Name: Cardiaca Presión-Volumen Análisis Loop Utilizando conductancia catéteres en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Aprende a realizar análisis de bucle presión-volumen cardíaco en ratones utilizando catéteres de conductancia. Este método permite evaluar la función ventricular sistólica y diastólica bajo diferentes condiciones de carga.

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Este trabajo es apoyado por la American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) y NIH T32 HL007101-35 (DMA).

1. Preparativos conductancia catéter y calibración de presión <ol><li> Conecte el catéter de conductancia al módulo catéter hemodinámica. Calibrar electrónicamente mediciones de la presión y el volumen mediante el registro de la presión preestablecida y el volumen establecido en el módulo de sonda. Grabar un rastreo de 0 mm Hg y 25 mm Hg (Figura 1A) y asignar las tensiones a ambos trazados de presión (Figura 1B y 1C). Del mismo modo, grabar un trazado volumen de 5 RVU y 25 RVU (Figura 1D) y asignar las tensiones a ambos trazados volumen (1E y 1F). </li><li> Confirme la calibración de presión electrónico con una calibración de presión manual, utilizando un esfigmomanómetro de columna de mercurio. Coloque el puerto manguito del esfigmomanómetro con una llave de paso de 3 vías. Llene un sistema de válvula hemostática de 3 puertos, a menudo utilizado para la angioplastia coronaria, con agua RT utilizando el puerto de lado. <ol><li> Coloque la punta de un catéter de conductancia en la válvula hemostática lleno de fluido y seguro suavemente ingenioHout retorcimiento del catéter. Conecte la válvula hemostática para el esfigmomanómetro e inflar hasta 200 mmHg y el bloqueo de 3 vías llave de paso. Examinar si la presión medida se corresponde con la presión de inflado del esfigmomanómetro. </li></ol></li><li> Place catéter en solución salina calentada a 37 ° C que está en el nivel de la presión campo de operación y medir. Ajuste el control de presión hasta que las presiones registradas está en cero. </li></ol> 2. Anestesia / intubación <ol><li> Administrar ketamina / xilazina (80-100 / 10 kg mg -1) como una inyección intraperitoneal. Nota: agentes anestésicos alternativos pueden ser utilizados. Una extensa lista de anestésicos se proporcionan en las revisiones anteriores de esta técnica 11,12. Anestesia adecuada puede ser confirmado por pizca de cola suave. </li><li> Una vez anestesiado, afeitarse el cuello y el pecho con cortar el pelo y el lugar en una almohadilla caliente. Mantener la temperatura rectal del ratón en 36,5 a 37,5 ºC. Las bajas temperaturas del cuerpodará lugar a ritmos cardíacos deprimidos. Aplique ungüento para los ojos para evitar la sequedad </li><li> Haga una incisión en la línea media en el cuello y diseccionar los músculos traqueales para exponer la tráquea. Coloque un tubo endotraqueal a través de la boca, mientras que la visualización de la tráquea para asegurar la intubación, y conectar con el respirador. </li><li> Mantener ratón en el ventilador durante el procedimiento. Configuración del conjunto de ventilador basan en el peso de los animales a lo descrito previamente 11. Volumen corriente (ml) = 6,2 x (peso de los animales en kilogramos) 1.01 y la frecuencia respiratoria = 53,5 x (peso de los animales en kilogramos) -0.26. </li></ol> 3. Colocación de la conductancia catéter en la cámara LV <ol><li> Enfoque de la carótida <ol><li> Para asegurar la esterilidad, dos conjuntos de instrumentos quirúrgicos estériles son uno Used- para la incisión inicial en la piel y uno para operar en la toracotomía. Los instrumentos deben ser descontaminados utilizando un esterilizador seco entre los animales durante una sesión quirúrgica individuo unand autoclave al final de cada día quirúrgico. </li><li> Después de que la piel ha sido descontaminado con tres ciclos de un exfoliante de la piel Clorhexidina + alcohol (solución de alcohol / 70% de clorhexidina al 0,5%), realizar una incisión sobre la carótida derecha desde la mandíbula al esternón. Diseccionar el tejido circundante para exponer la carótida derecha, y cortar el nervio vago, que corre junto a la carótida. </li><li> Coloque una sutura de seda 6-0 estéril alrededor del extremo distal (lejos del pecho) de la arteria carótida, la corbata y seguro. Coloque dos suturas adicionales debajo de la arteria carótida proximal (más cerca en el pecho) a la primera sutura, sin apretar atar la sutura media. Tire suavemente la sutura proximal