de medidor de pH con cables de plata funcionará. Es necesario quitar el recubrimiento de vidrio/plástico y limpiar los cables.</td></tr><tr><td>Registrador de datos DI-710 Instrumentos</td><td></td><td></td><td>DATAQ</td></tr><tr><td>Software de adquisición WinDAQ</td><td>Instrumentos</td><td></td><td></td>DATAQ</tr><tr><td>Columnas de plástico desechables Pierce, flujo por gravedad, 2 ml</td><td>Pierce (Thermo Scientific)</td><td>29922</td><td></td></tr><tr><td>KIMAX Tubos de cultivo, desechables, vidrio de borosilicato</td> Juego de extrusoras <td>Kimble Chase</td><td>73500-13100</td><td></td></tr><tr><td>con soporte/bloque</td> <td>calefactorAvanti Polar Lipids Inc.</td><td>Computadora 610000</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

un proteoliposoma basada eflujo ensayo para determinar una sola molécula propiedades de cl<sup&gt; -</sup&gt; canales y transportadores

A Proteoliposome-Based Efflux Assay to Determine Single-molecule Properties of Cl- Channels and Transporters

Los últimos 15 años se han caracterizado por una explosión en la capacidad de sobreexpresar y purificar proteínas de membrana de organismos procariotas, así como de eucariotas. Este aumento ha sido impulsado en gran medida por el exitoso impulso para obtener información estructural sobre las proteínas de membrana. Sin embargo, la capacidad de interrogar funcionalmente estas proteínas no ha avanzado al mismo ritmo y, a menudo, se limita a ensayos cualitativos de valor cuantitativo limitado, lo que limita los conocimientos mecanicistas que pueden proporcionar. Se describe un ensayo para investigar cuantitativamente la actividad de transporte de canales o transportadores de Cl- reconstituidos. El ensayo se basa en la medición de la tasa de eflujo de Cl- de los proteoliposomas tras la adición del ionóforo K+ valinomicina para desviar el potencial de membrana. Se utiliza un electrodo sensible a los iones para seguir el curso temporal de los flujos iónicos de los proteoliposomas reconstituidos con la proteína deseada. El método es muy adecuado para estudios mecanicistas, ya que permite la determinación cuantitativa de las propiedades clave de la proteína reconstituida, como su velocidad de transporte unitaria, la fracción de proteína activa y la masa molecular de la unidad funcional. El ensayo también se puede utilizar para determinar el efecto de compuestos de moléculas pequeñas que inhiben/activan directamente la proteína reconstituida, así como para probar los efectos moduladores de la composición de la membrana o los reactivos modificadores de lípidos. En la medida de lo posible, se encontró que la comparación directa entre los resultados obtenidos con este método concordaba bien con los obtenidos con enfoques electrofisiológicos. La técnica se ilustra utilizando CLC-ec1, un intercambiador de H+/Cl- de tipo CLC, como sistema modelo. El ensayo de eflujo se puede utilizar para estudiar cualquier canal/transportador conductor de Cl- y, con cambios mínimos, se puede adaptar para estudiar cualquier proteína transportadora de iones.

Se describe un protocolo detallado y robusto para medir Cl - transporte mediado por purificada CLC-ec1, un procariota tipo CLC H + / Cl - intercambiador, reconstituido en liposomas. Una representación esquemática del experimento se muestra en la Figura 3 proteoliposomas reconstituidos con purificada CLC-ec1 y contiene alta Cl interna -. Se sumergen en un baño de solución que contiene bajo Cl -. Bajo estas condiciones netas Cl - flujo de s...

Los proteoliposomas se utilizan para estudiar canales purificados y transportadores reconstituidos en un entorno bioquímico bien definido. Se ilustra un procedimiento experimental para medir el flujo de eflujo mediado por estas proteínas. Se describen los pasos para preparar los proteoliposomas, realizar los registros y analizar los datos para determinar cuantitativamente las propiedades funcionales de la proteína reconstituida.

