Name: Grabación de potencial evocado visual en un modelo de rata de Experimental del Nervio Óptico Desmielinización (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 49 s
Description: Aprenda a registrar potenciales evocados visuales en ratas con desmielinización focal del nervio óptico mediante microinyección de lisolecitina. Este modelo permite evaluar longitudinalmente la función neural y probar terapias remielinizantes.

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Este estudio fue apoyado por el Instituto de Investigación Oftalmológica de Australia (ORIA). Agradecemos Prof. Algis Vingrys y el Dr. Explosión Bui, Universidad de Melbourne, por principio nos ayuda a desarrollar la técnica de grabación VEP.

Declaración de Ética: Todos los procedimientos con animales se realizaron de conformidad con el Código Australiano de Prácticas para el Cuidado y Uso de animales con fines científicos y las directrices de la Declaración de ARVO para el uso de animales en Oftálmica y Vision Research, y fueron aprobados por el Comité de Ética Animal de la Universidad de Macquarie. 1. VEP Electrodo Implantación <ol><li> Anestesiar al animal con una inyección intraperitoneal de ketamina (75 mg / kg) y medetomidina (0,5 mg / kg). Nota: Después de la inducción de la anestesia, observar los reflejos de retirada (prueba de pellizco, reflejo corneal y palpebral, etc.) y su ausencia como una indicación para comenzar la cirugía. Continuamente observar a los animales durante toda la cirugía y administrar fármaco anestésico adicional (10% de la dosis de ketamina inicial por top-up) si los reflejos están presentes. Las ratas adultas (&gt; 12 semanas) se utilizan en los experimentos. </li><li> Afeitarse la piel de la zona quirúrgica.Colocar el animal en un cojín de calentamiento (37 ° C) para mantener la temperatura corporal durante la cirugía. Preparar la piel mediante la aplicación tópica de povidona yodada. Aplicar drapeado quirúrgico. Aplicar pomada oftálmica tópica para evitar la sequedad de la córnea bajo anestesia general. Mantener la asepsia utilizando instrumentos estériles. </li><li> Hacer una incisión en la piel en la línea media longitudinal de la piel de la cabeza. Despeja el tejido conectivo para lograr una buena exposición del cráneo. </li><li> Con cuidado, perforar pequeños agujeros de trépano manualmente utilizando un taladro micro mano en 7 mm detrás del bregma y 3 mm lateral a la línea media. </li><li> Electrodos tornillo de implante a través del cráneo en la corteza (zona 17), que penetran en la corteza a una profundidad de aproximadamente 0,5 mm. Implantar un electrodo tornillo de referencia en mm rostral línea media 3 al bregma. Aplicar cemento dental para encajonar y fijar los tornillos (no siempre es necesario). </li><li> Suturar la piel de la cabeza, administrar pomada antibiótica sobre la piel y permitir que el animal en Recover de la anestesia en un cojín de calentamiento. Nota: Como alternativa, los electrodos se pueden dejar expuestos, por lo que la piel no necesita ser reabierto en cada grabación. Inmediatamente después de la cesación de la cirugía, pero antes de la recuperación de la anestesia, administrar un fármaco no esteroide anti-inflamatorio (NSAID) (si no se administra antes de la cirugía) o un analgésico opioide. Monitorear los animales constantemente hasta que la recuperación total de la anestesia y totalmente ambulatoria. </li><li> Deje por lo menos 1 semana para que los animales se recuperan de la cirugía antes de la grabación VEP. </li></ol> 2. Inyección Nervio Óptico <ol><li> Anestesiar al animal, preparar la piel y aplicar drapeado que el anterior (1.1 y 1.2). </li><li> Hacer una incisión de 1 a 1,5 cm en la piel por encima de la órbita de un ojo seleccionados al azar. Abra el tejido subcutáneo para alcanzar la cavidad orbital usando iris finas tijeras. Abra la conjuntiva y anterior de la cápsula de Tenon bajo el microscopio operativo. </li><li> Retirar la extraoculareslos músculos y las glándulas lagrimales intraobital para exponer aproximadamente 3 mm de longitud del nervio óptico. Abra las capas de duramadre y materia aracnoide alrededor del nervio óptico longitudinal utilizando una cuchilla oftálmica. </li><li> Inserte la pipeta de vidrio en el nervio óptico a una distancia de 2 mm posterior al globo. La micropipeta de vidrio está unida a una jeringa Hamilton. </li><li> Inyectar 