y asegurar sujetando a la piel. Asegúrese de que la arteria carótida se ha sujetado tanto proximal y distal antes de proceder. </li><li> Hacer una pequeña incisión en la arteria carótida R., proximal a la primera sutura, y se extienden longitudinalmente hacia el pecho. </li><li> Inserte la punta del catéter de conductancia,empapado previamente en solución salina caliente durante 30 min, en el recipiente a través de la incisión y asegurar el catéter usando la sutura media. </li><li> Avanzar suavemente el catéter en el ventrículo izquierdo a través de la carótida, mientras ve el bucle presión-volumen de rastreo para asegurar la colocación correcta. Nota: La ubicación óptima del catéter debe producir bucles de presión-volumen que aparecen rectangular (Ver Figura 2). Si se encuentra cualquier resistencia al paso del catéter, tire suavemente hacia adelante y avanzar de nuevo con una suave presión. Rotación suave del catéter puede ayudar con la colocación en el ventrículo izquierdo. Forzar el catéter de conductancia puede llevar a complicaciones cardiovasculares graves o daños al catéter. </li><li> Record línea de base de presión-volumen bucles de ~ 10 min después de la colocación del catéter y el logro de un estado estacionario (Figura 2). </li></ol></li><li> Enfoque Apical <ol><li> En un ratón anestesiado y ventilado, hacer una incisión from el proceso xifoides y cortar a través de la pared torácica lateralmente hasta que el diafragma es visible. </li><li> Cortar aunque el diafragma y visualizar el vértice del corazón. </li><li> Insertar el catéter de conductancia en el ápex del ventrículo izquierdo a través de una herida de arma blanca aguja (usando una aguja G 25-30), hasta que el electrodo proximal está justo en el interior del ventrículo. </li><li> Record línea de base de presión-volumen bucles de ~ 10 min después de la colocación del catéter y el logro de un estado estacionario. </li></ol></li></ol> 4. Varying poscarga Usando transitoria oclusión aórtica <ol><li> Para realizar la oclusión aórtica transitoria, hacer una pequeña incisión horizontal en la parte superior del pecho y diseccionar el tejido circundante para exponer la aorta transversal. </li><li> Colocar una ligadura de seda 6-0 por debajo de la aorta transversal. Después de bucles de presión-volumen han regresado a la línea de base, junte ambos extremos de la sutura con una presilla de la aguja, suave y lentamente elevar la sutura durante 1-2 seg, y liberar lentamente la tensión. </li&gt; <li> Repita este procedimiento, hasta tres grabaciones óptimas separados están hechos del mismo animal. Nota: las grabaciones óptimas deben tener al menos 5 ciclos de bucle de volumen de presión y un aumento constante de la presión sistólica finales durante la aplicación de la tensión en la sutura (Figura 3A y 3C). </li></ol> 5. Variación de precarga Usando transitoria vena cava inferior Oclusión (IVC) <ol><li> Para llevar a cabo la oclusión transitoria vena cava inferior, hacer una incisión horizontal debajo de la apófisis xifoides, debajo del diafragma para exponer la IVC. </li><li> Coloque una ligadura de seda 6-0 por debajo de la IVC. Después de bucles de presión-volumen han regresado a la línea de base, junte ambos extremos de la sutura con una presilla de la aguja; suave y lentamente aumentar la sutura durante 1.2 segundos, y suelte lentamente la tensión. IVC oclusión también se puede realizar por la aplicación suave de presión usando un hisopo de algodón con punta. </li><li> Repita este procedimiento hasta tres grabaciones óptimas separados son made del mismo animal. Nota: las grabaciones óptimas deben tener al menos 5 ciclos de bucle de volumen de presión y una caída constante de la presión diastólica final del ventrículo izquierdo durante la aplicación de la tensión en la sutura (Figura 4A y 4B). </li></ol> 6. Saline Calibración <ol><li> En la conclusión del estudio, una conductancia en paralelo (V p) valor puede ser obtener mediante la inyección de un bolo de 10 l de solución salina hipertónica (15%) en el animal a través de la vena yugular (Figura 5A y 5B). Nota: Esta bolo causará un aumento aparente en volumen con ningún cambio en la presión. Esta aparente cambio de volumen es el resultado de un cambio en la conductancia de la acumulación de sangre en lugar de debido a un aumento real en volumen. Una disminución transitoria de la dP / dt max puede ser observado, como solución salina hipertónica tiene un efecto inotrópico negativo 13. El V p calculada