Actividad neural propagación en una preparación del hipocampo Desplegado con un penetrante Micro-electrodo de matriz

El objetivo general de este procedimiento es introducir el proceso de despliegue del hipocampo de roedores y colocar la preparación de tejido plano en la matriz de microelectrodos penetrantes. Para grabar. Esto se logra primero aislando el hipocampo de un ratón de la mitad de su cerebro.

El segundo paso es desplegar la estructura curva del hipocampo con herramientas hechas a medida. A continuación, el hipocampo desplegado se transfiere a la cámara de grabación y se coloca en la matriz de grabación. El paso final es eliminar el hipocampo desplegado de la matriz después del experimento.

En última instancia, el método de mapeo de normalización individual se utiliza en el análisis de datos para mostrar la propagación de la actividad neuronal registrada por la matriz de microelectrodos penetrantes. Pues bien, la principal ventaja de esta técnica es que nos permite registrar la actividad neuronal en dos direcciones: transversal y longitudinal. Para ver la propagación real de la actividad neuronal, se necesita un hipocampo intacto, desenrollar los frascos de abolladuras y acostarse en una cámara de registro, y la propagación se llevará a cabo tanto en dirección transversal como longitudinal.

Y luego pudimos averiguar la velocidad de propagación del tejido. Estuvimos en la actividad en las dos direcciones, y pudimos estudiar los mecanismos de propagación, en particular, los mecanismos no sinápticos. Pudimos ver la actividad que se propaga con esa transmisión sináptica con esas uniones de brecha, y debido a la velocidad, sabemos que no es difusión.

Así que ahora estamos tratando de averiguar los mecanismos reales de esta propagación. Por lo general, las personas nuevas en esta técnica tendrán dificultades debido a los desafiantes procedimientos de desplegar el hipocampo y colocar la preparación de tejido plano en esta guía de microelectrodos penetrante sin dañar ni el tejido ni la matriz. Para comenzar este procedimiento, coloque la cabeza del ratón en sacarosa oxigenada helada.

Un líquido cefalorraquídeo utiliza unas tijeras finas para extraer la piel del cráneo. A continuación, corta el cráneo a lo largo de la línea media y los dos extremos cerca del lóbulo temporal. A continuación, pela el cráneo cortado hacia los lados de la cabeza.

Para exponer el cerebro, retírelo cuidadosamente del cráneo con la espátula. Después de eso, coloque el cerebro en una etapa quirúrgica helada cubierta con papel de filtro húmedo. Retire el cerebelo con una cuchilla helada.

Posteriormente, separa los dos hemisferios cortando la línea media del cerebro. Luego coloque los dos hemisferios separados en un vaso de precipitados lleno de sacarosa helada. Un líquido cefalorraquídeo burbujeaba con un 95% de oxígeno y un 5% de dióxido de carbono.

Transfiera un hemisferio a la etapa helada cubierto con papel de filtro. Coloque toallas de papel regulares o papeles de filtro alrededor del cerebro para absorber la solución adicional. Después, utilice dos pipetas de vidrio pulido al fuego para separar la corteza de la parte central del cerebro con el fin de exponer el hipocampo.

A continuación, aplique dos o tres gotas de líquido cefalorraquídeo A helado sobre el pañuelo y retire la solución extra. Corta las conexiones con la corteza en los dos extremos del hipocampo. A continuación, disecciona el hipocampo del cerebro con las herramientas de vidrio pulido al fuego.

A continuación, separe todo el hipocampo con el lado sur hacia arriba y el surco del hipocampo hacia abajo. Aplique rápidamente dos o tres gotas de líquido cefalorraquídeo sase frío sobre el tejido nuevamente y retire la solución adicional a su alrededor. A continuación, utiliza la herramienta de cristal pulido al fuego para dar la vuelta a todo el hipocampo. Para exponer el surco, use una cuchilla helada para recortar los extremos septal y temporal del hipocampo.

Si es necesario, inserte una aguja de vidrio hecha a medida en el surco y corte la pista de fibra desde DG hasta ca tres. A continuación, utilice un lazo de alambre metálico para tirar del DG y desplegar el hipocampo. Todo el proceso quirúrgico suele durar unos dos minutos.