1% lisolecitina (0,4 a 1,0 l, con 0,02% de azul de Evan que no tiene efectos sobre la mielinización) lentamente en el nervio aproximadamente durante un período de 30 seg. </li><li> Suturar la incisión de la piel. Aplique ungüento antibiótico para prevenir la infección. Compañeros de ojos se pueden servir como controles internos para grabaciones de electrofisiología. </li><li> Coloque los animales sobre una almohadilla de calentamiento para recuperarse de la anestesia. </li></ol> 3. VEP grabación <ol><li> Anestesiar el animal y preparar la piel como 1.1 y 1.2. Nota: dosis más baja de los anestésicos puede ser utilizado para reco electrofisiológicording (ketamina 40 mg / kg y medetomidina 0,25 mg / kg). </li><li> Coloque la rata en un cuarto oscuro y deje que se adapte a la oscuridad de 5-30 min. En algunos casos, las ratas pueden ser, respectivamente, adaptada a la oscuridad O / N para escotópica o la luz adaptado para grabaciones VEP fotópica 8. </li><li> Mantener la temperatura corporal a 37 ± 0,5 ° C por el sistema manta homeotermos con una sonda de termómetro rectal. </li><li> Dilatar las pupilas con gotas para los ojos 1,0% tropicamida. Abra la piel sobre el cráneo para acceder al pre-colocado en electrodos de tornillo in situ. </li><li> Conectar el tornillo sobre la corteza visual del ojo contralateral estimulado y el tornillo de referencia para el amplificador. Inserte un electrodo de aguja en la cola como el suelo. Medir y mantener la impedancia del electrodo por debajo de 5 kW. </li><li> Coloque un estimulador mini-Ganzfeld directamente sobre la piel alrededor de los párpados para proporcionar aislamiento ojo superiores 7. La iluminación del estimulador debe calibrarse de antemanopor un fotómetro. </li><li> Entregar la estimulación fótica través de destellos de luz de 100 veces a una frecuencia de 1 Hz, con bajas y altas configuración del filtro de paso de banda de 1 Hz y 100, respectivamente. La tasa de muestreo de la señal es en 5 kHz. Nota: Las señales deben ser muestreados al menos a unos 250 a 300 Hz para asegurar que más de dos muestras se recogen durante cada ciclo. </li><li> Suturar la piel de la espalda y mantener a los animales en un cojín de calentamiento para recuperarse de la anestesia. La grabación se puede grabar varias veces en animales individuales para monitorear los cambios funcionales en un período de tiempo. </li><li> En el punto final, administrar una inyección sobredosis de pentobarbital sódico (100 mg / kg, ip) para la eutanasia del animal. Confirmar la eutanasia por paro cardíaco, parada respiratoria y disminución de la temperatura corporal. </li></ol> 4. Preparación del tejido e Histología <ol><li> Quitar los nervios ópticos de los animales sacrificados bajo el microscopio y fijar el tejido en 1% de paraformaldehído O / N. </li> &lt;li&gt; Lavar el tejido a fondo con solución salina. Tratar el tejido en un procesador automático de tejidos e incrustar en parafina. Secciones fotografica (5-10 micras) con un micrótomo rotatorio. Nota: Para el estudio inmunohistoquímico, fijar tejidos en paraformaldehído al 1%, se lava con solución salina y se incuba con un 30% de sacarosa O / N. Incrustar tejidos en octubre medio de inclusión y hacer cryosections usando un criostato. </li><li> Incubar las secciones en 0,1% solución de azul rápido como Luxol (en el 95% de etanol) O / N a 56 ° C. Diferenciar las secciones de 0,05% de carbonato de litio durante 30 segundos y luego etanol al 70% durante 30 seg. Por último, contrateñir en solución violeta de cresilo 0,1% durante 30 segundos antes de montar las secciones. Utilice la tinción con azul rápido para identificar la mielina en el nervio óptico 5. </li></ol>

<ol><li>Balcer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+practice.+Optic+neuritis%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Clinical practice. Optic neuritis.</a> N Engl J Med. 354 (12), 1273-1280 (2006).</li>
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<li>Lachapelle, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+remyelination+in+the+nonhuman+primate+optic+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Pathol%22%5BJournal%5D)">Failure of remyelination in the nonhuman primate optic nerve.</a> Brain Pathol. 15 (3), 198-207 (2005).</li>
</ol>

Ninguno de los autores tiene intereses contrapuestos o intereses contrapuestos.

