Name: El quitosano / ARN de interferencia mediada por nanopartículas silenciamiento génico en la enfermedad vectorial larvas de mosquitos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-03-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 36 s
Description: Aprende a silenciar genes en larvas de mosquitos vectores usando nanopartículas de quitosano/ARN de interferencia. Este método permite estudiar funciones génicas mediante alimentación oral y análisis fenotípicos.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

La financiación de la Estación Experimental Agrícola de Kansas y el Centro de Genómica de Artrópodos del Estado K para KYZ apoyó el desarrollo original del silenciamiento génico mediado por quitosano/dsRNA en A. gambiae19. El trabajo de A. gambiae descrito aquí fue apoyado en parte por R01-AI095842 de NIH/NIAID a KM. El desarrollo del silenciamiento génico mediado por quitosano/siRNA en A. aegypti20,21 fue apoyado por el premio R01-AI081795 de los NIH/NIAID a MDS. El contenido de este estudio es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente las opiniones oficiales de los NIH.

1. Mosquito Especies y Crianza <ol><li> Mantener A. gambiae G3 y A. cepas aegypti Liverpool IB12 (utilizados en los estudios representativos abajo) u otras cepas de interés de acuerdo con la práctica de laboratorio estándar o como se describe previamente 23,24. </li></ol> 2. dsRNA y siRNA Diseño y Producción <ol><li> Diseño cebadores para construir plantillas de ARN de doble cadena largos específicos para el gen de interés. Utilice la herramienta de E-RNAi 25. Producir dsRNA de acuerdo con el método de elección o como se describió previamente 19. <ol><li> Para un control negativo, sintetizar dsRNA 19 correspondiente a la secuencia de la proteína fluorescente verde (GFP), β-galactosidasa (β-gal), o algún otro gen no se expresa en los mosquitos. Si así se desea, dsRNA 19 utilizado para generar los resultados representativos se resumen a continuación se puede utilizar como un control positivo. Tienda dsRNA disuelve en agua RNasa libre a -80 °; C hasta que se necesite. </li></ol></li><li> Por otra parte, el diseño de genes específicos de siRNA de acuerdo con la práctica estándar de laboratorio o como se describe anteriormente 10. Mezcle la secuencia de un siRNA desmontables para diseñar ARNsi de control negativo que no corresponde a cualquier gen de mosquitos. Compra los siRNAs personalizados, que están disponibles a través de un número de proveedores de confianza. <ol><li> Si así se desea, siRNAs 20,21 utilizado para obtener los resultados representativos se resumen a continuación se puede utilizar como controles positivos. Tienda siRNA disuelve en agua libre de ARNasa a -80 ° C hasta que se necesite. </li></ol></li></ol> 3. Preparación Chitosan / ARN de interferencia nanopartículas <ol><li> Reúna sulfato de sodio RT 100 mM pre-hechos (100 mM Na 2 SO 4 en desionizada H 2 O) y acetato de sodio 0,1 M (0,1 M NaCl 2 H 3 O 2 -0,1 M de ácido acético, pH 4,5 en desionizada H 2 O) tampones. </li><li> Disolver quitosano (≥75%desacetilada) en tampón de acetato de sodio 0,1 M para hacer 0,02% (w / v) de solución de trabajo y mantener la solución a temperatura ambiente antes de su uso. </li><li> Disolver dsRNA o siRNA en 50 l H 2 O desionizada y añadirlo al tampón de sulfato de sodio 100 mM para hacer una solución de 100 l de 32 g de dsRNA / siRNA por 100 l de sulfato de sodio 50 mM. </li><li> Añadir 100 l de solución de quitosano a la solución de dsRNA / siRNA y luego calentar la mezcla en un baño de agua a 55 ° C durante 1 min. Establecer un control mediante la adición de 100 l de sulfato de sodio 50 mM a 100 l de solución de quitosano y seguir el mismo procedimiento. </li><li> Mezclar las soluciones inmediatamente durante 30 segundos mediante agitación de alta velocidad a temperatura ambiente para facilitar la formación de nanopartículas. </li><li> Centrifugar la mezcla a 13.000 xg durante 10 min a TA, después de lo cual un pellet debe ser visible. Transferir el sobrenadante a un nuevo tubo de 1,5 ml. El aire seco de la pastilla para ≈10 min a RT antes de usarla para preparar la comida de los mosquitos. </li><li> MEDIDA la concentración de dsRNA / siRNA en el sobrenadante utilizando el sobrenadante de la control (ver 3.5) como un blanco para calcular la cantidad total de dsRNA / siRNA que permaneció en el sobrenadante. Utilice la diferencia entre las cantidades de partida de dsRNA / siRNA y las cantidades restantes en los sobrenadantes para calcular el porcentaje de dsRNA / siRNA atrapado en las nanopartículas. Esta eficiencia de carga es normalmente más del 90%. </li><li> Repita el mismo procedimiento si se necesitan más nanopartículas. Utilice las nanopartículas secas inmediatamente. El impacto de almacenamiento en frío de partículas antes de su uso no ha sido evaluada. </li></ol> 4. Preparación Mosquito Alimentos que contienen quitosano / ARN de interferencia Nanopartículas <ol><li> Prepare 