Name: Específica Striatum Cortex, hipocampo, Thalamus-, hipotálamo, núcleo-septal lateral y In Utero Electroporación en el ratón C57BL / 6 (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min
Description: Aprende la técnica de electroporación in utero para transfectar regiones específicas del sistema nervioso central en ratones C57BL/6, incluyendo corteza, hipocampo y tálamo. Este método permite manipular células de forma rápida y eficiente sin necesidad de generar ratones genéticamente modificados.

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Technical apoyado por Melanie Pfeifer y Nikolai Schmarowski (Instituto de Anatomía Microscópica y Neurobiología, Centro Médico Universitario de Maguncia).

Declaración de Ética: El manejo de los ratones y los procedimientos experimentales se realizaron de conformidad con las directrices europeas, nacionales e institucionales para el cuidado de animales. 1. In Utero electroporación Nota: En electroporación in utero se realizó según lo publicado previamente 12,14. Por lo tanto, el método sólo se describe brevemente a continuación (Figura 1). <ol><li> Preparativos <ol><li> Prepare la solución Fast Green color libre de endotoxinas avanzada plásmido transfección de grado (que contiene 1,5 pCAGGS) como se ha descrito previamente 12. </li><li> Tire y moler (35 ° ángulo) capilares de vidrio de borosilicato (0,8 hasta 0,9 de diámetro) para inyecciones. </li><li> Esterilizar los instrumentos. </li></ol></li><li> Cirugía <ol><li> Administrar analgésicos (carprofeno, 4 mg / kg de peso corporal, SC, 24 hr depot) al menos 30 min antes de iniciar la cirugía. </li><li> Mantenga la longitud dela anestesia a un máximo de de 35-45 min (Etapa III - etapa de anestesia quirúrgica de acuerdo con Guedel 15 - máxima de 25-30 min). </li><li> Anestesiar ratones temporizados embarazadas con isoflurano (inducción en una cámara: 2,8%, la cirugía a través de la máscara: 2,5%). Confirme la anestesia por la falta de respuesta a los pies de pellizcar. </li><li> Aplicar pomada para los ojos para evitar la sequedad ocular durante la anestesia. </li><li> Esterilizar el área quirúrgica con solución providona-yodo 7,5% y cubrir el ratón con una gasa estéril (húmeda con solución salina al 0,9% de alcohol bencílico) con sólo el área quirúrgica expuesta. </li><li> Cortar abrir la cavidad abdominal con un bisturí (incisión de la piel: 1.5-2 cm, la incisión del músculo: 1-1.5 cm). </li><li> Preservar la cavidad abdominal abierta se sequen humedeciendo con calentado solución salina alcohol bencílico 0,9% u otra solución isotónica estéril como lo indique el personal veterinario o comité. </li><li> Extraer con cuidado cuernos uterinos (utilizando unas pinzas de anillo, no toque el útero con el dedos). </li></ol></li><li> La inyección de DNA y electroporación. Nota: Los detalles exactos de focalización regiones específicas se indican en el apartado 2. <ol><li> Lentamente inyectar la solución de ADN de color en el ventrículo como se indica en la Figura 1 y la sección 2 a través de los capilares de borosilicato preparadas. </li><li> Aplicar la tensión adecuada para la etapa embrionaria correspondiente (por ejemplo., 36 a 38 V para E14) a través de electrodos especializados de tipo fórceps platino (ciclo de intervalo de longitud de 50 ms, el intervalo de pausa de 950 ms). Pulso de electroporación las paletas durante la aplicación de la tensión para minimizar el daño de la pared uterina. </li></ol></li><li> Publicar electroporación / cuidado postoperatorio <ol><li> Vuelva a colocar cuidadosamente los cuernos uterinos en la cavidad abdominal. </li><li> Suturar el músculo y la incisión de la piel por separado. </li><li> Que el resto del ratón en un dispositivo de soporte térmico para la recuperación. </li><li> Supervisar el ratón durante la recuperación (comportamiento, alimentación yel consumo de agua), 4 horas, 24 horas y 48 horas después de la cirugía. Si es necesario, aplicar