Name: Grabación Luz evocó-Respuestas postsinápticos en las neuronas en adaptadas oscuro, Preparaciones ratón retina Slice Uso de técnicas Patch Clamp (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 30 s
Description: Aprende a registrar respuestas a la luz en neuronas retinianas adaptadas a la oscuridad usando técnicas de patch clamp en preparaciones de retina de ratón. Este método permite estudios precisos de electrofisiología visual.

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Este trabajo fue apoyado por las subvenciones NIH R01 EY020533, WSU Startup Fund y RPB.

Declaración de Ética: Los procedimientos que implican sujetos animales fueron aprobados por el Cuidado y Uso de Animales Comité Institucional (IACUC) de la Universidad Estatal de Wayne. 1. Preparación de la solución Experimental <ol><li> Prepare la solución de disección 1 día a 1 semana antes del experimento real. Use una solución tampón HEPES para la disección de la retina debido a su gran capacidad de amortiguación a temperaturas más bajas 16. Mezclar todos los productos químicos de la siguiente manera (en mM): 115 NaCl, 2,5 KCl, CaCl2 2,5, 1,0 MgCl2, 10 HEPES, 28 glucosa. Ajustar el pH a 7,4 con NaOH. Conservar la solución en el refrigerador hasta por 1 semana. </li><li> La solución de registro es medio de Ames, que es un líquido cefalorraquídeo artificial (LCRa) diseñado para preparaciones de la retina 17. Por el día del experimento, pesar polvo Ames &#39;(4,4 g por 500 ml de solución) en un tubo. Además, pesar NaHCO3 (0,95 g por 500 ml de solución) y mezclar con la Apolvo mes. </li><li> Prepare la solución de la pipeta intracelular para las grabaciones de patch clamp por el día del experimento. Mezclar todos los productos químicos de la siguiente manera (en mM): 111 K-gluconato, 1,0 CaCl2, 10 HEPES, 1,1 EGTA, 10 de NaCl, 1,0 MgCl 2, 5 ATP-Mg y 1,0 GTP-Na. Ajustar el pH a 7,2 con KOH. Se filtra la solución de la pipeta con un filtro de jeringa convencional. Haga ~ 500 ml de alícuotas y almacenarlos en un congelador o un congelador. </li></ol> 2. Preparación para el Día del Experimento <ol><li> La noche antes del experimento, coloca un ratón en una jaula (C57BL / 6J o antecedentes similares, 4-8 semanas de edad, macho) en un espacio oscuro de O / N adaptación a la oscuridad. </li><li> Preparación para la disección: <ol><li> Rellene disección solución (100 - 200 ml) en un vaso de vidrio, colóquelo sobre hielo, y la burbuja de oxígeno durante al menos 10 min. </li><li> Iniciar la oxigenación de la caja oscura para el almacenamiento de preparación de la retina. </li><li> Preparar cubreobjetos de plástico con rieles de engrase para rerebanada preparativos intes- y colocar cada uno de ellos en un plato de plástico de 35 mm. </li><li> Adjunte una nueva hoja de afeitar para un helicóptero (máquina de cortar el tejido). </li><li> Cortar una membrana de filtro en dos mitades. Esto es para el corte en lonchas de la retina. </li><li> Alinear las herramientas de disección y pipetas de transferencia cerca del microscopio de disección. El área de trabajo debe estar bien organizado para que cada herramienta se puede acceder fácilmente en la oscuridad. </li></ol></li><li> Preparación para las grabaciones de patch clamp: <ol><li> Disuelva el polvo de Ames y NaHCO3 en agua destilada (4,4 g Ames y NaHCO 3 0,95 g / 500 ml ddH 2 O). Medio de la burbuja el Ames &#39;con oxígeno mixta (95% O 2 y 5% de CO 2) durante al menos 30 min mientras se calienta a un nivel de temperatura de grabación (~ 35 ° C). Ajustar el pH a 7,4 con NaHCO 3 mientras que todavía burbujeante. </li><li> Descongelar la solución de la pipeta interna durante la disección. Después de que se haya descongelado, añadir 0,01% sulforodamina B para la tinción intracelular. </li></ol></li></ol> 3. Disección de retina <ol><li> En un cuarto oscuro, la eutanasia con el ratón utilizando dióxido de carbono y el neumotórax bilateral. Al cabo de 2 - 3 minutos de usar el dióxido de carbono, el ratón perder el conocimiento. </li><li> Cuando el ratón ya no responde a una pizca de cola, enuclear rápidamente los ojos y colocarlos en una solución de disección fría en un plato de plástico. Realice el neumotórax bilateral para asegurar la muerte del animal. Almacenar rápidamente el ojo en el plato en la caja oscura. Utilice un visor de infrarrojos para llevar a cabo el procedimiento en la oscuridad. NOTA: Como alternativa, isoflurano, la decapitación o dislocación cervical se pueden utilizar para la eutanasia. El método de la eutanasia debe seguir las directrices del Instituto Nacional de Salud (NIH) y / o el Comité de Cuidado y Uso de Animales institucional. </li><li> En una habitación oscura, ajuste