El nervio óptico es muy susceptible al daño mecánico. La lesión por aplastamiento del nervio óptico durante un período de 1 s puede provocar una pérdida de aproximadamente el 75% de RGC durante un período de 2 semanas10. Por lo tanto, se requiere un cuidado extremo al realizar los procedimientos quirúrgicos. Según la experiencia de los autores, es mucho mejor adaptar un enfoque de disección roma para exponer y abrirse paso a través de los tejidos alrededor del nervio óptico a lo largo de la orientación del ner...

La neuritis óptica es una de las formas más comunes de neuropatía óptica, que causa la pérdida total o parcial de la visión1. Histológicamente, se caracteriza por desmielinización inflamatoria, pérdida axonal de células ganglionares de la retina y diversos grados de remielinización en el nervio óptico2. La neuritis óptica suele ser el inicio manifiesto de la esclerosis múltiple. El potencial evocado visual (PEV) es una herramienta no invasiva para investigar la función del sistema visual. Refleja la función post-retiniana desde la retina hasta la corteza visual primaria y se ve afectada en muchas enfermedades del nervio óptico3. La PEV se ha utilizado predominantemente en pacientes con neuritis óptica para evaluar la integridad de la vía visual4. 
La latencia de VEP, que refleja la velocidad de conducción de la señal a lo largo de la vía visual, se considera una medida precisa del nivel de cambios asociados a la mielina en el nervio óptico5; mientras que se cree que la amplitud de VEP está estrechamente correlacionada con el daño axonal de las células ganglionares de la retina (RGC)6. Esta hipótesis ha sido bastante bien establecida utilizando el modelo de rata de desmielinización del nervio óptico inducida por lisolecitina5. 
Aquí, explicamos un protocolo completo de la técnica de microinyección del nervio óptico en roedores, que puede minimizar el daño relacionado con la manipulación quirúrgica al nervio per se, así como a los tejidos adyacentes, como los músculos extraoculares y los vasos sanguíneos. Además, se ha descrito la cirugía de implantación de electrodos craneales para el registro de VEP en animales7. Los registros de VEP se pueden llevar a cabo repetidamente en animales durante un período de tiempo para evaluar los cambios relacionados con la desmielinización/remielinización, así como el impacto en la integridad axonal del nervio óptico.

<table><tbody><tr><td>Ketamina 100 mg/ml (Ketamil)</td><td>Troy Laboratories</td><td>AC 116</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidina 1 mg/ml (Domitor)</td><td>Pfizer</td><td>sc-204073</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamide 1.0% (Mydriacyl)</td><td>Alcon</td><td>sc-202371</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de manta homeotérmica</td><td>Harvard Apparatus NC9203819</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Medidor de impedancia&nbsp;</td><td>Césped</td><td>F-EZM5</td><td></td></tr><tr><td>Electrodos de tornillo&nbsp;</td><td>Micro sujetadores</td><td>M1.0 y veces; Ranura Csk de 3 mm M/T 304 S/S</td><td></td></tr><tr><td>Electrodos de aguja subdérmica&nbsp;</td><td>Césped</td><td>F-E3M-72</td><td></td></tr><tr><td>Reparación Rápida&nbsp;</td><td>DeguDent GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Diodo emisor de luz&nbsp;</td><td>Bioamplificador de NSPG300A</td><td></td><td></td>Nichia</tr><tr><td></td><td>CWE, Inc.</td><td>Sistema CED BMA-400</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Cambridge Electronic Design, Ltd.</td><td>Jeringa Power1401</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton&nbsp;</td><td>Hamilton</td><td>87930</td><td></td></tr><tr><td>Lysolecithin</td><td>Sigma</td><td>L4129</td><td></td></tr><tr><td>Evan' s azul&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>E2129</td><td></td></tr></tbody></table>

grabación de potencial evocado visual en un modelo de rata de experimental del nervio Óptico desmielinización