se puede introducir en el volumen de la presión software de análisis de bucle a lo largocon los parámetros de calibración y cubeta para convertir de RVU en microlitros. </li></ol> 7. Cubeta de calibración <ol><li> Para realizar una calibración de cubeta, coloque una cubeta con pozos de diámetros conocidos proporcionadas por el fabricante en una almohadilla eléctrica o un baño de agua se calienta a 37 ºC. Rellene los primeros 4-5 agujeros con sangre heparinizada caliente fresca de los ratones sometidos a evaluaciones hemodinámicas. Nota: Una calibración cubeta permite una evaluación precisa del ventrículo izquierdo charco de sangre utilizando la sangre de ratón y permite la conversión de los datos de volumen de RVU a microlitros. </li><li> Insertar el catéter de conductancia en el primer pocillo, hasta que se sumergen todos los electrodos. Mueva suavemente el catéter en el pozo, lo que generará la variación UVR. </li><li> Registrar los cambios de conductancia en el canal de volumen en UVR. Seleccionar la más alta RVU para la calibración. Nota: El volumen de los pocillos o bien se puede calcular mediante 1) utilizando la ecuación para el volume de un cilindro, donde el radio es el de la bien cubeta y la longitud se basa en la longitud entre los dos electrodos de detección de interiores o 2) el control en las instrucciones del fabricante. La salida de la conductancia se puede correlacionar con los volúmenes conocidos para desarrollar una ecuación de calibración que convierte los datos de RVU en 11 microlitros. </li></ol> 8. Eutanasia <ol><li> A la conclusión del protocolo, los ratones se sacrificaron por dislocación cervical, mientras que bajo anestesia. </li><li> Con el fin de asegurar la muerte, los ratones que tienen dislocación cervical sufrido deben someterse a un método secundario de la eutanasia. Utilizamos desangrado bajo anestesia, con la recolección de tejido cardíaco para la experimentación, o toracotomía bilateral bajo anestesia. </li></ol> 9. Análisis de datos usando Volumen Presión Loop Software de Análisis <ol><li> Calcular V p de Saline calibración <ol><li> Seleccione la presión y el volume bucles obtenidos durante la expulsión de la solución salina hipertónica (Figura 5A y 5B) </li><li> Exportación bucles de software de análisis de volumen de presión. Elija la opción para la calibración Saline (Figura 5C) </li><li> Registre el valor V p calculado (Figura 5D). Nota: El valor de p V se calcula mediante la identificación de la intersección del volumen 1) End-diastólica vs. volumen sistólico final de la calibración de solución salina y 2) línea de volumen volumen = final sistólica diastólica final. La intersección de estas líneas proporciona la V p, que se calcula por el volumen de presión software de análisis de bucle. </li></ol></li><li> Introduzca la conductancia de volumen (RVU) en relación con opciones de canales de volumen (Figura 1F) </li><li> Mida relación bucle presión-volumen de línea de base <ol><li> Seleccionar 8-10 ciclos cardíacos de los canales de presión y volumen, una vez se ha alcanzado el estado de equilibrio (Figura 2A) y la exportación a análisis suaveWare. Identificar 5-6 bucles final de la expiración (Figura 2B) </li><li> Utilice el valor p V para corregir la conductancia en paralelo. Elija la opción &quot;Estado Estacionario&quot; y generar una tabla resumen hemodinámica (Figura 2C) </li></ol></li><li> Medida bucle relación presión-volumen durante la constricción de la aorta <ol><li> Seleccionar 8-10 ciclos cardíacos de los canales de presión y volumen que corresponden a la constricción de la aorta antes del aumento de las presiones telediastólica (Figura 3A) y la exportación de software de análisis. Identificar 5-6 bucles final de la expiración (Figura 3C) </li><li> Seleccione el análisis &quot;contractilidad&quot; (Figura 3B), que calculará el volumen de presión Relación de fin sistólica (ESPVR) </li></ol></li><li> Medida bucle relación presión-volumen durante IVC Constricción <ol><li> Seleccionar 8-10 ciclos cardíacos de los canales de presión y volumen que corresponden a IVC constricción (Figure 4A) y la exportación de software de análisis. Identificar 5-6 bucles final de la expiración (Figura 4B) </li><li> Seleccione el análisis &quot;contractilidad&quot; (Figura 3B), que calculará precarga reclutable Trabajo Carrera (PRSW) (Figura 4C), Máximo dP / dt vs EDV (Figura 4D), así como la ESPVR y la relación volumen de la presión diastólica final (Figura 4E) </li></ol></li></ol>