el microscopio de disección y la iluminación infrarroja. Bajo el microscopio, transferir un ojo de su plato en un plato de plástico de 10 cm wITH la solución de disección enfriado. Continuamente burbuja de oxígeno a través de la tubería colocada en la parte inferior del plato de plástico. Ajustar el volumen de flujo por lo que no es demasiado baja, pero asegurarse de que no es lo suficientemente alta como para perturbar la disección. </li><li> Córnea y el cristalino eliminación: <ol><li> Hacer una incisión en la parte superior de la córnea con un cuchillo micro-quirúrgica. Sosteniendo el nervio óptico en el otro extremo del globo ocular evita que el ojo se mueva. Extienda el corte con un par de tijeras quirúrgicas. Recorta la córnea con algunos esclerótica alrededor. </li><li> Coge la lente con una pinza fina y tire lentamente el objetivo. Si el vítreo es demasiado pegajosa para quitar la lente, cortar el vítreo con un par de tijeras. </li><li> Una vez que se hace el ojo-taza, vierta suavemente solución de disección fría y oxigenada en el ocular con una pequeña pipeta de transferencia. NOTA: El globo ocular se desinfla rápidamente después se hace una incisión en la córnea. Es importante para mantener la forma del ojo como deformar el ojo durante este proprocedimiento daña la retina y causar desprendimiento de retina. </li></ol></li><li> La identificación de las partes dorsal y ventral de la retina: NOTA: Debido a la desigual distribución de la verde y la luz ultravioleta (UV) conos 18, la identificación de un área específica de la retina que es importante para las grabaciones de respuesta de luz. <ol><li> Identificar la línea que va a través del ocular de la retina que pasa cerca de la cabeza del nervio óptico. Esta línea pasa sobre todo a través de la parte ventral del nervio óptico; el lado incluyendo el nervio óptico es el lado dorsal, mientras que el otro es ventral 19. Ver este hito claramente bajo espectadores infrarrojos. </li><li> Dependiendo del propósito del experimento, hacer un corte en el lado innecesario. Esto será útil después de aislar la retina de la copa para el ojo. </li></ol></li><li> Eliminación Vítreo: <ol><li> Opcionalmente, se incuba el ojo-taza con hialuronidasa (0,5 mg / ml) durante 15 min. </li><li> Retire el vítreo con pinzas extra-finas. El humor vítreo es principalmenteunido a la parte inferior y el borde exterior del ojo-cup. Retire con cuidado sin tocar o meter la retina. Como el vítreo podría estar estrechamente unida a la ojera, retire con cuidado para evitar el desprendimiento de retina del ojo taza. Continúe tirando hasta que no sienta la tensión. NOTA: Este paso es especialmente importante para la disección de la retina del ratón; Sin embargo, no es un problema para las retinas de otras especies, tales como la rata o salamandra. </li></ol></li><li> Aislar la retina del ojo taza. Coge la esclerótica y pelar suavemente de la retina utilizando la parte trasera de fórceps. NOTA: Todo el montaje preparativos de la retina se puede hacer de la retina aislada. Hacer tres y cincuenta y siete cortes en los bordes y aplanar la retina, o cortar la retina en varios pedazos. </li><li> Recortar la retina y deseche el medio innecesario de la retina (paso 3.5). En el mismo plato de plástico, cortar la retina restante en dos piezas. Por cada pieza de la retina, cortar los bordes para hacer unalosa de la retina, y recortar los bordes plegables. </li><li> Transferir una losa de la retina en una placa de vidrio usando una pipeta de transferencia de gran tamaño (~ 2 ml). Aspirar el exceso de solución con una pequeña pipeta, usar un trozo de papel de filtro para aplanar la losa, y luego colocar rápidamente una pieza de la membrana de filtro en la parte superior del tejido. <ol><li> Utilizando una pequeña pipeta de transferencia, colocar una gota de solución en la disección de la membrana de filtro. Espere ~ 15 seg hasta que la solución se extiende sobre la membrana. Durante este tiempo, el tejido de la retina se adhieren a la membrana de filtro. </li><li> Verter solución de disección más fría debajo y alrededor del filtro. El tejido de la retina con la membrana de filtro flotará. Coge la membrana de filtro con una pinza y colocarla en la cámara de corte. Vierta la disección de solución sobre el tejido, y almacenar la preparación en la caja oscura. NOTA: El procedimiento descrito aquí es fundamental. Es importante para llevar a cabo estos pasos con rapidez para garantizar que los palos tejido de la retina a los filtros de membrana y no se seque. </li></ol></li><li> El uso de un interruptor, cortar el tejido de la retina en rodajas. Alrededor de 200 micras de espesor es factible para los