Name: Técnica de fijación en el acrílico resina de moldeo basado en Jefe en roedores (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Aprende una técnica de fijación craneal sin metales usando resina acrílica dental en roedores. Este método accesible facilita estudios de neurociencia y comportamiento sin necesidad de componentes mecanizados CNC.

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Esta investigación fue apoyada por el Programa de Investigación en Ciencias Básicas a través del NRF financiado por el Ministerio de Educación, Ciencia y Tecnología (2010-0022362) y (2012R1A2A2A02046812).

Declaración de Ética: Este experimento fue aprobado por el Comité Institucional Cuidado de Animales y el Empleo de la Universidad Nacional de Kyungpook, y se realizó de acuerdo a la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (Instituto Nacional de la Salud, 1996). Después de experimento, los animales fueron sacrificados bajo la eutanasia dióxido de carbono. 1. Diseño de la barra de la Cabeza-fijación para ratas NOTA: Este paso es una guía general para un diseño de barra de fijación. Cualquier modificación de la dimensión y el material es posible en función de los animales o implantes. El diseño de una barra de cabeza de fijación utilizando software de CAD se recomienda pero no es necesario. <ol><li> Utilice software de CAD para diseñar una barra de fijación. <ol><li> Diseñar una barra de fijación de una forma rectangular (123 × 35 × 6 mm) (Figura 1). Hacer una muesca rectangular (16 × 20 mm; puerto) en el medio de la barra de fijación. Añadir pistas o hendiduras which servir como un carril de guía en las fronteras del puerto (Figura 1-A, Figura 1B -arrows). NOTA: Asegúrese de que el área del puerto cubre el rectángulo prevista de cráneo de rata sobre el cerebro para permitir accesos verticales usando un manipulador estereotáxica para la mayoría de las áreas del cerebro a través de una craneotomía. </li><li> Adjuntar placas (50 × 20 × 6 mm) con dos agujeros alargados de anclaje a ambos lados de la barra de fijación. Asegúrese de que estos agujeros pasan tornillos de 6 mm de diámetro (Figura 1-d). Hacer un agujero de 3 mm de diámetro en la parte delantera del puerto para un gancho de bloqueo (Figura 1-b). </li><li> Hacer una caja que tiene un piso (135 × 305 mm) y paredes laterales (305 × 76 mm). Perforar dos agujeros de diámetro 6 mm como se muestra en la figura 1A (recuadro). Añadir muros de soporte de la barra de fijación (Figura 1-e). </li></ol></li><li> Fabricación del bar diseñado y caja y ensamblar cada una de ellas utilizando cianoacrilato comose muestra en la Figura 1A (recuadro). Montar la barra en la caja con los tornillos de 6 mm de diámetro. Aplicar pendiente ajustando la posición del tornillo de la barra para la fijación de cabeza ergonómico (Figura 1A-inserción). NOTA: Para los ratones, la dimensión de la barra de fijación es 60 × 20 × 4 mm (que consta de dos capas de 2 mm de espesor) paneles de acrílico. El puerto es cuadrada de 8 mm de ancho (superior) y 9 x 10 mm (inferior), como se muestra en la Figura 1C. Placas de anclaje son del mismo tamaño de las ratas &#39;. La placa de caja y las paredes laterales son 100 × 72 mm × 50 y 100 mm, respectivamente. </li></ol> 2. Cabeza Mounter construcción durante la cirugía de implantación PRECAUCIÓN: Tenga cuidado al tratar con resina acrílica dental. El líquido puede causar irritación de la piel. Póngase una máscara y usar guantes. Trabajar en un lugar bien ventilado. <ol><li> Preparación antes de la cirugía <ol><li> Envuelva bien la frontera del puerto de la barra de fijación utilizando aparaffin película para evitar la adhesión de resina acrílica aplicada a la barra (véase la Figura 1B y la Figura 2A). Escudo de la frontera del puerto cubierta por la película de parafina con una fina capa de resina acrílica. </li><li> Utilice instrumentos quirúrgicos esterilizados. Completamente desinfecte marco estereotáxico y sus alrededores usando 70% de alcohol etílico. </li></ol></li><li> Realizar cirugía de implantación estereotáxica <ol><li> Anestesiar a un animal por inyección intraperitoneal de una mezcla de cóctel (2 ml / kg) de ketamina 10 ml (50 mg / ml), clorhidrato de xilazina 1,5 ml (23,32 mg / ml), y la solución salina de 2,5 ml. Confirme que el animal totalmente anestesiado y no responde a la cola y de los pies pellizcos. Inyectar mezcla de cóctel de 1 ml / kg durante la cirugía cuando sea necesario. </li><li> Fijar el animal al aparato estereotáxico. Aplicar pomada oftálmica en los ojos para evitar la sequedad durante la cirugía. Afeitado y limpiar el cuero cabelludo con etanol al 70%. Déle la inyección subcutánea de lidocaína al 2% y la incisión del scalp lo largo de la línea media del cráneo. Completamente raspar periostio. Enjuague con solución salina varias