Name: Microcámaras de agarosa para Imagen de calcio a largo plazo de Caenorhabditis elegans (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-06-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Aprende a realizar imagen de calcio a largo plazo en Caenorhabditis elegans usando microcámaras de agarosa. Esta técnica permite estudiar la actividad neuronal y el comportamiento en diferentes etapas del desarrollo del organismo.

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La Sociedad Max Planck y un estipendio Göttingen Escuela Juvenil Grupo de HB financiaron este trabajo.

1. Los instrumentos, medios de cultivo, y platos <ol><li> Utilice un microscopio que es capaz de mantener la muestra en el foco y que está equipado con una etapa automática. Construir un calentador tapa a medida o comprar una solución comercial. Configurar una-EMCCD LED sistema de cámara en la que la exposición de la cámara desencadena LED de iluminación a través de una señal TTL utilizando las instrucciones del fabricante. Nota: Ver Discusión para más detalles. </li><li> Polydimethylsiloxan (PDMS) sellos: <ol><li> Fabrique PDMS sellos en un centro de microfluidos o tiene los sellos de PDMS producido por una fundición comercial. Para utilizar una fundición comercial, enviar un archivo de autocad a la empresa y especificar la profundidad (15 micras, por ejemplo) del dispositivo. Después de la entrega de la fundición, cortar el chip PDMS en sus 16 sellos utilizando un bisturí. </li><li> Bond cada sello individual a un portaobjetos de vidrio utilizando plasma de aire. Para la unión, exponer tanto el sello de PDMS y el portaobjetos de vidrio con el plasma de aire para unpelea de 1 min (utilizando la configuración de plasma más altos en el 0,5 mbar). Asegúrese de que las superficies de unión frente al alza durante el tratamiento de plasma. Luego, coloque el sello PDMS sobre el portaobjetos de vidrio. </li></ol></li><li> Tome una 3,5 cm plato inferior y cortar un área cuadrada de 18 x 18 mm desde el centro de la parte inferior de la cápsula, utilizando una máquina de fresado vertical y cortadores rotativos afilados. Utilice baja velocidad de rotación del cortador y la alimentación lenta para evitar que el plástico de la fusión debido al calor producido por la fricción. Prepare varios platos a la vez. Nota: El plato de fondo puede ser reutilizado muchas veces después del experimento si se limpia después de la inmersión en etanol puro O / N. </li><li> Agarosa: <ol><li> Disolver 3 g de alto punto de fusión de agarosa en 100 ml S-basal (5,85 g de NaCl, 1 g K 2 HPO 4, 6 g de KH 2 PO 4, 1 ml de colesterol (5 mg / ml en etanol), H 2 O a 1 L, esterilizar en autoclave) por ebullición. Hacer alícuotas de la agarosa disuelta en 2 ml tubos Eppendorf y store. Además, preparar un lote de agarosa de bajo punto de fusión exactamente de la misma manera como el punto de agarosa alto punto de fusión. </li><li> Antes de su uso, coloque 3 alícuotas de alto punto de fusión de agarosa en un bloque de calentamiento a 95-98 ° C. Antes de su uso, coloque una alícuota de bajo punto de fusión de agarosa en un bloque de calentamiento a 95-98 ° C hasta que se haya derretido y luego en un bloque de calentamiento a 30 - 35 ° C. </li></ol></li></ol> 2. Selección de los Animales <ol><li> Crecer gusanos a una densidad baja en placas NGM semilla para obtener animales limpios. Asegúrese de que hay un montón de comida y sólo unos pocos animales en el plato. </li><li> Para imágenes larvas L1, la transferencia de unos 30 huevos que contienen embriones en la etapa de pretzel en una placa de NGM sembrado fresco. Para la transferencia de fases larvarias tarde o adultos C. elegans, traslado de unos 30 gusanos en una placa de NGM sembrado fresco. </li></ol> 3. Preparación de agarosa microcámaras <ol><li> Preparación de la cápsula: <ol><li>Tome un plato de plástico con una abertura cuadrada de 18 x 18 mm en la parte inferior y colocarlo boca abajo con la abertura hacia arriba. Cierre la apertura mediante la colocación de una pieza de doble cara cinta adhesiva de 20 x 20 mm en la abertura. Girar el plato alrededor de modo que la cinta adhesiva está en la parte inferior y colocar el plato sobre una superficie dura. Corte la abertura gratis con un bisturí. </li><li> Con una pipeta P1000, llenar 2 ml de 3% de agarosa de alta fusión en S-basal en el plato. Coloque la agarosa en el área que rodea la abertura y dejar que solidifique. Espere hasta que la agarosa es sólido. </li><li> Date la vuelta el plato y se desprenda la película protectora que cubre la cinta adhesiva de doble cara para que el lado adhesivo permanecerá en el plato y será expuesto. Nota: Como resultado de ello, un fino anillo de cinta adhesiva rodeará la parte exterior de la abertura. La agarosa sirve como un depósito de humedad que luego rodear la muestra. </li></ol></li><li> Casting de microcámaras: <ol><li> Exponga ªsuperficie PDMS correo para moldear con plasma de aire de 20 a 60 seg. Nota: Este tratamiento de plasma hace que los PDMS superficie hidrófila, lo que impide el atrapamiento de burbujas de aire y produce impresiones más nítidas. </li><li> Construir dos espaciadores de igual altura apilando 5-9 portaobjetos de vidrio. Place, en paralelo a sus lados largos, la primera pila espaciador, a continuación, un único portaobjetos de vidrio, y luego de nuevo una pila espaciador. Colocar el portaobjetos de vidrio que contiene el sello PDMS ortogonalmente a través de los espaciadores. Ajustar la altura de los espaciadores de modo que hay un espacio de aproximadamente 1,5 mm entre la superficie de moldeo del sello PDMS y el portaobjetos de vidrio individual. </li><li> Coloque una gota de líquido caliente de agarosa de alto punto de fusión en el portaobjetos de vidrio sola cerca del sello de PDMS y rápidamente se deslizan los PDMS sello verticalmente en la agarosa líquida. Deje que la agarosa solidifique. Compruebe que se pone una apariencia opaca, que por lo general toma alrededor de 2 min. Retire el sello verticalmente con un movimiento. Nota: Es conveniente glue el separador se desliza junto con cinta adhesiva de doble cara. El movimiento vertical del sello evita que burbujas de aire de quedar atrapado en la agarosa. </li></ol></li><li> La transferencia de los huevos o gusanos junto con bacterias OP50 en la agarosa usando un pico fino alambre de platino. Distribuir un huevo o un gusano por cámara junto con alimentos utilizando una pestaña. Rellene alrededor de 30 huevos en una sola plataforma de agarosa. </li><li> Cortar la losa de agarosa que contiene las microcámaras llenos en un cuadrado de aproximadamente 15 x 15 mm de modo que encaja muy bien en la apertura del plato. Recoge la losa de agarosa plaza con unas pinzas y colóquela boca abajo sobre un cubreobjetos de vidrio de 20 x 20 mm. Una vez caído, no levante de nuevo o deslice alrededor porque esto puede causar que las bacterias y gusanos para ser empujado fuera de sus cámaras. </li><li> Asamblea del plato: <ol><li> Coloque el cubreobjetos de vidrio sobre la abertura de la placa de plástico. Presione suavemente el cubreobjetos de vidrio sobre el anillo hecho de cinta adhesiva de doble cara.Tenga cuidado de no romper el vidrio. </li><li> Gire el plato boca abajo y utilizar una pipeta P1000 para llenar la brecha entre la losa de agar que contiene las microcámaras y el depósito de agarosa con el líquido de agarosa de bajo punto de fusión se enfría a aproximadamente 30 ° C. Espere hasta que la agarosa se ha solidificado. </li><li> Sellar el plato con una tapa. Para microscopios invertidos utilizar una tapa calentada. Para microscopios verticales utilizar una tapa normal y sellar el plato con Parafilm. </li></ol></li><li> Después de terminar la preparación de microcámaras, echa bajo un microscopio estereoscópico. El llenado correcto es crucial. Véase la discusión para más detalles. </li></ol> Imagen 4. Calcio <ol><li> Utilice cepas transgénicas que expresan sensores de calcio codificados genéticamente como HBR16 (goeIs5 [PNMR-1 :: SL1-GCaMP3.35-SL2 :: UNC-54-3&#39;UTR, UNC-119 (+)]) 27. </li><li> Utilice un microscopio compuesto equipado para campo amplio de epifluorescencia. Conecte la salida TTL de la cámara a EMCCDla entrada de TTL del LED, de modo que cada vez que la cámara graba un marco de la muestra se iluminará. Utilice un tiempo de exposición de unos 5 ms. Utilice ganancia EM en el rango de 50 a 300. </li><li> Especifique una película estallido funcionamiento durante 24 horas con cada gusano se toman las radiografías cada 15 - 30 min primero durante 20 segundos con la CID, a continuación, durante 20 s con una fluorescencia de GFP para grabar GCaMP y, a continuación, tomar una imagen final de la señal mKate2 se toma para de control para los niveles de expresión. Utilice una velocidad de 2 / seg durante cada ráfaga. </li><li> Para la inspección visual de los datos, usar un mapa en color falso para mejorar la visibilidad de pequeños cambios en la intensidad de fluorescencia. Datos fluorescentes trama como Df / F, con F es el valor promedio de la línea base de la fluorescencia. Una descripción detallada de análisis de datos de calcio se puede encontrar en la literatura 20. </li></ol> 5. Paralelo AMI de Múltiples Worms <ol><li> Coloque el plato que contiene las microcámaras en el microscopio, se centran en la muestra y realizar la autofocus. Establecer un protocolo de software para que la cámara adquiere una ráfaga de 40 cuadros de imagen en 20 segundos cada media hora durante 24 horas, lo que se traducirá en 1.920 fotogramas por gusano, una cantidad razonable de datos. Configurar la exploración de modo que visita cada gusano utilizando el escenario. Apunte para filmar unos 30 gusanos en una carrera. </li><li> Imagen de varios gusanos por reducir el zoom, es decir, mediante un aumento menor. Use un aumento menor para cubrir varios microcámaras con el chip de la cámara y filmar varias microcámaras adyacentes al mismo tiempo. Tras el final de la adquisición de imágenes, separar los datos de cada cámara individual por recorte de una región de interés que cubre un animal. </li><li> Para evaluar rápidamente los datos de movilidad, utilice la resta marco de 28-32. </li></ol> 6. Imaging Etapas de la vida diferente de C. elegans <ol><li> Utilice microcámaras de agarosa para todas las etapas de vida de C. elegans de L1 a adultos y entre ellos dauers. Utilice las dimensiones de la cámara apropiados para el DIFrentes etapas de la vida que se muestran en la Tabla 1. </li></ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Etapa de la vida </td><td> Tamaño de Cámara </td><td> Profundidad de la cámara </td><td> Tiempo de grabación normal </td><td> Aumento </td></tr><tr><td> L1 </td><td> 190 x 190 micras </td><td> 10 - 15 micras </td><td> huevo - mediados L2 </td><td> 400X </td></tr><tr><td> L2 </td><td> 370 x 370 micras </td><td> 15 micras </td><td> huevo - L3 </td><td> 200X </td></tr><tr><td> Dauer larvas </td><td> 370 x 370 micras </td><td> 25 micras </td><td> 4 dias </td><td> 200X </td></tr><tr><td> L3 </td><td> 700 x 700 micras </td><td> 45 micras </td><td> L2 - L4 </td><td> 200X </td></tr><tr><td> L4 </td><td> 700 x 700 micras </td><td> 45 micras </td><td> joven L4 - adulto joven </td><td> 100X </td></tr><tr><td> Adultos jóvenes </td><td> 700 x 700 micras </td><td> 45 micras </td&gt; <td> 12-24 h </td><td> 100X </td></tr></tbody></table> Tabla 1. Cámara tamaños para diferentes etapas de la vida. Se muestran dimensiones de la cámara y aumentos que son útiles para diversas etapas optimizados para un chip de cámara de 8 x 8 mm.