<ol><li>Clark, J. E., Marber, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advancements+in+pressure-volume+catheter+technology+-+stress+remodelling+after+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction.</a> Exp Physiol. 98 (3), 614-621 (2013).</li>
<li>Sunagawa, K., Maughan, W. L., Burkhoff, D., Sagawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+interaction+with+arterial+load+studied+in+isolated+canine+ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Left ventricular interaction with arterial load studied in isolated canine ventricle.</a> Am J Physiol. 245 (Pt 1), H773-H780 (1983).</li>
<li>Suga, H., Sagawa, K., Demer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determinants+of+instantaneous+pressure+in+canine+left+ventricle.+Time+and+volume+specification%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Determinants of instantaneous pressure in canine left ventricle. Time and volume specification.</a> Circ Res. 46 (2), 256-263 (1980).</li>
<li>Suga, H., Sagawa, K., Shoukas, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Load+independence+of+the+instantaneous+pressure-volume+ratio+of+the+canine+left+ventricle+and+effects+of+epinephrine+and+heart+rate+on+the+ratio%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Load independence of the instantaneous pressure-volume ratio of the canine left ventricle and effects of epinephrine and heart rate on the ratio.</a> Circ Res. 32 (3), 314-322 (1973).</li>
<li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+left+ventricular+mechanics+from+acute+VDD+pacing+in+patients+with+dilated+cardiomyopathy+and+ventricular+conduction+delay%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Improved left ventricular mechanics from acute VDD pacing in patients with dilated cardiomyopathy and ventricular conduction delay.</a> Circulation. 99 (12), 1567-1573 (1999).</li>
<li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diastolic+Compliance+of+Hypertrophied+Ventricle+Is+Not+Acutely+Altered+by+Pharmacological+Agents+Influencing+Active+Processes%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Internal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Diastolic Compliance of Hypertrophied Ventricle Is Not Acutely Altered by Pharmacological Agents Influencing Active Processes.</a> Annals of Internal Medicine. 119 (6), 466-473 (1993).</li>
<li>Georgakopoulos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+murine+left+ventricular+pressure-volume+relations+by+miniaturized+conductance+micromanometry%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry.</a> Am J Physiol. 274 (4 pt 2), H1416-H1422 (1998).</li>
<li>Cingolani, O. H., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure-volume+relation+analysis+of+mouse+ventricular+function%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (6), H2198-H2206 (2011).</li>
<li>Baan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+Measurement+of+Left-Ventricular+Volume+in+Animals+and+Humans+by+Conductance+Catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Continuous Measurement of Left-Ventricular Volume in Animals and Humans by Conductance Catheter.</a> Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).</li>
<li>Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+considerations+in+catheter+based+estimation+of+left+ventricular+volume%5BTitle%5D)+AND+%22Conf+Proc+IEEE+Eng+Med+Biol+Soc%22%5BJournal%5D)">Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume.</a> Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2010, 3556-3558 (2010).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (1038).</li>
<li>Hanusch, C., Hoeger, S., Beck, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+of+small+rodents+during+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia of small rodents during magnetic resonance imaging.</a> Methods. 43 (1), 68-78 (2007).</li>
<li>Georgakopoulos, D., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimation+of+parallel+conductance+by+dual-frequency+conductance+catheter+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (1), H443-H450 (2000).</li>
<li>Esposito, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+myocardial+contractility+and+enhanced+exercise+function+in+transgenic+mice+overexpressing+either+adenylyl+cyclase+5+or+8%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Res+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Increased myocardial contractility and enhanced exercise function in transgenic mice overexpressing either adenylyl cyclase 5 or 8.</a> Basic Res Cardiol. 103 (1), 22-30 (2008).</li>
<li>Kohout, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Augmentation+of+cardiac+contractility+mediated+by+the+human+beta%283%29-adrenergic+receptor+overexpressed+in+the+hearts+of+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Augmentation of cardiac contractility mediated by the human beta(3)-adrenergic receptor overexpressed in the hearts of transgenic mice.</a> Circulation. 104 (20), 2485-2491 (2001).</li>
<li>Kim, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((beta-Arrestin-biased+AT1R+stimulation+promotes+cell+survival+during+acute+cardiac+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">beta-Arrestin-biased AT1R stimulation promotes cell survival during acute cardiac injury.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (8), H1001-H1010 (2012).</li>
<li>Suga, H., Sagawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mathematical+Interrelationship+between+Instantaneous+Ventricular+Pressure-Volume+Ratio+and+Myocardial+Force-Velocity+Relation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Mathematical Interrelationship between Instantaneous Ventricular Pressure-Volume Ratio and Myocardial Force-Velocity Relation.</a> Annals of Biomedical Engineering. 1 (2), 160-181 (1972).</li>
<li>Suga, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+energetics%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Ventricular energetics.</a> Physiol Rev. 70 (2), 247-277 (1990).</li>
<li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+contractile+state+on+curvilinearity+of+in+situ+end-systolic+pressure-volume+relations%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Influence of contractile state on curvilinearity of in situ end-systolic pressure-volume relations.</a> Circulation. 79 (1), 167-178 (1989).</li>
<li>Little, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+left+ventricular+dP%2Fdtmax-end-diastolic+volume+relation+in+closed-chest+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">The left ventricular dP/dtmax-end-diastolic volume relation in closed-chest dogs.</a> Circ Res. 56 (6), 808-815 (1985).</li>
<li>Glower, D. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Linearity+of+the+Frank-Starling+relationship+in+the+intact+heart%3A+the+concept+of+preload+recruitable+stroke+work%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work.</a> Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).</li>
<li>Sharir, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+systolic+assessment+in+patients+with+dilated+cardiomyopathy+by+preload-adjusted+maximal+power.+Validation+and+noninvasive+application%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Ventricular systolic assessment in patients with dilated cardiomyopathy by preload-adjusted maximal power. Validation and noninvasive application.</a> Circulation. 89 (5), 2045-2053 (1994).</li>
<li>Baan, J., Van der Velde, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+of+left+ventricular+end-systolic+pressure-volume+relation+to+type+of+loading+intervention+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs.</a> Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).</li>
<li>Wei, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Volume+catheter+parallel+conductance+varies+between+end-systole+and+end-diastole%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).</li>
<li>Porterfield, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+correction+for+parallel+conductance%2C+GP%2C+and+gain+factor%2C+alpha%2C+in+invasive+murine+left+ventricular+volume+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Dynamic correction for parallel conductance, GP, and gain factor, alpha, in invasive murine left ventricular volume measurements.</a> J Appl Physiol (1985). 107 (6), 1693-1703 (2009).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Se describe un método para el análisis perfoming bucle presión-volumen con un catéter de conductancia en ratones, para derivar el análisis exhaustivo de tanto la contractilidad cardíaca y la relajación. Suga, Sagawa y sus colegas utilizaron presión-volumen bucles para definir medidas de la contractilidad cardíaca, específicamente la pendiente de la ESPVR, o la elastancia telesistólico (s E), y E máx. Elastancia, definido por la relación de la presión a volumen (P / V), varía a lo largo de la duraci...