1 ml de una solución de agarosa al 2% (w / v) en agua desionizada, fundir la agarosa, y mantener la solución de agarosa fundida en un baño de 55 ° C el agua antes de su uso. </li><li> Mezclar alimentos en escamas de pescado (47% de proteína cruda, min. 10% de grasa cruda, max. De fibra cruda 3%) y levadura seca en unarelación de 2: 1 (w / w). Triturar la mezcla de pequeñas partículas con un mortero (transitable a través Nº 50 EE.UU. tamiz de prueba estándar). Utilice la comida suelo, que debe ser de color marrón, ya sea inmediatamente o almacenarlo en un contenedor sellado a 4 ° C durante varias semanas. </li><li> En un tubo de 1,5 ml, mezclar 6 mg de alimentos suelo con las nanopartículas secas de la Sección 3.7 con un palillo. </li><li> Añadir 30 l de solución de gel de agarosa al 2% pre-fundida a la mezcla de nanopartículas de alimentos; revuelva inmediatamente ya fondo mediante el uso de una punta de un palillo o una pipeta. </li><li> Utilice el gel que contiene alimentos y nanopartículas para alimentar a las larvas de mosquitos inmediatamente. Alternativamente, una vez que el gel se solidificó completamente a TA, almacenar el gel a 4 ° C y utilizar el día siguiente, o a -80 ° C para su uso posterior. </li></ol> 5. La alimentación de larvas de mosquitos con alimentos que contengan quitosano / ARN de interferencia Nanopartículas <ol><li> Alimentación A. gambiae larvas de mosquitos: <ol><li> Retirar un SIpellet gel ngle del tubo de 1,5 ml con un palillo y lo dividirá en 6 rebanadas iguales utilizando una hoja de afeitar limpia o palillo de dientes. </li><li> Transferencia de 20 larvas de tercer instar a un plato de Petri de 500 ml que contiene 100 ml de agua desionizada. </li><li> Alimentar a las larvas de mosquito mediante la adición de una rebanada de la pastilla de gel (finamente picado en trozos más pequeños) por placa de Petri de una vez al día durante cuatro días. Asegúrese de observar las larvas se alimentan de la pastilla, que debería ser significativamente reducida en tamaño o completamente ausentes por el día siguiente. Después de un tiempo, los mosquitos se convertirán en larvas de cuarto instar tarde. </li><li> Grabe los cambios fenotípicos visibles durante el experimento. Examinar los niveles de transcripción y otros cambios fenotípicos como se discutió en la sección 6 al final del período de cuatro días. </li></ol></li><li> Alimentación A. aegypti larvas: <ol><li> Cortar el pellet gel en 6 rebanadas iguales utilizando una hoja de afeitar limpia o un palillo. </li><li> Coloque 50-sincronizado edad de 24 horas después de la eclosión del huevo filarvas de instar primero en una placa de Petri en ≈40 ml de agua desionizada. </li><li> Las larvas se alimentan un corte por placa de Petri durante 4 horas / día, a continuación, transferir las larvas de nuevo a la dieta de las larvas regular de 2: 1 de tierra, alimentos en escamas de pescado y levadura seca para el resto del día. Repita el procedimiento diario a través de los cuatro estadios larvales. </li><li> Examinar los niveles de transcripción y otros cambios fenotípicos como se discutió en la sección 6 en los puntos de tiempo de desarrollo deseados. </li></ol></li></ol> 6. Confirmación del gen Desmontables <ol><li> Relativo cuantificación transcripción de QRT-PCR en A. aegypti y A. gambiae larvas. <ol><li> Realizar y analizar los ensayos de qRT-PCR con tres réplicas biológicas en al menos 10 de control agrupada vs. larvas experimental como se describe 11,19,20, o de acuerdo con el procedimiento estándar de laboratorio. Los resultados representativos se incluyen a continuación. </li><li> Para el análisis de una parte particular del tipo de tejido / cuerpo (es decir., El cerebro o antena), perform QRT-PCR como se describe en 6.1.1 después de la disección para recuperar el tejido de interés (por ejemplo, ver Mysore et al. 21). </li></ol></li><li> Confirmación de caída por hibridación in situ <ol><li> Sintetizar antisentido digoxigenina-etiquetados y sentir ribosondas de control de acuerdo con la práctica estándar de laboratorio o como se describe 26. </li><li> Ejecutar la hibridación in situ por el protocolo Haugen et al. 27 para la confirmación de caída como se describió anteriormente 11,20 y discutido en la sección de resultados representativos a continuación. </li></ol></li><li> Confirmación de caída por inmunohistoquímica <ol><li> Si se dispone de anticuerpos contra el producto proteico del gen objetivo, realizar inmunohistoquímica como se ha descrito previamente 28, que facilita la identificación de los individuos con los mayores niveles de caída para el análisis de fenotipo 20 como se ejemplifica en la representative resultados sección de abajo. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Malaria. , World Health Organization. 
 
 <a target="_blank" href="http://www.who.int/topics/malaria/en">http://www.who.int/topics/malaria/en</a> (2014).</li>
<li>Dengue. , Malaria Centers for Disease Control and Prevention. 
 