Un Proteoliposoma Basada Eflujo Ensayo para determinar una sola molécula Propiedades de Cl<sup&gt; -</sup&gt; Canales y Transportadores

The last 15 years have been characterized by an explosion in the ability to overexpress and purify membrane proteins from prokaryotic organisms as well as ...

El objetivo general de este procedimiento es determinar cuantitativamente la actividad de transporte de canales o transportadores de cloruro reconstituidos. Esto se logra primero reconstituyendo el transportador purificado en liposomas a baja densidad, de modo que cada liposoma contenga ya sea cero o una copia del complejo activo; tras eliminar los iones de cloruro externos para generar un gradiente iónico dirigido hacia el exterior, los liposomas se añaden a la cámara de registro, donde la concentración de cloruro se monitorea utilizando un electrodo sensible al cloruro. A continuación, el flujo de cloruro desde los liposomas se inicia mediante la adición de Val Micina, un ionóforo de potasio, que disipa el potencial de membrana.Una vez que la señal alcanza el estado estacionario, el experimento finaliza mediante la adición de detergente para disolver los liposomas. En última instancia, al medir la velocidad de eflujo de cloruro desde liposomas proteicos reconstituidos con un canal o transportador purificado, es posible determinar cuantitativamente la velocidad de transporte unitaria y la estequiometría del complejo proteico activo. La principal ventaja de esta técnica frente a otros enfoques existentes, como las mediciones de flujo basadas en fluorescencia, es que con este método es posible determinar cuantitativamente parámetros clave del transportador reconstituido, tales como la velocidad unitaria de recambio y la geometría del complejo.Además de proporcionar medidas cuantitativas de estos parámetros clave, este método puede utilizarse para determinar rápida y precisamente el efecto de mutaciones, moléculas pequeñas y monitorear subunidades en la proteína de transferencia reconstituida. El sistema de registro consta de dos cámaras, un electrodo de cloruro, un medidor de pH con salida eléctrica analógica o digital, un digitalizador y una computadora con software de adquisición adecuado. Conecte el electrodo de cloruro al medidor de pH, luego conecte la salida del medidor de pH al digitalizador, el cual está conectado a la computadora.Coloque el electrodo de referencia en una cámara y el hilo de grabación en la otra. A continuación, coloque las cámaras sobre una placa agitadora con la barra de agitación en la cámara de grabación. Asegúrese de que la barra de agitación no toque el electrodo.Conecte las cámaras utilizando un puente de agar la noche anterior a los experimentos. Hidrate un gramo de perlas de Cidex G-50 en 15 mililitros de tampón externo con agitación suave durante al menos tres horas a temperatura ambiente antes de su uso. Cada experimento requiere aproximadamente tres mililitros de perlas hidratadas mientras los liposomas se descongelan a temperatura ambiente. Vierta aproximadamente tres mililitros de perlas G-50 hidratadas en cada columna.Déjelos secar por gravedad. Fluya a temperatura ambiente. Esto generalmente tarda de uno a dos minutos.A continuación, prepare vesículas ular extruyendo los liposomas de protea 11 veces a través de un extrusor miniatura utilizando un filtro de teflón de 0,4 micrones. Luego, coloque la columna en un tubo cónico de plástico y centrifugue durante 20 a 30 segundos a 1400 G en una centrífuga clínica para eliminar la solución en exceso. Después de esto, protegiendo el flujo de salida, coloque la columna en un tubo de vidrio de 13 por 100 milímetros y añada 100 microlitros de las vesículas extruidas a la columna.Centrifugue la columna durante un minuto a 500 G. En una centrífuga clínica, recoja aproximadamente 200 microlitros del flujo que pasó, el cual se añadirá a la cámara de registro. Para realizar la medición del eflujo, coloque dos mililitros de cloruro de potasio 100 milimolar en la cámara de referencia y 1,8 mililitros del tampón externo en la cámara de registro. Inicie el programa de adquisición.Deje que el registro basal se equilibre. Esto puede tardar unos minutos. Una vez que la señal alcance una línea base estable, comience a grabar.Añada 15 microlitros de una solución molar de cloruro de potasio de color pardo para calibrar el sistema. Luego añada liposomas. Puede observarse un pequeño salto debido a la eliminación incompleta del cloruro externo de los liposomas proteicos.Espere hasta que la línea base se estabilice. A continuación, agregue CIN para iniciar el flx. Deje que el FLX siga su curso temporal hasta que alcance una meseta.En este momento, agregue 40 microlitros de beta Octa glucósido 1,5 molar preparado en el tampón externo para disolver todos los liposomas. Luego espere de 10 a 15 segundos. Finalice el registro y continúe con el análisis de datos según se describe en el protocolo del texto.Cuando los liposomas que contienen un alto contenido interno de cloruro se sumergen en un medio con bajo contenido de cloruro, generando un gradiente de cloruro de 300 veces, no se observa un flujo iónico neto. Esto se debe a que los liposomas libres de proteínas tienen una baja permeabilidad intrínseca a los iones. No se observa FLX macroscópico en liposomas prot que se reconstituyen con el transportador de cloruro acoplado a protones, C-L-C-E-C uno.Dado que la pequeña cantidad de cloruro que sale del vescículo genera una carga neta positiva en el liposoma, la adición de CIN permite que los iones potasio se desplacen a través de la membrana, aliviando el potencial eléctrico e iniciando el flujo de cloruro. La reacción se detiene y se mide la cantidad total de iones cloruro contenidos en los vesículos para determinar las propiedades de las proteínas reconstituidas individuales. Los datos brutos del curso temporal del eflujo se convierten primero de milivoltios a una concentración de cloruro y luego se normalizan; a continuación, se ajusta el curso temporal.Se determinó que la constante de tiempo del eflujo es de 41 segundos y que la fracción de liposomas que contienen cero copias activas de C-L-C-E-C uno es de 0,31, lo que indica que aproximadamente un tercio de los liposomas contienen cero proteínas activas. A partir de estos valores y midiendo el contenido de cloruro en vesículas que contienen al menos una copia de C-L-C-E-C uno, es posible determinar una tasa unitaria de transporte de C-L-C-E-C uno igual a aproximadamente 2.500 iones de cloruro por segundo. Tras ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo determinar la necesidad de renovación de un transportador. Estos experimentos pueden realizarse en 10 a 15 minutos si se llevan a cabo con cuidado.Es fundamental evaluar cuidadosamente la calidad de los liposomas, ya que las fugas afectan negativamente las estimaciones de la tasa de recambio.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Se introduce una rápida basada en fluorescencia ensayo que controla la tasa de extinción de fluorescencia como una medida de la actividad del canal gramicidina. Los canales de gramicidina se utilizan como sensores de fuerza molecular para monitorear los cambios en las propiedades de bicapa lipídica detectada por las proteínas de dos capas de expansión.