<ol><li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77, 71-94 (1974).</li>
<li>Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Keeping+track+of+worm+trackers%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%22%5BJournal%5D)">Keeping track of worm trackers.</a> WormBook. , 1-17 (2012).</li>
<li>Yemini, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+database+of+Caenorhabditis+elegans+behavioral+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes.</a> Nature Methods. 10, 877-879 (2013).</li>
<li>Likitlersuang, J., Stephens, G., Palanski, K., Ryu, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C.+elegans+tracking+and+behavioral+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">C. elegans tracking and behavioral measurement.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. , e4094(2012).</li>
<li>Yemini, E., Kerr, R. A., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracking+movement+behavior+of+multiple+worms+on+food%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Tracking movement behavior of multiple worms on food.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2011, 1483-1487 (2011).</li>
<li>Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+behavioral+analysis+in%5BTitle%5D)+AND+%22C.+elegans.+Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">High-throughput behavioral analysis in.</a> C. elegans. Nature Methods. 8, 592-598 (2011).</li>
<li>Ramot, D., Johnson, B. E., Berry, T. L., Carnell, L., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Parallel+Worm+Tracker%3A+a+platform+for+measuring+average+speed+and+drug-induced+paralysis+in+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The Parallel Worm Tracker: a platform for measuring average speed and drug-induced paralysis in nematodes.</a> PLoS One. 3, e2208(2008).</li>
<li>Larsch, J., Ventimiglia, D., Bargmann, C. I., Albrecht, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+imaging+of+neuronal+activity+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+U+S+A%22%5BJournal%5D)">High-throughput imaging of neuronal activity in Caenorhabditis elegans.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 110, E4266-E4273 (2013).</li>
<li>Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Agarose+hydrogel+microcompartments+for+imaging+sleep-+and+wake-like+behavior+and+nervous+system+development+in+Caenorhabditis+elegans+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Agarose hydrogel microcompartments for imaging sleep- and wake-like behavior and nervous system development in Caenorhabditis elegans larvae.</a> Journal of Neuroscience Methods. 201, 78-88 (2011).</li>
<li>Yu, C. C., Raizen, D. M., Fang-Yen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-well+imaging+of+development+and+behavior+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Multi-well imaging of development and behavior in Caenorhabditis elegans.</a> Journal of Neuroscience Methods. 223, 35-39 (2014).</li>
<li>Luke, C. J., Niehaus, J. Z., O'Reilly, L. P., Watkins, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-microfluidic+methods+for+imaging+live%5BTitle%5D)+AND+%22C.+elegans.+Methods%22%5BJournal%5D)">Non-microfluidic methods for imaging live.</a> C. elegans. Methods. 68, 542-547 (2014).</li>
<li>San-Miguel, A., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidics+as+a+tool+for+C.+elegans+research%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%22%5BJournal%5D)">Microfluidics as a tool for C. elegans research.</a> WormBook. , 1-19 (2013).</li>
<li>Shi, W., Qin, J., Ye, N., Lin, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet-based+microfluidic+system+for+individual+Caenorhabditis+elegans+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Droplet-based microfluidic system for individual Caenorhabditis elegans assay.</a> Lab Chip. 8, 1432-1435 (2008).</li>
<li>Krajniak, J., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+high-resolution+imaging+and+culture+of+C.+elegans+in+chip-gel+hybrid+microfluidic+device+for+developmental+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Long-term high-resolution imaging and culture of C. elegans in chip-gel hybrid microfluidic device for developmental studies.</a> Lab Chip. 10, 1862-1868 (2010).</li>
<li>Chalfie, M., Tu, Y., Euskirchen, G., Ward, W. W., Prasher, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Green+fluorescent+protein+as+a+marker+for+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Green fluorescent protein as a marker for gene expression.</a> Science. 263, 802-805 (1994).</li>
<li>Kerr, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+imaging+of+calcium+transients+in+neurons+and+pharyngeal+muscle+of%5BTitle%5D)+AND+%22C.+elegans.+Neuron%22%5BJournal%5D)">Optical imaging of calcium transients in neurons and pharyngeal muscle of.</a> C. elegans. Neuron. 26, 583-594 (2000).</li>
<li>Suzuki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+C.+elegans+mechanosensory+neurons+demonstrates+a+specific+role+for+the+MEC-4+channel+in+the+process+of+gentle+touch+sensation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of C. elegans mechanosensory neurons demonstrates a specific role for the MEC-4 channel in the process of gentle touch sensation.</a> Neuron. 39, 1005-1017 (2003).</li>
<li>Hilliard, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+C.+elegans+ASH+neurons%3A+cellular+response+and+adaptation+to+chemical+repellents%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+Journal%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of C. elegans ASH neurons: cellular response and adaptation to chemical repellents.</a> EMBO Journal. 24, 63-72 (2005).</li>
<li>Frokjaer-Jensen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+voltage-gated+calcium+channel+subunit+genes+on+calcium+influx+in+cultured+C.+elegans+mechanosensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Effects of voltage-gated calcium channel subunit genes on calcium influx in cultured C. elegans mechanosensory neurons.</a> Journal of Neurobiology. 66, 1125-1139 (2006).</li>
<li>Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+the+activity+of+neurons+and+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%22%5BJournal%5D)">Imaging the activity of neurons and muscles.</a> WormBook. , 1-13 (2006).</li>
<li>Miyawaki, A., Griesbeck, O., Heim, R., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+and+quantitative+Ca2%2B+measurements+using+improved+cameleons%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Dynamic and quantitative Ca2+ measurements using improved cameleons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 96, 2135-2140 (1999).</li>
<li>Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high+signal-to-noise+Ca%282%2B%29+probe+composed+of+a+single+green+fluorescent+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">A high signal-to-noise Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein.</a> Nature Biotechnology. 19, 137-141 (2001).</li>
<li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+encoded+calcium+indicators+for+multi-color+neural+activity+imaging+and+combination+with+optogenetics%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Genetically encoded calcium indicators for multi-color neural activity imaging and combination with optogenetics.</a> Frontiers in Molecular Neuroscience. 6 (2), (2013).</li>
<li>Tian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neural+activity+in+worms%2C+flies+and+mice+with+improved+GCaMP+calcium+indicators%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators.</a> Nature Methods. 6, 875-881 (2009).</li>
<li>Edwards, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+molecular+solution+for+ultraviolet+light+detection+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">A novel molecular solution for ultraviolet light detection in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS Biology. 6, e198(2008).</li>
<li>Ward, A., Liu, J., Feng, Z., Xu, X. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-sensitive+neurons+and+channels+mediate+phototaxis+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans.</a> Nat Neurosci. 11, 916-922 (2008).</li>
<li>Turek, M., Lewandrowski, I., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+AP2+transcription+factor+is+required+for+a+sleep-active+neuron+to+induce+sleep-like+quiescence+in%5BTitle%5D)+AND+%22C.+elegans.+Current+Biology%22%5BJournal%5D)">An AP2 transcription factor is required for a sleep-active neuron to induce sleep-like quiescence in.</a> C. elegans. Current Biology. 23, 2215-2223 (2013).</li>
<li>Singh, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((C.+elegans+Notch+Signaling+Regulates+Adult+Chemosensory+Response+and+Larval+Molting+Quiescence%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">C. elegans Notch Signaling Regulates Adult Chemosensory Response and Larval Molting Quiescence.</a> Current Biology. 21, 825-834 (2011).</li>
<li>Raizen, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lethargus+is+a+Caenorhabditis+elegans+sleep-like+state%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Lethargus is a Caenorhabditis elegans sleep-like state.</a> Nature. 451, 569-572 (2008).</li>
<li>Iwanir, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+microarchitecture+of+C.+elegans+behavior+during+lethargus%3A+homeostatic+bout+dynamics%2C+a+typical+body+posture%2C+and+regulation+by+a+central+neuron%5BTitle%5D)+AND+%22Sleep%22%5BJournal%5D)">The microarchitecture of C. elegans behavior during lethargus: homeostatic bout dynamics, a typical body posture, and regulation by a central neuron.</a> Sleep. 36, 385-395 (2013).</li>
<li>Nagy, S., Raizen, D. M., Biron, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurements+of+behavioral+quiescence+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Measurements of behavioral quiescence in Caenorhabditis elegans.</a> Methods. , (2014).</li>
<li>Nagy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+longitudinal+study+of+Caenorhabditis+elegans+larvae+reveals+a+novel+locomotion+switch%2C+regulated+by+Galphas+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">A longitudinal study of Caenorhabditis elegans larvae reveals a novel locomotion switch, regulated by Galphas signaling.</a> eLife. 2, e00782(2013).</li>
<li>Cassada, R. C., Russell, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dauerlarva%2C+a+post-embryonic+developmental+variant+of+the+nematode+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The dauerlarva, a post-embryonic developmental variant of the nematode Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 46, 326-342 (1975).</li>
<li>Schwarz, J., Lewandrowski, I., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+activity+of+a+sensory+neuron+during+a+sleep-like+state+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Reduced activity of a sensory neuron during a sleep-like state in Caenorhabditis elegans.</a> Current Biology. 21, R983-R984 (2011).</li>
<li>Schwarz, J., Spies, J. P., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+muscle+contraction+and+a+relaxed+posture+during+sleep-like+Lethargus%5BTitle%5D)+AND+%22Worm%22%5BJournal%5D)">Reduced muscle contraction and a relaxed posture during sleep-like Lethargus.</a> Worm. 1, 12-14 (2012).</li>
