Name: El uso de Chironomidae (Diptera) en superficie flotante pupal Exuviae como Protocolo Bioassessment rápida para las Masas de Agua (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 27 s
Description: Aprende técnicas de recolección y procesamiento de exuvias de pupas flotantes de Chironomidae para evaluar la calidad del agua. Este método eficiente permite identificar especies y monitorear ecosistemas acuáticos de forma económica.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los fondos para componer y publicar este artículo fue proporcionada a través de múltiples subvenciones y contratos con el Grupo de Investigación Chironomidae (LC Ferrington, Jr., PI) en el Departamento de Entomología de la Universidad de Minnesota. Gracias a Nathan Roberts para compartir fotografías del trabajo de campo utilizados como figuras en el vídeo asociado con este manuscrito.

1. Preparación de Suministros Colección de campo <ol><li> Determinar el número de muestras SFPE que deben ser recogidos en base al diseño del estudio y adquieren un frasco de la muestra (por ejemplo, 60 ml) para cada muestra. </li><li> Preparar dos etiquetas de fecha y localidad de cada frasco de muestra. Coloque uno en el interior y fijar el otro a la parte exterior del recipiente. Asegúrese de que cada etiqueta la fecha y localidad incluye la siguiente información: país, estado, condado, ciudad, cuerpo de agua, coordenadas GPS, la fecha y nombre de la persona (s) recoger la muestra. </li><li> Reúna otros materiales y equipos (véase la Tabla de Materiales Específicos / Equipo) específicos. </li></ol> 2. Colección Campo <ol><li> Mantenga una bandeja larval en una mano y un tamiz en la otra. Sumerja la bandeja de larvas en el agua donde SFPE acumular (por ejemplo, las acumulaciones de espuma, ganchos, vegetación emergente, escombros, de vuelta remolinos, ya lo largo de los bordes de banco) (Figura 2A), permiten water, exuviae, y escombros para entrar en la bandeja larval, y vierta este material a través del tamiz. Si el muestreo en un sistema lótica, comienza en el extremo de aguas abajo del alcance de la muestra y funciona aguas arriba (Figura 2B). Si el muestreo en un sistema lénticos, comience por la costa a sotavento. <ol><li> Repita el paso 2.1 durante 10 minutos (o según se defina lo contrario para un régimen de muestreo específico) dentro de cada muestra de alcance predefinido (típicamente 100 a 200 m de las muestras obtenidas de los arroyos, pero depende de la superficie total del sitio de monitoreo acuático); moverse entre las áreas de acumulación SFPE según sea apropiado. </li></ol></li><li> Concentrar los desechos en un área del tamiz utilizando una jeringa llena de agua desde el sitio de la muestra y transferir cuidadosamente la muestra SFPE para pre-marcado tarro de muestra con la ayuda de unas pinzas y una corriente de etanol a partir de una botella con atomizador. Llene el tarro de la muestra con etanol. </li><li> Repetir los pasos 2.1 a 2.2 para todas las muestras. </li></ol> Picking 3. Muestra NOTA: El resto de este protocolo se refiere a una submuestra SFPE 300 y puede necesitar ser modificado para otros tamaños submuestra. Ver 9 directrices submuestreo y frecuencia de muestreo y de Bouchard Ferrington para adaptar métodos SFPE para cumplir con las metas y los recursos específicos de estudiar. <ol><li> Asignar un vial de 1 copita para cada muestra SFPE; preparar una etiqueta de fecha y localidad para colocar dentro de cada vial y llenar el vial ¾ de su capacidad con etanol. </li><li> Retire la tapa del frasco de la muestra correspondiente y comprobar exuviae pupa adjunto. Enjuague suavemente contenidos fuera de la tapa en una placa de Petri utilizando una jeringa llena de etanol. Localice y retire la etiqueta de la parte interior de la jarra de la muestra utilizando pinzas y suavemente enjuague contenidos fuera de la etiqueta en la placa de Petri. Conjunto de etiquetas de lado. </li><li> Transferir el contenido de la jarra de muestra en una bandeja larval, aclarando con etanol para asegurar que no SFPE permanecen en el frasco de muestra. Transferir una porción de la exuviae pupa, residebido, y etanol a partir de la bandeja a la placa de Petri. Asegúrese de que la muestra se cubre en etanol. </li><li> Coloque la placa de Petri con un microscopio estéreo. Explorar sistemáticamente el contenido de la cápsula de Petri para exuviae pupa. Elige las exuviae pupa desde el plato con unas pinzas y el lugar en el vial. No recoger especímenes que se rompen (es decir, no tener por lo menos la mitad del cefalotórax y el abdomen), secos, o comprimido para evitar problemas de identificación posteriores. NOTA: Identificación de especies a menudo requiere que la totalidad de la muestra está presente, aunque en algunos casos, la identificación a nivel de género puede ser posible con muestras parciales. <ol><li> Plato remolino y escanear para exuviae adicional de pupa, incluyendo cualquier que podría ser pegado a los lados del plato, así como, las muestras pequeñas y translúcidas que pueden no haber ser detectado inicialmente. Repita hasta dos exploraciones consecutivas no muestran exuviae pupa adicional. </li></ol></li><li> Repita los pasos 3,3 y3,4 hasta que todos o 300 exuviae pupa se han recogido. Cuando 300 exuviae pupal han sido recogidos, devuelva el residuo de la placa de Petri a la bandeja larval y enjuagar la placa de Petri con etanol. A continuación, transferir el residuo de la bandeja de larvas al tarro de la muestra vacía, agregue la etiqueta de fecha y localidad, y poner la tapa en el frasco. Retener o disponer de los residuos de acuerdo con los protocolos específicos del proyecto. </li></ol> 4. Muestra Clasificación <ol><li> Vierta todo recogió exuviae pupal del vial etiquetado en una placa de Petri llena con suficiente etanol para cubrir sólo especímenes. </li><li> Bajo un microscopio estereoscópico, muestras separadas en grupos morfológicos distintos (es decir, morfotaxa) y colocan cada morfogénero en forma separada unos frascos etiquetados llenan 3/4 º completa con etanol. <ol><li> Utilizar las características morfológicas externas para separar morfotaxa quironómidos. Por ejemplo, desde el cefalotórax, utilizar diferencias en la presencia, tamaño, forma, ycoloración de los tubérculos cefálicos, verrugas frontales, setas frontal y cuerno torácico. Desde el abdomen, utilice espinas, hookrows, piel de zapa, setas y las estribaciones de los segmentos abdominales, además de los lóbulos anales para la separación morfotaxa (Figura 4A). Ver Ferrington, et al. 5, Sæther 26, Pinder y Reiss 27 para las descripciones y figuras de características morfológicas adicionales. </li><li> Utilice etanol adicional si especímenes comienzan a secarse. </li></ol></li></ol> 5. Deslice montaje <ol><li> Llenar un pocillo de una placa de múltiples pocillos para cada morfogénero con etanol al 95%. <ol><li> Coloca múltiples representaciones (por ejemplo, 25% del total) de cada morfogénero a diapositiva montada en pocillos individuales de la placa. Permitir que los especímenes se sienten en bien durante al menos 10 minutos para deshidratar suficientemente. </li></ol></li><li> Diapositivas de la etiqueta con sitio apropiado, recolección y informati identificaciónen (Figura 3). </li><li> Lugar de diapositivas en el microscopio estéreo. NOTA: Una plantilla de la diapositiva pegada al escenario es útil para la colocación consistente. </li><li> Coloque una gota de Euparal en la diapositiva; difundir la Euparal de manera que se aproxima el tamaño del cubreobjetos. Utilice una ventilación adecuada cuando se trabaja con Euparal. NOTA: Use una ventilación adecuada cuando se trabaja con Euparal. </li><li> Insertar un representante de la primera morfogénero en el Euparal utilizando fórceps. NOTA: Para anular el exceso de etanol a partir de la muestra, usando unas pinzas, golpee suavemente la muestra de laboratorio se limpia antes de incrustarlo en Euparal. </li><li> Separar la cephalothorax desde el abdomen utilizando pinzas de punta fina y / o sondas de disección (Figura 4A). <ol><li> Dividir la cephalothorax a lo largo de la sutura ecdisial (Figura 4B) y abra la cephalothorax modo que los bordes de sutura están en lados opuestos (Figura 4C). </li><li> Oriente la cephalothorax de manera que la parte ventral es hacia arriba (Figura 4C). </li><li> Coloque la parte dorsal del abdomen hasta; colocar inmediatamente debajo del cefalotórax (Figura 4C). </li></ol></li><li> Coloque un cubreobjetos sobre la muestra. Mantenga cubreobjetos en un ángulo, con un borde de tocar la diapositiva, y luego baja lentamente y colocar el cubreobjetos para reducir la formación de burbujas de aire. Presione ligeramente el cubreobjetos para aplanar la muestra. </li><li> Repita los pasos 5.3 a través de 5.7 para todas las muestras deshidratadas. </li></ol> 6. Género identificación <ol><li> Determinar género de muestras de diapositivas montadas utilizando un microscopio compuesto. Identificar especímenes al género usando las teclas y diagnósticos en Wiederholm 28 y Ferrington, et al. 5. Si es necesario, confirmar la identificación a nivel de familia usando Ferrington, et al. 5. NOTA: Se han producido numerosas descripciones genéricas y revisiones desde Wiederholm 28 y Ferrington,et al. 5, por lo tanto, estas teclas y diagnósticos son incompletos y deben ser complementados con la literatura primaria. </li></ol>

