Name: Investigando individual molécula de adhesión por espectroscopia de fuerza atómica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 48 s
Description: Aprende a acoplar polímeros individuales a puntas de cantilever AFM usando PEG como enlazador para espectroscopía de fuerza. Este método permite realizar múltiples experimentos de desorción superficial con la misma molécula.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores agradecen a la DFG (Hu 997/2-2) por su apoyo financiero. FS reconoce la Hanns-Seidel-Stiftung (HSS). SKr contó con el apoyo de Elitenetzwerk Bayern en el marco del programa de doctorado "Ciencia de los materiales de las interfaces complejas". SKi agradece al SFB 863 por su apoyo financiero.

NOTA: Consulte la Figura 2 para una visión general del flujo del proceso que comprende la preparación, las medidas de adquisición de datos y análisis de datos. 1. Reactivo de instalación NOTA: Todos los productos químicos deben ser manejados con cuidado, y por lo tanto una bata de laboratorio, se deben usar guantes y protección para los ojos. Todas las operaciones deben realizarse en una campana de laboratorio. En particular, guantes especiales deben ser usados ​​en caso de uso cloroformo. <ol><li> Utilice productos químicos con bajo contenido de agua como el cloroformo seco rápidamente y almacenar en seco, pero no más de una semana. Almacenar tanto los productos químicos a -20 ° C y bajo gas nitrógeno o argón porque APTES ((3-aminopropil) triethoxysilan) (véase la Tabla 1) y PEG (polietilenglicol) son higroscópicos y PEG está sujeta a la oxidación en el aire. </li><li> Para evitar la exposición frecuente de las existencias al oxígeno atmosférico y la humedad, preparar alícuotas más pequeñas, idealmente dentro de un sistema guantera con un atmosphe nitrógenore. </li></ol> 2. Equipo de instalación NOTA: Para evitar una posible contaminación cruzada, utilice vasos fresca y limpia para cada paso. <ol><li> Cristalería limpia y pinzas en una solución de detergente durante 30 minutos en un baño de ultrasonidos a 60 ° C. </li><li> Enjuague y equipos sonicado desde el paso 2.1 dos veces a fondo con agua ultrapura. </li><li> Equipos de calor desde el paso 2.1 en solución RCA (agua ultrapura, peróxido de hidrógeno y amoniaco (5: 1: 1)) a 75 ° C en un horno durante 45 min y posteriormente enjuagar con agua ultrapura. </li><li> Por último, secar el material de vidrio y pinzas bajo una corriente de nitrógeno seco o en un horno (100 ° C, 3 h). </li></ol> 3. Sugerencia funcionalización NOTA: Use pinzas, vasos, etc. hecho de acero inoxidable, PTFE, vidrio o cualquier otro material que es químicamente estable en soluciones orgánicas si es aplicable. A menos que se especifique lo contrario, llevar a cabo todos los pasos en RT. La cantidad de solución de incubación necesarios depende del número de chips en voladizo. Asegúrese de que los voladizos se sumergen en las respectivas soluciones en todos los tiempos. NOTA: Use una campana para evitar la inhalación de los vapores orgánicos. <ol><li> Formación de grupos OH en la superficie en voladizo (&quot;activación&quot;) (aproximadamente 0,5 horas): <ol><li> Use pinzas para colocar las fichas frescas en voladizo (materiales: SiN, constantes de primavera: 10 a 100 pN / nm) en un portaobjetos de vidrio limpio y los puso en una cámara de plasma (100 W). </li><li> Evacuar cámara (~ 0,1 mbar). </li><li> Cámara de inundación con gas oxígeno y evacuar de nuevo. </li><li> Activar el proceso de plasma (potencia: 20%, duración: 15 min, presión de proceso: 0,25 mbar). </li></ol></li><li> Amino-silanización de voladizos (aproximadamente 1 hora): <ol><li> Preparar los 2,5 ml de solución APTES (ver Tabla 1) en una placa de Petri de vidrio - hacer esto muy bien durante el proceso de plasma. </li><li> Immediately después del proceso de plasma, sumerja cada voladizo durante 1 segundo en acetona y colóquelos inmediatamente después en la solución APTES. </li><li> Incubar durante 15 min a TA. </li><li> Enjuagar cuidadosamente las fichas en voladizo dos veces en 10 ml de acetona y una vez en 10 ml de cloroformo. </li><li> Opcional finales paso: Virutas Place voladizo desde el paso anterior en un portaobjetos de vidrio limpio y hornear durante 30 minutos a 70 ° C. Tenga en cuenta que también hay estrategias alternativas para la activación de la superficie, por ejemplo, tratamiento UV 12. </li></ol></li><li> PEGilación (aproximadamente 2 horas): NOTA: Realizar pasos 3.3.1-3.3.4 durante amino-silanización. NHS y grupos maleimida están sujetas a la hidrólisis en ambientes acuosos y la propia PEG está sujeto a la oxidación en el aire. Por lo tanto temporización (especialmente entre los pasos) es un parámetro crítico. Consulte 13 para más información. <ol><li> Preparar la solución de cloroformo (ver Tabla 1). </li><li> Para evitar la condensación, Cálido PEG empolva hasta RT antes de abrir la alícuota y pesando la cantidad apropiada. </li><li> Para el acoplamiento de los polímeros o lípidos con grupos amino, por separado resolver NHS-PEG-NHS (6 kDa) y metil-PEG-NHS (5 kDa) en la solución de cloroformo por agitación hasta que se disuelvan completamente. Consulte la Tabla 1 para las concentraciones. <ol><li> Alternativamente. para el acoplamiento de polímeros con grupos tiol resolver por separado Mal-NHS-PEG y metil-PEG-NHS en la solución de cloroformo. </li></ol></li><li> Mezclar las soluciones según sea necesario para ajustar una cierta relación entre el número de NHS o la maleimide- y las moléculas de PEG terminado en metilo (típicamente 1: 500). Tenga en cuenta que la proporción ideal tiene que ser determinada de forma iterativa en una serie de ciclos de preparación-experimento. </li><li> Incubar las virutas en voladizo en la solución de PEG durante 1 hora en una atmósfera cloroformo saturado para evitar la evaporación del cloroformo. </li></ol></li><li> Sonda Conjugación molécula(&gt; 1 hora): NOTA: En el siguiente 3.4.1-3.4.3, se describen tres ejemplos para el acoplamiento covalente de diferentes moléculas de la sonda a la punta del AFM. Para cada molécula el protocolo tiene que ser ajustado. Nota además, que en el ejemplo 1 y 3 NHS-química se utiliza mientras que en el ejemplo 2 el tiol funcionalizado polímero PI- g -PS está acoplado a la PEG-maleimida a través de la química. Para más detalles ver 14. <ol><li> Para poli (aminoácido) poli-D-tirosina (40-100 kDa) <ol><li> Disolver el politirosina conjugado molécula sonda en 1 M NaOH. Ajustar la concentración de 1 mg / ml. </li><li> Cambie el NaOH para tampón de borato de sodio (pH 8,1) utilizando columnas de desalación giro (7 kDa MWCO) inmediatamente antes de la funcionalización </li><li> Enjuagar los voladizos primero con 5 ml de cloroformo, después con 5 ml de etanol y finalmente con 5 ml de tampón de borato. </li><li> Incubar las fichas en voladizo durante 1 hora en la solución tampón de borato politirosina y luego enjuague con tampón de boratoy agua ultrapura. Almacene en agua ultrapura hasta que la medición. </li></ol></li><li> Para los polímeros con un esqueleto lineal (poliisopreno, 119 kDa) que tienen cadenas laterales injertadas (poliestireno, 88 kDa) 14 <ol><li> Se disuelve el PI g-PS en cloroformo seco. Ajustar la concentración de la solución de la conjugación a 4 mg / ml. </li><li> Enjuagar los voladizos con 5 ml de cloroformo y se incuba durante al menos 1 hr en la solución de conjugación. </li><li> Enjuague de nuevo en 5 ml de cloroformo y almacenar en cloroformo en un entorno de cloroformo-saturado (para evitar la evaporación de cloroformo) hasta que la medición. </li></ol></li><li> Para el Papa lípidos <ol><li> Disolver PAPA en cloroformo seco. Ajustar la concentración de 20 mM. </li><li> Enjuagar los voladizos con 5 ml de etanol y 5 ml de agua ultrapura antes de la incubación de los voladizos de 1 hr en la solución de lípidos. </li><li> Después de la incubación, enjuague voladizos con 5 ml de cloroformo, 5 ml de etanol y 5 ml de agua tibia y ultrapura (en este orden) para eliminar las moléculas de sonda sin unir y para deshacerse de los residuos de cloroformo. Utilice consejos funcionalizados inmediatamente. Alternativamente, guárdelos en cloroformo hasta que se necesite. </li></ol></li></ol></li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52456/52456fig1.jpg" /> Figura 1. (A) Esquema que muestra el proceso de funcionalización punta utilizando el ejemplo de la química NHS. De conexión (B) Química empleado para unir una molécula de sonda a la punta a través de un grupo amino. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52456/52456fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> Preparación 4. Superficie <ol><li> Autoensamblada monocapa (SAM) NOTA: Como superficie para el primer ejemplo, se eligió una capa monomolecular auto-ensamblada. Consulte la literatura 15 </sarriba&gt; para obtener más información. <ol><li> Portaobjetos de vidrio limpios con una solución de detergente y luego dos veces en agua ultrapura en un baño ultrasónico durante 30 minutos cada uno. Entonces, como un paso adicional de limpieza, colóquelos en la solución RCA (véase el paso 2.3) a 75 ° C durante 15 minutos. </li><li> Cubra las diapositivas con 10 níquel cromo nm y 100 nm de oro en un dispositivo de recubrimiento de vacío. Entonces almacenar en la nevera y limpio de nuevo en la solución de RCA directamente antes de la siguiente etapa. </li><li> Incubar las diapositivas de la etapa anterior en solución 2 mM 1-dodecanthiol / etanol durante 12 h. Los grupos tiol se unen a la superficie de oro y una auto monocapa hidrófobo ensambla. Enjuagar los portaobjetos con etanol y agua ultrapura y luego seca mediante una corriente de gas nitrógeno. Confirmar la hidrofobicidad de la superficie preparada con las mediciones de ángulo de contacto estático en un goniómetro con una cámara CCD 10. </li></ol></li><li> Hidrógeno diamante terminado NOTA: Como una superficie para el segundo ejemplo, se eligió un diamante terminado hidrógeno. La preparación de la superficie se realizó como se ha descrito previamente 16. </li><li> Apoyado bicapa lipídica NOTA: En el último ejemplo, se usó una superficie soportada bicapa lipídica (SLB) como una superficie. Para obtener una superficie tal, una solución (0,1 mg / ml) de las vesículas unilamelares grandes (LUVs) consistentes en la POPC fosfolípido se formaron por el método de extrusión. A continuación, 50 l de la solución LUV fueron puestos en una hoja de mica recién escindido (A = 1 cm²) y se incubaron durante 30 min. Finalmente la solución se lavó con 20 ml de agua ultrapura. Ver 17,18 para una descripción detallada de la preparación de SLBS. </li></ol> 5. Adquisición de Datos NOTA: Para los experimentos, utilizar un AFM, que proporciona la capacidad de medir en líquidos. Los procedimientos de adquisición de datos y análisis de datos son aplicables independientemente del modelo utilizado AFM. Además, en algunos experimentos que es ventajoso tener la posibilidad de controlar la temperature dentro de la célula líquida. Deflexión Cantilever se detectó mediante el método de desviación del rayo láser 19. Constantes de resorte se determinaron con el método de ruido térmico 20. <ol><li> Introduce el voladizo funcionalizado en un soporte en voladizo AFM que es adecuado para medir en los fluidos. </li><li> Ponga la superficie (preparación véase arriba) para tomar muestras en el AFM y cubrir con líquido. Ambos, de consola y la superficie ahora deben sumergirse en el líquido con la punta en voladizo que apunta hacia la superficie. Tenga en cuenta que en muchos casos una gota de líquido es suficiente. En cualquier caso la evaporación del fluido debe ser evitado, por ejemplo, mediante el uso de una célula de fluido cerrada. </li><li> Si procede, ajustar la temperatura deseada en el controlador. </li><li> Deje que el sistema se equilibre durante al menos media hora. </li><li> Registrar un espectro de ruido térmico del voladizo con el voladizo lejos de la superficie a fin de excluir cualquier superficie efectos de amortiguación. Tenga en cuenta que por lo general 10 o más espectros tienen que ser acumulada para obtener una relación suficiente de señal a ruido. </li><li> Acércate a la superficie. Tenga en cuenta que con el fin de conservar la geometría de la punta y la punta funcionalización el proceso de enfoque tiene que ser llevado a cabo cuidadosamente. Esto se puede lograr mediante, por ejemplo, se aproxima en modo de contacto intermitente. </li><li> Determinar la sensibilidad óptica inversa palanca (InvOLS) medida en nm / voltios. Para ello, empujando la punta en voladizo contra una superficie dura. <ol><li> Determinar los InvOLS mediante la medición de la pendiente de la distancia de recorrido piezo vs. el cambio en la tensión de fotodiodo. Se ajusta una línea a la parte de la curva de fuerza-distancia donde la punta en voladizo está en contacto con la superficie. En experimentos con una superficie blanda como bicapas lipídicas, llevar a cabo este paso en las zonas que no están cubiertas con una bicapa lipídica (&quot;puntos de defectos &#39;). </li></ol></li><li> Determinar la constante de resorte (pN / nm) mediante el ajuste de un oscilador armónico con el espectro de ruido térmico. Usofunción de software automatizado para la determinación de la constante de muelle; o consulte la literatura 20. </li><li> Inicie el experimento. <ol><li> Curvas numerosa fuerza Récord de distancia en cada condición experimental. Por lo general, utilice los siguientes valores para los parámetros experimentales: Frecuencia de muestreo de 5 kHz, la velocidad punta de 1 m / seg, retraer distancia de 1 m. NOTA: A veces, dependiendo de la dinámica del experimento estudiado, podría ser necesario esperar una cierta cantidad de tiempo con la punta en contacto con la superficie (&quot;tiempo de permanencia &#39;). NOTA: El experimento parámetros específicos puede desviarse sustancialmente de los valores indicados anteriormente. </li><li> Durante las mediciones a largo plazo, cero la posición del láser en el fotodiodo de vez en cuando por el reposicionamiento del fotodiodo. </li><li> Opcional: Después de cada curva de la fuerza, la ubicación de la AFM-punta a otra posición xy. </li><li> Al final del experimento, determinar la sensibilidad y el resorte CONSTAnt de nuevo para comprobar la consistencia y la estabilidad del sistema. NOTA: La comparación de la constante de resorte y la sensibilidad antes y después del experimento es también un medio para asegurar que las propiedades del sistema y de las propiedades de la punta se mantuvo sin cambios en el transcurso del experimento. Si la diferencia de las constantes de resorte no es demasiado grande (&lt;= 15%), que se pueden promediar, ya que la incertidumbre intrínseca de la determinación de la constante de muelle es también alrededor de 15%. Para las diferencias más grandes, es aconsejable encontrar primero y eliminar la causa para el cambio constante aparente de primavera antes de continuar con otros experimentos. </li></ol></li></ol> 6. Preparación de datos NOTA: En esta sección general de los pasos de preparación de datos que se realizan normalmente independiente del tipo específico de experimento para convertir las unidades de Newton y nanómetro, así como para corregir los datos se describen. Los análisis de datos específicos experimento se briefly describe más adelante en la respectiva sección de ejemplo representativo. <ol><li> Típicamente, llevar a cabo toda la preparación y análisis de datos los pasos automáticamente mediante un algoritmo de casa-escrita, por ejemplo, basado en el software IGOR Pro 6. </li><li> Convertir la señal de deflexión prima (DEFL) [V] en vigor multiplicándolo con los InvOLS [nm / V] y la constante elástica [nN / nm]. </li><li> Offset la fuerza de tal manera que la fuerza sobre el voladizo en una distancia suficiente desde la superficie (en voladizo sin carga) se convierte en 0 nN. </li><li> Calcular la posición de la punta real (también llamado de separación cuando se mide con relación a la superficie) * z, que toma la flexión del voladizo en cuenta: <img alt="Ecuación 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52456/52456eq1.jpg" /></li><li> Offset z * de una manera tal que z * = 0 corresponde a la posición z de la superficie. NOTA: Aquí, F es la fuerza que actúa sobre la punta y por lo tanto dobladaEs el voladizo (determinado en el paso 6.2.), z es la posición z-sensor de medición (directa dada por el instrumento) y k representa la constante del resorte (determinado en el paso 5.8). </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52456/52456fig2.jpg" /> Figura 2. Proceso de diagrama de flujo que muestra la preparación de la muestra, la adquisición de datos y el análisis de datos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52456/52456fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<ol><li>Scheuring, S., Sapra, K., Müller, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+Single+Membrane+Proteins+by+Atomic+Force+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+of+Single-Molecule+Biophysics%22%5BJournal%5D)">Probing Single Membrane Proteins by Atomic Force Microscopy.</a> Handbook of Single-Molecule Biophysics. , 449-485 (2009).</li>
<li>Kodera, N., Yamamoto, D., Ishikawa, R., Ando, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video+imaging+of+walking+myosin+V+by+high-speed+atomic+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Video imaging of walking myosin V by high-speed atomic force microscopy.</a> Nature. 468 (7320), 72-76 (2010).</li>
<li>Magonov, S. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atomic+Force+Microscopy+in+Analysis+of+Polymers%5BTitle%5D)+AND+%22Encyclopedia+of+Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Atomic Force Microscopy in Analysis of Polymers.</a> Encyclopedia of Analytical Chemistry. , (2006).</li>
<li>Rief, M., Clausen-Schaumann, H., Gaub, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequence-dependent+mechanics+of+single+DNA+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Structural+Biology%22%5BJournal%5D)">Sequence-dependent mechanics of single DNA molecules.</a> Nature Structural Biology. 6 (4), 346-349 (1999).</li>
<li>Li, H., Linke, W. a, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reverse+engineering+of+the+giant+muscle+protein+titin%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Reverse engineering of the giant muscle protein titin.</a> Nature. 418 (6901), 998-1002 (2002).</li>
<li>Bustamante, C., Smith, S. B., Liphardt, J., Smith, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+studies+of+DNA+mechanics%5BTitle%5D)+AND+%22Current+opinion+in+structural+biology%22%5BJournal%5D)">Single-molecule studies of DNA mechanics.</a> Current opinion in structural biology. 10 (3), 279-285 (2000).</li>