<li>Schwarz, J., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+sleep-like+quiescence+in+both+hyperactive+and+hypoactive+mutants+of+the+Galphaq+Gene+egl-30+during+lethargus+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Reduced sleep-like quiescence in both hyperactive and hypoactive mutants of the Galphaq Gene egl-30 during lethargus in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS One. 8, e75853(2013).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Hardware El enfoque de un microscopio típicamente irá a la deriva durante la adquisición de imagen a largo plazo. Para microscopios compuestos, foco de mantenimiento de los sistemas se pueden comprar en los principales fabricantes de microscopios. En el caso de un microscopio compuesto con control de enfoque es demasiado caro, una alternativa sencilla sería utilizar un estereomicroscopio. Los microscopios compuestos permiten el uso de objetivos con alta apertura numérica (NA) y se puede automatizar fácilmente. Objetivos 40X petróleo son muy adecuadas. Lentes de inmersión de agua no son ideales debido a la evaporación durante la exploración a largo plazo. De contraste de interferencia diferencial (DIC) genera un contraste agradable que ayuda a seguir los cambios morfológicos y de comportamiento, pero las imágenes de campo brillante sencilla también se puede utilizar. Para DIC o imágenes de campo claro, utilizar la luz roja colocando un filtro de luz roja en el camino dia-iluminación del microscopio. Para la exploración de varios microcámaras una etapa automatizado es necesario. Mejor rendimiento es achieved cuando se utiliza una etapa que tiene la aceleración lineal y desaceleración y se puede ajustar a la baja velocidad de exploración para evitar molestar a los animales durante la exploración. No hemos observado respuestas conductuales o aumento de calcio en las neuronas mechanosensitive (ALM y PLM) durante la exploración, lo que sugiere que la exploración lenta de hecho no se activa el sistema mechanosensitive del gusano (datos no mostrados). Sistemas LED comerciales pueden ser utilizados. Varias compañías ofrecen soluciones listas para el uso que incluyen los LEDs en diferentes longitudes de onda. El LED debe tener la opción de activar externamente el LED con una señal TTL. Se necesita una cámara altamente sensible para la formación de imágenes de calcio de los animales en movimiento. Cámaras EMCCD son las cámaras más sensibles en el mercado. La cámara tiene que tener una salida TTL durante la exposición (también llamada de salida &quot;fuego&quot;). Se requiere un calentador de tapa para evitar la condensación en la tapa si se utiliza un microscopio invertido. En un microscopio vertical, se colocará el plato de manera que el wi tapall estar en el fondo y por lo tanto se evita la condensación y no se requiere calefacción tapa. La tapa bien debería cerrar el plato para evitar la evaporación del agua durante la exploración a largo plazo. PDMS sellos La superficie del sello PDMS que contiene la estructura para el moldeo de la agarosa se enfrenta lejos de la lámina de vidrio, que soporta el sello PDMS. Una lista con las empresas que ofrecen los chips de microfluidos personalizada se puede encontrar en Wikipedia ( <a href="http://en.wikipedia.org/wiki/List_of_microfluidics_related_companies" target="_blank">http://en.wikipedia.org/wiki/List_of_microfluidics_related_companies</a> ). Llenar los nematodos en sus cámaras Este es el paso más crítico en el protocolo y los siguientes puntos deben ser considerados: A) La humedad de la agarosa es crucial para la transferencia de los gusanos y de imágenes. Si la agarosa es demasiado húmedo, es decir, hay un líquido covEring un área de varios microcámaras, no será posible distribuir alimentos bacteriana y gusanos de una manera controlada porque el líquido hará que las bacterias fluyen de distancia. Si la agarosa es demasiado seco entonces las bacterias y gusanos no pueden bajar el pick fácilmente lo que significa que el aumento de la fuerza debe ser utilizada para retirar los gusanos y bacterias que causan daño a la facilidad de agarosa. Al rellenar un montón de gusanos la agarosa puede secarse. En el peor de los casos la agarosa será tan seco en el extremo de que las cámaras se derrumbarán. Si la agarosa es demasiado seco puede ser rehidratado mediante la colocación de una pequeña gota (aproximadamente 2 l) de S-Basal sobre el lado del chip, donde no hay gusanos. Sumergir el alambre de platino recoger en el líquido e incluso tirar un poco de líquido en la zona donde las cámaras están llenas de gusanos. B) La cantidad de alimentos es fundamental para la imagen de éxito a largo plazo. Si no hay suficiente comida, los gusanos pueden quedarse sin ella. Si hay excesiva de alimentos de la cavidad de la cámara deno se comportan como un líquido sino más bien como un sólido y permitirá gusanos escapen de la cámara presionando las bacterias. Objetivo de obtener una suspensión bacteriana que llena toda la cámara. Los gusanos están en constante contacto físico con la superficie del agar y el vidrio a lo largo de la mayor parte de su longitud durante el experimento y el comportamiento de rastreo parece ser similar al movimiento en un plato y diferente a golear en líquido. C) Mecánica perjudicial de la agarosa puede arruinar el experimento. Una selección fina es esencial. No debe tener esquinas afiladas. Una pestaña suave unido a una punta de pipeta puede ser utilizado para mover las bacterias o los gusanos en las cámaras en lugar de utilizar una selección de platino. En la mayoría de casos, sin embargo, agarosa sobresecada es la razón de daños. La selección de pestañas o deberían, idealmente, sólo apenas tocar la agarosa en sí, y la película de agua sobre la superficie de agarosa debe sacar gusanos y bacterias. Cuando el sellado de las cámaras, de nuevo, la humedad de la agarosa es esencial. No deberíaser cualquier líquido libre en la superficie de agarosa porque esto puede lavar bacterias y gusanos durante el sellado. Las burbujas grandes pueden ser removidos por levantando suavemente una esquina de la losa de agar. Burbujas pequeñas que son menores que la cámara a menudo quedan atrapados dentro de las cámaras. Estas burbujas no son un problema y desaparecerán por absorción. Después de montar el plato, puedes volver a que la agarosa no es demasiado seco o demasiado húmedo. Las cámaras deben estar bien sellados y no debe haber ningún flujo de líquido entre las cámaras. Si la agarosa es demasiado húmeda, las cámaras no sellan correctamente. Los gusanos pueden escapar o su comida serán arrasadas. Si la muestra es demasiado húmedo, sencillo abrir la tapa y dejar secar agarosa durante un minuto o dos. Si la agarosa es demasiado seco, las cámaras pueden colapsar y los gusanos se escaparán. La ampliación de zoom se aleja Para imágenes de fluorescencia, reducir el zoom está limitada por la baja cantidad de luz obtenida a ampliaciones inferiores. También, EMCCD cámaras están optimizados para la sensibilidad y a menudo tienen una resolución relativamente baja. Sin embargo, la ampliación de imagen cuatro veces es bien posible. Por ejemplo, cuatro cámaras de 190 micras x 190 micras pueden caber en un fotograma utilizando 140X aumentos (logrado mediante el uso de un 20X Objetivo y una cámara 0.7X montaje) y un píxel de 512 x 512, 8 x 8 mm cámara. Una cámara de alta resolución con un chip grande (como cámaras sCMOS, 16,6 mm de chips x 14 mm, 2.560 x 2.560 píxeles = 5,5 megapíxeles) optimiza la ampliación de la CID y la imagen de campo claro. Por ejemplo, hasta 30 gusanos L1 en 190 micras x 190 micras cámaras pueden caber en cada marco de esta cámara cuando se utiliza un aumento de 100X (ver Figura 3). En principio, el zoom y el análisis también se pueden combinar para obtener incluso un mayor número de animales. La mayoría de las neuronas permanecen bastante bien en el foco, de modo que sólo un plano focal necesita ser fotografiado. Si se encuentran las neuronas que salir del foco, az exploración utilizando una unidad piezo se pueden tomar en cada tiempo pmixto. La adaptación a diferentes comportamientos Este protocolo da una buena idea de la conducta a través de escalas de tiempo largos. Obviamente, la temporización de las ráfagas necesita ser adaptado a diferentes comportamientos y etapas de la vida. Limitaciones de la técnica Hay varios factores que limitan la duración de la imagen. El más importante es la cantidad de comida. Una vez que se consume la comida, las larvas dejan de desarrollarse. Así, en pequeñas cámaras (190 x 190 m) gusanos se desarrollan hasta la etapa L3 y luego arrestan. Si se requiere mayor tiempo de formación de imágenes, las cámaras más grandes tienen que ser utilizados. La duración máxima de formación de imágenes a largo plazo está en el intervalo de 2,5 - 3 días. Si se requiere más tiempo de formación de imágenes, los gusanos necesitan ser recuperado y se colocaron en cámaras nuevas. Cuando la formación de imágenes gusanos adultos, otra limitación es causada por la descendencia de estos gusanos. Los gusanos adultos ponen huevos de larvas que eclosionan. Estas larvas también se quedará dentro de la cámara, Consumir alimentos, y puede perturbar el análisis de imágenes. Si descendencia es un problema, una solución es utilizar ya sea adultos estériles o para colocar repetidamente los gusanos en cámaras frescas. Para recuperar los gusanos, la losa de agarosa que contiene la cámara se corta libre con un bisturí, se tira de la cubreobjetos, y se coloca en una placa de NGM de la que los gusanos se pueden recuperar. Otro límite es la restricción de los gusanos a áreas relativamente pequeñas. Esto puede ser un problema si el movimiento de largo alcance debe ser analizado. Mientras que los animales en las cámaras pueden ser estimulados mecánicamente y optogenetically 21,27,34,35, la naturaleza sellada de la cámara hará que sea difícil de aplicar estimulantes solubles o volátiles. Los gases biológicamente importantes, tales como oxígeno o dióxido de carbono pueden difundir libremente en el agar. El gran depósito de aire en el plato debe mantener las concentraciones de gas en las cámaras constante durante el tiempo necesario para los experimentos. Sin embargo, debe tenerse en cuenta que el concentratio local de oxígenon en la cámara pueden parecerse más a las condiciones que se encuentran en cultivo líquido de la cultura en el plato. Importancia en relación con los métodos existentes Dispositivos de microfluidos han avanzado mucho en el desarrollo del comportamiento y estudiado en C. elegans. A menudo, las estructuras de microfluidos están hechas de PDMS 12. Aquí se describe un protocolo para la generación de cámaras de cultivo de microfluidos hechos de agarosa. La fuerza de esta técnica es la combinación de una alta calidad de imagen, la correlación de la conducta con las mediciones fisiológicas, de imágenes a largo plazo, y un razonablemente alto rendimiento. Alta calidad de imagen se consigue mediante la formación de imágenes a través de la cubreobjetos utilizando altos objetivos de NA. Como resultado, imágenes de fluorescencia tales como imágenes de calcio y de formación de imágenes confocal de las estructuras subcelulares se puede realizar. Debido a que los animales no se inmovilizan como en otros sistemas, que permite una correlación de comportamiento con las mediciones fisiológicas. Because los animales tienen alimentos suficientes, continúan desarrollando permitiendo imágenes a largo plazo. Este sistema puede imagen muchos gusanos en una carrera porque los animales están restringidos a sus cámaras definidas. Por lo tanto, este método se puede escalar fácilmente hasta 9,27,34-36. Las futuras aplicaciones Hasta ahora, este sistema se ha utilizado principalmente para estudiar el comportamiento del sueño en C. elegans larvas L1. Sin embargo, la adaptación a todas las etapas hará posible el estudio de una amplia gama de comportamientos también en dauers y adultos. Una amplia gama de comportamientos se puede estudiar con esta técnica desde el apareamiento de la puesta de huevos.