estudios de patch clamp. </li><li> Coloque un cubreobjetos de plástico con rieles de grasa en la cámara de corte. Transferir una rebanada de la retina en la parte superior de los carriles de grasa en un cubreobjetos de plástico. Girar la rebanada 90 ° de modo que la sección transversal es visible. Presione la membrana de filtro hacia abajo sobre el cubreobjetos, a continuación, cubrir los lados del papel de filtro con grasa. <ol><li> Después de la rebanada se inmoviliza sobre un cubreobjetos de plástico, agarrar el cubreobjetos y la transfiere a un plato de plástico de 35 mm. Vierta la solución de disección fría en la preparación de la retina y sumergir la preparación. Almacenar cada plato en la caja oscura, que debe ser oxigenada continuamente. NOTA: Todo el procedimiento que se debe hacer con cuidado para que la membrana de filtro no se deforma. De lo contrario, la rebanada de la retina se separa fácilmente de la membrana de filtro. </li></ol></li></ol><ol><li> Grabación de preparación: <ol><li> Prime los tubos de perfusión con medio de Ames. Permitir todas las burbujas que atraviesan al llenar el tubo. </li><li> Haga pipetas de registro patch clamp con un extractor. Para llenar una pipeta con la solución de la pipeta, baño en la parte trasera de una pipeta de 1 min hasta que se rellena la punta de la pipeta. A continuación, llenar ~ 1/3 de la pipeta usando una carga micro-pipeta. Guarde cada pipeta en una caja pipeta húmedo. </li><li> Encienda el equipo para patch clamp grabaciones; incluyendo la computadora, un amplificador, cámara CCD, y el microscopio. </li></ol></li><li> Apague la luz de la habitación. Coloque una rebanada preparación de la retina en la cámara de platina del microscopio utilizando un visor de infrarrojos. Después de que se inmoviliza, comenzar la perfusión continua. Ajuste la temperatura de perfusión a 33 a 37 ° C. </li><li> Ver la superficie rebanada con la cámara CCD. Centrarse en la ubicación de destino donde el objetivo cetipos ll residen. Seleccione una celda de aspecto saludable para la grabación de patch clamp (es decir, debe tener la superficie de aspecto suave y una buena forma de la célula). </li><li> Coloque una pipeta de grabación en un soporte de pipetas. Avanzar en la pipeta para la preparación rebanada. Cuando se está cerca de la rebanada preparación (~ 2 mm por encima), encontrar la punta de la pipeta con el microscopio. Una vez que la punta de la pipeta es visible bajo el microscopio, mover la punta hacia abajo, hacia la célula diana. </li><li> Ajuste el amplificador. Ajustar la pipeta a 0 mV / 0 pA (puesta a cero) y comenzar un pulso eléctrico continuo de ~ 5 mV a ~ 10 Hz. Compruebe la resistencia de la pipeta; resistencia ideal está entre 5 y 10 MΩ para la mayoría de las neuronas de la retina. </li><li> Comience soplando desde la punta. Utilice una boquilla, o utilizar una jeringa, para aplicar presión positiva cuando la pipeta se sumerge en la solución del baño. Continuamente soplar la solución interna hasta que la punta está en la superficie de la célula diana. <ol><li> Cuando la presión positiva hace un pequeño hoyuelo en el thsuperficie celular e, avanzar en la punta ligeramente y dejar de soplar. Compruebe la resistencia de la pipeta, que debería aumentar. Si está aumentando continuamente, déjelo y vigilar la resistencia hasta que llegue&gt; 1 GΩ (gigaseal). Si la resistencia no aumenta de forma espontánea, aplicar suavemente presión negativa hasta que se convierte en un gigaseal. </li></ol></li><li> Después de lograr la gigaseal, cambie el potencial de mantenimiento de -70 mV. A continuación, aplicar intermitentemente presión negativa para romper la membrana dentro de la punta de la pipeta. Cuando se realiza la configuración de célula completa, la resistencia de la pipeta puede estar entre 500 MΩ y 1 GΩ, y la corriente capacitiva se ve. A veces las corrientes postsinápticas espontáneas se pueden observar. </li><li> Anote la relación IV -80-40 mV. Los diferentes tipos de canales dependientes de voltaje se activan dependiendo del tipo de célula. </li><li> Evocó luz corrientes o tensiones sinápticas Record. </li></ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Las buenas grabaciones solo se pueden lograr con buenas preparaciones retinianas y configuraciones de pinzas de parche bien diseñadas. Aunque todos los pasos descritos anteriormente son importantes, la discusión destaca algunos pasos críticos tanto para la disección como para las grabaciones. 
Para la disección, dos cosas son especialmente importantes: enfriamiento y oxigenación. Después de enuclear el ojo, retire rápidamente la parte frontal del ojo en una cámara de disección con una solución...