<li>Zhang, W., Zhang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+molecule+mechanochemistry+of+macromolecules%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Polymer+Science%22%5BJournal%5D)">Single molecule mechanochemistry of macromolecules.</a> Progress in Polymer Science. 28 (8), 1271-1295 (2003).</li>
<li>Hugel, T., Rief, M., Seitz, M., Gaub, H., Netz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+Stretched+Single+Polymers%3A+Atomic-Force-Microscope+Experiments+Versus+Ab-Initio+Theory%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Review+Letters%22%5BJournal%5D)">Highly Stretched Single Polymers: Atomic-Force-Microscope Experiments Versus Ab-Initio Theory.</a> Physical Review Letters. 94 (4), 048301(2005).</li>
<li>Stetter, F. W. S., Cwiklik, L., Jungwirth, P., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+Lipid+Extraction+-+The+Anchoring+Strength+of+Cholesterol+in+Liquid+Ordered+and+Liquid+Disordered+Phases%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+journal%22%5BJournal%5D)">Single Lipid Extraction - The Anchoring Strength of Cholesterol in Liquid Ordered and Liquid Disordered Phases.</a> Biophysical journal. 107 (5), (2014).</li>
<li>Pirzer, T., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adsorption+mechanism+of+polypeptides+and+their+location+at+hydrophobic+interfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Chemphyschem%22%5BJournal%5D)">Adsorption mechanism of polypeptides and their location at hydrophobic interfaces.</a> Chemphyschem. 10 (16), 2795-2799 (2009).</li>
<li>Butt, H. -J., Cappella, B., Kappl, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+measurements+with+the+atomic+force+microscope%3A+Technique%2C+interpretation+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Surface+Science+Reports%22%5BJournal%5D)">Force measurements with the atomic force microscope: Technique, interpretation and applications.</a> Surface Science Reports. 59 (1-6), 1-152 (2005).</li>
<li>Nash, M. A., Gaub, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-Molecule+Adhesion+of+a+Copolymer+to+Gold%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+NANO%22%5BJournal%5D)">Single-Molecule Adhesion of a Copolymer to Gold.</a> ACS NANO. 6 (12), 10735-10742 (2012).</li>
<li>Hermanson, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHermanson%2C+G+%22Bioconjugate+Techniques%22">Bioconjugate Techniques</a>. , Academic Press. New York. (1996).</li>
<li>Kienle, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+molecular+architecture+on+single+polymer+adhesion%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir+the+ACS+journal+of+surfaces+and+colloids%22%5BJournal%5D)">Effect of molecular architecture on single polymer adhesion.</a> Langmuir the ACS journal of surfaces and colloids. 30 (15), 4351-4357 (2014).</li>
<li>Folkers, J. P., Laibinis, P. E., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-assembled+monolayers+of+alkanethiols+on+gold%3A+comparisons+of+monolayers+containing+mixtures+of+short-+and+long-chain+constituents+with+methyl+and+hydroxymethyl+terminal+groups%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Self-assembled monolayers of alkanethiols on gold: comparisons of monolayers containing mixtures of short- and long-chain constituents with methyl and hydroxymethyl terminal groups.</a> Langmuir. 8 (5), 1330-1341 (1995).</li>
<li>Dankerl, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diamond+Transistor+Array+for+Extracellular+Recording+From+Electrogenic+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Functional+Materials%22%5BJournal%5D)">Diamond Transistor Array for Extracellular Recording From Electrogenic Cells.</a> Advanced Functional Materials. 19 (18), 2915-2923 (2009).</li>
<li>Leonenko, Z. V., Carnini, A., Cramb, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Supported+planar+bilayer+formation+by+vesicle+fusion%3A+the+interaction+of+phospholipid+vesicles+with+surfaces+and+the+effect+of+gramicidin+on+bilayer+properties+using+atomic+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+biophysica+acta%22%5BJournal%5D)">Supported planar bilayer formation by vesicle fusion: the interaction of phospholipid vesicles with surfaces and the effect of gramicidin on bilayer properties using atomic force microscopy.</a> Biochimica et biophysica acta. 1509 (1-2), 131-147 (2000).</li>
<li>Stetter, F. W. S., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Nanomechanical+Properties+of+Lipid+Membranes+are+Significantly+Influenced+by+the+Presence+of+Ethanol%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">The Nanomechanical Properties of Lipid Membranes are Significantly Influenced by the Presence of Ethanol.</a> Biophysical Journal. 104 (5), 1049-1055 (2013).</li>
<li>Putman, C. A. J., De Grooth, B. G., Hulst, N. F., Greve, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+detailed+analysis+of+the+optical+beam+deflection+technique+for+use+in+atomic+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physics%22%5BJournal%5D)">A detailed analysis of the optical beam deflection technique for use in atomic force microscopy.</a> Journal of Applied Physics. 72 (1), 6-12 (1992).</li>
<li>Hutter, J. L., Bechhoefer, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calibration+of+atomic-force+microscope+tips%5BTitle%5D)+AND+%22Review+of+Scientific+Instruments%22%5BJournal%5D)">Calibration of atomic-force microscope tips.</a> Review of Scientific Instruments. 64 (7), 1868(1993).</li>
<li>Krysiak, S., Liese, S., Netz, R. R., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peptide+desorption+kinetics+from+single+molecule+force+spectroscopy+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Peptide desorption kinetics from single molecule force spectroscopy studies.</a> Journal of the American Chemical Society. 136 (2), 688-697 (2014).</li>
<li>Li, I. T. S., Walker, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interfacial+free+energy+governs+single+polystyrene+chain+collapse+in+water+and+aqueous+solutions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Interfacial free energy governs single polystyrene chain collapse in water and aqueous solutions.</a> Journal of the American Chemical Society. 132 (18), 6530-6540 (2010).</li>
<li>Dudko, O. K., Hummer, G., Szabo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theory%2C+analysis%2C+and+interpretation+of+single-molecule+force+spectroscopy+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Theory, analysis, and interpretation of single-molecule force spectroscopy experiments.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (41), 15755-15760 (2008).</li>
<li>Stetter, F. W. S., Cwiklik, L., Jungwirth, P., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+Lipid+Extraction%3A+The+Anchoring+Strength+of+Cholesterol+in+Liquid-Ordered+and+Liquid-Disordered+Phases%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Single Lipid Extraction: The Anchoring Strength of Cholesterol in Liquid-Ordered and Liquid-Disordered Phases.</a> Biophysical Journal. 107 (5), 1167-1175 (2014).</li>
<li>Horinek, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peptide+adsorption+on+a+hydrophobic+surface+results+from+an+interplay+of+solvation%2C+surface%2C+and+intrapeptide+forces%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Peptide adsorption on a hydrophobic surface results from an interplay of solvation, surface, and intrapeptide forces.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (8), 2842-2847 (2008).</li>
<li>Ebner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functionalization+of+probe+tips+and+supports+for+single-molecule+recognition+force+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Topics+in+current+chemistry%22%5BJournal%5D)">Functionalization of probe tips and supports for single-molecule recognition force microscopy.</a> Topics in current chemistry. 285 (April), 29-76 (2008).</li>
<li>Geisler, M., Balzer, B. N., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polymer+Adhesion+at+the+Solid-Liquid+Interface+Probed+by+a+Single-Molecule+Force+Sensor%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Polymer Adhesion at the Solid-Liquid Interface Probed by a Single-Molecule Force Sensor.</a> Small. 5 (24), 2864-2869 (2009).</li>
<li>Morfill, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Affinity-matured+recombinant+antibody+fragments+analyzed+by+single-molecule+force+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+journal%22%5BJournal%5D)">Affinity-matured recombinant antibody fragments analyzed by single-molecule force spectroscopy.</a> Biophysical journal. 93 (10), 3583-3590 (2007).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Durante las últimas décadas, los experimentos de una sola molécula han proporcionado información sin precedentes sobre los mecanismos moleculares y que resultó ser un enfoque muy valiosa en ciencias de la vida y más allá. Para lograr buenas estadísticas y significativas de los experimentos SMFS, idealmente una y la misma molécula se utiliza en todo el curso del experimento. En contraste con los experimentos con conjuntos de moléculas, los experimentos SMFS son capaces de detectar eventos raros y estados moleculares ocul...