Caenorhabditis elegans se ha establecido como un sistema modelo para estudiar el comportamiento1. Debido a su ligabilidad a la genética, se pueden estudiar los mecanismos moleculares y celulares que subyacen al comportamiento. Muchos comportamientos ocurren en escalas de tiempo largas. Se pueden utilizar dos enfoques principales para observar animales móviles en escalas de tiempo largas. El primer enfoque es seguir al animal durante el movimiento utilizando una etapa automatizada o cámara2-8 y el segundo es restringir el movimiento a un rango que sea al menos tan pequeño como el campo de visión de la cámara9-14. Ambos métodos tienen sus ventajas. El rastreo permite seguir a un animal a través de largos rangos espaciales, pero limita el número de animales que se pueden discernir en un experimento. La restricción del movimiento de los animales permite ampliar la observación a muchos individuos al mismo tiempo mediante el uso de matrices de compartimentos restringidos. 
Debido a que el nematodo es transparente, se pueden realizar imágenes fluorescentes en vivo de forma no invasiva15. Las imágenes de calcio proporcionan una lectura funcional de la actividad de las células excitables y se establecen para C. elegans16-20. El calcio ingresa a la célula a través de canales en la membrana plasmática que se abren tras la despolarización. Por lo tanto, el calcio actúa como un proxy de la actividad neuronal. Los sensores de calcio se pueden agrupar en dos clases principales, sensores ratiométricos y no radiométricos. Ambas clases emplean cambios conformacionales de las proteínas de unión al calcio inducidos por la unión del calcio. Los sensores radiométricos contienen dos proteínas fluorescentes. Cuando se excita la proteína fluorescente de longitud de onda más baja, una parte de la energía de la luz se transmite a la proteína fluorescente de longitud de onda más alta en función de su distancia en un proceso llamado Transferencia de Energía de Resonancia de Fluorescencia o Transferencia de Energía de Resonancia de Förster (FRET)21. Los sensores no radiométricos se basan en GFP permutado circularmente y emplean el desenfriamiento del fluoróforo causado por la unión al calcio22. Cada clase tiene sus ventajas. Mientras que los sensores radiométricos son menos sensibles a los artefactos de movimiento o expresión, los sensores no radiométricos suelen tener un rango dinámico más alto. Tanto los sensores radiométricos como los no radiométricos han sido útiles para estudiar la actividad de las células excitables en C. elegans16-20,23,24. 
Al realizar imágenes de fluorescencia a largo plazo, el experimentador tendrá que lidiar con varios desafíos potenciales: 1. Perturbación del comportamiento a través de la luz de excitación: Los gusanos son sensibles a la luz de excitación de fluorescencia de longitud de onda corta y evitan la luz del rango violeta a azul que se utiliza para obtener imágenes de calcio25,26. Los gusanos responden con una respuesta de escape hacia atrás o hacia adelante25,26. Por lo tanto, es necesario controlar la cantidad de luz. 2. Blanqueo de la proteína sensor fluorescente: A menudo, el blanqueo de la proteína fluorescente dificulta la obtención de imágenes a largo plazo. Sin embargo, por lo general, las intensidades de luz que se necesitan para observar el blanqueo son más altas que las intensidades de luz que causan efectos perturbadores en el comportamiento de los animales. Por lo tanto, el blanqueamiento es solo un problema teórico en este tipo de imágenes de calcio. 3. Los gusanos dentro de las microcámaras no son fijos y se mueven constantemente durante el comportamiento de vigilia y las imágenes pueden aparecer borrosas si el gusano no está inmovilizado. Todos estos desafíos se pueden resolver utilizando tiempos de exposición extremadamente cortos con baja intensidad de luz. Esto se puede lograr mediante el uso de una cámara EMCCD de alta sensibilidad con tiempos de exposición cortos y activación externa de un diodo emisor de luz (LED). Para exponer los gusanos a la luz de iluminación lo más brevemente posible (solo durante el tiempo de exposición de la cámara), el LED se activa externamente mediante una señal lógica de transistor-transistor (TTL) que la cámara emite durante la exposición, lo que da como resultado una iluminación del gusano precisamente durante el tiempo que el chip de la cámara está expuesto. Esto también significa que el chip EMCCD estará oscuro durante la lectura de datos, lo cual es óptimo para el rendimiento de lectura de este chip. 
Anteriormente, se han desarrollado microcámaras de agarosa para la obtención de imágenes de fluorescencia a largo plazo de larvas de C. elegans 9. Aquí, se describe cómo las microcámaras de agarosa se pueden usar para obtener imágenes de calcio a largo plazo para cualquier etapa de la vida de C. elegans, cómo se pueden realizar imágenes de calcio y cómo se puede mejorar este método para analizar muchos gusanos individuales en paralelo.