veces. </li><li> Hacer perforación rebabas hoyos cerca del borde del cráneo. Tornillos de implantes 4-5 vueltas (hasta 1 mm de profundidad) de la superficie del cráneo para evitar un incumplimiento de la duramadre. Asegúrese de que no hay fugas de LCR y sangre en la superficie del cráneo después de la implantación del tornillo. Enjuague con solución salina y se seca la superficie del cráneo usando aire soplo, especialmente alrededor de los tornillos. </li><li> Superficie del cráneo Escudo con una capa delgada de &quot;adhesivo dental (Super-Bond C &amp; B)&quot;. No cubra por completo la superficie del cráneo, incluidos el bregma si la implantación de electrodos adicionales está programada. Utilice el bregma para el marcado de coordenadas craneotomía. Electrodos y / o Microdrive implantes y fijarlo en el cráneo mediante la aplicación de resina acrílica a su alrededor. </li><li> Aplicar resina acrílica adicional en la parte superior del cemento dental. Utilice la cantidad apropiada de resina acrílica de dejar suficiente espacio relleno de espera entre la barra recubiertos de una resinaresina de montaje inicial d cuando fijando los tornillos y / o electrodos (Figura 2A). </li></ol></li><li> Coloque la barra de frente fijación 5 mm o más por encima de la superficie del cráneo y alinee su centro (Figura 2A -Izquierda). </li><li> Aplique resina acrílica en el espacio entre la base del cráneo y resinas de montaje iniciales. (Figura 2A -Centro). Espere hasta que la resina se endurecen. </li><li> Retire el oído-bar y tire de la montadora moldeado por el puerto de la barra de fijación. (Figura 2A -Derecho). Aplique cuidadosamente resina acrílica adicional alrededor de los raíles de borde de la montadora moldeado si es necesario. </li><li> Enjuague la superficie de la herida del el cuero cabelludo con solución salina estéril. Inyectar un antibiótico (enrofloxacina, 5 mg / kg sc) y un (tartrato de butorfanol, de 2 mg / kg sc) analgésico inmediatamente después de la cirugía. Casa del animal de forma individual en una sola jaula. </li></ol> 3. habituar Animales de Head-fijación Nota: Este paso deescribas horarios habituación basadas en evaluaciones empíricamente exitosos autores. Para una visión general de procedimiento de habituación para la cabeza de fijación, ver 11 la obra de 10 Schwartz o de Guo. <ol><li> Dar suficiente tiempo de recuperación (una semana o más) a los animales. El día 1, la manija animales con frecuencia en sesiones cortas divididas. </li><li> Al día siguiente (Día 2), exponer el animal para el medio ambiente de fijación (recuadro). No inserte su montador cabeza en el puerto de la barra de fijación. Deja animales para acostumbrarse al medio ambiente. Segura agarrar el montador cabeza con la mano para 1 a 2 seg y liberarlo inmediatamente. Repita la fijación a corto plazo con la mano-agarrar varias veces. </li><li> El día 3, habituar a los animales a la cabeza de fijación. <ol><li> Traiga los animales de las jaulas y asentarse en la caja de la dirección se dirige hacia el puerto de la barra de fijación. Coge el montador jefe y la inserta en el puerto de la barra de fijación. </li><li> Enlazar el montador (animal decabeza) al gancho de bloqueo de la barra de fijación utilizando una goma elástica. Soporte para 5 min. NOTA: No toque el tronco o la cola del animal después de la fijación, lo que lleva al animal a chirriar y luchar aumentar el estrés del animal. Cuando el animal continúa luchando más de 1 min, liberarlo y tratar más tarde. A partir de este paso, los animales muestran excreción de orina y heces siempre expuesto a la cabeza de fijación, pero esto poco a poco se reduce a medida que avanza de habituación. </li><li> Recuperar la banda elástica de bloqueo y expulsar el montador del puerto. Ponga los animales de vuelta a la jaula y proporcionar un pedazo de cereal o una semilla de girasol en la jaula como recompensa. La siguiente prueba empieza en 30 min. Repita 3.4.1 a 3.4.4 cinco o más dentro de un día. </li></ol></li><li> En el Día 4 a 7, exponer el animal a la cabeza de fijación como se describe en el Protocolo 3.4. Poco a poco aumentar la duración de la fijación de la cabeza (10 min, 20 min, 30 min, 50 min y como producto de habituación). NOTA: Si los animales no hacent alimentar el premio de comida, puede ser un signo de un alto nivel de estrés. No aumente el tiempo de fijación. Si los animales muestran repiten luchando comportamiento, habituar a ellos por un período más largo. </li><li> Compruebe el peso corporal de animales diariamente. Considere la habituación sin éxito cuando el peso corporal disminuye. Continúe con las tareas de comportamiento con la fijación de cabeza después de la habituación éxito. NOTA: El éxito de la habituación facilita la formación del comportamiento posterior (Figura 3E y F). </li></ol>