 <a target="_blank" href="http://www.cdc.gov/dengue/">http://www.cdc.gov/dengue/</a> (2014).</li>
<li>Knipling, E. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+control+of+insects+of+public+health+importance%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+the+World+Health+Organization%22%5BJournal%5D)">Genetic control of insects of public health importance.</a> Bulletin of the World Health Organization. 38 (3), 421-438 (1968).</li>
<li>Fu, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Female-specific+flightless+phenotype+for+mosquito+control%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Female-specific flightless phenotype for mosquito control.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (10), 4550-4554 (2010).</li>
<li>Wise de Valdez, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+elimination+of+dengue+vector+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Genetic elimination of dengue vector mosquitoes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (12), 4772-4775 (2011).</li>
<li>Harris, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+suppression+of+a+field+mosquito+population+by+sustained+release+of+engineered+male+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Successful suppression of a field mosquito population by sustained release of engineered male mosquitoes.</a> Nature Biotechnology. 30 (9), 828-830 (2012).</li>
<li>Fire, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potent+and+specific+genetic+interference+by+double-stranded+RNA+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans.</a> Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).</li>
<li>Yu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+dsRNA+for+RNAi+in+insects%3A+an+overview+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+science%22%5BJournal%5D)">Delivery of dsRNA for RNAi in insects: an overview and future directions.</a> Insect science. 20 (1), 4-14 (2013).</li>
<li>Zhang, H., Li, H. C., Feasibility Miao, X. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((limitation+and+possible+solutions+of+RNAi-based+technology+for+insect+pest+control%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+science%22%5BJournal%5D)">limitation and possible solutions of RNAi-based technology for insect pest control.</a> Insect science. 20 (1), 15-30 (2013).</li>
<li>Clemons, A., Haugen, M., Severson, D. W., Duman-Scheel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+analysis+of+genes+in+Aedes+aegypti+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">Functional analysis of genes in Aedes aegypti embryos.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2010 (10), (2010).</li>
<li>Clemons, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((siRNA-mediated+gene+targeting+in+Aedes+aegypti+embryos+reveals+that+frazzled+regulates+vector+mosquito+CNS+development%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">siRNA-mediated gene targeting in Aedes aegypti embryos reveals that frazzled regulates vector mosquito CNS development.</a> PLoS One. 6 (1), e16730(2011).</li>
<li>Haugen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Semaphorin-1a+is+required+for+Aedes+aegypti+embryonic+nerve+cord+development%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Semaphorin-1a is required for Aedes aegypti embryonic nerve cord development.</a> PLoS One. 6 (6), e21694(2011).</li>
<li>Nguyen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+genetic+characterization+of+salivary+gland+development+in+Aedes+aegypti%5BTitle%5D)+AND+%22EvoDevo%22%5BJournal%5D)">Functional genetic characterization of salivary gland development in Aedes aegypti.</a> EvoDevo. 4 (1), 9(2013).</li>
<li>Sarro, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Requirement+for+commissureless2+function+during+dipteran+insect+nerve+cord+development%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+dynamics%3A+an+official+publication+of+the+American+Association+of+Anatomists%22%5BJournal%5D)">Requirement for commissureless2 function during dipteran insect nerve cord development.</a> Developmental dynamics: an official publication of the American Association of Anatomists. 242 (12), 1466-1477 (2013).</li>
<li>Singh, A. D., Wong, S., Ryan, C. P., Whyard, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral+delivery+of+double-stranded+RNA+in+larvae+of+the+yellow+fever+mosquito%2C+Aedes+aegypti%3A+implications+for+pest+mosquito+control%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Oral delivery of double-stranded RNA in larvae of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti: implications for pest mosquito control.</a> J Insect Sci. 13, 69(2013).</li>
<li>Lopez-Martinez, G., Meuti, M., Denlinger, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rehydration+driven+RNAi%3A+a+novel+approach+for+effectively+delivering+dsRNA+to+mosquito+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+medical+entomology%22%5BJournal%5D)">Rehydration driven RNAi: a novel approach for effectively delivering dsRNA to mosquito larvae.</a> Journal of medical entomology. 49 (1), 215-218 (2012).</li>
<li>Scott, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+the+elements+of+successful+insect+RNAi%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+insect+physiology%22%5BJournal%5D)">Towards the elements of successful insect RNAi.</a> Journal of insect physiology. 59 (12), 1212-1221 (2013).</li>
<li>Coy, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+silencing+in+adult+Aedes+aegypti+mosquitoes+through+oral+delivery+of+double-stranded+RNA%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Entomol%22%5BJournal%5D)">Gene silencing in adult Aedes aegypti mosquitoes through oral delivery of double-stranded RNA.</a> J Appl Entomol. 136 (10), 741-748 (2012).</li>
<li>Zhang, X., Zhang, J., Zhu, K. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chitosan%2Fdouble-stranded+RNA+nanoparticle-mediated+RNA+interference+to+silence+chitin+synthase+genes+through+larval+feeding+in+the+African+malaria+mosquito+%28Anopheles+gambiae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+molecular+biology%22%5BJournal%5D)">Chitosan/double-stranded RNA nanoparticle-mediated RNA interference to silence chitin synthase genes through larval feeding in the African malaria mosquito (Anopheles gambiae).</a> Insect molecular biology. 19 (5), 683-693 (2010).</li>
<li>Mysore, K., Flannery, E. M., Tomchaney, M., Severson, D. W., Duman-Scheel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+Aedes+aegypti+olfactory+system+development+through+chitosan%2FsiRNA+nanoparticle+targeting+of+semaphorin-1a%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+neglected+tropical+diseases%22%5BJournal%5D)">Disruption of Aedes aegypti olfactory system development through chitosan/siRNA nanoparticle targeting of semaphorin-1a.</a> PLoS neglected tropical diseases. 7 (5), e2215(2013).</li>