<table><tbody><tr><td>Agarosa de alto punto de fusión</td><td>Fisher Bioreagents</td><td>BP(E)164-1000</td><td></td></tr><tr><td>Top Vision agarosa de bajo punto de fusión</td><td>Sistema LED Thermo Scientific</td><td>R0801</td><td></td></tr><tr><td></td><td>CoolLED</td><td>pE-2</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio compuesto</td><td>Nikon</td><td>TiE</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio estereoscópico</td><td>Leica</td><td>M5</td><td></td></tr><tr><td>Cámara EMCCD</td><td>Andor</td><td>iXon 897</td><td>ahora se vende como iXon Ultra 897</td></tr><tr><td>sCMOS cámara</td><td>Andor</td><td>Neo</td><td></td></tr><tr><td>Limpiador de plasma</td><td>Harrick</td><td>PDC-23G2</td><td></td></tr><tr><td>Calentador de tapa</td><td>MPI taller</td> hecho <td>a</td><td></td>medida</tr><tr><td>Plato de plástico</td><td>Falcon</td><td>08-757-100A</td><td></td></tr><tr><td>etapa Z para el microscopio</td><td>Prior</td><td>Nano Scan Z</td><td></td></tr><tr><td>etapa X-Y para el microscopio</td><td>Prior</td><td>Proscan III</td><td></td></tr><tr><td>Sello PDMS</td><td>Abbott Laboratories a</td><td>medida</td><td></td></tr><tr><td>Filtro de luz roja</td><td>Chroma</td><td>ET660/50m</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri de 35 mm</td><td>Falcon</td><td>Falcon Placas de Petri Desechables, Estériles, Corning</td> Cinta adhesiva de <td></td></tr><tr><td>doble cara</td><td>Sellotape/Henkel</td><td>doble cara 25 mm x 33 m</td><td>alternativamente, se puede utilizar la cinta adhesiva de doble cara advance de Rubance Adhesives.</td></tr></tbody></table>