Durante los últimos 30 años, la microscopía de fuerza atómica (AFM) ha resultado ser una técnica de formación de imágenes valiosa para estudiar biológicos y sintéticos 1,2 3 materiales y superficies, ya que proporciona una resolución espacial molecular en las tres dimensiones y puede ser operado en varios disolvente ambientes. Además, AFM-fuerza única molécula de espectroscopia (SMF) permite medir las fuerzas que van desde la pN a μN régimen y ha dado una visión sin precedentes, por ejemplo, en el plegamiento de proteínas 4,5, física de polímeros 6-8, y la interacción molécula-superficie solo 9 - 12 .La razón detrás de estudio de las moléculas individuales en lugar de un conjunto de moléculas es evitar los efectos que a menudo enmascaran eventos raros o estados moleculares promedio ocultos. Además, una multitud de parámetros moleculares, tales como la longitud de contorno, la longitud Kuhn, la energía libre de adherencia, etc. puede serobtenido. Esto se detalla en los ejemplos siguientes. En un experimento típico de AFM-SMFS, la molécula de sonda se acopla a una punta muy afilada a través de una molécula de engarce. La punta en sí está situado en el extremo de un voladizo flexible. Si la punta se pone en contacto con la superficie de la molécula de sonda va a interactuar con esta superficie. Mediante la observación de la deflexión del voladizo después de la retracción de la punta, la fuerza, y por lo tanto la energía libre, para separar la molécula de la superficie puede ser determinada. Para obtener estadísticas significativas, un gran número de las llamadas curvas de fuerza-distancia tienes que estar adquirida. Además, para tener una verdadera experimentos sola molécula (es decir, utilizando una y la misma molécula de sonda sobre la duración de todo el experimento) la molécula sonda debe estar acoplado de forma covalente a la punta del AFM. Aquí, se presenta un protocolo experimental para funcionalización en voladizo con una sola molécula a través de un enlace covalente. La molécula sola o bien se puede acoplar a través de un amino o un tiol grupo a la punta del AFM. El proceso de conjugación se puede realizar en una amplia variedad de disolventes (orgánica y acuosa) para tener en cuenta las propiedades de solvatación de los polímeros utilizados. En la primera parte, un protocolo general para unir covalentemente una molécula única (&quot;molécula de sonda&quot;) a través de una molécula de unión a una punta de AFM se describe. Para este fin, NHS orgánico o maleimida-química se utiliza 13. Junto con el protocolo de tres moléculas ejemplo, los procesos de adquisición de datos y análisis de datos se describen y se proporcionan referencias para lectura adicional. Los ejemplos de moléculas son: la (lineal) tirosina polímero, el polímero de injerto PI- g-PS y el Papa de los lípidos. Esto incluye ligeras variaciones del protocolo, por ejemplo para unir covalentemente cisteínas. Además, una sección está dedicada a la preparación de diferentes superficies tales como una superficie de diamante, un CH 3 monocapa -placas, montado y bicapas lipídicas. Estas interfaces tienen proven ser buenas referencias y ejemplos.