Aplique otras dos o tres gotas de líquido cefalorraquídeo A helado sobre el pañuelo y retire la solución adicional a su alrededor. A continuación, recorta los bordes del hipocampo desplegado con una cuchilla helada. Transfiera la preparación a la cámara de recuperación llena de líquido cefalorraquídeo A normal y burbujeada con 95% de oxígeno y 5% de dióxido de carbono a temperatura ambiente durante una hora antes de transferirla a la cámara de registro.

En este procedimiento, llene un frasco con líquido cefalorraquídeo A normal y otro frasco con cuatro burbujas de líquido cefalorraquídeo A AP. Las soluciones con 95% de oxígeno, 5% de dióxido de carbono desde el comienzo de los experimentos. Utilice un conector de triválvulas para controlar qué solución se seleccionará durante un experimento.

A continuación, conecte un tubo de vacío a la salida de la cámara. Para retirar la solución a un contenedor de polvo, caliente la tubería antes de entregar la solución en la cámara de registro y manténgala a una temperatura controlada de 35 grados centígrados. Después de cerrar la entrada y la salida de la cámara de grabación, utilice un gotero de pipeta de vidrio hecho a medida para transferir el hipocampo desplegado a la cámara de grabación.

Bajo la posición del microscopio, el hipocampo desplegado con su lado de alvia hacia abajo, aproximadamente un área de tres apuntando hacia afuera y un campo apuntando hacia el investigador, aspire cuidadosamente la solución en la cámara usando una pipeta de vacío desde el borde de la cámara de registro hasta que la cámara se seque y el tejido se encuentre en la matriz. Luego, coloque con cuidado un anclaje de tejido hecho a medida en la parte superior del tejido para sujetar el hipocampo desplegado en la matriz. Vuelva a llenar la cámara de grabación con unas gotas de solución.

Abra gradualmente la entrada y la salida para ajustar el caudal a aproximadamente dos gotas por segundo en la cámara de disparo IV. Incubar el tejido en la cámara de registro con líquido cefalorraquídeo A normal durante aproximadamente un minuto. A continuación, cambie las soluciones.

Aplicar sobre cuatro LCR A disueltos AP y ajustar el caudal correctamente. Incubar el tejido en cuatro LCR A disueltos en AP durante unos cinco a 10 minutos antes del registro. Para extraer el tejido de la PMEA, controle el anclaje del tejido mediante un micromanipulador y levante gradualmente el anclaje de la cámara de registro.

Cierre tanto la entrada como la salida para detener el flujo. En la cámara de registro, use un pincel pequeño para levantar la esquina del pañuelo. Si el tejido no está flotando en la solución, emplee el tubo de vacío para secar la cámara con cuidado con el tejido aún en la matriz.

A continuación, abra con cuidado la entrada para volver a llenar gradualmente la cámara y cierre la entrada para detener el flujo. Cuando la cámara de grabación esté llena, use el pincel pequeño para levantar la esquina del pañuelo. Otra vez. Si el tejido está flotando en la solución, use el tubo de vacío para succionar el tejido.

Abra el flujo en la entrada y el vacío en la salida. Lave el sistema con agua destilada y séquelo. Este es un ejemplo de la actividad espontánea inducida por 100 micromolares cuatro AP A CSF registrados desde uno de los microelectrodos ubicados en la región dendrítica basal con una relación señal/ruido de 34,9 decibelios.

Y aquí están las actividades ampliadas en el rectángulo rojo. Estos son los datos brutos de otro microelectrodo ubicado más cerca del somata con una relación señal/ruido de 27,2 decibelios. Aquí hay otro ejemplo de un registro obtenido de un electrodo colocado dentro de la capa somática.

En este ejemplo, la relación señal/ruido es de 18,53 decibelios, y aquí está el ruido de referencia registrado desde un microelectrodo. La línea de base generalmente tiene un valor pico a pico de 150 a 200 microvoltios, y la impedancia de un solo electrodo es de alrededor de uno a dos mega ohmios. Este video muestra la propagación neuronal grabada con la matriz y luego procesada usando el método de normalización individual.

En el análisis de datos, toda la propagación a través de todo el tejido dura unos 100 milisegundos siguiendo este procedimiento. También se pueden realizar otros métodos, como la neuroimagen en el hipocampo desplegado y el hipocampo in vitu, con el fin de responder a preguntas adicionales como el movimiento de los neurofocos. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo desplegar el hipocampo en su lugar, la preparación del tejido plano en la matriz de micro conferencias.