La retina es una de las partes únicas del sistema nervioso. Como parte accesible del cerebro, su arquitectura sináptica ha sido bien caracterizada. Además, se pueden examinar las funciones de esta red neuronal con un estímulo fisiológico: la luz. Si el tejido de la retina se aísla en una habitación oscura con los procedimientos adecuados, las neuronas del tejido responderán a la luz. Esta preparación se ha utilizado para estudiar el procesamiento de señales visuales y dilucidar varios mecanismos sinápticos y funciones de la red neuronal, así como mecanismos de enfermedades. 
Las respuestas a la luz en las neuronas de la retina se han registrado durante décadas. Los primeros estudios utilizaron electrodos afilados para hacer registros intracelularesde neuronas retinianas de cachorro de barro. En la década de 1980, se inventó la técnica de pinza de parche2, y pronto se convirtió en un método popular entre los investigadores de la visión3,4. Las grabaciones de células individuales de vertebrados inferiores, incluidas las neuronas retinianas de cachorros de barro y peces, fueron métodos populares que contribuyeron a la elucidación de los mecanismos de procesamiento de señales visuales5,6. 
Después de que se desarrollaron las técnicas de mutación genética, la retina del ratón se convirtió en un modelo más popular para los investigadores de la visión7-9. La retina de los mamíferos es más atractiva que la de los vertebrados inferiores porque está evolutivamente más cerca de la retina humana, y existe la oportunidad de utilizar modelos de enfermedades. Sin embargo, las células de la retina del ratón son pequeñas y frágiles10, y hacer preparaciones de la retina y realizar grabaciones de pinzas de parche en una habitación oscura es un desafío. A medida que la tecnología ha mejorado, se han puesto a disposición diversos enfoques para estudiar los mecanismos de señalización visual, como los estudios de imagen11 y el electrorretinograma (ERG)12. Sin embargo, el registro de una sola célula con el método de fijación de parche sigue siendo importante porque es muy sensible temporal y espacialmente en comparación con otros métodos. Por lo tanto, hemos realizado continuamente registros de pinzas de parche y hemos mejorado nuestros métodos para investigar el procesamiento de señales visuales en preparaciones de cortes de retina de ratón13-15.
En este video tutorial, se presentan los protocolos con consejos importantes. Las buenas grabaciones solo se pueden lograr con una buena preparación. La práctica de la disección de animales y la construcción de un equipo de sujeción de parche resistente permitirá a la mayoría de los investigadores lograr grabaciones exitosas.