microcámaras de agarosa para imagen de calcio a largo plazo de<em&gt; caenorhabditis elegans</em

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

El comportamiento es controlado por el sistema nervioso. El calcio de imágenes es un método directo en el nematodo Caenorhabditis elegans transparente para medir la actividad de las neuronas durante varios comportamientos. Para correlacionar la actividad neural con el comportamiento, el animal no debe ser inmovilizado, pero debe ser capaz de moverse. Muchos cambios de comportamiento ocurren durante escalas de tiempo largos y requieren grabar durante muchas horas de comportamiento. Esto también hace que sea necesario para la cultura de los gusanos en la presencia de alimentos. ¿Cómo pueden los gusanos cultivarse y su actividad neuronal fotografiado en escalas de tiempo largas? Agarosa Microcámara Imaging (IAM) fue desarrollado previamente a la cultura y observar pequeñas larvas y ahora se ha adaptado para estudiar todas las etapas de la vida desde la primera L1 hasta la etapa adulta de C. elegans. AMI se puede realizar en varias etapas de la vida de C. elegans. Imágenes de calcio a largo plazo se logra sin inmovilizar a los animales mediante el uso de las exposiciones a corto provocados externamente comcombinado con un electrón multiplicando la grabación del dispositivo (EMCCD) cámara de carga acoplada. Alejar o exploración puede ampliar este método a la imagen hasta 40 gusanos en paralelo. Por lo tanto, se describe un método para el comportamiento y la actividad neural imagen en escalas de tiempo largas en todas las etapas de vida de C. elegans.