<ol><li>Southerland, M. T., Stribling, J. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSoutherland%2C+MT+%22Biological+Assessment+and+Criteria%3A+Tools+for+Water+Resource+Planning+and+Decision+Making%22">Biological Assessment and Criteria: Tools for Water Resource Planning and Decision Making</a>. Davis, W. S., Simon, T. P. , Lewis Publishers. 81-96 (1995).</li>
<li>Merritt, R. W., Cummins, K. W., Resh, V. H., Batzer, D. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMerritt%2C+RW+%22An+Introduction+to+the+Aquatic+Insects+of+North+America%22">An Introduction to the Aquatic Insects of North America</a>. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Berg, M. B. , 4th edition, Kendall/Hunt Publishing Company. 15-37 (2008).</li>
<li>Ferrington, L. C., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerrington%2C+LC+%22Sediment+and+Stream+Water+Quality+in+a+Changing+Environment%3A+Trends+and+Explanation%22">Sediment and Stream Water Quality in a Changing Environment: Trends and Explanation</a>. , International Association of Hydrological Sciences Press. 181-190 (1991).</li>
<li>Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerrington%2C+LC+%22Freshwater+Animal+Diversity+Assessment+in+Hydrobiology%22">Freshwater Animal Diversity Assessment in Hydrobiology</a>. Balian, E. V., Lévêque, C., Segers, H., Martens, K. , Springer. Netherlands. 447-455 (2008).</li>
<li>Ferrington, L. C., Berg, M. B., Coffman, W. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerrington%2C+LC+%22An+Introduction+to+the+Aquatic+Insects+of+North+America%22">An Introduction to the Aquatic Insects of North America</a>. Merritt, R. W., Cummins, K. W., Berg, M. B. , 4th ed, Kendall/Hunt Publishing Company. 847-989 (2008).</li>
<li>Armitage, P. D., Cranston, P. S., Pinder, L. C. V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aArmitage%2C+PD+%22The+Chironomidae%3A+Biology+and+Ecology+of+Non-Biting+Midges%22">The Chironomidae: Biology and Ecology of Non-Biting Midges</a>. 572, Chapman & Hall. (1995).</li>
<li>Coffman, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+Flow+in+a+Woodland+Stream+Ecosystem%3A+II.+The+Taxonomic+Composition+of+the+Chironomidae+as+Determined+by+the+Collection+of+Pupal+Exuviae%5BTitle%5D)+AND+%22Archiv+fur+Hydrobiologie%22%5BJournal%5D)">Energy Flow in a Woodland Stream Ecosystem: II. The Taxonomic Composition of the Chironomidae as Determined by the Collection of Pupal Exuviae.</a> Archiv fur Hydrobiologie. 71, 281-322 (1973).</li>
<li>Anderson, A. M., Ferrington, L. C. Proceedings of 18th International Symposium on Chironomidae on Fauna norvegica. Ekrem, T., Stur, E., Aagaard, K. 31, (2011).</li>
<li>Bouchard, R. W., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Effects+of+Subsampling+and+Sampling+Frequency+on+the+Use+of+Surface-Floating+Pupal+Exuviae+to+Measure+Chironomidae+%28Diptera%29+Communities+in+Wadeable+Temperate+Streams%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Monitoring+and+Assessment%22%5BJournal%5D)">The Effects of Subsampling and Sampling Frequency on the Use of Surface-Floating Pupal Exuviae to Measure Chironomidae (Diptera) Communities in Wadeable Temperate Streams.</a> Environmental Monitoring and Assessment. 181, 205-223 (2011).</li>
<li>Wilson, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+the+Effect+of+Sewage+Effluent+on+the+Oxford+Canal+Using+Chironomid+Pupal+Exuviae%5BTitle%5D)+AND+%22Water+and+Environment+Journal%22%5BJournal%5D)">Monitoring the Effect of Sewage Effluent on the Oxford Canal Using Chironomid Pupal Exuviae.</a> Water and Environment Journal. 8, 171-182 (1994).</li>
<li>Wentsel, R., McIntosh, A., McCafferty, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergence+of+the+Midge+Chironomus+tentans+when+Exposed+to+Heavy+Metal+Contaminated+Sediment%5BTitle%5D)+AND+%22Hydrobiologia%22%5BJournal%5D)">Emergence of the Midge Chironomus tentans when Exposed to Heavy Metal Contaminated Sediment.</a> Hydrobiologia. 57, 195-196 (1978).</li>
<li>Thienemann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Das+Sammeln+von+Puppenh%C3%A4uten+der+Chironomiden.+Eine+Bitte+um+Mitarbeit%5BTitle%5D)+AND+%22Archiv+fur+Hydrobiologie%22%5BJournal%5D)">Das Sammeln von Puppenhäuten der Chironomiden. Eine Bitte um Mitarbeit.</a> Archiv fur Hydrobiologie. 6, 213-214 (1910).</li>
<li>Anderson, A. M., Kranzfelder, P., Egan, A. T., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survey+of+Neotropical+Chironomidae+%28Diptera%29+on+San+Salvador+Island%2C+Bahamas%5BTitle%5D)+AND+%22Florida+Entomologist%22%5BJournal%5D)">Survey of Neotropical Chironomidae (Diptera) on San Salvador Island, Bahamas.</a> Florida Entomologist. 97, 304-308 (2014).</li>
<li>Coffman, W. P., de la Rosa, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taxonomic+Composition+and+Temporal+Organization+of+Tropical+and+Temperate+Assemblages+of+Lotic+Chironomidae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Kansas+Entomological+Society%22%5BJournal%5D)">Taxonomic Composition and Temporal Organization of Tropical and Temperate Assemblages of Lotic Chironomidae.</a> Journal of the Kansas Entomological Society. 71, 388-406 (1998).</li>
<li>Brundin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transantarctic+Relationships+and+their+Significance%2C+as+Evidenced+by+Chironomid+Midges.+With+a+Monograph+of+the+Subfamilies+Podonominae+and+Aphroteniinae+and+the+Austral+Heptagyiae%5BTitle%5D)+AND+%22+Svenska+Vetenskapsakademiens+Handlingar%22%5BJournal%5D)">Transantarctic Relationships and their Significance, as Evidenced by Chironomid Midges. With a Monograph of the Subfamilies Podonominae and Aphroteniinae and the Austral Heptagyiae.</a> Svenska Vetenskapsakademiens Handlingar. 11, 1-472 (1966).</li>
<li>Anderson, A. M., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistance+and+Resilience+of+Winter-Emerging+Chironomidae+%28Diptera%29+to+a+Flood+Event%3A+Implications+for+Minnesota+Trout+Streams%5BTitle%5D)+AND+%22Hydrobiologia%22%5BJournal%5D)">Resistance and Resilience of Winter-Emerging Chironomidae (Diptera) to a Flood Event: Implications for Minnesota Trout Streams.</a> Hydrobiologia. 707, 59-71 (2012).</li>
<li>Anderson, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFerrington%2C+LC+%22Contributions+to+the+Systematics+and+Ecology+of+Aquatic+Diptera-A+Tribute+to+Ole+A.+Saether%22">Contributions to the Systematics and Ecology of Aquatic Diptera-A Tribute to Ole A. Saether</a>. , Caddis Press. 99-105 (2007).</li>
<li>Bouchard, R. W., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Winter+Growth%2C+Development%2C+and+Emergence+of+Diamesa+mendotae+%28Diptera%3A+Chironomidae%29+in+Minnesota+Streams%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Entomology%22%5BJournal%5D)">Winter Growth, Development, and Emergence of Diamesa mendotae (Diptera: Chironomidae) in Minnesota Streams.</a> Environmental Entomology. 38, 250-259 (2009).</li>
<li>Hardwick, R. A., Cooper, P. D., Cranston, P. S., Humphrey, C. L., Dostine, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+and+Temporal+Distribution+Pattens+of+Drifting+Pupal+Exuviae+of+Chironomidae+%28Diptera%29+in+Streams+of+Tropical+Northern+Australia.+%5BTitle%5D)+AND+%22Freshwater+Biology%22%5BJournal%5D)">Spatial and Temporal Distribution Pattens of Drifting Pupal Exuviae of Chironomidae (Diptera) in Streams of Tropical Northern Australia. </a> Freshwater Biology. 34, 569-578 (1995).</li>