<table><tbody><tr><td>Ratones (28-60 días de edad, macho)</td><td>Laboratorio Jackson</td><td>C57BL/6J cepa</td><td></td></tr><tr><td>Polvo medio de Ames</td><td>Sigma</td><td>A1420</td><td>excelente</td></tr><tr><td>Microscopio estereoscópico</td><td>Nikon</td><td>SMZ745</td><td>excelente</td></tr><tr><td>Herramienta de disección: pinzas</td><td>Dumont</td> <td># 4, # 5, # 55</td><td>excelente</td></tr><tr><td>Herramienta de disección: tijeras</td><td>Roboz</td><td>RS-5605</td><td>excelente</td></tr><tr><td>Herramienta de disección: bisturí de cirugía</td><td>Surgistar</td><td>7514</td><td>excelente</td></tr><tr><td>hoja de afeitar (para picador)</td><td>EMS</td><td>71970</td><td>excelente</td></tr><tr><td>Chopper</td><td>hecho a mano</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Visor infrarrojo</td> Night <td>Owl Optics</td><td>NOBG1</td><td>Muestra una vista brillante. Enfocar objetos pequeños es un problema.</td></tr><tr><td>Extractor</td><td>Sutter</td><td>P-1000</td><td>excelente; hace pipetas de tamaño consistente.</td></tr><tr><td>Caja oscura</td><td>Pelican</td><td>caja oscura</td><td>excelente</td></tr><tr><td>Sistema de sujeción de parche</td><td>Scientifica</td><td>Visor de corte 2000</td><td>Excelente configuración. La mayoría de los componentes clave están incluidos en un paquete. Los micromanipuladores son excelentes.</td></tr><tr><td>Amplificador</td><td>Molecular Devices</td><td>multiclamp 700B</td><td>Excelente y fácil control.</td></tr><tr><td>Adquisición de software</td><td>Molecular Devices</td><td>software pClamp</td><td>Excelente y fácil control.</td></tr><tr><td>Fuente de luz (LED)</td><td>Cool LED</td><td>pE-2 Sistema de 4 canales</td><td>Excelente</td></tr><tr><td>cámara CCD</td><td>Q-imaging</td><td>Retiga 2000</td><td>Excelente</td></tr><tr><td>jaula de Faraday</td><td>hecha</td><td></td><td></td> a mano</tr></tbody></table>