<li>Mysore, K., Andrews, E., Li, P., Duman-Scheel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chitosan%2FsiRNA+nanoparticle+targeting+demonstrates+a+requirement+for+single-minded+during+larval+and+pupal+olfactory+system+development+of+the+vector+mosquito+Aedes+aegypti%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+developmental+biology%22%5BJournal%5D)">Chitosan/siRNA nanoparticle targeting demonstrates a requirement for single-minded during larval and pupal olfactory system development of the vector mosquito Aedes aegypti.</a> BMC developmental biology. 14 (1), 9(2014).</li>
<li>Dass, C. R., Choong, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chitosan-mediated+orally+delivered+nucleic+acids%3A+a+gutful+of+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+drug+targeting%22%5BJournal%5D)">Chitosan-mediated orally delivered nucleic acids: a gutful of gene therapy.</a> Journal of drug targeting. 16 (4), 257-261 (2008).</li>
<li>An, C., Budd, A., Kanost, M. R., Michel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+regulatory+unit+that+controls+melanization+and+affects+longevity+of+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+molecular+life+sciences+%3A+CMLS%22%5BJournal%5D)">Characterization of a regulatory unit that controls melanization and affects longevity of mosquitoes.</a> Cellular and molecular life sciences : CMLS. 68 (11), 1929-1939 (2011).</li>
<li>Clemons, A., Mori, A., Haugen, M., Severson, D. W., Duman-Scheel, M. Culturing and egg collection of Aedes aegypti. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aClemons%2C+A+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22">Cold Spring Harb Protoc</a>. 2010 (10), (2010).</li>
<li>Horn, T., Boutros, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((E-RNAi%3A+a+web+application+for+the+multi-species+design+of+RNAi+reagents--2010+update%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+acids+research%22%5BJournal%5D)">E-RNAi: a web application for the multi-species design of RNAi reagents--2010 update.</a> Nucleic acids research. 38, W332-W339 (2010).</li>
<li>Patel, N. H. Ch. 19. In situ hybridization to whole mount Drosophila embryos. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPatel%2C+NH+%22A+laboratory+guide+to+RNA%3A+Isolation%2C+Analysis%2C+and+Synthesis%22">A laboratory guide to RNA: Isolation, Analysis, and Synthesis</a>. PA, K. rieg , Wiley-Liss. (1996).</li>
<li>Haugen, M., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHaugen%2C+M+%22Whole-mount+in+situ+hybridization+for+analysis+of+gene+expression+during+Aedes+aegypti+development%22">Whole-mount in situ hybridization for analysis of gene expression during Aedes aegypti development</a>. 2010 (10), Cold Spring Harb Protoc. (2010).</li>
<li>Clemons, A., Flannery, E., Kast, K., Severson, D. W., Duman-Scheel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunohistochemical+analysis+of+protein+expression+during+Aedes+aegypti+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harb+Protoc%22%5BJournal%5D)">Immunohistochemical analysis of protein expression during Aedes aegypti development.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2010 (10), (1101).</li>
<li>Rund, S. S., Hou, T. Y., Ward, S. M., Collins, F. H., Duffield, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+profiling+of+diel+and+circadian+gene+expression+in+the+malaria+vector+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Genome-wide profiling of diel and circadian gene expression in the malaria vector Anopheles gambiae.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (32), E421-E430 (2011).</li>
<li>Gaj, T., Gersbach, C. A., Barbas, C. F. 3rd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ZFN%2C+TALEN%2C+CRISPR%2FCas-based+methods+for+genome+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+biotechnology%22%5BJournal%5D)">ZFN, TALEN, CRISPR/Cas-based methods for genome engineering.</a> Trends in biotechnology. 31 (7), 397-405 (2013).</li>
<li>Aryan, A., Myles, K. M., Adelman, Z. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+genome+editing+in+Aedes+aegypti+using+TALENs%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Targeted genome editing in Aedes aegypti using TALENs.</a> Methods. 69 (1), 38-45 (2014).</li>
<li>Sarathi, M., Simon, M. C., Venkatesan, C., Hameed, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral+administration+of+bacterially+expressed+VP28dsRNA+to+protect+Penaeus+monodon+from+white+spot+syndrome+virus%5BTitle%5D)+AND+%22Mar+Biotechnol+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Oral administration of bacterially expressed VP28dsRNA to protect Penaeus monodon from white spot syndrome virus.</a> Mar Biotechnol (NY). 10 (3), 242-249 (2008).</li>
<li>He, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+nanoparticle+delivered+dsRNA+toward+genetic+control+of+insect+pests%29%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Mater%22%5BJournal%5D)">Fluorescent nanoparticle delivered dsRNA toward genetic control of insect pests).</a> Adv Mater. 25 (33), 4580-4584 (2013).</li>
<li>Giljohann, D. A., Seferos, D. S., Prigodich, A. E., Patel, P. C., Mirkin, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+regulation+with+polyvalent+siRNA-nanoparticle+conjugates%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Gene regulation with polyvalent siRNA-nanoparticle conjugates.</a> Journal of the American Chemical Society. 131 (6), 2072-2073 (2009).</li>
<li>Davis, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+RNAi+in+humans+from+systemically+administered+siRNA+via+targeted+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Evidence of RNAi in humans from systemically administered siRNA via targeted nanoparticles.</a> Nature. 464 (7921), 1067-1070 (2010).</li>
<li>Molinaro, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyethylenimine+and+chitosan+carriers+for+the+delivery+of+RNA+interference+effectors%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+opinion+on+drug+delivery%22%5BJournal%5D)">Polyethylenimine and chitosan carriers for the delivery of RNA interference effectors.</a> Expert opinion on drug delivery. 10 (12), 1653-1668 (2013).</li>
<li>Singha, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polymers+in+small-interfering+RNA+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+acid+therapeutics%22%5BJournal%5D)">Polymers in small-interfering RNA delivery.</a> Nucleic acid therapeutics. 21 (3), 133-148 (2011).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El / interferir metodología de nanopartículas de quitosano ARN descrito en este documento se ha utilizado para dirigir eficazmente genes durante el desarrollo larval en A. gambiae (Figuras 2, 3) y A. aegypti (Figuras 4, 5, 6, los cuadros 1, 2). Nanopartículas de quitosano pueden ser preparadas con cualquiera de largo dsRNA o siRNA, ambos de los cuales se han utilizado con éxito en los mosquitos como se evidencia por los resultados representativos descritos en el presen...