<ol><li>Mayrhofer, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+two-alternative+forced+choice+paradigm+for+bilateral+vibrotactile+whisker+frequency+discrimination+in+head-fixed+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats.</a> J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).</li>
<li>Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+stereotaxic+recordings+of+neuronal+activity+in+awake%2C+head-restrained+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice.</a> J Neurosci Methods. 178, 75-79 (2009).</li>
<li>Ollerenshaw, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+tactile+inputs+in+the+rat+vibrissa+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Detection of tactile inputs in the rat vibrissa pathway.</a> J Neurophysiol. 108, 479-490 (2012).</li>
<li>Lee, M. G., Manns, I. D., Alonso, A., Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-wake+related+discharge+properties+of+basal+forebrain+neurons+recorded+with+micropipettes+in+head-fixed+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Sleep-wake related discharge properties of basal forebrain neurons recorded with micropipettes in head-fixed rats.</a> J Neurophysiol. 92, 1182-1198 (2004).</li>
<li>Lutcke, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+recording+of+neuronal+activity+with+a+genetically-encoded+calcium+indicator+in+anesthetized+and+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Optical recording of neuronal activity with a genetically-encoded calcium indicator in anesthetized and freely moving mice.</a> Front Neural Circuits. 4, 9(2010).</li>
<li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake%2C+mobile+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56, 43-57 (2007).</li>
<li>Kimura, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reinforcing+operandum%3A+rapid+and+reliable+learning+of+skilled+forelimb+movements+by+head-fixed+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents.</a> Journal of neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).</li>
<li>Hadlock, T., Kowaleski, J., Mackinnon, S., Heaton, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+head+fixation+for+the+study+of+rodent+facial+function%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+neurology%22%5BJournal%5D)">A novel method of head fixation for the study of rodent facial function.</a> Experimental neurology. 205, 279-282 (2007).</li>
<li>Roh, M., Jang, I. S., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Push-in+Head+Restraining+Apparatus+for+Intracranial+Self+Stimulation+Tasks+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+J+Physiol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Push-in Head Restraining Apparatus for Intracranial Self Stimulation Tasks in Rats.</a> Korean J Physiol Pharmacol. 18, 103-108 (2014).</li>
<li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+head-fixed+behaving+rat--procedures+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+%26+motor+research%22%5BJournal%5D)">The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls.</a> Somatosensory & motor research. 27, 131-148 (2010).</li>
<li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procedures+for+Behavioral+Experiments+in+Head-Fixed+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Procedures for Behavioral Experiments in Head-Fixed Mice.</a> PLoS ONE. 9, (2014).</li>
<li>Osborne, J. E., Dudman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RIVETS%3A+a+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PLoS One. 9, e89007(2014).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este protocolo demuestra un método de fijación de la cabeza simple y conveniente utilizando materiales disponibles. Para una fijación de la cabeza físicamente exitosa, los primeros pasos críticos durante la cirugía son enjuagar y secar claramente la superficie del cráneo antes de aplicar el cemento de resina adhesiva dental. En segundo lugar, este método no utiliza tornillos que se implantan debajo de los músculos temporales y solo depende de los tornillos en el cráneo, su implantación perpendicular contra la superficie ...