analgésicos adicionales (carprofeno, 4 mg / kg de peso corporal, 24 horas de depósito) para otros 2 días. </li></ol></li></ol> 2. La transfección de áreas cerebrales específicas Nota: La posición del polo positivo se muestra como el ángulo entre la línea central vertical a través del ventrículo lleno de la solución de ADN (el ventrículo derecho o tercero) y la posición del polo positivo. Al llenar el ventrículo izquierdo las posiciones son espejo invertido. En la Figura 4 se muestran las posiciones de la oreja primordial, que proporcionan puntos de referencia importantes. <ol><li> La transfección de las áreas corticales (Figura 2A, Tabla 1). <ol><li> Realizar la cirugía tal como se describe en la sección 1.2. Para la electroporación en el útero de las áreas corticales utilizar embriones E14. </li><li> Inyectar 1,5 a 2 l de ADN solución que contiene ADN 4 mg en el ventrículo lateral derechoa través de los capilares de borosilicato preparadas. <ol><li> Posicionar cuidadosamente el embrión mediante el uso de pinzas de anillo de manera que no hay vasos visibles por encima del sitio de la punción. </li><li> Lentamente inyectar el ADN de aproximadamente 0,75 mm solución coronal de la sutura lambdoidea y 0,5 mm lateral desde la sutura sagital (Figura 3). Asegúrese de que la profundidad de inserción es 1,2 mm (E14, medida desde la pared uterina). Compruebe si hay una coloración azul-verde con una demarcación nítida. </li></ol></li><li> Aplicar tensión a través de los electrodos de platino especializados de tipo fórceps (ciclo de intervalo de longitud de 50 ms, el intervalo de pausa de 950 ms). <ol><li> Utilice una paleta electrodo de 3 o 5 mm. </li><li> Utilice un voltaje que varía desde 36 hasta 38 V. </li><li> Coloque el centro de los electrodos justo anterior de los primordios del oído. </li><li> Para transfectar los ángulos uso corteza retrosplenial 330-0 °, para transfectar la corteza motora 0-40 °, para transfectar la corteza somatosensorial 40-95 °, para transfectarla corteza piriforme de 95-110 ° (Figura 2A). </li></ol></li><li> Realizar electroporación / cuidado post-operatorio después como se describe en la sección 1.4. Sacrificar los ratones y analizar los embriones 4 días después de la electroporación (E18) como se describe en la sección 3. </li></ol></li><li> La transfección del hipocampo (Figura 2B, Tabla 1). <ol><li> Realizar la cirugía tal como se describe en la sección 1.2. Para la electroporación en el útero de la formación del hipocampo utilizar embriones E15. </li><li> Inyectar 2 l de ADN solución que contiene 4 g de ADN en el ventrículo lateral derecho a través de los capilares de borosilicato preparadas. </li><li> Aplicar tensión a través de los electrodos de platino especializados de tipo fórceps (ciclo de intervalo de longitud de 50 ms, el intervalo de pausa de 950 ms). <ol><li> Utilice una paleta electrodo de 3 o 5 mm. </li><li> Utilice un voltaje que varía desde 38 hasta 40. </li><li> Coloque el centro del polo negativo justo anterior del primordio oreja y el centro Of el polo positivo en el medio de la primordio oído. </li><li> Para transfectar el giro dentado utilizan ángulos 190-210 °, para transfectar la ammonis Cornu (CA) 3 210-230 °, para transfectar la CA2 230-250 °, para transfectar la CA1 250-275 ° (Figura 2B). </li></ol></li><li> Realizar electroporación / cuidado post-operatorio después como se describe en la sección 1.4. Realizar análisis después de la formación del hipocampo completa (después del nacimiento, p21) como se describe en la sección 3. </li></ol></li><li> La transfección del núcleo septal lateral y el cuerpo estriado (Figura 2C, Tabla 1) Nota: Los ángulos se superponen con los para transfectar el hipocampo. Para transfectar eficazmente el núcleo septal lateral y el cuerpo estriado y sin transfección hipocampo no deseado primeras etapas embrionarias (E12) tienen que ser utilizados. <ol><li> Realizar la cirugía tal como se describe