<li>Wilson, R. S., Bright, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Use+of+Chironomid+Pupal+Exuviae+for+Characterizing+Streams%5BTitle%5D)+AND+%22Freshwater+Biology%22%5BJournal%5D)">The Use of Chironomid Pupal Exuviae for Characterizing Streams.</a> Freshwater Biology. 3, 283-302 (1973).</li>
<li>Raunio, J., Paavola, R., Muotka, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Emergence+Phenology%2C+Taxa+Tolerances+and+Taxonomic+Resolution+on+the+Use+of+the+Chironomid+Pupal+Exuvial+Technique+in+River+Biomonitoring%5BTitle%5D)+AND+%22Freshwater+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of Emergence Phenology, Taxa Tolerances and Taxonomic Resolution on the Use of the Chironomid Pupal Exuvial Technique in River Biomonitoring.</a> Freshwater Biology. 52, 165-176 (2007).</li>
<li>Ruse, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lake+Acidification+Assessed+using+Chironomid+Pupal+Exuviae%5BTitle%5D)+AND+%22Fundamental+and+Applied+Limnology%22%5BJournal%5D)">Lake Acidification Assessed using Chironomid Pupal Exuviae.</a> Fundamental and Applied Limnology. 178, 267-286 (2011).</li>
<li>Rufer, M. R., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sampling+Frequency+Required+for+Chironomid+Community+Resolution+in+Urban+Lakes+with+Contrasting+Trophic+States%5BTitle%5D)+AND+%22Boletim+do+Museu+Municipal+do+Funchal+%28Hist%C3%B3ria+Natural%29+Supplement%22%5BJournal%5D)">Sampling Frequency Required for Chironomid Community Resolution in Urban Lakes with Contrasting Trophic States.</a> Boletim do Museu Municipal do Funchal (História Natural) Supplement. 13, 77-84 (2008).</li>
<li>CEN. 15196, European Committee for Standardization. Brussels. 1-13 (2006).</li>
<li>Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collection+and+Identification+of+Surface+Floating+Pupal+Exuviae+of+Chironomidae+for+Use+in+Studies+of+Surface+Water+Quality%5BTitle%5D)+AND+%22Standard+Operating+Procedure+No.+FW+130A%22%5BJournal%5D)">Collection and Identification of Surface Floating Pupal Exuviae of Chironomidae for Use in Studies of Surface Water Quality.</a> Standard Operating Procedure No. FW 130A. , (1987).</li>
<li>Saither, O. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glossary+of+Chironomid+Morphology+Terminology+%28Chironomidae+Diptera%29%5BTitle%5D)+AND+%22Entomologica+Scandinavica+Supplement%22%5BJournal%5D)">Glossary of Chironomid Morphology Terminology (Chironomidae Diptera).</a> Entomologica Scandinavica Supplement. 14, 51(1980).</li>
<li>Pinder, L. C. V., Reiss, F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPinder%2C+LCV+%22Chironomidae+of+the+Holarctic+region.+Keys+and+Diagnoses+Part+2.+Pupa%22">Chironomidae of the Holarctic region. Keys and Diagnoses Part 2. Pupa</a>. Wiederholm, T. 28, Entomologica Scandinavica Supplement. 299-456 (1986).</li>
<li>Wiederholm, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWiederholm%2C+T+%22Chironomidae+of+the+Holarctic+region+-+Keys+and+Diagnoses%2C+Part+2%2C+Pupae%22">Chironomidae of the Holarctic region - Keys and Diagnoses, Part 2, Pupae</a>. 28, Entomologica Scandinavica Supplement. (1989).</li>
<li>Merritt, R. W., Webb, D. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMerritt%2C+RW+%22An+Introduction+to+the+Aquatic+Insects+of+North+America%22">An Introduction to the Aquatic Insects of North America</a>. , 4th edition, Kendall/Hunt Publishing Company. (2008).</li>
<li>Wilson, R. S., Ruse, L. P., Sutcliffe, D. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWilson%2C+RS+%22A+Guide+to+the+Identification+of+Genera+of+Chironomid+Pupal+Exuviae+Occurring+in+Britain+and+Ireland+%28including+Common+Genera+from+Northern+Europe%29+and+Their+Use+in+Monitoring+Lotic+and+Lentic+Fresh+Waters%22">A Guide to the Identification of Genera of Chironomid Pupal Exuviae Occurring in Britain and Ireland (including Common Genera from Northern Europe) and Their Use in Monitoring Lotic and Lentic Fresh Waters</a>. , Freshwater Biological Association. (2005).</li>
<li>Egan, A. T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Communities+in+Freshwater+Coastal+Rock+Pools+of+Lake+Superior%2C+with+a+Focus+on+Chironomidae+%28Diptera%29%22">Communities in Freshwater Coastal Rock Pools of Lake Superior, with a Focus on Chironomidae (Diptera)</a>. , University of Minnesota. (2014).</li>
<li>Raunio, J., Heino, J., Paasivirta, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-Biting+Midges+in+Biodiversity+Conservation+and+Environmental+Assessment%3A+Findings+from+Boreal+Freshwater+Ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Ecological+Indicators%22%5BJournal%5D)">Non-Biting Midges in Biodiversity Conservation and Environmental Assessment: Findings from Boreal Freshwater Ecosystems.</a> Ecological Indicators. 11, 1057-1064 (2011).</li>
<li>Kavanaugh, R. G., Egan, A. T., Ferrington, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+affecting+decomposition+rates+of+chironomid+%28Diptera%29+pupal+exuviae%5BTitle%5D)+AND+%22Chironomus%3A+Newsletter+on+Chironomidae+Research%22%5BJournal%5D)">Factors affecting decomposition rates of chironomid (Diptera) pupal exuviae.</a> Chironomus: Newsletter on Chironomidae Research. 27, 16-24 (2014).</li>
<li>Anderson, A. M., Stur, E., Ekrem, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+Morphological+Methods+Reveal+Cryptic+Diversity+and+Three+New+Species+of+Nearctic+Micropsectra+%28Diptera%3A+Chironomidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Freshwater+Science%22%5BJournal%5D)">Molecular and Morphological Methods Reveal Cryptic Diversity and Three New Species of Nearctic Micropsectra (Diptera: Chironomidae).</a> Freshwater Science. 32, 892-921 (2013).</li>
<li>Ekrem, T., Willassen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+Tanytarsini+Relationships+%28Diptera%3A+Chironomidae%29+using+Mitochondrial+COII+Gene+Sequences%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Systematics+%26+Evolution%22%5BJournal%5D)">Exploring Tanytarsini Relationships (Diptera: Chironomidae) using Mitochondrial COII Gene Sequences.</a> Insect Systematics & Evolution. 35, 263-276 (2004).</li>
<li>Ekrem, T., Willassen, E., Stur, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Comprehensive+DNA+Sequence+Library+is+Essential+for+Identification+with+DNA+Barcodes%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Phylogenetics+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">A Comprehensive DNA Sequence Library is Essential for Identification with DNA Barcodes.</a> Molecular Phylogenetics and Evolution. 43, 530-542 (2007).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Los pasos más críticos para el éxito de la colección SFPE muestra, selección, clasificación, montaje de diapositivas, y la identificación son: (1) las zonas de alta acumulación SFPE dentro del área de estudio localizar durante la recolección de campo (Figura 2); (2) explorar lentamente el contenido de la placa de Petri para la detección de todos SFPE durante muestra de picking; (3) el desarrollo de la destreza manual necesaria para diseccionar el cephalothorax desde el abdomen durante el montaje <strong...