Gramicidina basado en ensayo de fluorescencia, para la determinación de moléculas pequeñas posibles para modificar las propiedades bicapa lipídica

Este protocolo de detalles un método para la medición cuantitativa de la translocación de péptidos en grandes vesículas de lípidos unilamelares. Este método también proporciona información sobre la tasa de translocación de membrana y puede ser utilizado para identificar péptidos que de manera eficiente y espontáneamente bicapas lipídicas cruz.

La translocación de péptidos en la medición de grandes vesículas unilamelares

Se presenta un protocolo para la investigación in vitro de bombas de expulsión de Pseudomonas aeruginosa. Este protocolo permite la generación de un gradiente de protones robusta, reversible y ajustable dentro de la membrana de los liposomas y por lo tanto debe ser adaptable a cualquier proteína de la membrana activado por la fuerza protomotive.

In vitro Investigación de la bomba de salida MexAB De Pseudomonas aeruginosa

Descrito aquí es un procedimiento rápido y eficaz para la reconstitución funcional de tipo silvestre purificado y proteína CFTR mutante que conserva la actividad de este canal de cloro, que es defectuoso en la fibrosis quística. Flujo de salida de yoduro de proteoliposomas reconstituidas mediadas por CFTR permite estudios de actividad de los canales y los efectos de las moléculas pequeñas.