<table><tr><tbody><td colspan="4"><fuerte>Materiales</fuerte></td></tr><tr><td>Concentrado líquido alcalino Hellmanex III (solución detergente)</td><td>Hellma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RCA (agua ultrapura, peróxido de hidrógeno (35%), amoníaco (32%); 5:1:1(v/v/v))Sigma</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Vectabond reactivo / APTES (3-Aminopropil)trietoxisilano</td><td>Vectorlabs</td> Acetona <td></td><td></td></tr><tr><td>seca (< 50 ppm H2O)</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cloroformo seco (> 99.9%)</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trietilamina</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agua ultrapura</td><td>Biochrom, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tetraborato de sodio (>&nbsp; 99.5%)</td><td>Biochrom, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ácido Bórico</td><td>Biochrom, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Monofuncional &alfa;-metoxi-&omega;-NHS PEG, 5 kDa, " metil-PEG-NHS"</td><td>Rapp, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heterobifuncional &alpha;,&omega;-bis-NHS PEG, 6&nbsp; kDa, " NHS-PEG-NHS"</td><td>Rapp, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heterobifuncional &alpha;-maleimidohexanoic- &omega;-NHS PEG, 5 kDa, " Mal-PEG-NHS"</td><td>Rapp, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Molécula de sonda (polímero, lípido, etc.)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>Cantidad suficiente de placas de cristalización de vidrio con boquilla (10&nbsp; ml), placas de Petri de vidrio (500 y micro; l) y tapas de vidrio</td><td>VWR International GmbH, Alemania</td><td></td><td> &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td>Horno de laboratorio modelo UF30</td><td>Memmert, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sonicador de temperatura controlada</td><td>VWR International GmbH, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sistema de plasma "Femto", 100 W</td><td>Diener, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Una jeringa de vidrio separada para cada disolvente orgánico</td><td>VWR International GmbH, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vortex mezclador</td><td>VWR International GmbH, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubos de microcentrífuga (0,5 ml o 1,5 ml)</td><td>Pipetas Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>: 10-100 y micro; l, 50-200 y micro; l y 100-1.000&nbsp; y micro; l</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AFM con celda de fluido controlada por temperatura ( p. ej., MFP-3D con BioHeater)</td><td>Asylulm Research, Santa Bárbara</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Voladizos de SiN blando, típicamente hechos de nitruro de silicio (SiN) (constante de resorte inferior a 100 pN/nm, por ejemplo MLCT)</td><td>Bruker AXS, Santa Bárbara</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