Programas de monitoreo biológico, que utilizan organismos vivos para evaluar la salud del medio ambiente, a menudo se utilizan para evaluar la calidad del agua o monitorear el éxito de los programas de restauración de los ecosistemas. Protocolos Bioevaluación rápidos (RBP) utilizando ensambles de macroinvertebrados bentónicos han sido populares entre los organismos de los recursos hídricos del estado desde 1989 1. Los métodos tradicionales de muestreo de macroinvertebrados bentónicos de las prácticas comerciales restrictivas, como el dip-net, Surber sampler, y Hess sampler 2, puede ser tiempo- lento, caro, y sólo podrán medir los conjuntos de un particular, microhábitat 3. Un RBP eficiente, alternativa para la generación de información biológica sobre un cuerpo de agua en particular implica colección de Chironomidae exuviae pupa-flotante de superficie (SFPE) 3. El Chironomidae (Insecta: Diptera), conocido comúnmente como mosquitos no pican, son moscas holometabolous que ocurren típicamente en ambientes acuáticos antes de emerger como adultos<html> 60; en la superficie del agua. La familia de quironómidos es rico en especies, con aproximadamente 5.000 especies descritas en el mundo; Sin embargo, se estima que hasta 20.000 especies de existir 4. Quironómidos son útiles en la documentación de agua y la calidad del hábitat en muchos ecosistemas acuáticos debido a su alta diversidad y los niveles de tolerancia de contaminación variables 5. Además, a menudo son los macroinvertebrados bentónicos más abundantes y generalizadas en los sistemas acuáticos, por lo general representan el 50% o más de las especies en la comunidad 5,6. A raíz de la emergencia del adulto terrestre, la exuviae pupa (fundido de la piel de pupa) permanece flotando en la superficie del agua (Figura 1). Exuviae pupa se acumulan a lo largo de los bancos o detrás de las obstrucciones a través de la acción de la corriente de viento o agua y se pueden recoger con facilidad y rapidez para dar una muestra completa de especies quironómidos que han surgido durante el 24-48 hr anterior 7. ntent &quot;&gt; La abundancia relativa y la composición taxonómica de recogida SFPE refleja la calidad del agua, teniendo en cuenta que algunas especies son muy tolerantes a la contaminación, mientras que otros son muy sensibles 5 El método SFPE tiene muchas ventajas sobre las técnicas de muestreo de larvas de quironómidos tradicionales, incluyendo:. (1) mínimo , en su caso, la perturbación del hábitat se produce en un área de muestreo, (2) las muestras no se centran en la recogida de los organismos vivos, sino más bien la piel no vivos, por lo que la trayectoria de la dinámica de la comunidad no se ve afectada; (3) la identificación a nivel de género, y a menudo las especies, es relativamente fácil dado claves y descripciones 3 apropiadas; (4) la recogida, el procesamiento y la identificación de las muestras es eficiente y económica en comparación con los métodos de muestreo tradicionales 3,8,9; (5) exuviae acumulados representan taxones que se han originado a partir de una amplia gama de microhábitats 10, (6) el método es aplicable en casi todos los ambientes acuáticos, incluyendo arroyos y ríos, estuarios, lakes, estanques, piscinas de roca, y humedales; y (7) SFPE tal vez sea un indicador más sensible de la salud del ecosistema, ya que representan las personas que han completado todas las etapas inmaduras y surgido con éxito como adultos 11. El método SFPE no es un nuevo enfoque para la recopilación de información sobre las comunidades quironómidos. El uso de SFPE fue sugerido por primera vez por Thienemann 12 en el año 1900. Una variedad de estudios han utilizado SFPE para las encuestas taxonómicos (por ejemplo, 13-15), la biodiversidad y los estudios ecológicos (por ejemplo, 7,16-19), y las evaluaciones biológicas (por ejemplo, 20-22). Además, algunos estudios han abordado diferentes aspectos del diseño de la muestra, tamaño de la muestra, y el número de eventos de muestra requeridos para alcanzar diferentes niveles de detección de especies o géneros (por ejemplo, 8,9,23). Estos estudios indican que relativamente altos porcentajes de especies o géneros pueden ser detectados con effor moderadat o gastos asociados con el procesamiento de la muestra. Por ejemplo, Anderson y Ferrington 8 determinaron que en base a una submuestra de 100 cargos, se requiere 1/3 menos tiempo para recoger muestras SFPE comparación con sumergir-net muestras. Otro estudio determinó que las muestras 3-4 SFPE podrían ser ordenados e identificados para cada muestra por inmersión en red y que las muestras SFPE fueron más eficientes que las muestras por inmersión en red en especies como la detección de la riqueza de especies aumentó 3. Por ejemplo, en sitios con riqueza de especies valores de 15 a 16 especies, la eficiencia dip-neto medio fue del 45,7%, mientras que las muestras SFPE eran 97,8% de eficiencia 3. Es importante destacar que el método SFPE ha sido estandarizado en la Unión Europea 24 (conocido como técnica de exuviae pupal quironómidos (CPET)) y América del Norte 25 para la evaluación ecológica, pero el método no se ha descrito en detalle. Una aplicación de la metodología SFPE fue descrito por Ferrington, et al. <shasta&gt; 3; sin embargo, el objetivo principal de este estudio fue evaluar la eficiencia, eficacia y economía del procedimiento de SFPE. El propósito de este trabajo es describir todas las etapas del procedimiento SFPE en detalle, incluyendo la recogida de muestras, procesamiento de laboratorio, el montaje de diapositivas, y la identificación de género. El público objetivo incluye a los estudiantes de postgrado, investigadores y profesionales interesados ​​en la expansión de los esfuerzos tradicionales de monitoreo de calidad del agua en sus estudios.