Cabeza de fijación o la cabeza de restricción es una técnica de inmovilizar la cabeza del animal uniendo un marco o placa en el cráneo para la sujeción rígida. La técnica se ha adoptado para la estimulación sensorial precisa, detección de comportamiento con o sin grabación neural en animales despiertos 1-3 y para el etiquetado juxtacellular durante el ciclo de sueño-vigilia 4. También se utiliza para in vivo de imágenes cerebrales 5,6. Ahora técnica de fijación de cabeza es una herramienta de uso común en la neurociencia y la investigación del comportamiento. Básicamente, la fijación de la cabeza tradicional requiere unión quirúrgica de metales cabeza postes en la parte superior del cráneo 6-8. Los archivos adjuntos se sujetan a continuación a una plataforma estacionaria, lo que resulta en la inmovilización de la cabeza. La investigación neurofisiológica animales despiertos en neural tales como y / o grabación óptica, cerebro intervención circuitos, imágenes del cerebro se acompaña de cirugía de implantación con acrílicos dentales. Por lo tanto,parece una tarea sencilla para aplicar la fijación de la cabeza en esos laboratorios cuando es experimentalmente necesario. Los marcos deben ser diseñados para ser ligero y lo suficientemente pequeño como para no perturbar el comportamiento natural de los animales en sus jaulas. También proporciona rigidez mecánica cuando sujeta a la plataforma estacionaria. Tiene más biocompatibilidad dependiendo de los fines experimentales. Por lo tanto, es técnicamente difícil diseñar y fabricar este tipo de cabeza cargos en el equipo general de laboratorio. En este estudio, un método de fijación de la cabeza novela se describe, proporcionando rigidez mecánica a través de sujeción cómoda y sin emplear dispositivos metálicos cabeceras de mensajes. Al utilizar el método de fijación de cabeza podría hacerse en condiciones de laboratorio en general, donde la cirugía de implantación se realiza generalmente en roedores para el estudio del cerebro. Las cabeceras de postes de metal son reemplazadas con cemento de resina acrílica moldeada parcialmente por una barra de fijación de la cabeza a medida y el proceso de moldeo se realiza durante IMPLANcirugía tación. La barra de fijación proporciona una alta compatibilidad espacial con otros implantes, tales como sondas de grabación neuronales, electrodos de estimulación. También simplifica los pasos de sujeción la cabeza del animal en la plataforma de fijación quitando el tornillo de sujeción. Se utilizó este método en el estudio del comportamiento anterior y llegamos a la conclusión de que este método es fácil de implementar y conveniente en la experimentación práctica 9.

<table><tbody><tr><td>Resina acrílica dental</td><td>Lang Dental Manufacturing</td><td>Ortho-Jet</td><td>para hacer ensamblador moldeado</td></tr><tr><td>Película de parafina</td><td>Bemis</td><td>Parafilm</td><td>para evitar la adherencia de la resina acrílica a la barra</td></tr><tr><td>Adhesivo dental</td><td>Sun Medical</td><td>Super-Bond C& B</td><td>para unir entre la resina acrílica y el cráneo</td></tr><tr><td>Plexglass u otra placa</td><td></td><td></td><td>acrílica para hacer la barra de fijación y la plataforma de la caja</td></tr><tr><td>Cianoacrilato</td><td></td><td></td><td>para unir placas acrílicas</td></tr></tbody></table>

técnica de fijación en el acrílico resina de moldeo basado en jefe en roedores

Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

La fijación de la cabeza es una técnica de inmovilización de la cabeza del animal mediante la fijación de un poste de cabeza en el cráneo para una sujeción rígida. La fijación tradicional de la cabeza requiere la fijación quirúrgica de marcos metálicos en el cráneo. A continuación, los bastidores fijados se sujetan a una plataforma fija, lo que provoca la inmovilización de la cabeza. Sin embargo, los marcos metálicos para la fijación de la cabeza han sido técnicamente difíciles de diseñar e implementar en el entorno general del laboratorio. En este estudio, proporcionamos un nuevo método de fijación de la cabeza. Utilizando una barra de fijación de la cabeza hecha a medida, el montador de la cabeza se construye durante la cirugía de implantación. Después de la aplicación de resina acrílica para fijar implantes como electrodos y cánulas en el cráneo, se aplicaron resinas adicionales encima para construir un molde que coincida con el puerto de la barra de fijación. El montador de cabeza moldeado sirve como rieles guía, los investigadores fijan convenientemente la cabeza del animal insertando el montador de cabeza en el puerto de la barra de fijación. Este método podría ser fácilmente aplicable si es necesaria la cirugía de implantación con acrílicos dentales y podría ser útil para los laboratorios que no pueden fabricar fácilmente postes de cabeza de metal mecanizados por CNC.