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

El registro del potencial evocado visual (PEV) se utiliza ampliamente en la práctica clínica para evaluar la gravedad de la neuritis óptica en su fase aguda y para monitorizar el curso de la enfermedad en el periodo de seguimiento. Los cambios en los parámetros de la PEV se correlacionan estrechamente con el daño patológico en el nervio óptico. Este protocolo proporciona una descripción detallada sobre el modelo de microinyección del nervio óptico en roedores, en el que se produce una lesión parcial de desmielinización en el nervio óptico. También se discuten las técnicas de grabación VEP. Mediante el uso de electrodos implantados en el cráneo, podemos adquirir trazas de VEP reproducibles durante y entre sesiones. Las PEV se pueden registrar en animales individuales durante un período de tiempo para evaluar longitudinalmente los cambios funcionales en el nervio óptico. El modelo de desmielinización del nervio óptico, junto con el protocolo de registro VEP, proporciona una herramienta para investigar los procesos de la enfermedad asociados con la desmielinización y la remielinización, y potencialmente puede emplearse para evaluar los efectos de nuevos fármacos remielinizantes o terapias neuroprotectoras.

Reproducibles rastros VEP intra períodos de sesiones se muestran en la Figura 1 y un retraso significativo en la latencia N1 se pueden ver después de la inyección del nervio óptico. Las lesiones del nervio óptico parciales de desmielinización se pueden observar en las secciones histológicas utilizando Luxol tinción azul rápido 5. La figura 2 muestra una sección representativa con una pequeña lesión desmielinizada focal en el centro del nervio óptico. Tenga en cuenta que la se...

La desmielinización focal se induce en el nervio óptico mediante microinyección de lisolecitina. Los potenciales evocados visuales se registran a través de electrodos craneales implantados sobre la corteza visual para examinar la conducción de señales a lo largo de la vía visual in vivo. Este protocolo detalla los procedimientos quirúrgicos subyacentes a la implantación de electrodos y la microinyección del nervio óptico.

Grabación de potencial evocado visual en un modelo de rata de Experimental del Nervio Óptico Desmielinización