investigando individual molécula de adhesión por espectroscopia de fuerza atómica

Investigating Single Molecule Adhesion by Atomic Force Spectroscopy

Espectroscopia de fuerza atómica es una herramienta ideal para estudiar moléculas en superficies e interfaces. Se presenta un protocolo experimental para acoplar una gran variedad de moléculas individuales de forma covalente a una punta de AFM. Al mismo tiempo la punta del AFM se pasiva para evitar interacciones no específicas entre la punta y el sustrato, que es un requisito previo para estudiar moléculas individuales unidos a la punta del AFM. Los análisis para determinar la fuerza de adhesión, la longitud de la adhesión, y la energía libre de estas moléculas en superficies sólidas y bio-interfaces son poco presentaron y se proporcionan referencias externas de lectura adicional. Moléculas ejemplo son los politirosina poli (aminoácido), polímero de injerto PI- g -PS y el Papa fosfolípido (1-palmitoil-2-oleoil- sn -glicero-3-fosfoetanolamina). Estas moléculas son desorbidos de diferentes superficies como CH 3 -SAMs, hidrógeno terminado diamante y apoyaron bicapas lipídicas en diversas condiciones de disolvente. Por último, laventajas de la fuerza espectroscópicas única molécula de experimentos se discuten incluyendo medios para decidir si realmente una sola molécula se ha estudiado en el experimento.

En lo siguiente, los resultados para el ejemplo de arriba describen moléculas, a saber, la politirosina polímeros de poli (aminoácido), polímero de injerto PI- g -PS y el Papa fosfolípido, se presentan. En primer lugar para cada ejemplo, experimentar detalles específicos de adquisición de datos y preparación de datos se proporcionan. A continuación, se muestran los resultados ejemplares para experimentos en los que estas moléculas se desorbe de diferentes superficies (CH 3 -SAMs, hidrógeno terminado ...

Se presenta un protocolo para acoplar una gran variedad de moléculas individuales covalentemente en una punta AFM. Se proporcionan procedimientos y ejemplos para determinar la fuerza de adhesión y la energía libre de estas moléculas sobre soportes sólidos y bio-interfaces.

Investigando individual molécula de adhesión por espectroscopia de fuerza atómica

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single ...