Análisis de bucle de volumen de la presión cardíaca proporciona información detallada de la función cardíaca y son el estándar de oro para la evaluación funcional 1. Mientras que las técnicas de imagen como la ecocardiografía o resonancia magnética cardiaca proporcionan medidas funcionales, estas medidas son altamente dependientes de las condiciones de carga. Medidas independiente de la carga de la contractilidad cardíaca y la relajación requieren mediciones dinámicas de la presión ventricular y la relación volumen en un intervalo de precarga y la poscarga. Esta comprensión de la relación presión-volumen surge del trabajo pionero de Sagawa y colegas 2,3. Demostraron en ex vivo corazones perfundidos canina que las medidas derivadas de la contractilidad del bucle presión-volumen fueron independientes de las condiciones de carga 4. En la aplicación in vivo de estos análisis se hizo posible con el desarrollo de catéteres de conductancia en los años 1980. Este avance técnico permitido Kass y sus colaboradores para llevar a cabo el análisis de bucle presión-volumen en humanos 5,6. La miniaturización de los catéteres de conductancia y mejoras en las técnicas quirúrgicas en el finales de 1990 de 7 hizo el análisis de la función cardiaca roedor viable, lo que permite estudios genéticos y farmacológicos a realizar. Este avance tiene ya lugar a la utilización generalizada de análisis de bucle presión-volumen y ha generado una gran cantidad de información sobre la fisiología cardiaca de los mamíferos. Un concepto clave en el uso de catéteres de conductancia y la interpretación de los datos obtenidos a partir de que es la relación entre el volumen y la conductancia. La conductancia es inversamente proporcional a la tensión, que se mide usando un catéter con electrodos colocados de manera proximal, por lo general colocados debajo de la válvula aórtica, y distalmente, en el ápice LV 8. Los cambios en la tensión o de la conductancia se mide por cambios en la corriente que fluye desde proximal a distal del electrodo. Aunque la piscina de sangre contribuyens de manera significativa a la conductancia, la contribución de la pared ventricular, denominado conductancia en paralelo (V p), a la conductancia medida se debe restar de obtener mediciones de volumen LV absolutos. Los métodos para llevar a cabo esta corrección, llamada una calibración de solución salina, se discuten en el protocolo a continuación. La relación matemática entre la conductancia y el volumen, descrito por Baan y sus colegas, es que el volumen = 1 / α; (ρ L 2) (GG p), donde α = factor de corrección de campo uniforme, ρ = resistividad de la sangre, L = distancia entre los electrodos, G = conductancia y G p = conductancia no sangre 9. Es de destacar que el factor de corrección de campo uniforme en ratones se aproxima a 1,0 debido a los volúmenes de cámara pequeñas 10. Junto con transductores de presión, el catéter de conductancia proporciona datos de presión y volumen simultánea en tiempo real. Pressu Cardiacare-volumen de análisis presenta ventajas particulares sobre otras medidas de la función cardiaca, ya que permiten la medición de la función ventricular independiente de las condiciones de carga y de la frecuencia cardíaca. De carga independiente índices cardíacos específicos de la contractilidad incluyen: relación del volumen final de la presión sistólica (ESPVR), d P / d t max relación volumen--end diastólica, elastancia máxima (Emax) y precarga trabajo sistólico reclutable (PRSW). Una medida independiente de la carga de la función diastólica es la relación volumen de la presión diastólica final (EDPVR) 11. El siguiente protocolo describe la realización del análisis de bucle de volumen de presión cardiaca, utilizando tanto la carótida y un enfoque apical. Si bien la metodología para llevar a cabo estos estudios se han descrito en detalle previamente 8,11, vamos a revisar los pasos clave para obtener mediciones de presión-volumen precisos, incluyendo tanto la solución salina y la calibración cubeta de corrección, y proporcionar una demostración visual de thesprocedimientos e. La investigación con animales llevados a cabo para este estudio fue manejado de acuerdo a los protocolos aprobados y normas de bienestar animal de Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad de Duke Medical Center.