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

El objetivo general del siguiente experimento es monitorear la desmielinización del nervio óptico in vivo. Esto se logra primero implantando microelectrodos sobre la corteza visual. En una segunda etapa, se inyecta lisina mediante microinyección en el nervio óptico, lo que induce una lesión focal de desmielinización.Luego se pueden realizar grabaciones de potenciales evocados visuales. En última instancia, el análisis de regresión muestra una fuerte correlación lineal entre el retraso en la latencia del potencial evocado visual y el volumen. Este video demostrará nuestra técnica para registrar potenciales evocados visuales en ratas.Mediante el uso de electrodos implantados en el cráneo, también demostraremos una técnica para la desmielinización focal del nervio óptico utilizando una técnica de microinyección. Todos los experimentos se realizan aquí en nuestro laboratorio de la Facultad de Medicina de la Universidad Macquarie. La técnica será demostrada por Nitin Chichi, nuestro estudiante de doctorado. Para comenzar, anestesie una rata adulta mayor de 12 semanas mediante una inyección intraperitoneal de ketamina y xilacina antes de iniciar la cirugía.Verifique la ausencia de reflejos de retirada. Esté preparado para administrar dosis del 10% de ketamina según sea necesario para controlar cualquier reflejo que pudiera reaparecer en el animal durante la cirugía. A continuación, afeite la piel en el sitio quirúrgico y luego coloque al animal sobre una almohadilla térmica para completar los preparativos.Frote la piel con povidona yodo, coloque el campo quirúrgico sobre el animal y aplique una pomada oftálmica. Asimismo, asegúrese de mantener la asepsia utilizando instrumentos estériles. Para comenzar la cirugía, realice una incisión longitudinal en la piel a lo largo de la línea media de la cabeza.Luego, elimine el tejido conectivo para obtener una buena exposición del cráneo. A continuación, utilizando un taladro micro manual, haga cuidadosamente pequeños orificios de perforación, siete milímetros por detrás del bgma y tres milímetros laterales a la línea media. Implante electrodos de tornillo a través del cráneo y aproximadamente 0,5 milímetros dentro de la corteza.Luego, implante un electrodo de tornillo de referencia en la línea media, tres milímetros hacia el rostro respecto al bgma según sea necesario. Aplique cemento dental para encapsular y fijar los electrodos de tornillo. Por último, sutúre la piel para cerrarla.Los electrodos pueden dejarse expuestos para que la piel no tenga que volver a abrirse para cada grabación. Ahora, administre rápidamente un medicamento antiinflamatorio no esteroideo o AINE, o un analgésico opioide antes de que el animal recupere la conciencia de la anestesia. Para finalizar, trate la piel con una pomada antibiótica.Coloque el animal en una jaula de recuperación con una almohadilla térmica y monitórelo constantemente hasta que recupere completamente la marcha. Luego, permita que se recupere durante al menos una semana. Antes de realizar las grabaciones de PEP, prepare el animal para la cirugía como se describió previamente, y realice una incisión de la piel de uno a 1.5 centímetros por encima de la órbita del ojo, con tijeras de iris finas.Abra el tejido subcutáneo y acceda a la cavidad orbitaria. Luego, bajo un estereoscopio, abra la cápsula de la conjuntiva y los tendones anteriores. A continuación, retrajer los músculos extraoculares y las glándulas lagrimales intraorbitarias.Para exponer aproximadamente tres milímetros del nervio óptico alrededor del nervio óptico, utilice una hoja oftálmica para abrir longitudinalmente las capas de la duramadre y la aracnoides. Luego, inserte una micropipeta de vidrio conectada a una jeringa Hamilton en el nervio, dos milímetros posteriores al globo ocular. Durante 30 segundos, inyecte una bolo de lisina con colorante para completar el procedimiento.Cierre la incisión cutánea con sutura. Aplique una pomada antibiótica para prevenir infecciones. Traslade al animal a una almohadilla térmica y obsérvelo hasta que se recupere.Después de anestesiar al animal y preparar la piel como antes, transfiéralo a una habitación oscura. Mantenga su temperatura corporal dentro de medio grado de 37 grados Celsius, utilizando un sistema de manta homeotérmica y una sonda de temperatura mientras se monitorea en la oscuridad. Adapte al animal durante cinco a 30 minutos.Después de media hora, dilate las pupilas con gotas oculares de tropicamida al 1 %. Luego, utilizando tijeras y pinzas, abra la piel sobre el cráneo y acceda a los electrodos de tornillo NC dos previamente colocados.Conecte los tornillos al medidor de impedancia. Luego mida y mantenga la impedancia del electrodo por debajo de cinco kiloohmios. Ahora conecte el tornillo sobre la corteza visual contralateral del ojo estimulado.A continuación, inserte una aguja electrodo en la cola para obtener la conexión a tierra. Ahora coloque un estimulador mini ganzfeld calibrado sobre la piel alrededor de los párpados para mejorar el aislamiento ocular. Luego, aplique la estimulación fotica mediante 100 destellos a un hertzio con filtro pasa bajo a un hertzio y el filtro pasa banda alta.Filtre a 100 hercios. Una vez finalizado, sutúrese la piel y mantenga al animal sobre una almohadilla térmica para que se recupere de la anestesia. Son factibles grabaciones repetidas desde unas pocas por semana hasta una cada varias semanas.Tras la intercesión, los trazos de PEV muestran un retraso significativo en la latencia de N uno. Después de la inyección en el nervio óptico, se realizaron grabaciones diariamente para demostrar la reproducibilidad. En secciones de tejido teñidas con azul rápido de luxol, se pudieron observar lesiones parciales del nervio óptico por desmielinización.Después de medir el volumen de la lesión, se hizo evidente la correlación entre el retraso de latencia y el tamaño de la lesión. Esta técnica puede utilizarse para inducir lesiones en el nervio óptico y correlacionar estas lesiones con cambios en el potencial visual, pudiendo emplearse como un modelo de desmielinización focal. Dado que el tamaño de la lesión inducida es bastante variable, es importante correlacionar los cambios histológicamente.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Las células ganglionares de la retina transmiten la información visual desde el ojo hasta el cerebro con las secuencias de potenciales de acción. En este caso, se demuestra cómo registrar los potenciales de acción de las células ganglionares de la...