Los mosquitos se alimentan de sangre de vectores de los géneros anofelinos y Aedine transmiten agentes patógenos responsables de varios de los peores flagelos de la humanidad. Se estima que unos 3,4 mil millones de personas están en riesgo de contraer la malaria, que es responsable de más de medio millón de muertes al año en todo el mundo. Resultados de la malaria de la infección por Plasmodium sp. Parásitos, que se transmiten al ser humano por la picadura de mosquitos infectados del género Anopheles, incluyendo el vector africano director Anopheles gambiae ( <a href="http://www.who.int/topics/malaria/en/">http://www.who.int/topics/malaria/en/</a> , 2014) 1. Aedes aegypti es el mosquito vector primario para el virus del dengue, que causa la fiebre del dengue, una enfermedad febril inespecífica que es la enfermedad por arbovirus más extendida e importante en el mundo. El virus del dengue es actualmente una amenaza a&gt; 2,5 mil millones de personas en los trópicos, con una inciden anualce de aproximadamente 50 millones de casos con resultado de ~ 24.000 muertes al año ( <a href="http://www.cdc.gov/dengue/">http://www.cdc.gov/dengue/</a> , 2014) 2. A pesar del impacto mundial devastadora de enfermedades transmitidas por mosquitos en la salud humana, medio eficaz de prevención y tratamiento de estas enfermedades son escasas. El control de mosquitos es actualmente el mejor método de prevención de enfermedades. El potencial para el control de enfermedades transmitidas por artrópodos por la manipulación genética de los insectos vectores ha sido reconocido por más de cuatro décadas 3. Cepas transgénicas de A. aegypti diseñados para tener un volador fenotipo femenino específico represible han hecho recientemente la posibilidad de utilizar las estrategias de control de vectores transgénicos una realidad 4-6. Estos avances han desafiado a los investigadores a identificar dianas genéticas novedosas para el control de vectores y otros medios de manipulación de genes en función de los mosquitos vectores. La alteración de la expresión génica durante el desarrollo, como fue el caso en las mujeres no volador mosquitos 4, puede promover el esclarecimiento de las estrategias de control de vectores novedosos. Sin embargo, en gran parte debido a las dificultades técnicas, las funciones de muy pocos genes se han caracterizado durante el desarrollo de A. gambiae, A. aegypti, o de otras especies de mosquitos. Desde su descubrimiento en C. elegans 7, RNA de interferencia (RNAi), que se conserva en los animales, plantas y microorganismos, se ha utilizado ampliamente para estudios genéticos funcionales en una amplia variedad de organismos, incluyendo insectos 8,9. La vía de RNAi se inicia por Dicer, que escinde largo dsRNA en 20-25 siRNAs cortos-nucleótidos de largo que funcionan como ARN de interferencia específico de secuencia. genes silencio siRNAs que son complementarias en la secuencia mediante la promoción de rotación de transcripción, escote, y la interrupción de la traducción 9. Largas moléculas de dsRNA (típicamente 300-600 pb) o siRNAs personalizadas dirigidas a una particulasecuencia r se puede utilizar en el laboratorio de investigación para silenciar cualquier gen de interés. Mediante la gestión de ARN de interferencia cuando se entrega, los investigadores pueden controlar el tiempo en el que el silenciamiento de genes iniciados. Esta ventaja es útil, ya que se puede utilizar para superar retos como la letalidad del desarrollo o la esterilidad, lo que puede dificultar la producción y mantenimiento de cepas con mutaciones hereditarias, un proceso costoso y laborioso que aún no está disponible en todas las especies de insectos. Aunque el grado de silenciamiento génico por RNAi puede variar de un gen a gen, tejido a tejido, y un animal a otro, RNAi es ampliamente utilizado para el análisis funcional de los genes en los mosquitos y otros insectos 8,9. Tres estrategias de entrega de interferencia de ARN se han utilizado en los mosquitos: la microinyección, la aplicación de remojo / tópica, y la ingestión. Para una historia detallada y comparación del uso de estas tres técnicas en los insectos, consulte Yu et al 8. We han utilizado con éxito microinyección 10 como un medio de entrega de siRNAs para dirigir genes de desarrollo en A. aegypti embriones, larvas y pupas 11-14. Sin embargo, esta estrategia de prestación de mano de obra intensiva requiere tanto una configuración de microinyección y una mano experta. Por otra parte, la microinyección es estresante para el organismo, un factor de confusión, en particular cuando se evaluarán fenotipos conductuales. Por último, la entrega microinyección no puede extenderse al campo para el control de vectores. Como alternativa, empapando el organismo en interferir solución de ARN también se ha convertido en un medio popular para inducir el silenciamiento de genes, ya que es conveniente y requiere poco equipo o el trabajo. El remojo principalmente se ha aplicado en la línea celular de insecto estudia 8, pero en un estudio reciente, desmontables se logró en A. aegypti sumerge en una solución de dsRNA 15, que los animales parecían estar ingerir. Sin embargo, para los estudios con análisis de múltiples Experimentagrupos l o fenotipos, remojo es bastante costoso. López-Martínez et al. 16 describe la rehidratación impulsado RNAi, un nuevo enfoque para la entrega de ARN de interferencia que implica la deshidratación en solución salina y la rehidratación con una sola gota de agua que contiene ARN de interferencia. Este enfoque no corta los costos asociados con la inmersión de animal completo, pero es más caro que la microinyección y puede ser limitada en su aplicación a las especies que pueden tolerar altas presiones osmóticas. Por otra parte, es difícil imaginar cómo la inmersión o la metodología de inmersión / rehidratación deshidratación podrían ser adaptados para el control de vectores en el campo. Por estas razones, para estudios post-embrionarias, la entrega de ARN de interferencia con los alimentos ingeridos es una estrategia alternativa viable. Aunque las estrategias basadas en la ingestión no funcionan en todas las especies de insectos, tal vez sobre todo Drosophila melanogaster, la administración oral de ARN de interferencia se mezcla con los alimentos ha promovido si genlencing en una variedad de insectos 8,17, incluyendo A. aegypti adultos 18. Describimos quitosano nanopartículas mediada RNAi en A. larvas gambiae 19 y se han aplicado con éxito este enfoque para la reducción de la expresión de genes en A. Aegypti 20,21. Aquí, la metodología para este procedimiento RNAi, que implica el atrapamiento del ARN de interferencia por el quitosano polímero, es detallada. Chitosan / interferencia de ARN nanopartículas están formadas por autoensamblaje de policationes con ARN de interferencia a través de las fuerzas electrostáticas entre las cargas positivas de los grupos amino en el quitosán y las cargas negativas llevadas por los grupos fosfato en la cadena principal de ARN de interferencia 19. El procedimiento descrito es compatible con las moléculas de ARN de doble cadena larga (en adelante como dsRNA) o doble cadena siRNA (en lo sucesivo, siRNA). Después de la síntesis, quitosano / interferencia nanopartículas de ARN se mezclan con el alimento de las larvas y se entregan alarvas a través de la ingestión oral. Esta metodología es relativamente barato, requiere poco equipo y mano de obra 19, y facilita el análisis de alto rendimiento de múltiples fenotipos, incluyendo el análisis de los comportamientos de 20,21. Esta metodología, que puede ser adaptado para estudios de silenciamiento de genes en otros insectos, incluyendo otros vectores de enfermedades y plagas de insectos agrícolas, lo que potencialmente podría ser utilizado para el silenciamiento de genes en una variedad de otras especies animales. Además, el quitosano, un polímero barato, no tóxico y biodegradable 22, lo que potencialmente podría ser utilizado en el campo para el control de mosquitos específico de la especie.