<table><tbody><tr><td>AnaSed (xilacina)&nbsp;</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA n.º 139-236</td><td>Anestésico</td></tr><tr><td>Ketaset (ketamina)</td><td>Pfizer</td><td>440842</td><td>Anestésico</td></tr><tr><td>VIP3000</td><td>Matrx Medical Inc.</td><td></td><td>Máquina de anestesia</td></tr><tr><td>Ventilador</td><td>Aparato Harvard Modelo</td><td>683</td><td>Equipo quirúrgico</td></tr><tr><td>Kit de tubos</td><td>Aparato Harvard</td><td>72-1049</td><td>Equipo quirúrgico</td></tr><tr><td>Manta homeotérmica&nbsp;</td><td>Kaz Inc.</td><td>5628</td><td>Equipo quirúrgico</td></tr><tr><td>Microscopio estereoscópico</td><td>Carl Zeiss Optical Inc.</td><td>Stemi 2000</td><td>Iluminador de Equipo</td></tr><tr><td>Quirúrgico</td><td>Cole&ndash; Parmer</td><td>41720</td><td>Equipo quirúrgico</td></tr><tr><td>Dumont n.º 55 Pinzas Dumostar&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11295-51</td><td>Instrumentos quirúrgicos</td></tr><tr><td>Pinzas Graefe, curvas&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11052-10</td><td>Instrumentos quirúrgicos</td></tr><tr><td>Pinzas Moria MC31&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11370-31</td><td>Instrumentos quirúrgicos</td></tr><tr><td>Tijeras de mayo&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14512-15</td><td>Instrumentos quirúrgicos</td></tr><tr><td>Tijeras de iris&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14041-10</td><td>Instrumentos quirúrgicos</td></tr><tr><td>Portaagujas Halsey&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12501-13</td><td>Instrumentos quirúrgicos</td></tr><tr><td>Olsen&ndash; Portaagujas Hegar&nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12002-12</td><td>Instrumentos</td></tr><tr><td>quirúrgicos tijeras de resorte</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15610-08</td><td>Instrumentos quirúrgicos</td></tr><tr><td>almohadillas desechables</td><td>Kendall/Tyco Healthcare</td><td>1038</td><td>Suministros quirúrgicos</td></tr><tr><td>Esponjas de gasa estériles, estériles&nbsp;</td><td>Dukal</td><td>62208</td><td>Suministros quirúrgicos</td></tr><tr><td>Aplicadores con punta de algodón, estériles&nbsp;</td><td>Solon</td><td>368</td><td>Suministros quirúrgicos</td></tr><tr><td>Sutura quirúrgica,&nbsp; seda, 6-0&nbsp;</td><td>DemeTECH</td><td>FT-639-1</td><td>Suministros quirúrgicos</td></tr><tr><td>Jeringas de insulina de 1 cc&nbsp;</td><td>Becton Dickenson</td><td>329412</td><td>Surgical Supplies Access</td></tr><tr><td>9 Válvula de hemostasia</td><td>Merit Medical&nbsp;</td><td>MAP111</td><td>Equipo hemodinámico</td></tr><tr><td>Esfigmomanómetro</td><td>Baumanómetro</td><td>320</td><td>Equipo hemodinámico</td></tr><tr><td>Millar Sistema PV MPVS-300/400 o MPVS Ultra (incluye cubeta de calibración)</td><td>ADInstruments Inc</td><td></td><td>Equipo hemodinámico</td></tr><tr><td>Catéter de conductancia 1.4F&nbsp;</td><td>ADInstruments Inc</td><td>SPR-839</td><td>Equipo hemodinámico</td></tr><tr><td>PowerLab 4/30 con Chart Pro</td><td>ADInstruments Inc.</td><td>ML866/P</td><td>Software hemodinámico</td></tr><tr><td>cortadora de animales</td><td>Wahl</td><td>8787-450A</td><td></td></tr><tr><td>Varios Tubos intradérmicos PE-10</td><td>Becton Dickenson</td><td>427401</td><td>Varios</td></tr><tr><td>Tubos intradérmicos PE-50</td><td>Becton Dickenson</td><td>427411</td><td>Varios</td></tr><tr><td>Surtido de agujas (calibre 18, 25 y 30; Thomas Scientific)</td><td></td><td></td><td>Miscelánea</td></tr><tr><td>0.9% (wt/vol) inyección de cloruro de sodio, USP)</td><td>Hospira</td><td>NDC no. 0409-4888-50</td><td>Miscelánea</td></tr><tr><td>Cinta</td><td></td><td></td> quirúrgica <td>Miscelánea</td></tr><tr><td>Alconox (Alconox Inc.) para la limpieza de catéteres</td><td>ADInstruments Inc.</td><td></td><td>misceláneo</td></tr></tbody></table>