El objetivo general de este procedimiento es acoplar un solo polímero a la punta de un cantiléver de microscopía de fuerza atómica (AFM) para realizar cuatro experimentos espectroscópicos de desorción superficial con las mismas moléculas, varias veces. Esto se logra primero activando mediante plasma la superficie de la punta para formar grupos hidroxilo como segundo paso. La punta del cantiléver se silaniza con una solución ascendente que contiene amino, la cual forma grupos amino sobre la superficie de la punta.El tercer paso consiste en acoplar moléculas de polietilenglicol a los grupos amino. Estas evitan interacciones inespecíficas entre la punta y el sustrato y actúan como moléculas espaciadoras para los polímeros. Finalmente, los polímeros se conjugarán a las moléculas de polietilenglicol para formar una sonda.Las mediciones sugieren que este procedimiento permite efectivamente utilizar un mismo polímero como sonda de fuerza para un conjunto experimental completo, o de manera equivalente, para muchas centenas de curvas de fuerza-distancia. Las principales ventajas de los experimentos a nivel de molécula individual frente a los métodos de conjunto son que pueden estudiarse conformaciones raras y estados infrecuentes, que de otro modo quedarían ocultos en el promedio del conjunto. Debido a su pequeño tamaño, estos experimentos pueden compararse directamente con simulaciones de dinámica molecular.El primer paso consiste en unir covalentemente moléculas sonda a la punta del cantiléver. Comience con nitruro de silicio fresco. Utilice chips de cantiléver con una constante elástica de 10 a 100 piconewtons por nanómetro.Utilice pinzas para colocarlas sobre un portaobjetos limpio o una placa de Petri. A continuación, coloque el portaobjetos con los chips en una cámara de plasma de 100 vatios después de evacuar la cámara y purgarla con oxígeno operado a 0,25 milibares y 20 vatios durante 15 minutos. En los siguientes pasos, utilice una campana extractora para evitar la inhalación de vapores orgánicos durante el procesamiento con plasma.Prepare la silanización amino de los cantiléveres en una placa de Petri de vidrio, colocando 2,5 mililitros de la solución de ensayo. Además, prepare un recipiente que contenga acetona. Recupere los cantiléveres inmediatamente después de que finalice el procesamiento con plasma.Sumerja cada cantiléver en acetona durante un segundo y luego colóquelo en la solución Optus. Incube los cantiléveres durante 15 minutos a temperatura ambiente antes de continuar. Mientras los cantiléveres se incuban, comience la preparación para la pegilación con el fin de minimizar los efectos del agua y el aire sobre los componentes.Comience con tubos eppendorf previamente preparados, uno conteniendo m peg, NHS y el otro colorante. NHS Peg. Determine el peso del contenido de cada tubo.A continuación, trabaje con el tubo que contiene EG NHS y prepárese para agregar cloroformo. Vierta el cloroformo para obtener una concentración final de 25 milimolares y una cantidad suficiente de solución para cubrir los cantilever en pasos posteriores. Coloque el tubo en un mezclador de vórtice para asegurar que el polvo se disuelva.Coloque el tubo con el EG NHS aparte para trabajar con la dieta. PEG del NHS. Añada cloroformo para que alcance una concentración final de 0,25 milimolar.Utilice un mezclador de vórtice para asegurar que el polvo se disuelva. A continuación, mezcle las soluciones para ajustar la proporción entre las moléculas de NHS peg de la dieta y las de metil peg NHS. Esta proporción es típicamente de uno a 500.Obtenga un pequeño plato de vidrio de Petri con tapa para limitar la evaporación y llénelo con la mezcla como los cantilevers. Termine la incubación. En la solución de prueba APT, tenga dos recipientes con aproximadamente 10 mililitros de acetona y uno con cloroformo listos para enjuagarlos.Sumerja cada uno de ellos en acetona dos veces y una vez en cloroformo, y colóquelos en la solución de polietilenglicol. Tape el recipiente y mantenga las palancas en la solución. Durante una hora, prepare el acoplamiento covalente de una molécula sonda, en este caso el poliaminoácido poli de tirosina.Comience con el volumen de hidróxido de sodio un molar, disuelva en esto la molécula sonda hasta una concentración de un miligramo por mililitro. Para el poli D tirosina, sustituya el hidróxido de sodio por tampón de borato de sodio con un pH de ocho a 8,5. Utilice el tampón inmediatamente antes de la funcionalización.Mientras las palancas completan su incubación en la solución de polietilenglicol, prepare tres recipientes para enjuagarlas y un recipiente con el tampón de poli tirosina. Ocho soluciones tampón para el enjuague son cinco mililitros de cloroformo, cinco mililitros de etanol, cinco mililitros del tampón de perforación. Utilice aproximadamente 300 microlitros de la solución tampón de poli tirosina.Retire los cantiléveres y sumérjalos primero en cloroformo, luego en etanol y después en tampón bore ocho. Antes de colocarlos en la solución de poli-tirosina en tampón bore ocho. Permita que los chips de cantiléver incuben durante una hora; transcurrida esta hora, prepare aproximadamente cinco mililitros de tampón bate en un recipiente y cinco mililitros de agua ultrapura en otro para enjuagar los cantiléveres; además, tenga 20 mililitros de agua ultrapura para almacenarlos.Obtenga los cantiléveres y sumerja cada uno en tampón Boite, seguido de agua ultrapura para enjuagar. Luego, sumérjalos en agua ultrapura para su almacenamiento. Los cantiléveres ya pueden utilizarse para la adquisición de datos.Una vez que la punta de MF-A está funcionalizada y se ha preparado y montado una superficie, inicie los pasos para la adquisición de datos de MF. Primero, coloque el cantiléver funcionalizado en un portacantiléver de MF-A adecuado para mediciones en líquidos. A continuación, conecte el portacantiléver al cabezal de MF-A.Continúe vertiendo agua en la celda de fluido para sumergir el cantiléver y la superficie. Luego, baje la cabeza de microscopía de fuerza atómica (AFM) sobre la celda de líquido. Deje que el sistema alcance el equilibrio durante al menos media hora.Tras el equilibrio. Coloque el cantiléver lejos de la superficie y luego registre los espectros de ruido térmico; se requieren 10 o más espectros para obtener una relación señal-ruido suficiente que permita excluir los efectos de amortiguamiento superficial. A continuación, acérquese cuidadosamente a la superficie para realizar una medición de la sensibilidad inversa del palanca óptica.Esto implica presionar la punta del cantiléver contra una superficie dura para registrar la fuerza frente a la distancia de desplazamiento del pizo. Mida la pendiente durante el contacto e inviértala para determinar la sensibilidad inversa del palanca óptica. A continuación, utilice la sensibilidad inversa de la palanca óptica y los espectros de ruido térmico para determinar la constante elástica del cantiléver ajustando un oscilador armónico al espectro de ruido térmico.Ahora configure los parámetros adecuados para la recopilación de datos. Registre numerosas curvas de fuerza-distancia para cada condición experimental al final de la recopilación de datos. Determine nuevamente la sensibilidad y la constante del resorte para verificar la consistencia y estabilidad del sistema.Este ejemplo de un trazo de distancia forzada en rojo proviene de la retracción de poli-tirosina desde una monocapa autoensamblada de metilo en agua impura. La caída en un solo paso hasta fuerza cero indica la separación de una sola molécula. El ajuste sigmoideo se muestra en negro.La longitud de la meseta extraída y la fuerza de la meseta se indican con flechas. La velocidad de extensión y retracción del cantiléver fue de 0,5 micrómetros por segundo, y el tiempo de permanencia en la superficie fue de un segundo. Diferentes ambientes líquidos para la medición provocaron cambios en la fuerza de la meseta extraída.Estos histogramas reflejan la fuerza de meseta extraída para mediciones en agua pura y en mezclas de agua y etanol. Se registraron al menos 300 trazas de fuerza-distancia para cada solución con un mismo polímero individual. Aquí se muestran histogramas análogos para la longitud de meseta extraída en agua pura y en mezclas de agua y etanol.La adición de etanol debilita la interacción hidrofóbica entre la poli-tirosina y la superficie, lo que conduce a una fuerza de meseta más baja y a una disminución en la longitud de la meseta. Esto se resume en esta gráfica de longitud máxima de meseta frente a fuerza máxima de meseta. Una vez dominado, el protocolo de funcionalización puede realizarse en aproximadamente cuatro horas tras su desarrollo.Esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la física y la química exploraran la adhesión de infracciones de polímeros en interfaces.