<table><tbody><tr><td>0,02 ml pipeman</td><td>Rainin</td><td>PR20</td><td>para la resuspensión de ARN interferente</td></tr><tr><td>0,2 ml pipeman</td><td>Rainin</td><td>PR200</td><td>para la resuspensión de ARN interferente y preparación de ARN/nanopartículas interferentes</td></tr><tr><td>0,5 ml tubo graduado&nbsp;</td><td>Fischer Scientific</td><td>05-408-120</td><td>para la alícuota de ARN interferente resuspendido</td></tr><tr><td>1 ml pipeta</td><td>Rainin</td><td>PR1000</td><td>para la resuspensión de ARN interferente y preparación de ARN interferente/nanopartículas</td></tr><tr><td>1,5 ml tubo graduado&nbsp;</td><td>Fischer Scientific</td><td>05-408-046</td><td>para la preparación de ARN/nanopartículas interferentes</td></tr><tr><td>Acetato de sodio 1M, pH 4,5</td><td>TEKnova</td><td>S0299</td><td>para preparar tampón de acetato de sodio</td></tr><tr><td>Ácido acético, AIRSTAR. ACS, USP, FCC Grado</td><td>BDH</td><td>VWR BDH3092-500MLP</td><td>para preparar tampón de acetato de sodio</td></tr><tr><td>Agarosa Grado de Tecnología Genética MP</td><td>Biomedicals LLC.</td><td>800668</td> para recubrir la centrífuga de <td>ARN/nanopartículas interferentes preparadas</td></tr><tr><td></td><td>Eppendorf AG</td><td>5415D</td><td>para pellets de ARN/nanopartículas de interferencia</td></tr><tr><td>quitosano, de conchas de camarón</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3646-25G</td><td>para combinar con ARN interferente para la preparación de ARN/nanopartículas interferentes</td></tr><tr><td>Levadura seca</td><td>Universal Food Corp</td><td>NA</td><td>para preparar alimento para larvas de mosquitos con ARN interferente/ nanopartículas</td></tr><tr><td>Herramienta E-RNAi</td><td>Centro Alemán de Investigación del Cáncer</td><td>NA</td><td>para el diseño de dsRNA; http://www.dkfz.de/signaling/e-rnai3// alimento para</td></tr> <tr><td>peces dorados</td><td>Wardley</td><td>Goldfish FLAKE FOOD</td><td>para preparar alimento para larvas de mosquitos con ARN/nanopartículas que interfieren</td></tr><tr><td>Baño de agua calentado</td><td>Thermo Scientific</td><td>51221048</td><td>para calentar el ARN/nanopartículas interferentes a 55oC</td></tr><tr><td>Hielo</td><td>no aplicable</td> no <td>aplicable</td><td>para la descongelación de ARN interferente y la preparación de ARN/nanopartículas</td></tr><tr> interferentes<td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td>Cubo de hielo</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-591-44</td><td>para el almacenamiento de hielo utilizado durante el procedimiento,</td></tr><tr><td>polvo de hígado</td><td>MP Biomedicals LLC.</td><td>900396</td><td>para alimentar a las larvas de mosquitos después de la interferencia con el tratamiento de ARN/nanopartículas</td></tr><tr><td>Horno</td><td>de microondas Una variedad de proveedores</td><td>no aplicable</td><td>para preparar solución de agarosa al 2%</td></tr><tr><td>Petrid (100 x 15 mm)</td><td>Fischer Scientific</td><td>875713</td><td>la cámara de alimentación de ARN/nanopartículas interferentes para larvas</td></tr><tr><td>Medidor de pH</td><td>Mettler Toledo</td><td>S220</td><td>para la preparación de tampones</td></tr><tr><td>Cuchilla de afeitar</td><td>Fischer Scientific</td><td>12-640</td><td>para dividir el ARN interferente/pellet de nanopartículas para la alimentación</td></tr><tr><td>siRNA</td><td>Thermo Scientific/Dharmacon</td><td>personalizado</td><td>para la preparación de siRNA/nanopartículas</td></tr><tr><td>Sulfato de sodio, anhidro (Na2SO4)</td><td>BDH/distribuido por VWR</td><td>VWR BDH0302-500G</td><td>para preparar una solución de sulfato de sodio de 50 mM en la que se </td></tr><tr><td>Termómetro</td><td>resuspendido VWR</td><td>61066-046</td><td>para medir la temperatura del baño</td></tr> de <tr><td>agua Palillos-dientes</td><td>VWR</td><td>470146-908</td><td>para agitar durante la preparación de alimentos de ARN/nanopartículas de interferencia y el corte de gel de pellets</td></tr><tr><td>Congelador ultrabajo</td> Una <td>variedad de proveedores</td><td>no aplicable</td><td>para el almacenamiento de alícuotas de ARN interferente y ARN/nanopartículas interferentes a -80oC</td></tr><tr><td>Mezclador de vórtice</td><td>Fischer Scientific</td><td>02-216-108</td><td>para la preparación de quitosano/ARN interferente</td></tr><tr><td>Papel de peso</td><td>Fischer Scientific NC9798735</td><td></td><td>para dividir la pelletización de ARN/nanopartículas interferentes para la alimentación</td></tr></tbody></table>