Microcámaras de agarosa se ​​pueden aplicar a cualquier etapa de la vida de C. elegans. Como puede verse en la Figura 1A, el desarrollo larval y el comportamiento durante el sueño L1 lethargus pueden ser observados. Se muestran los tamaños de cámara que son 190 x 190 m, 10 m de profundidad. Si se requieren escalas de tiempo más largas, se pueden utilizar cámaras más grandes. Como puede verse en la Figura 1B, utilizando una cámara con dimensiones más grandes (370 x 370 m, 25 m de profundidad) permite el desarrollo de C. elegans desde el huevo hasta adulto. La Figura 1C muestra un análisis de los cambios a largo plazo en el comportamiento utilizando sustracción marco de un gusano crecido en una cámara de huevo hasta adulto. Se muestra son intensidades medias después de la sustracción del marco de las explosiones seleccionados durante la vigilia y lethargus. Cuanto menor es la intensidad media de los valores después de la resta marco es, menor es la movilidad del gusano. Se muestra se seleccionan los rastros de ráfaga de una condición estela y una condición lethargus por etapa larval. Losaumento observado en la intensidad media durante el desarrollo se debe principalmente a un aumento de contraste y el tamaño del animal. La Figura 1D muestra una larva dauer, una etapa de la vida alternativa que se dedica durante condiciones ambientales adversas 33. Tamaño de la cámara es de 370 x 370 m, 15 m de profundidad. Tenga en cuenta que la larva dauer se colocó en la cámara sin alimentos bacteriana, lo que provocaría la salida de la etapa larval dauer. La Figura 1E muestra un gusano adulto que ya ha establecido muchos huevos en la cámara. Dimensiones de la cámara se utilizan para el adulto son 700 x 700 m, 45 m de profundidad. Por último, la Figura 1F muestra un hermafrodita adulto y un apareamiento masculino dentro de una cámara de adultos. Imágenes de calcio en los gusanos móviles es posible con sensores de calcio GCaMP. Figuras 2A, B muestran imágenes de calcio del comando interneuron AVA para una larva L1 27. Figuras 2C, D muestran la actividad de calcio para la saMe tipo de neurona en un animal adulto. La ampliación de imagen a largo plazo es posible gracias a la digitalización y alejando el zoom. Figura 3A muestra la calidad de imagen de las imágenes simultánea de 30 gusanos en un único chip de la cámara con una cámara de 5 megapíxeles. La figura 3B muestra la calidad de imagen de 4 gusanos calcio fotografiado simultáneamente. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig1highres.jpg" width="700" /> Figura 1. Adaptación del IAM a todas las etapas de vida de C. elegans. (A) Larva fotografiado desde la primera hasta L1 L2 etapa temprana en 190 x 190 micras cámaras. (B) El desarrollo de huevo hasta adulto en una cámara de 370 x 370 m. (C) La movilidad de un gusano evaluó mediante la resta marco. Se muestra la intensidad media de todas las imágenes de la imagen después de la sustracción del marco para una película de ráfaga seleccionado para cada sta larvalge para despertar y el comportamiento lethargus. (D) Una larva dauer en ausencia de alimentos en una cámara de 370 micras x 370. Hermafrodita (E) para adultos con muchos huevos puestos en una cámara de 700 x 700 m. (F) El apareamiento de un macho y una hermafrodita en el interior de una cámara de 700 x 700 m. YA significa adulto joven. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52742/52742fig1highres.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig2highres.jpg" width="700" /> Figura 2. El calcio de imágenes con IAM. (A) de imágenes de calcio con GCaMP3 en el interneuron comando AVA de larvas L1 usando el promotor de RMN-1. Se muestran dos imágenes en falso color. En la imagen izquierda, la actividad de AVA es baja y el gusano no está haciendo un movimiento hacia atrás. En la imagen de la derecha de la actividad de AVA es<html> de altura, y el gusano se está moviendo hacia atrás. transitorios (B) de calcio en el tiempo para un gusano de L1. (C, D) los transitorios de calcio en un animal adulto. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52742/52742fig2highres.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig3highres.jpg" width="700" /> Figura 3. Imaging varios gusanos en paralelo por el zoom a cabo. (A) de imágenes simultánea de 30 gusanos L1 por fotograma utilizando 190 x 190 micras cámaras y un aumento de 100X (usando un objetivo 10X) y un chip de la cámara 16,6 x 14 mm. (B) de formación de imágenes simultánea de cuatro gusanos L3 por trama utilizando 370 x 370 micras cámaras y un aumento de 100X y una región de interés de un chip de la cámara 16,6 x 14 mm.et = &quot;_ blank&quot;&gt; Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

La imagen del comportamiento y la actividad neuronal a largas escalas de tiempo sin inmovilización del animal es un requisito previo para comprender el comportamiento. Las imágenes de cámaras microfluídicas de agarosa (AMI) se pueden utilizar para obtener imágenes de la actividad y el comportamiento neuronal de todas las etapas de la vida de Caenorhabditis elegans.

Microcámaras de agarosa para Imagen de calcio a largo plazo de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

El objetivo general del siguiente experimento es monitorear el desarrollo del comportamiento y la actividad neuronal de múltiples ejemplares adultos de C. elegans. Esto se logra cultivando los gusanos en cámaras microfluídicas llenas de alimento. Se realiza imágenes de calcio a largo plazo utilizando una cámara E-M-C-C-D y tiempos de exposición cortos activados por señal TTL.El procedimiento puede ampliarse escaneando múltiples cámaras secuencialmente o filmando varias cámaras simultáneamente. Los resultados muestran el comportamiento de larvas y adultos, así como los transitorios de calcio en interneuronas de comando. La principal ventaja de esta técnica de microcámara es que el comportamiento y el desarrollo pueden seguirse durante un largo período con imágenes de alta calidad.La demostración visual de este método es fundamental, ya que resulta difícil aprender a llenar las microcámaras con la cantidad adecuada de alimento y calor. Para comenzar, configure un microscopio con calentador de tapa, platina automática y sistema de cámara E-M-C-C-D. Elabore sellos de polimetil suboxano en una instalación de microfluídica o mediante una fundición comercial.Corte el chip de PDMS en 16 sellos individuales usando un escalpelo. A continuación, exponga tanto el sello como una lámina de vidrio al plasma de aire durante aproximadamente un minuto antes de adherir el sello sobre la lámina. Trabaje lentamente para evitar derretir el plástico.Corte un área cuadrada desde el fondo de un platillo de 3,5 centímetros. Prepare varios platillos a la vez. Prepare alícuotas estériles de agarosa de punto de fusión alto y bajo antes de usarlos.Coloque tres alícuotas de aeros de alto punto de fusión en un bloque calefactor. Además, derrita una eloqua de aeros de bajo punto de fusión antes de transferirla a un bloque calefactor separado. Primero, tome el recipiente de plástico con la abertura cuadrada creada previamente y colóquelo boca abajo con la abertura orientada hacia arriba.Utilice un trozo de cinta adhesiva de doble cara para cubrir la abertura. Gire el recipiente de manera que la cinta adhesiva quede en la parte inferior y coloque el recipiente sobre una superficie dura. Libere la abertura cortando con un escalpelo.A continuación, rellene el área que rodea la abertura con dos mililitros de agarosa de alto punto de fusión. Espere hasta que el agarosa se solidifique. Una vez solidificado, retire la película protectora que cubre la cinta adhesiva de doble cara en el otro lado.Esto da como resultado un anillo delgado de cinta adhesiva que rodea la parte externa de la abertura. El agar sirve como un reservorio de humedad que posteriormente rodeará la muestra. Antes de construir las microcámaras, prepare la superficie del sello de PDMS exponiéndola al plasma de aire durante 20 a 60 segundos.Cree dos separadores de igual altura apilando entre cinco y nueve portaobjetos de vidrio. Coloque un solo portaobjetos de vidrio entre las dos pilas de separadores. A continuación, coloque el portaobjetos de vidrio que contiene el sello de PDMS sobre los separadores.Ajuste la altura de los separadores para que haya un espacio de 1,5 milímetros entre la superficie de moldeo y la lámina de vidrio. Cuando esté listo, coloque una gota de aros caliente de alto punto de fusión sobre la lámina cerca del sello de PDMS y deslice rápidamente el sello horizontalmente dentro del líquido aros. Una vez que el aros se haya solidificado y aparezca opaco, retire el sello verticalmente de un solo movimiento.Utilizando un asa de alambre de platino fino, transfiera los huevos o gusanos junto con bacterias OP 50 a los aros. Use una pestaña para distribuir un huevo o un gusano por cámara junto con alimento. Una almohadilla de aros debe contener aproximadamente 30 gusanos.Corte la lámina de aros que contiene las microcámaras en forma cuadrada para que encaje adecuadamente en la abertura del recipiente. Utilice pinzas para levantar la lámina y colóquela boca abajo sobre un portaobjetos de vidrio; una vez colocada, no levante ni deslice el portaobjetos, para evitar expulsar el contenido de las cámaras.Ahora los compartimentos están sellados. A continuación, coloque el cubreobjetos en la abertura del recipiente de plástico. Presione suavemente el cubreobjetos hacia abajo sobre el anillo hecho de cinta adhesiva doble cara.Tenga cuidado de no romper el vidrio. Doble el recipiente boca abajo y use aros de punto de fusión bajo para llenar el espacio entre la placa de agro y el depósito de aros cuando el aros haya solidificado. Selle el recipiente con una tapa y param.Después de finalizar la preparación de las microcámaras, revíselas correctamente bajo un microscopio estereoscóp游戏副本A continuación, configure el escaneo para que visite cada gusano utilizando la platina. El objetivo es filmar aproximadamente 30 gusanos en una sola corrida. Se pueden obtener imágenes de múltiples gusanos alejando el enfoque.Utilice una menor magnificación para cubrir varias cámaras microscópicas y filme varias cámaras microscópicas adyacentes simultáneamente. Después de finalizar la adquisición de imágenes, separe los datos de cada cámara individual recortando una región de interés que incluya un animal. El fotograma, la sustracción se puede utilizar para evaluar rápidamente los datos de movilidad.Después del imagenado, se realiza la imagen de calcio en un microscopio compuesto equipado para fluorescencia epiescopia de campo amplio. Para limitar la exposición a la luz, utilice una señal de lógica transistor-transistor que active un LED para iluminar la muestra. Al mismo tiempo, la cámara registra un cuadro.Realice una película de ráfaga durante 24 horas, tomando imágenes de cada gusano cada 15 a 30 minutos. Primero registre 20 segundos con DIC.Luego, 20 segundos con fluorescencia GFP. Y finalmente, una imagen de la señal MK dos para niveles de expresión de control. Para la inspección visual de los datos, utilice un mapa de colores falso para mejorar la visibilidad de los pequeños cambios en la intensidad de fluorescencia.Por último, realice el análisis de los datos de calcio utilizando procedimientos estándar. Este ejemplo muestra el comportamiento larval. Una cámara con dimensiones más grandes permite el desarrollo desde un huevo hasta adulto a largo plazo; aquí se muestran los cambios en el comportamiento.La larva dauer aquí presente es una etapa vital alternativa que se activa durante condiciones ambientales adversas. Este gusano adulto ha puesto muchos huevos en la cámara. Finalmente, esta imagen muestra un hermafrodita adulto y un macho apareándose dentro de una cámara adulta.Se muestra aquí la imagen de calcio del interneurona de comando A VA en una larva L1. Estas imágenes muestran la actividad de calcio para el mismo tipo de neurona en un animal adulto. La ampliación de la imagenología a largo plazo permite obtener imágenes de 30 gusanos en un solo chip de cámara.Al intentar este procedimiento, es importante llenar las cámaras con la cantidad correcta de alimento y asegurar los movimientos adecuados del agarro. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo utilizar la imagenología de cámaras microscópicas aros en diversas etapas de vida de sea elegance.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este video presenta los conceptos detrás de las imágenes de calcio e incluye un protocolo de ejemplo para la obtención de imágenes de lapso de tiempo de gusanos contenidos en pocillos de agarosa moldeados.