<table><tbody><tr><td>Etanol</td><td>Fisher Scientific S25309B</td><td>&nbsp;</td><td>70-95%</td></tr><tr><td>Botellas de lavado de plástico</td><td>Fisher Scientific</td><td>0340923B</td><td></td></tr><tr><td>Frasco de muestras</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333510B</td><td>Vidrio o plástico, se recomiendan 60 ml</td></tr><tr><td>Tamiz de prueba</td><td>Advantech</td><td>120SS12F</td><td>Tamaño de malla de 125 micras</td></tr><tr><td>Bandeja para larvas</td><td>BioQuip</td><td>5524</td> Blanco <td></td></tr><tr><td>Microscopio estereoscópico</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Viales de vidrio</td><td>Fisher Scientific</td><td>0333926B</td> Gotero de plástico de <td>tamaño 1 dram</td></tr><tr><td></td><td>Thermo Scientific</td><td></td><td>1371110 30 a 35 gotas/mL</td></tr><tr><td>Pinzas finas</td><td>BioQuip</td><td>4524</td><td>#5</td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>Carolina</td><td>741158</td><td>Vidrio o plástico</td></tr><tr><td>Placa multipocillo</td><td>Thermo Scientific</td><td>144530</td><td>Vidrio o plástico</td></tr><tr><td>Microportaobjetos de vidrio</td><td>Thermo Scientific 3010002</td><td></td><td>3 x 1 pulg.</td></tr><tr><td>Cubrevidrios</td><td>Thermo Scientific</td><td>12-519-21G Medio de</td> montaje <td>Euparal circular o cuadrado</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>BioQuip</td><td>6372B</td><td></td></tr><tr><td>Bolígrafo Pigma</td><td>BioQuip</td><td>1154F Negro</td><td></td></tr><tr><td>Sonda</td><td>BioQuip</td><td>4751</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly-Clark Professional&trade;</td><td>34120</td><td></td></tr></tbody></table>