el quitosano / arn de interferencia mediada por nanopartículas silenciamiento génico en la enfermedad vectorial larvas de mosquitos

Chitosan/Interfering RNA Nanoparticle Mediated Gene Silencing in Disease Vector Mosquito Larvae

Mosquitos vectores infligen más sufrimiento humano que cualquier otro organismo - y matan a más de un millón de personas cada año. Los proyectos del genoma del mosquito facilitaron la investigación en nuevas facetas de la biología de los mosquitos, incluidos estudios genéticos funcionales en el principal vector de la malaria Anopheles gambiae africana y el dengue y la fiebre amarilla vector Aedes aegypti. ARN de interferencias (RNAi-) mediada por el silenciamiento de genes se ha utilizado para dirigir genes de interés en ambas de estas especies de mosquitos vectores de enfermedades. Aquí se describe un procedimiento para la preparación de quitosano / interferir nanopartículas de ARN que se combinan con los alimentos y ingeridos por las larvas. Este técnicamente sencilla, de alto rendimiento, y la metodología relativamente barato, que es compatible con una larga ARN de doble cadena (dsRNA) o pequeños ARN de interferencia (siRNA) moléculas, se ha utilizado para la caída con éxito de un número de diferentes genes en A. gambiae y A. aegyptilarvas. Siguiendo la alimentación de larvas, desmontables, que se verifica a través de QRT-PCR o hibridación in situ, pueden persistir por lo menos a través de la fase de pupa tarde. Esta metodología puede ser aplicable a una amplia variedad de mosquitos y otras especies de insectos, incluyendo las plagas agrícolas, así como otros organismos no modelo. Además de su utilidad en el laboratorio de investigación, en el futuro, quitosano, un polímero barato, no tóxico y biodegradable, podría potencialmente ser utilizada en el campo.

<html> A. gambiae: Nanopartículas de quitosano / dsRNA se forman debido a la interacción electrostática entre los grupos amino de quitosano y los grupos fosfato de dsRNA. La eficiencia de la incorporación de dsRNA en nanopartículas es usualmente por encima de 90%, medido por el agotamiento de dsRNA de la solución. Imágenes de microscopía de fuerza atómica muestran que el quitosano-dsRNA promedios de tamaño de partícula 140 nm de diámetro, que van desde 100 hasta 200 ...

Aquí se describe un procedimiento para inhibir la función génica en los mosquitos vectores de enfermedades mediante el uso de quitosano / interferir nanopartículas de ARN que son ingeridas por las larvas.

El quitosano / ARN de interferencia mediada por nanopartículas silenciamiento génico en la enfermedad vectorial larvas de mosquitos

Vector mosquitoes inflict more human suffering than any other organism&#8212;and kill more than one million people each year. The mosquito genome projects ...