Este método de fijación de cabeza es aplicable tanto a ratas y ratones. Totales ocho ratas recibieron implantación bilateral de electrodos de estimulación en el haz medial del cerebro anterior. Para cuatro de ellos, electrodos de alambre de tungsteno personalizados (Microdrive) fueron implantados, además, en el área de la extremidad anterior M1 (Figura 2C). Para los ratones (n = 2), cuatro electrodos de alambre de acero inoxidable se implantaron en áreas corticales frontales / occipitales. Durante la ci...

Las técnicas tradicionales de fijación de la cabeza han utilizado marcos metálicos unidos al cráneo como interfaz para el aparato de fijación de la cabeza. Este protocolo demuestra una técnica de fijación de la cabeza basada en moldeo de resina acrílica sin marco para tareas de comportamiento en roedores.

Técnica de fijación en el acrílico resina de moldeo basado en Jefe en roedores

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

El objetivo general de este procedimiento es proporcionar una técnica novedosa de fijación craneal utilizando acrílico dental, que está ampliamente disponible en laboratorios que realizan cirugías de implante en roedores. Este método puede responder preguntas clave en el campo de investigación del cerebro y el comportamiento. Las principales ventajas de esta técnica son que no utiliza postes ni placas metálicas craneales, por lo que puede emplearse en laboratorios que no pueden fabricar fácilmente postes metálicos mecanizados por CNC.Utilizando un software CAD, diseñe una barra de fijación rectangular de 123 por 35 por 6 milímetros, con un orificio rectangular centralizado que mida 16 por 20 milímetros. Este orificio se utiliza para acceder al cerebro, por lo que su tamaño debe modificarse según sea necesario. Añada pendientes o indentaciones que sirvan como rieles guía a lo largo de los bordes del orificio. En ambos lados de la barra de fijación, prepare placas para fijar mediante orificios de anclaje alargados.Los orificios deben permitir el paso de un tornillo de 6 milímetros; además, en la parte delantera del puerto, agregue un orificio de tres milímetros de diámetro para ajustar un gancho de bloqueo. A continuación, diseñe las paredes y el piso de un cubo de 135 por 305 por 76 milímetros de altura. Las paredes laterales más grandes se utilizan para soportar la barra.Necesitan agujeros de 6 milímetros para cumplir este propósito. Una vez que todas las piezas hayan sido mecanizadas en acrílico, ensamble la caja y la barra utilizando cianoacrilato. Luego, fije la barra a las paredes de soporte de la caja usando tornillos de 6 milímetros.Por último, ajuste la inclinación del accesorio para adaptarlo correctamente a la cabeza de una rata, modificando la posición del tornillo. Para ratones, utilice el mismo diseño con la barra de dimensiones más pequeñas, las mismas placas de anclaje y una caja más pequeña. Comience preparando la barra.Primero, envuelva el puerto con una película de parafina. Luego, recubra el borde de la parafina con una capa delgada de resina acrílica. A continuación, desinfecte el marco mediante una limpieza exhaustiva con etanol al 70%.Después de anestesiar la rata, confirme su estado anestésico mediante una compresión en el dedo del pie. Según sea necesario, administre dosis medias de la mezcla de fármacos para mantener la anestesia. Después de fijar la rata en el marco estereotáxico, aplique una pomada oftálmica y afeite el pelo del cráneo.Luego, administre una inyección subcutánea de lidocaína al 2% en el sitio de la incisión. Ahora es el momento de realizar una incisión en el cuero cabelludo a lo largo de la línea media y raspar completamente el periostio. A continuación, realice varios enjuagues con solución salina para exponer una región limpia del cráneo.A continuación, haga orificios de burra para los tornillos cerca del borde del cráneo. Implante los tornillos perpendicularmente al cráneo. No debe haber líquidos que se filtren desde los tornillos implantados.Enjuague alrededor de los sitios de implante y seque la preparación con aire. A continuación, recubra la mayor parte de la superficie del cráneo con una capa delgada de adhesivo dental. Pero deje expuesta la bregma para la navegación de coordenadas.Realice otras implantaciones de electrodos o hiperimpulsiones. Luego asegure los implantes con resina acrílica sobre la capa de cemento dental. Al hacer esto, deje suficiente espacio en la resina de montaje para que la barra pueda adherirse al cráneo.Ahora, alinee la barra de fijación de la cabeza aproximadamente a 5 milímetros por encima del cráneo. Aplique más resina entre el cráneo y las resinas de la barra. Una vez que las resinas se hayan endurecido, retire la barra auricular y saque el molde y el soporte del orificio de la barra de