el uso de chironomidae (diptera) en superficie flotante pupal exuviae como protocolo bioassessment rápida para las masas de agua

Use of Chironomidae (Diptera) Surface-Floating Pupal Exuviae as a Rapid Bioassessment Protocol for Water Bodies

Protocolos Bioevaluación rápidos utilizando ensambles de macroinvertebrados bentónicos se han utilizado con éxito para evaluar los impactos humanos sobre la calidad del agua. Desafortunadamente, los métodos de muestreo tradicionales bentónicos larvales, como el dip-red, puede llevar mucho tiempo y es caro. Un protocolo alternativo implica colección de Chironomidae exuviae pupa-flotante de superficie (SFPE). Chironomidae es una familia rica en especies de moscas (Diptera) cuyas etapas inmaduras suelen ocurrir en los hábitats acuáticos. Quironómidos adultas emergen del agua, dejando su piel pupa o exuviae, flotando en la superficie del agua. Exuviae menudo se acumulan a lo largo de los bancos o detrás de obstrucciones por la acción de la corriente de viento o el agua, donde pueden ser recogidos para evaluar la diversidad y riqueza de quironómidos. Quironómidos pueden ser utilizados como indicadores biológicos importantes, ya que algunas especies son más tolerantes a la contaminación que otros. Por lo tanto, la abundancia y composición de especies relativa de recogida SFPE reflejanlos cambios en la calidad del agua. Aquí, los métodos asociados con la recolección de campo, procesamiento de laboratorio, el montaje de diapositivas, y la identificación de quironómidos SFPE se describen en detalle. Ventajas del método SFPE incluyen perturbación mínima en un área de muestreo, recogida de muestras eficaz y económica y el procesamiento de laboratorio, la facilidad de identificación, aplicabilidad en casi todos los ambientes acuáticos, y una medida potencialmente más sensible de estrés ecosistema. Las limitaciones incluyen la incapacidad para determinar el uso microhabitat larval y la incapacidad para identificar exuviae pupal a las especies si no se han asociado con los hombres adultos.

La Figura 1 ilustra el ciclo de vida de quironómidos; estados inmaduros (huevo, larva, pupa) normalmente tienen lugar en, o estrechamente relacionados con, un ambiente acuático. Al término de la etapa de la vida de las larvas, la larva construye un refugio en forma de tubo y se une con las secreciones de seda al sustrato circundante y la pupación se produce. Una vez que el adulto en desarrollo ha madurado, la pupa se libera y nada hacia la superficie del agua, donde el adulto puede emerger de la pupa ex...

Los protocolos de bioevaluación rápida que utilizan macroinvertebrados bentónicos se utilizan a menudo para monitorear y evaluar la calidad del agua. Un protocolo eficiente involucra colecciones de exuvias de pupas flotantes en la superficie de Chironomidae (SFPE). Aquí, se describen las técnicas para la recolección de campo, el procesamiento de laboratorio, el montaje de portaobjetos y la identificación de Chironomidae SFPE.

El uso de Chironomidae (Diptera) en superficie flotante pupal Exuviae como Protocolo Bioassessment rápida para las Masas de Agua

Rapid bioassessment protocols using benthic macroinvertebrate assemblages have been successfully used to assess human impacts on water quality. ...