investigating-single-molecule-adhesion-by-atomic-force-spectroscopy

Research

Investigación

JoVE Journal

Engineering

Ingeniería

Un ensayo para medir la frecuencia de adhesión ligando del receptor de la cinética de interacción cuando ambas moléculas están anclados en la superficie de las células que interactúan se describe. Este ensayo mecánico basado en se ejemplifica mediante la micropipeta presurizado glóbulo rojo humano como sensor de adhesión y αLβ2 integrina y la molécula de adhesión intercelular-1 como interactúan los receptores y ligandos.

Ensayo de adherencia de frecuencia para In Situ El análisis de la cinética de unión de la Cruz-Las interacciones moleculares en la interfaz célula-célula

Los celulosomas son complejos multienzimáticos diseñados para digerir la celulosa. Se utilizó SMFS basado en AFM para estudiar las propiedades mecánicas y la configuración de plegamiento de los ensamblajes de proteínas asociados al celulosoma. Presentamos un flujo de trabajo completo para la inmovilización de proteínas, la adquisición de datos y el análisis de datos para estudiar las interacciones de los complejos receptor-ligando individuales involucrados en el ensamblaje del celulosoma.

Investigación de sistemas receptores-ligandos del celulosoma con espectroscopía de fuerza de molécula única basada en AFM

La nanoscopía de sonda coloidal se puede utilizar en una variedad de campos para obtener información sobre la estabilidad física y la cinética de coagulación de los sistemas coloidales y ayudar en el descubrimiento de fármacos y las ciencias de formulación utilizando sistemas biológicos. El método descrito en este documento proporciona un medio cuantitativo y cualitativo para estudiar dichos sistemas.

El examen cuantitativo y cualitativo de las interacciones entre partículas Uso coloidal Sonda Nanoscopia

Aquí se presenta un protocolo para medir la fuerza de las interacciones entre una superficie inorgánica bien definido y, o bien péptidos o aminoácidos mediante medidas de espectroscopia de fuerza de una sola molécula usando un microscopio de fuerza atómica (AFM). La información obtenida de la medición es importante para entender mejor la interfase material peptídico-inorgánico.

Miradas en torno a las interacciones de los aminoácidos y péptidos con materiales inorgánicos Uso de una sola molécula de la Fuerza Espectroscopia

Se describen los procedimientos y estrategias para medir las propiedades mecánicas y las vías despliegue mecánicas de las moléculas de proteína sola utilizando un microscopio de fuerza atómica. También mostramos resultados representativos como referencia para la selección y justificación de las grabaciones de molécula única de proteína buena.

Espectroscopia de la fuerza de las moléculas de proteína sola utilizando un microscopio de fuerza atómica

Este protocolo describe la inmovilización covalente de las proteínas con un agente de acoplamiento de silano heterobifunctional a superficies de óxido de silicio diseñado para la espectroscopia de fuerza de fuerza atómica microscopio basado sola molécula que es ejemplificada por el interacción de RrgA (adhesina de pilus-1 punta de S. pneumoniae) con fibronectina.

Inmovilización covalente de las proteínas para la espectroscopia de fuerza sola molécula

Aquí, presentamos un protocolo para conjugar monómero proteico por enzimas formando polímero proteico con una secuencia controlada e inmovilizarlo en la superficie para estudios de espectroscopia de fuerza de una sola molécula.

Síntesis enzimática mediada por OaAEP1 e inmovilización de proteína polimerizada para espectroscopia de fuerza de una sola molécula

La unión covalente de moléculas de sonda a puntas voladizas de la microscopía de fuerza atómica (AFM) es una técnica esencial para la investigación de sus propiedades físicas. Esto nos permite determinar la fuerza de estiramiento, la fuerza de desorción y la longitud de los polímeros a través de la espectroscopia de fuerza de molécula única basada en AFM con alta reproducibilidad.

Adjunto covalente de moléculas únicas para espectroscopia de fuerza basada en AFM

La espectroscopia de fuerza de conjunto (EFS) es una técnica robusta para el despliegue mecánico y la detección en tiempo real de un conjunto de estructuras biomoleculares en campos biofísicos y biosensibles.

Espectroscopía de fuerza de conjunto por fuerzas de cizallamiento

Se describe la preparación de puntos cuánticos coloidales con un tamaño minimizado hidrodinámico para imágenes de fluorescencia de una sola molécula. En comparación con los puntos cuánticos, estas nanopartículas son similares en tamaño a las proteínas globulares y están optimizados para el brillo de una sola molécula, la estabilidad contra la fotodegradación, y la resistencia a la unión no específica a proteínas y células.

Compact Puntos Cuánticos for Imaging sola molécula

Aprende a acoplar polímeros individuales a puntas de cantilever AFM usando PEG como enlazador para espectroscopía de fuerza. Este método permite realizar múltiples experimentos de desorción superficial con la misma molécula.

Investigando individual molécula de adhesión por espectroscopia de fuerza atómica

Explorar más videos