Imágenes de calcio: un método para visualizar la actividad neuronal en C. elegans vivos

Este video muestra una técnica para obtener imágenes de calcio en neuronas individuales de Caenorhabditis elegans utilizando proteínas reporteras fluorescentes codificadas genéticamente. Describe los pasos involucrados en la obtención de imágenes del movimiento de los gusanos y la medición de las proporciones de fluorescencia reportera de las neuronas para correlacionar los niveles de calcio intracelular con la actividad neuronal y los cambios de comportamiento durante la puesta de huevos.

Imágenes de calcio en neuronas individuales que regulan el comportamiento de puesta de huevos en Caenorhabditis elegans

Fuente: Doser, R., et al. Imágenes subcelulares del manejo neuronal del calcio in vivo. J. Vis. Exp. (2023)Este video demuestra imágenes in vivo del flujo de calcio subcelular en las neuronas del cordón nervioso ventral de cepas transgénicas de Caenorhabditis elegans. Se emplean dos indicadores de calcio distintos: un indicador citoplasmático en una cepa y un indicador mitocondrial en otra. Las neuronas se observan bajo un microscopio de fluorescencia para monitorear los cambios en tiempo real...

Imágenes de la dinámica subcelular del calcio en neuronas de Caenorhabditis elegans

Con su pequeño cuerpo transparente y bien documentado neuroanatomía y una serie de técnicas genéticas susceptibles y...

Formación de imágenes in vivo de calcio neuronal en C. elegans

Este protocolo describe el uso de genéticamente codificados Ca2 + periodistas a registramos cambios en la actividad neuronal en comportarse gusanos Caenorhabditis elegans .

Imagen radiométrica calcio de neuronas individuales en comportamiento Caenorhabditis Elegans

En este artículo demostramos en proyección de imagen de gusanos individuales empleando un dispositivo de microfluidos personalizado. En el dispositivo, gusanos varios individualmente se limitan para separar compartimientos, lo que permite vigilancia longitudinal multiplexada de varios procesos biológicos.

Una plataforma de microfluidos para la proyección de imagen Longitudinal en Caenorhabditis elegans

Este método proporciona una manera de acoplar optogenéticas y sensores de calcio codificados genéticamente para crear imágenes de los niveles basales de calcio citosólico y cambios en los transitorios de calcio evocados en los músculos de la pared corporal del organismo modelo C. elegans.

In Vivo Calcium Imaging en C. elegans Body Wall Muscles

Aquí se informa un sistema para imágenes de calcio en Caenorhabditis elegans que se comportan libremente con vibración bien controlada y no localizada. Este sistema permite a los investigadores evocar vibraciones no localizadas con propiedades bien controladas a un desplazamiento a nanoescala y cuantificar las corrientes de calcio durante las respuestas de C. elegans a las vibraciones.

Imágenes de calcio en Caenorhabditis elegans de comportamiento libre con vibración no localizada y bien controlada

El protocolo describe un diseño simple de chip microfluídico y una metodología de microfabricación utilizada para cultivar C. elegans en presencia de un suministro continuo de alimentos durante hasta 36 h. El dispositivo de crecimiento e imágenes también permite obtener imágenes intermitentes de alta resolución a largo plazo de procesos celulares y subcelulares durante el desarrollo durante varios días.

Un chip microfluídico simple para el crecimiento a largo plazo y la obtención de imágenes de Caenorhabditis elegans

Los métodos actuales describen un enfoque no ratiométrico para imágenes de calcio subcompartimentales de alta resolución in vivo en Caenorhabditis elegans utilizando indicadores de calcio codificados genéticamente fácilmente disponibles.

Imágenes subcelulares del manejo neuronal del calcio in vivo

Aquí, presentamos protocolos y herramientas para visualizar el calcio durante la fertilización y la embriogénesis temprana utilizando un reportero de calcio codificado genéticamente expresado en la línea germinal del nematodo modelo C. elegans.

Visualización in vivo de transitorios de calcio durante la fertilización y el desarrollo temprano en C. elegans

Aprende a realizar imagen de calcio a largo plazo en Caenorhabditis elegans usando microcámaras de agarosa. Esta técnica permite estudiar la actividad neuronal y el comportamiento en diferentes etapas del desarrollo del organismo.

Microcámaras de agarosa para Imagen de calcio a largo plazo de

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