El objetivo general de este procedimiento es describir las técnicas para recolectar y procesar muestras de quironómidos, flotadas superficiales de pupas, para la evaluación de la calidad del agua. Esto se logra primero recolectando muestras de campo de Chironomidae de ambientes acuáticos. En el segundo paso, se selecciona una submuestra de 300 especímenes de cada muestra de campo, y las muestras se separan en grupos morfológicos distintos.En el paso final, varios representantes de cada grupo se montan sobre portaobjetos de vidrio para microscopio. Finalmente, los especímenes se identifican hasta el nivel de género o especie para evaluar las condiciones de calidad del agua. La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes, como el muestreo tradicional de macroinvertebrados bentónicos, es que la recolección y el procesamiento de las muestras son eficientes, económicos y aplicables en casi todos los ambientes acuáticos.El uso de esta técnica proporciona información valiosa para estudios de monitoreo biológico y puede ofrecer conocimientos sobre cómo cambian los sitios con el tiempo debido a perturbaciones, eventos de contaminación o cambios climáticos. Aunque nos estamos centrando en cómo esta técnica puede utilizarse en un hábitat de arroyo, puede aplicarse fácilmente a otros sistemas acuáticos como ríos, lagos, estanques, es, jurados o charcas rocosas. Antes de salir al campo, coloque una etiqueta de fecha y localidad en el interior y una etiqueta en el exterior de un frasco de muestra para cada muestra que se vaya a recolectar.Luego, para cada muestra, sosteniendo una bandeja de larvas en una mano y un tamiz en la otra, sumerja la bandeja de larvas en el agua donde se acumulan los exudados larvales cuando el agua, los exudados larvales y los restos entran en la bandeja de larvas o en la muestra a través del tamiz. Después de 10 minutos de recolección, utilice una botella llena de agua recolectada del tramo de la muestra para concentrar cualquier resto en un área determinada del tamiz. A continuación, usando pinzas y un chorro de etanol, transfiera cuidadosamente los exudados larvales al frasco de muestra previamente etiquetado correspondiente y llene el frasco con etanol.Para comenzar la recolección de muestras, coloque la etiqueta correspondiente con la fecha y la localidad en un vial Dr Vial para cada muestra de exudado pupilar y llene el vial hasta tres cuartas partes con etanol. A continuación, retire la tapa del frasco de muestra correspondiente y verifique si hay algún exudado pupilar adherido a la tapa. Utilizando una botella con pulverizador llena de etanol, enjuague suavemente el contenido de la tapa dentro de una placa de Petri.Luego retire la etiqueta del interior del frasco de muestra. Enjuague suavemente el contenido de la etiqueta hacia la placa de Petri también, y coloque la etiqueta aparte. A continuación, transfiera el contenido del frasco de muestra a una bandeja blanca para larvas y enjuague el frasco con etanol para asegurarse de que no quede ningún exudado puparial en el frasco.Transfiera un eloquente del residuo del exudado pupal y etanol desde la bandeja larval hasta la placa de Petri. Asegúrese de que la muestra esté cubierta con etanol. Luego, coloque la placa de Petri bajo un microscopio estereoscópico y examine sistemáticamente la placa en busca de los organismos.A continuación, use pinzas para transferir el exudado del pupa desde el recipiente al vial correspondiente adecuado. Intente evitar recoger exudado del pupa roto o seco para prevenir problemas posteriores de identificación. Cuando todo el exudado del pupa visible haya sido transferido, agite y examine el recipiente tres veces más en busca de especímenes adicionales, incluyendo aquellos que podrían estar adheridos a las paredes del recipiente.Una vez seleccionadas 300 larvas exe, devuelva el residuo del plato de Petri a la bandeja de larvas y enjuague el plato de Petri con etanol. A continuación, transfiera el residuo de la bandeja de larvas al frasco de muestra vacío. Agregue al frasco la etiqueta de fecha y localidad y coloque la tapa sobre el frasco para clasificar las muestras.Vierta el exudado pupal del vial etiquetado en una placa de Petri llena con suficiente etanol para cubrir apenas los especímenes. A continuación, bajo un microscopio estereoscópico, utilice las características morfológicas externas del Chiron Pub ex para separar los especímenes en morfoespecies, y transfiera las diferentes morfoespecies a viales etiquetados individualmente. Llene los viales hasta tres cuartas partes con etanol. Por ejemplo, al clasificar por la Celi thax, utilice las diferencias en la presencia, tamaño, forma y coloración del cuerno torácico para distinguir los especímenes.Si se clasifica por el abdomen, utilice las espinas, pelos y espolones de los segmentos abdominales y del lóbulo anal para la separación morfológica. Después de clasificar, llene un pocillo de una placa de múltiples pocillos para cada axón morfológico con etanol al 95 % y coloque múltiples representantes de cada taxón morfológico en pocillos individuales de la placa durante al menos 10 minutos para permitir una desecación adecuada. Luego, mientras las muestras se secan, etiquete portaobjetos con la información correspondiente del sitio de recolección y de identificación para montar los *people exus*.Pegue una plantilla del portaobjetos al escenario de un microscopio y coloque un portaobjetos encima de esta plantilla. Luego, extienda una gota de URL sobre el portaobjetos de manera que su tamaño sea aproximadamente igual al de un cubreobjetos, y use pinzas para tocar suavemente un axón representativo del primer morfo sobre una toalla de laboratorio y eliminar cualquier exceso de etanol. Ahora, incluya el espécimen en la URL y use pinzas con punta de aguja y una sonda de disección para separar el sepha thax del abdomen.El aspecto más difícil de este procedimiento consiste en desarrollar la destreza manual necesaria para diseccionar el tórax cefálico del abdomen durante el montaje en portaobjetos. Para asegurar el éxito de la disección, utilice pinzas de punta fina o sondas de disección para separar el exo entre el tórax cefálico y el primer segmento abdominal. Como se ha demostrado, divida el tórax cefálico a lo largo de la sutura esal.Luego abra el tórax cefálico de modo que los bordes de la sutura queden en lados opuestos, y oriente la pieza con el lado ventral hacia arriba. Coloque el abdomen con el lado dorsal hacia arriba e inmediatamente debajo del tórax cefálico. A continuación, sostenga una cubreobjetivo en un ángulo, con una pulgada tocando el portaobjetivo, y bájela lentamente hasta depositarla para reducir la formación de burbujas de aire.Finalmente, presione suavemente la cubreobjetos para aplanar el espécimen y utilice un microscopio compuesto para determinar el género del espécimen montado en el portaobjetos. En estas gráficas, se muestran curvas de acumulación taxonómica para muestras de exalumnos recolectadas de 16 lagos urbanos en Minnesota, con el fin de determinar el número de especies en general dentro de cada lago. Cada línea de datos representa uno de los lagos, y cada punto de datos representa una muestra mensual recolectada de abril a octubre de 2005, lo que demuestra que la obtención de cuatro muestras por lago recuperó la mayoría de la comunidad de Chiron y detectó cualquier variación estacional importante dentro de los lagos. Los estudios de monitoreo a largo plazo de los chirónidos pueden utilizarse para evaluar el cambio climático en los lagos de Minnesota, ya que los cambios en variables ambientales como la profundidad del lago y la concentración de fósforo pueden afectar el número acumulado de especies detectadas a lo largo de un gradiente de química lacustre.De hecho, como ilustra esta gráfica, el número acumulado de especies encontradas aumenta a medida que aumenta la relación entre la concentración media de fósforo y la profundidad media. El paso más crítico para una recolección exitosa del exudado pupilar consiste en localizar áreas con alta acumulación de exudado dentro del área de estudio. Al iniciar el muestreo en el laboratorio, es importante examinar lentamente el contenido de la placa de Petri, ya que algunos especímenes pueden tener poca pigmentación y adherirse al tamaño del recipiente.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo recolectar y procesar muestras de biofilm flotante superficial para proyectos destinados a monitorear y evaluar la calidad del agua.