grabación luz evocó-respuestas postsinápticos en las neuronas en adaptadas oscuro, preparaciones ratón retina slice uso de técnicas patch clamp

Recording Light-evoked Postsynaptic Responses in Neurons in Dark-adapted, Mouse Retinal Slice Preparations Using Patch Clamp Techniques

La retina es la puerta de entrada al sistema visual. Para entender los mecanismos de procesamiento de señales visuales, investigamos las funciones de redes neuronales de la retina. Neuronas de la retina en la red forman parte de numerosos subtipos. Más de 10 subtipos de células bipolares, células ganglionares, células amacrinas y han sido identificados por los estudios morfológicos. Múltiples subtipos de neuronas de la retina se cree que codificar distintas características de señalización visual, tales como el movimiento y el color, y formar múltiples vías neurales. Sin embargo, los papeles funcionales de cada neurona en el procesamiento de señal visual no se entienden completamente. El método de patch clamp es útil para abordar esta cuestión fundamental. Aquí, un protocolo para registrar las respuestas sinápticas luz evocadas en las neuronas de la retina de ratón utilizando grabaciones de patch clamp en condiciones adaptadas a la oscuridad se proporciona. Los ojos del ratón son adaptado a la oscuridad O / N, y el tramo preparativos de la retina son disecados en un cuarto oscuro utilizando iluminación infrarroja y los espectadores. La luz infrarroja noactivar fotorreceptores de ratón y así preserva su capacidad de respuesta luz. Patch clamp se utiliza para registrar las respuestas de luz evocadas en las neuronas de la retina. Se inyecta un tinte fluorescente durante las grabaciones para caracterizar los subtipos morfológicos neuronales. Este procedimiento nos permite determinar las funciones fisiológicas de cada neurona en la retina del ratón.

Una rodaja de preparación representativo se muestra en la Figura 1. La preparación rebanada está en una posición recta, mostrando fotorreceptores a las células ganglionares en una superficie plana, y no hay desprendimiento del papel de filtro. Si se inclina una rebanada, sólo una parte de la preparación está en foco, lo que hace difícil identificar una célula apropiada para la sujeción del parche. Para las grabaciones, es importante seleccionar una buena soma, que generalmente tiene una superficie brill...

Demostraremos cómo preparar cortes de retina a partir del ojo del ratón y registrar las respuestas a la luz en las neuronas de la retina. Todo el procedimiento se lleva a cabo en condiciones adaptadas a la oscuridad.

Grabación Luz evocó-Respuestas postsinápticos en las neuronas en adaptadas oscuro, Preparaciones ratón retina Slice Uso de técnicas Patch Clamp

The retina is the gateway to the visual system. To understand visual signal processing mechanisms, we investigate retinal neural network functions. ...

El objetivo general de este experimento es obtener grabaciones de la respuesta a la luz de neuronas retinianas adaptadas a la oscuridad. Esto se logra primero extrayendo el ojo de un ratón. El segundo paso consiste en aislar la retina y cortarla para preparar secciones en rodajas.A continuación, se monta la preparación retiniana y se observa bajo un microscopio para localizar una célula diana para los registros mediante parche. Tras establecer una configuración de parche en modo célula íntegra, se aplica un estímulo luminoso en las inmediaciones de la célula. Finalmente, se puede observar simultáneamente la respuesta electrofisiológica mediante un software de adquisición.La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como la imagenología KRC es que la sensibilidad de grabación es alta y que las células grabadas pueden identificarse morfológicamente. Por lo general, las personas nuevas en este método tendrán dificultades porque trabajar en completa oscuridad puede resultar difícil y desorientador para quienes no están acostumbrados a hacerlo. Para comenzar un rango, coloque las herramientas de disección y las pipetas de transferencia cerca del microscopio de disecc

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Investigación

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Neurociencia

Este vídeo muestra el proceso de células enteras grabaciones pinza de voltaje en la porción de retina de la salamandra tigre acuático. Se demuestra la preparación de la corte, así como la forma de realizar grabaciones de patch clamp durante la estimulación visual de la retina.

De células enteras grabaciones de la Luz evocados excitatorios de las corrientes sinápticas en la porción de retina

Aquí se describe un procedimiento para la generación adaptada a la oscuridad rebanadas de la retina del ratón de los registros electrofisiológicos.

Grabaciones de patch clamp de neuronas de ratón de retina en una rebanada preparación adaptada a la oscuridad

Este artículo proporciona una descripción de cómo analizar y record de la preparación aislada de la retina en el ratón. En particular, se describe la forma de registrar las respuestas de la luz de una población de células ganglionares marcados con fluorescencia y, posteriormente, identificar y analizar su morfología.

Una preparación aislada de retina para registrar la respuesta de la luz a partir de semillas etiquetadas las células ganglionares retinianas

Se describe un método relativamente simple de transretinal electrorretinograma (ERG) para la obtención de grabaciones photoresponses conos y bastones de la retina del ratón intacto. Este enfoque se aprovecha del bloque de la transmisión sináptica de fotorreceptores para aislar sus respuestas de luz y grabar usando electrodos colocados sobre el terreno a través de la aislada plana montada en la retina.