fijación.Para finalizar el procedimiento, inyecte al animal con antibióticos y un analgésico. Luego, transfiera al animal a una jaula de recuperación y manténgalo de forma individual una vez que haya recuperado la recumbencia esternal. Permita que el animal se recupere durante al menos una semana antes de habituarlo a la fijación craneal.El primer día de habituación, manipule a los animales frecuentemente en sesiones cortas. El segundo día, introduzca la caja de fijación. Permita que los animales exploren el entorno libremente.En varias ocasiones durante el período de exploración, sujete brevemente el soporte craneal durante uno o dos segundos. En el tercer día, introduzca la experiencia de fijación craneal. Coloque al animal en la caja y dirija la cabeza hacia la abertura en la barra de fijación craneal.Luego tome el soporte para la cabeza y colóquelo en la barra de fijación. Sujete la cabeza con el gancho de bloqueo y una banda de goma. A continuación, deje al animal de pie durante cinco minutos sin tocarlo, ya que cualquier contacto solo hará que el animal se agite más.Se espera la excreción y defecación, y estas disminuirán gradualmente con mayor exposición a la fijación. Después de cinco minutos, retire la banda de goma y saque la barra de montaje. Luego devuelva al animal a su jaula de alojamiento y dele cereales o una semilla de girasol como recompensa.Después de media hora, repita el proceso. Fije al animal cinco veces en este primer día de fijación. En el día cuatro, aumente el número de exposiciones a la fijación a siete.En adelante, aumente gradualmente el período de fijación desde cinco minutos hasta diez minutos, luego hasta 20 minutos, hasta media hora y finalmente hasta 50 minutos. Si en algún momento un animal deja de aceptar la recompensa, no aumente más el tiempo de fijación, ya que esto es un signo de estrés elevado. Durante el proceso de habituación, pese a los animales diariamente.Si el peso corporal de un animal disminuye durante el proceso, no debe utilizarse para el estudio. En un experimento con ocho ratas, se colocaron electrodos estimulantes bilaterales en el haz prosencefálico medial. En el área del miembro anterior de la M1, las ratas fueron equipadas con microimpulsores y electrodos de alambre de tungsteno.Una vez habituadas, las ratas realizaron entre 40 y 60 minutos de tareas conductuales durante la fijación de la cabeza. Todos los soportes moldeados para la cabeza permanecieron adheridos a los animales durante los 40 días del experimento. En el experimento, se enseñó a los animales a accionar palancas para obtener recompensas de estimulación.En un experimento con ratones implantados con cuatro electrodos, el sujetador craneal permaneció fijado durante 80 días. Los ratones experimentaron entre 20 y 40 minutos diarios de fijación craneal durante esos 80 días. Tras ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo diseñar una barra de fijación craneal y de cómo ayudar a tratar a los animales fijados.Con práctica, la implantación del sujeción de acrílico para la cabeza puede completarse en cuestión de minutos. Posteriormente, la fijación de la cabeza es rápida y sencilla, ya que no requiere tornillos ni abrazaderas. No olvide que el trabajo con resina acrílica dental puede provocar irritación de la piel.Y siempre se deben tomar precauciones como el uso de mascarilla y guantes, y trabajar en un área bien ventilada mientras se realiza este procedimiento.

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Investigación

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Implantes de cabeza para la neuroimagen de ratas despiertas con la cabeza fija

Aquí, presentamos un sistema de implante de sonda liviano y rentable para electrofisiología crónica en roedores optimizado para la facilidad de uso, la recuperación de la sonda, la versatilidad experimental y la compatibilidad con el comportamiento.

El implante DREAM: un sistema de implantes ligero, modular y rentable para la electrofisiología crónica en ratones de cabeza fija y de comportamiento libre

El artículo describe los procedimientos experimentales para el paradigma de realidad virtual (VR) de pista lineal comúnmente utilizado en ratones, así como la determinación de la viabilidad de ejecutar tareas complejas de VR mediante la prueba de una tarea de discriminación de señal en forma de Y.

Procedimientos de entrenamiento conductual para la realidad virtual fija en la cabeza en ratones

Aprende una técnica de fijación craneal sin metales usando resina acrílica dental en roedores. Este método accesible facilita estudios de neurociencia y comportamiento sin necesidad de componentes mecanizados CNC.

Técnica de fijación en el acrílico resina de moldeo basado en Jefe en roedores

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