El objetivo general de este procedimiento es diseñar y utilizar nanopartículas de ARN interferente tussin para estudios de silenciamiento génico en larvas de mosquito. Esto se logra primero preparando nanopartículas de ARN interferente tussin mediante la combinación de quitina y ARN interferente, seguido de calentamiento, vortexado y centrifugación. El siguiente objetivo consiste en mezclar las nanopartículas con alimento para larvas y aros para preparar gránulos en gel que contengan alimento y nanopartículas.El alimento en forma de nanopartículas se administra a las larvas de mosquito y se observa la alimentación de las larvas con el comprimido, seguida finalmente por la verificación del silenciamiento génico mediante reacción en cadena de la polimerasa cuantitativa en tiempo real o mediante ensayos de hibridación en dos híbridos. Pueden examinarse los fenotipos por pérdida de función.Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de investigación de mosquitos vectores. Por ejemplo, lo hemos utilizado para estudiar las funciones de genes durante el desarrollo del sistema olfativo, el intestino medio y otros tejidos de importancia vectorial. Las principales ventaj

chitosaninterfering-rna-nanoparticle-mediated-gene-silencing-disease

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Invertir enfoques genéticos han demostrado ser extremadamente útil para determinar qué genes de resistencia a patógenos vector subyacente en los mosquitos. Este protocolo de vídeo ilustra un método usado por el laboratorio Dimopoulos para inyectar dsRNA en los mosquitos Anopheles gambiae, que albergan el parásito de la malaria. La técnica de la manipulación de la configuración de la inyección y la inyección de dsRNA en el tórax se ilustra.

Protocolo para ensayos de RNAi en mosquitos adultos (A. gambiae)

En este protocolo se combinan RNAi mediada por silenciamiento de los genes con...

RNAi mediada por Gene y Derribo<em&gt; En Vivo</em&gt; Ensayo de diuresis en Mujeres Adultas<em&gt; Aedes aegypti</em&gt; Los mosquitos

Fuente: Liu, P., et al. Uso de un densovirus recombinante de mosquito como vector de entrega de genes para el análisis funcional de genes en larvas de mosquito. J. Vis. Exp. (2017)Este video demuestra el uso de densovirus de mosquito recombinantes que codifican microARN para silenciar genes específicos en larvas de mosquito. Las larvas de primer estadio infectadas producen microARN funcionales que suprimen la expresión del gen diana para estudios posteriores.

Silenciamiento génico mediado por densovirus recombinante en larvas de mosquito

La interferencia de ARN (ARNi) es una herramienta extremadamente valiosa para descubrir la función de los genes. Sin embargo, la capacidad de dirigirse a genes utilizando ARNi durante las etapas preadultas es limitada en el principal vector de la malaria humana, Anopheles gambiae. Describimos un protocolo de ARNi para reducir la función génica mediante inyección directa durante el desarrollo de la pupa.

RNAi gatillo en la entrega<em&gt; Anopheles gambiae</em&gt; Las pupas

Este artículo muestra nuevas técnicas desarrolladas para la entrega oral de ARN bicatenario (dsRNA) a través de los tejidos vasculares de las plantas para ARN de interferencia (ARNi) en la savia del floema insectos.

Double-stranded RNA Oral entrega métodos para inducir la interferencia de ARN en floema e insectos Hemipteran alimentación planta de sap

Este protocolo describe una metodología de microinyección que hemos estandarizado y utilizado durante varios años a entregar cantidades específicas de ácidos nucleicos directamente a la hemolinfa de los mosquitos y las moscas de casa. Este protocolo da lugar a mortalidad mínima inyección y permite dosis correlacionadas medidas de fecundidad.

DsRNA reproducible microinyección y bioensayo de oviposición de mosquitos y moscas de la casa

La administración oral de dsRNA producido por bacterias, un método de administración para la interferencia de ARN (RNAi) que se usa rutinariamente en Caenorhabditis elegans, se aplicó con éxito aquí a mosquitos adultos. Nuestro método permite estudios robustos de genética inversa y estudios de vectores que bloquean la transmisión sin el uso de inyección.

Administración efectiva de ARN oral de interferencia (ARNi) a mosquitos adultos Anopheles gambiae

Aquí se presenta un protocolo para la administración de nanopartículas de quitosano/dsRNA en larvas de gusano de seda Bombyx mori para inducir el silenciamiento génico a través de la ingestión.

Interferencia de ARN larvario en el gusano de seda Bombyx mori a través de la entrega de nanopartículas de quitosano/dsRNA

Descripción de un virus inducida por silenciamiento génico (VIGS) método de derribo de la expresión génica...

Inducida por el virus de silenciamiento génico (VIGS) en Nicotiana benthamiana Y tomate

El retículo endoplasmático juega un papel clave en la biogénesis de proteínas y en la homeostasis del calcio. Hemos establecido un sistema experimental que nos permite abordar el papel de los canales de Ca2 + de fugas y para caracterizar sus mecanismos de regulación putativo. Este sistema consiste en el silenciamiento de genes mediada por siRNA y de células vivas imágenes de Ca2 +.

Imágenes en vivo del calcio celular combinado con el silenciamiento de genes mediada por siRNA Identifica Ca 2 + Canales de fugas en la membrana del ER y sus mecanismos de regulación

Aprende a silenciar genes en larvas de mosquitos vectores usando nanopartículas de quitosano/ARN de interferencia. Este método permite estudiar funciones génicas mediante alimentación oral y análisis fenotípicos.

El quitosano / ARN de interferencia mediada por nanopartículas silenciamiento génico en la enfermedad vectorial larvas de mosquitos (Video) | JoVE Journal

El quitosano / ARN de interferencia mediada por nanopartículas silenciamiento génico en la enfermedad vectorial larvas de mosquitos

Explorar más videos