Transretinal Grabaciones ERG de retina del ratón: Rod y el Cono Photoresponses

Este video muestra una técnica de patch-clamp de celda completa para el registro electrofisiológico de la retina de un ratón de montaje plano. Se utiliza una pipeta de vidrio delgada con un electrodo para acercarse a las células amacrinas (SAC) dentro de la retina. Después de formar un sello, se aplica succión para romper la membrana y formar la configuración de abrazadera de parche de celda completa. Finalmente, se mide el flujo de iones a través de los receptores sinápticos SAC utilizando la...

Establecimiento de una pinza de parche de celda completa para el registro electrofisiológico de una retina de ratón de montaje plano

El video muestra un protocolo para estudiar las interacciones sinápticas y las respuestas neuronales en un corte de cerebro de hipocampo de ratón transfectado. Consiste en iluminar neuronas sensoriales de largo alcance para desencadenar potenciales de acción y registrar los potenciales postsinápticos excitatorios resultantes en la neurona registrada mediante la técnica de patch-clamp de célula completa.

Fotoestimulación y registros de pinza de parche de células enteras de neuronas en cortes de hipocampo de ratón

Este video muestra el registro de respuestas postsinápticas evocadas por la luz en una preparación de corte de tejido retiniano de ratón adaptado a la oscuridad. El corte de retina se coloca en una cámara de registro y se utiliza una pipeta de registro para establecer la continuidad eléctrica con una célula ganglionar de la retina. Se aplican pulsos de luz para generar potenciales postsinápticos excitatorios en las células ganglionares, que son registrados por la pipeta.

Respuestas postsinápticas evocadas por la luz en neuronas de cortes de retina de ratón

Este video demuestra el procedimiento para estudiar la eficiencia sináptica en la corteza entorrinal lateral (LEC) mediante la estimulación optogenética de los axones de la corteza prefrontal medial (mPFC) y el registro de las respuestas de las neuronas piramidales en la LEC. Este método combina registros de patch-clamp con activación sináptica por estimulación lumínica para estudiar la plasticidad sináptica.

Estimulación optogenética y registro electrofisiológico de eventos sinápticos en cortes de cerebro de rata

Este protocolo muestra cómo realizar la grabación de células enteras patch clamp en neuronas de la retina de una preparación plana de montaje.

Patch Clamp grabación de células amacrinas Starburst en un plano de montaje Preparación de Deafferentated retina del ratón

Hemos desarrollado una preparación rebanada horizontal de la retina de mamíferos adultos con el plano de seccionamiento en paralelo a la superficie de la retina. campos dendríticas de las neuronas de la retina orientadas nonradially no fueron truncados, lo que permite el estudio de las técnicas de procesamiento de señales con patch-clamp y de imagen.

Preparación de cortes horizontales de ratón adulto Retina de Estudios electrofisiológicos

En este artículo discutimos tres preparaciones de cerebro utilizadas para la grabación de abrazadera de parche de células enteras a estudiar el circuito retinotectal de los renacuajos de Xenopus laevis . Cada preparación, con sus propias ventajas específicas, contribuye a la maleabilidad experimental de los renacuajos de Xenopus como modelo para el estudio de la función neuronal del circuito.

Preparaciones y protocolos para todo celular parche abrazadera de neuronas Tectal de Xenopus laevis

Aprende a registrar respuestas a la luz en neuronas retinianas adaptadas a la oscuridad usando técnicas de patch clamp en preparaciones de retina de ratón. Este método permite estudios precisos de electrofisiología visual.

Grabación Luz evocó-Respuestas postsinápticos en las neuronas en adaptadas oscuro, Preparaciones ratón retina Slice Uso de técnicas Patch Clamp (Video) | JoVE Journal

Grabación Luz evocó-Respuestas postsinápticos en las neuronas en adaptadas oscuro, Preparaciones ratón retina Slice Uso de técnicas Patch Clamp

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