Reconstitución funcional y la actividad del canal Las mediciones de Purificada Wildtype y mutante CFTR Proteína

El protocolo presentado describe el análisis del transporte mediado por proteínas de membrana a nivel de transportador único utilizando bicapas lipídicas sin disolventes que atraviesan poros. Esto se logra mediante la creación de chips de matriz de nanoporos producidos a granel, combinados con la adquisición y el análisis de datos altamente paralelos, lo que permite el establecimiento futuro de cribados de efectores de proteínas de membrana.

Membrana de transporte de procesos analizados por un sistema de nanoporos viruta altamente paralela a la Resolución de la proteína individual

Describimos un ensayo basado en fluorescencia para medir la mezcla de fosfolípidos en grandes liposomas unilamelares reconstituidos con opsina.

Un ensayo basado en la fluorescencia de fosfolípido escramblasa Actividad

Este protocolo describe las técnicas utilizadas para determinar las estructuras de canal de iones por microscopia del cryo-electrón, incluyendo un sistema de baculovirus para expresar eficientemente genes en células de mamíferos con el mínimo esfuerzo y toxicidad, extracción de proteínas, purificación, y comprobación de la calidad, preparación de la red muestra y proyección, así como recopilación de datos y procesamiento.

Expresión y purificación de los humanos sensibles a lípido catiónico canal TRPC3 para la determinación estructural por microscopia del Cryo-electrón de solo-partícula

Aquí, presentamos un protocolo para estudiar el mecanismo molecular de la translocación de protones a través de membranas lipídica de liposomas sola, usando citocromo bo3  como ejemplo. Combinación electroquímica y microscopia de fluorescencia, cambios en el pH en el lumen de las vesículas individuales, contienen solo o múltiples enzimas, puede ser detectado y analizado individualmente.

Medidas solo de liposomas para el estudio de enzimas de membrana bombas de protones usando electroquímica y microscopia fluorescente

Este protocolo describe la fabricación de liposomas y cómo estos pueden ser inmovilizados en una superficie e imágenes individualmente de una manera paralela masiva utilizando microscopía de fluorescencia. Esto permite la cuantificación del tamaño y la inhomogeneidad compositiva entre los liposomas individuales de la población.

Un ensayo de liposomio único basado en microscopía de fluorescencia cuantitativa para detectar la inhomogeneidad compositiva entre liposomas individuales

Los nanocuerpos son herramientas importantes en biología estructural y suponen un gran potencial para el desarrollo de terapias. Sin embargo, la selección de nanocuerpos con propiedades inhibitorias puede ser un desafío. Aquí demostramos el uso de electrofisiología basada en membranas sólidas soportadas (SSM) para la clasificación de nanocuerpos inhibitorios y no inhibitorios dirigidos a transportadores de membrana electrogénicos.

Selección de nanocuerpos inhibitorios dirigidos al transportador mediante electrofisiología basada en membrana sólida soportada (SSM)

Presentamos un método rentable para evaluar la permeabilidad de la membrana liposomal con una sensibilidad y resolución superiores a las técnicas convencionales. Utilizando una novedosa reacción de sustitución de ligandos encapsulados, esta técnica detecta cambios inducidos por fosfolipasa A2 en las membranas del modelo. Este enfoque accesible, que se integra fácilmente con los análisis estándar, mejora la resolución para estudiar la biofísica de las membranas y las interacciones de toxinas.

Un ensayo de permeabilidad de la membrana liposomal para investigar los efectos de los grupos fosfato de fosfatidilinositol sobre la acción membranotrópica del veneno PLA2

Aprende a medir cuantitativamente la actividad de transporte de canales y transportadores de cloruro reconstituidos en proteoliposomas utilizando un electrodo sensible a cloruro. Este método permite determinar la tasa de transporte unitaria y la estequiometría del complejo proteico activo.

Un Proteoliposoma Basada Eflujo Ensayo para determinar una sola molécula Propiedades de Cl

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