cardiaca presión-volumen análisis loop utilizando conductancia catéteres en ratones

Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

El análisis del bucle de presión-volumen cardíaco es el "estándar de oro" en la evaluación de las medidas dependientes e independientes de la carga de la función ventricular sistólica y diastólica. Las medidas de la contractilidad ventricular y la distensibilidad se obtienen mediante el examen de la respuesta cardíaca a los cambios en la poscarga y la precarga. Estas técnicas se desarrollaron originalmente hace casi tres décadas para medir la función cardíaca en grandes mamíferos y humanos. La aplicación de estos análisis a pequeños mamíferos, como ratones, se ha logrado mediante la optimización de técnicas microquirúrgicas y la creación de catéteres de conductancia. Los catéteres de conductancia permiten estimar la reserva de sangre explotando la relación entre la conductancia eléctrica y el volumen. Cuando se realizan correctamente, estas técnicas permiten probar la función cardíaca en modelos de ratones mutantes genéticos o en estudios de tratamiento farmacológico. La exactitud y precisión de estos estudios depende de una cuidadosa atención a la calibración de los instrumentos, la realización sistemática de mediciones hemodinámicas y el análisis de datos. Revisaremos los métodos para realizar experimentos de bucle presión-volumen utilizando un catéter de conductancia en ratones.

Análisis bucle presión-volumen se puede utilizar para medir la función cardiaca en ratones modificados genéticamente o ratones sometidos a 14,15 estudios fármaco 16. Bucles de volumen de presión representativos se proporcionan desde el trabajo publicado previamente 16 que investiga el efecto de ß-Arrestin sesgada ligando AT1R, TRV120023. Para probar si TRV120023 afecta a la función cardíaca in vivo, se realizó un análisis bucle presión-volumen en ratones de tipo salvaje que reci...

El análisis del bucle de presión-volumen cardíaco es la forma más completa de medir la función cardíaca en el corazón intacto. Describimos una técnica para realizar y analizar los bucles de volumen de presión cardíaca, utilizando catéteres de conductancia.

Cardiaca Presión-Volumen Análisis Loop Utilizando conductancia catéteres en ratones