use-chironomidae-diptera-surface-floating-pupal-exuviae-as-rapid

Research

Investigación

JoVE Journal

Environment

Entorno

En este video, describimos el ensayo de contacto larvario para evaluar la toxicidad del antagonista del receptor de dopamina, amitriptilina, en las larvas de mosquitos en etapa de tercer estadio, vectores conocidos de varias enfermedades infecciosas humanas. La evaluación de la mortalidad larvaria tras la incubación con diferentes concentraciones de amitriptilina en diferentes intervalos de tiempo ayuda a determinar su concentración letal 50.

Ensayo de contacto de larvas: un procedimiento para evaluar la mortalidad de larvas de mosquitos después del contacto directo con el compuesto larvicida de prueba

Presentamos el VacuSIP, un método simple, no intrusivo y confiable para el muestreo puntual limpio y preciso de agua. El sistema fue desarrollado y evaluado para la recolección simultánea del agua inhalada y exhalada por alimentadores de suspensión bentónica in situ, para medir limpiamente la remoción y excreción de partículas y compuestos disueltos.

VacuSIP, un método mejorado para InEx<em&gt; In Situ</em&gt; Medición de las partículas y compuestos disueltos procesada por Alimentadores Active Suspension

Este protocolo describe el uso de hisopos de colector de aceite y análisis de lodos de sistemas de pez cebra, que conduce a aumento de detección en comparación con el uso de centinelas para detectar patógenos como Aeromonas hydrophila, Mycobacterium spp.,  Pseudocapillaria tomentosa. También se propone un sistema para controlar la p. tomentosa huevos en cuarentena.

Proyección ambiental de hydrophila de la Aeromonasy Mycobacterium spp. Pseudocapillaria tomentosa en los sistemas de pez cebra

Este artículo resume los atributos de diseño y la eficacia de los sistemas de tratamiento que tratan el agua de lluvia urbana y la escorrentía de riego agrícola para eliminar los pesticidas y otros contaminantes asociados con la toxicidad acuática.

Sistemas de tratamiento con vegetación para eliminar los contaminantes asociados con la toxicidad del agua superficial en la agricultura y el escurrimiento urbano

La capacidad para detectar con precisión las transcripciones o las proteínas en los tejidos de la Drosophila es fundamental para el estudio de su abundancia y localización relacionada con el proceso de desarrollo. Aquí está la descripción de un sencillo procedimiento para disecar alas pupas. Estas alas pueden utilizarse como muestras en diversas técnicas (análisis de PCR, immunohistochemistry, etc.).

Un método rápido y eficiente para disecar alas Pupal de Drosophila apto para Immunodetections o ensayos PCR

Análisis de contenido intestinal más común de macroinvertebrados son visuales. Que requiere intenso conocimiento sobre la diversidad morfológica de los organismos presa, perder presa con cuerpo suave y, debido a la fuerte trituración de presa, son casi imposibles para algunos organismos, incluyendo los anfípodos. Ofrecemos detallados novela enfoques genéticos para macroinvertebrados presa de identificación en la dieta de los anfípodos.

Protocolo de laboratorio para análisis genéticos de contenido intestinal de macroinvertebrados acuáticos con grupo-específica rDNA cartillas

Bioindications in situ permiten la determinación de la idoneidad de un medio ambiente para las especies en peligro de extinción del mejillón. Describimos dos métodos basados en la exposición juvenil de agua dulce mejillones de perla en jaulas a hábitats oligotróficos río. Ambos métodos están implementados en variantes para aguas abiertas y ambientes de agua hiporréica.

Bioindicación para el examen de idoneidad del entorno de corriente joven agua dulce mejillones utilizando métodos de exposición In Situ de la perla

Aquí, presentamos un protocolo para investigar la preferencia de pupación de las larvas maduras de Ectropis grisescens en respuesta a factores del suelo (p. ej., contenido de humedad y tipo de sustrato) utilizando bioensayos de elección. También presentamos un protocolo de pruebas biológicas no opción para determinar los factores que afectan los comportamientos de pupación y supervivencia de E. grisescens.

Y pruebas biológicas No opción para estudiar la preferencia de pupación y emergencia éxito de Ectropis grisescens

Este protocolo presenta un método para evaluar la tasa de alimentación del crustáceo perforador de madera, Limnoria, mediante la medición de la producción de pellets fecales. Este método está diseñado para su uso en laboratorios no especializados y tiene potencial para su incorporación en protocolos de prueba estándar, para evaluar la durabilidad mejorada de la madera en condiciones marinas.

Pruebas rápidas de resistencia de la madera a la biodegradación por crustáceos perforadores de madera marina

El artículo se basa en la creación de un protocolo adaptado para escanear, detectar, clasificar e identificar objetos digitalizados correspondientes a macroinvertebrados bentónicos de río utilizando un procedimiento de imagen semiautomático. Este procedimiento permite la adquisición de las distribuciones de tamaño individuales y métricas de tamaño de una comunidad de macroinvertebrados en aproximadamente 1 h.

Procesamiento automático de imágenes para determinar la estructura del tamaño de la comunidad de macroinvertebrados ribereños

Aprende técnicas de recolección y procesamiento de exuvias de pupas flotantes de Chironomidae para evaluar la calidad del agua. Este método eficiente permite identificar especies y monitorear ecosistemas acuáticos de forma económica.

El uso de Chironomidae (Diptera) en superficie flotante pupal Exuviae como Protocolo Bioassessment rápida para las Masas de Agua (Video) | JoVE Journal

El uso de Chironomidae (Diptera) en superficie flotante pupal Exuviae como Protocolo Bioassessment rápida para las Masas de Agua

Explorar más videos