Una sola unidad En vivo Grabaciones de la quiasma óptico de la rata

Este video muestra la preparación de un modelo de rata para estudiar la salud de la retina y la integridad de la vía visual. El potencial evocado visual y la electrorretinografía de referencia y los electrodos activos se conectan a la rata, seguido de la alineación de la plataforma con la rata frente al cuenco de Ganzfeld para una iluminación uniforme de la retina y el cierre de la jaula de Faraday para evitar interferencias externas.

Preparación de un modelo de rata para evaluar la integridad de la vía visual mediante una configuración de electrofisiología

Este video muestra el proceso de medición de potenciales evocados visuales o VEPs en una rata anestesiada adaptada a la oscuridad con electrodos de cráneo preimplantados, que registran las señales eléctricas de la corteza visual del cerebro en respuesta a estímulos luminosos.

Registro de potenciales evocados visuales a través de los electrodos del cráneo en un modelo de rata

Este video muestra cómo registrar el electrorretinograma (ERG) y el potencial evocado visual (VEP) en una rata consciente. La rata, con electrodos implantados quirúrgicamente, se adapta primero a la oscuridad. Después de aplicar las gotas dilatadoras, el animal se coloca en un sujetador y se coloca en un recipiente Ganzfeld. A continuación, se registran las señales ERG y VEP.

Registro del electrorretinograma y del potencial evocado visual en una rata

Este video muestra el procedimiento de acceder quirúrgicamente al nervio óptico en un animal anestesiado y administrar con precisión lisolecitina para inducir la desmielinización focal, creando condiciones neuropatológicas para estudios posteriores.

Inducción de desmielinización local en el nervio óptico mediante lisolecitina

Este protocolo describe la medición simultánea del electrorretinograma y los potenciales evocados visuales en ratas anestesiadas.

Grabación simultánea de Electrorretinografía y los potenciales evocados visuales en ratas anestesiadas

Mostramos implantación y grabación de los procedimientos quirúrgicos para medir señales electrofisiológicas visuales desde el ojo (electrorretinograma) y el cerebro (potencial evocado visual) en ratas conscientes, que se parece más a la condición humana, donde las grabaciones se realizaron sin anestesia confunde.

Implantación y grabación de Electrorretinograma Wireless y del potencial evocado visual en ratas conscientes

Hemos diseñado un sensor de 16 canales de EEG de tipo seco que es no invasivo, deformable y reutilizables. Este papel describe todo el proceso de fabricación el electrodo EEG propuesto para procesamiento de potenciales evocados visuales (VEP) de señales señales medido en un cuero cabelludo de ratón utilizando un seco sensor de EEG no invasivo de multicanal.

Grabaciones de potenciales evocadas visuales en ratones usando un multicanal no invasivo seco del cuero cabelludo EEG Sensor

Aquí demostramos varias pruebas in vivo (flash visual evoked potential, electrorretinograma de patrón y tomografía de coherencia óptica) en macaco cabra y rhesus para comprender la estructura y función del nervio óptico y sus neuronas.

In vivo Métodos para evaluar la función y estructura de las células ganglionares de la retina y el nervio óptico en animales grandes

Este artículo presenta instrucciones detalladas para realizar el aplastamiento del nervio óptico en un modelo de conejo utilizando técnicas quirúrgicas oftálmicas estándar.

Un enfoque quirúrgico para el aplastamiento del nervio óptico en un modelo de conejo

Aprenda a registrar potenciales evocados visuales en ratas con desmielinización focal del nervio óptico mediante microinyección de lisolecitina. Este modelo permite evaluar longitudinalmente la función neural y probar terapias remielinizantes.

Grabación de potencial evocado visual en un modelo de rata de Experimental del Nervio Óptico Desmielinización

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