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

El objetivo general de este procedimiento es evaluar las medidas dependientes e independientes de la carga de la función ventricular, sistólica y diastólica. Esto se logra primero mediante la colocación de un catéter de conductancia en el ventrículo izquierdo del corazón de un ratón. En el segundo paso, se realiza una constricción de la aorta para modificar la poscarga, seguida de la alteración de la precarga mediante la constricción de la vena cava inferior.En el paso final, el catéter de conductancia se calibra cuidadosamente para evaluar con precisión los cambios en el volumen de la cavidad cardíaca. Finalmente, se utiliza el análisis de presión-volumen cardíaco para obtener medidas dependientes e independientes de la carga de la función cardíaca. Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia la terapia de la disfunción cardíaca, ya que permite tanto una evaluación rigurosa de la función cardíaca como la posibilidad de detectar fenotipos funcionales que podrían pasar desapercibidos en pruebas no invasivas.La doctora Lan Mao, una neurocirujana de ratones de nuestro laboratorio, demostrará este procedimiento 30 minutos antes de colocar un catéter de conductancia en la cámara del ventrículo izquierdo. Sumerja la punta del catéter en solución salina tibia mientras la punta está en remojo. Afeite el cuello y el tórax de un ratón adulto anestesiado y coloque al animal sobre una almohadilla calefactable.Después de aplicar pomada en los ojos del animal, realice una incisión media en el cuello y seccione los músculos traqueales para exponer la tráquea. Luego, coloque un tubo endotraqueal a través de la boca, visualizando la tráquea para asegurar la colocación correcta del tubo, y conecte el tubo al respirador. Ajuste la configuración del ventilador según el peso del animal, como se indica.Luego, para colocar el catéter mediante un abordaje carotídeo, realice una incisión sobre la carótida derecha desde la mandíbula hasta el esternón, y separe el tejido circundante para exponer la carótida derecha. A continuación, corte el nervio vago que discurre adyacente a la carótida y asegure una sutura de seda seis-oh alrededor del extremo distal de la arteria carótida. Coloque dos suturas adicionales debajo de la arteria carótida, proximales a la primera sutura, atando ligeramente la sutura media.Luego, tire suavemente del punto proximal y use una pinza para asegurar el punto a la piel. Cuando se haya clampado la arteria carótida, tanto proximal como distalmente, realice una pequeña incisión en la arteria carótida derecha proximal al primer punto y que se extienda longitudinalmente hacia el tórax. Ahora inserte la punta del catéter de conductancia empapada en solución salina dentro del vaso a través de la incisión, utilizando el punto medio para asegurar el catéter.Luego, avance suavemente el catéter hacia el ventrículo izquierdo a través de la carótida. Observe el trazado del bucle de presión-volumen para asegurar una colocación correcta; la colocación óptima del catéter producirá bucles de presión-volumen que tendrán forma rectangular durante cinco a 10 minutos tras la colocación. Registre los bucles de presión-volumen basales hasta alcanzar un estado estable para colocar el catéter mediante un abordaje apical. Realice la incisión inicial desde el proceso xifoides a través de la pared torácica en dirección lateral hasta que el diafragma sea visible.Corte a través del diafragma para visualizar el ápice del corazón y utilice una aguja de calibre 25 a 30 para hacer una herida punzante en el ápice del ventrículo izquierdo. Luego, inserte el catéter de conductancia a través de la herida punzante hasta que el electrodo proximal quede justo dentro del ventrículo. Y registre los bucles de presión-volumen basales tal como se acaba de demostrar, para variar la poscarga mediante la oclusión aórtica transitoria.Comience realizando una pequeña incisión horizontal en la parte superior del tórax y separe el tejido circundante para exponer la aorta transversa. Coloque un ligadura de seda 6.0 debajo de la aorta transversa. Luego, cuando los bucles de presión-volumen hayan regresado al valor basal, introduzca ambos extremos de la ligadura en un pequeño segmento de tubo de PE 50, asegure ambos extremos del hilo con una pinza para agujas y eleve suavemente y lentamente el hilo durante un período de uno a dos segundos, seguido de una liberación lenta de la tensión sobre el vaso.Las grabaciones óptimas deben tener al menos cinco ciclos de bucles de presión-volumen y mostrar un aumento constante en las presiones sistólicas finales durante la aplicación de tensión sobre la sutura. Para variar la precarga mediante la oclusión transitoria de la vena cava inferior, realice una incisión vertical por debajo del proceso xifoides y por debajo del diafragma para exponer la vena cava inferior.Coloque una ligadura de seda 6-0 debajo de la vena cava inferior. Luego, una vez que los bucles de presión-volumen hayan regresado al valor basal, sujete ambos extremos de la sutura con una pinza para agujas y eleve suavemente y lentamente la sutura durante un período de uno a dos segundos, seguido de una liberación lenta de la tensión sobre el vaso. Las grabaciones óptimas deben incluir al menos cinco ciclos de bucles de presión-volumen y mostrar una disminución constante de las presiones ventriculares izquierdas y diastólicas durante la aplicación de la tensión sobre la sutura para realizar una calibración con solución salina.Al finalizar el estudio, inyecte una bolo de 10 microlitros de solución salina hipertónica en el animal a través de la vena yugular para obtener un valor de conductancia paralela. Se observará un aumento aparente en el volumen sin cambio en la presión como resultado del cambio en la conductancia del compartimento sanguíneo. Para realizar una calibración con vete, caliente un vete con pozos de diámetro conocido a 37 grados Celsius y llene los tres primeros orificios con heparinizada fresca y caliente.La sangre de ratones sometidos a evaluaciones hemodinámicas se coloca en un adaptador plástico proporcionado por el fabricante para el vete. Esto mantendrá el catéter de conductancia fijo durante la calibración. A continuación, inserte el catéter de conductancia en el primer pozo hasta que todos los electrodos estén sumergidos.Finalmente, registre la conductancia en el canal de volumen para comprobar si el ligando del receptor tipo uno de angiotensina dos con sesgo hacia la betaarrestina TR RV 1 2 0 0 2 3 afecta la función cardíaca. Se realizó un análisis in vivo de bucles de presión-volumen en ratones de tipo salvaje que recibieron bloqueadores convencionales o novedosos de los receptores de angiotensina. De hecho, en este experimento, la infusión intravenosa de TR RV 1 2 0 0 2 3 aumentó significativamente la contractilidad cardíaca en comparación con los tratamientos convencionales y de control.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar el análisis de los lazos de presión-volumen utilizando tanto la constricción aórtica como de la vena cava inferior para obtener medidas dependientes e independientes de la carga de la función cardíaca.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Este artículo describe la medición de la función ventricular izquierda murina mediante el análisis de presión/volumen a diferentes frecuencias cardíacas.

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Este manuscrito describe un protocolo detallado para la recogida de los datos de presión-volumen del ratón.

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Evaluación biventricular de la función cardíaca y de los asas presión-volumen mediante cateterismo torácico cerrado en ratones

Aquí describimos un análisis de asa presión-volumen cardíaco bajo dosis crecientes de isoproterenol infundido por vía intravenosa para determinar la función cardíaca intrínseca y la reserva β-adrenérgica en ratones. Utilizamos un enfoque de pecho abierto modificado para las mediciones de bucle presión-volumen, en el que incluimos ventilación con presión positiva al final de la espiración.

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El presente protocolo describe la obtención de la relación presión-volumen a través de la estimulación transesofágica, que sirve como una herramienta valiosa en la evaluación de la función diastólica en modelos murinos de insuficiencia cardíaca.

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Aprende a realizar análisis de bucle presión-volumen cardíaco en ratones utilizando catéteres de conductancia. Este método permite evaluar la función ventricular sistólica y diastólica bajo diferentes condiciones de carga.

Cardiaca Presión-Volumen Análisis Loop Utilizando conductancia catéteres en ratones

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