en la sección 1.2. Para la electroporación en el útero del núcleo septal lateral y striatum utilizar embriones E12. </li><li> Inyectar 1 l de ADN solución que contiene 4 g de ADN en el ventrículo lateral derecho a través de los capilares de borosilicato preparadas. </li><li> Aplicar tensión a través de los electrodos de platino especializados de tipo fórceps (ciclo de intervalo de longitud de 50 ms, el intervalo de pausa de 950 ms). <ol><li> Utilice un electrodo de 0,5 mm. </li><li> Utilice 33 V. </li><li> Coloque el centro de los electrodos a nivel de los primordios del oído. </li><li> Para transfectar los ángulos uso núcleo septal lateral 100-170 °, para transfectar el cuerpo estriado 170 a 240 ° (Figura 2C). </li></ol></li><li> Realizar electroporación / cuidado post-operatorio después como se describe en la sección 1.4. Sacrificar los ratones y analizar los embriones de 6 días después de la electroporación (E18) como se describe en la sección 3. </li></ol></li><li> La transfección del tálamo y el hipotálamo (Figura 2D, la Tabla 1) <ol><li> Realizar la cirugía tal como se describe en la sección 1.2. Para el en utero electroporación de los tálamo y el hipotálamo uso embriones E12-E13. </li><li> Inyectar 1-1.5-solución de ADN que contiene 4 l g de ADN en el ventrículo lateral (izquierda o derecha) a través de los capilares de borosilicato preparadas. Esperar durante 2-3 min, hasta que la solución se difunde en el tercer ventrículo. Alternativamente inyectar directamente en el tercer ventrículo. Nota: Esto mejora la especificidad, pero podría causar una disminución de la tasa de supervivencia (alto riesgo de daño). </li><li> Aplicar tensión a través de los electrodos de platino especializados de tipo fórceps (ciclo de intervalo de longitud de 50 ms, el intervalo de pausa de 950 ms). <ol><li> Utilice un electrodo de 0,5 o 3 mm. </li><li> Utilice un voltaje que varía desde 33 hasta 35 V. </li><li> Coloque el centro de los electrodos justo por detrás de los primordios de oído. </li><li> Para transfectar los ángulos uso tálamo 25-40 °, para transfectar el hipotálamo 90-180 ° (Figura 2D). </li></ol></li><li> Realizar posterior electroporación / cuidado post-operatorio como described en la sección 1.4. Sacrificar los ratones y analizar los embriones de 6 días después de la electroporación (E18) como se describe en la sección 3. </li></ol></li></ol> 3. Perfusión Fijación <ol><li> Preparativos <ol><li> Cálido 4% de paraformaldehído (PFA) a 37 ° C. </li><li> Llene una jeringa 50 ml con PBS (4 ° C) y una segunda jeringa con calentado PFA. Evite las burbujas. </li><li> Conecte las jeringas a una llave de tres vías. Conecte el tercer extremo a un equipo de infusión alado (mariposa). </li><li> Lave el equipo de infusión alado con PBS. </li></ol></li><li> Perfusión <ol><li> Profundamente anestesiar a los ratones (embarazada o postnatal transfectadas) con la aplicación subcutánea de hidrocloruro de ketamina (60 mg / kg) y xilazina (7,5 mg / kg). </li><li> Confirme la etapa de tolerancia quirúrgica por la falta de respuesta a los pies de pellizcar. </li><li> Abra la cavidad abdominal justo debajo de la caja torácica. </li><li> Corte cuidadosamente el diafragma. </li><li> Abra cuidadosamente la caja torácica a través de un corte en el correositio ada hasta la clavícula. </li><li> Inserte la punta de la mariposa en la cámara del corazón izquierdo (empezando desde el vértice del corazón). </li><li> Cortar la orejuela de la aurícula izquierda. </li><li> Lentamente perfundir el ratón con PBS (aproximadamente 10 ml). </li><li> Cambie la llave de tres vías. </li><li> Perfundir el ratón con 5 a 10 ml de PFA al 4%. </li><li> Decapitar al ratón usando tijeras y diseccionar el cerebro que comienza en el agujero occipital. Realizar la disección según lo publicado previamente 16. </li><li> Postfixate el cerebro durante 2 días en 4% PFA. Mantener los cerebros a 4 ° C en la oscuridad. </li></ol></li></ol> 4. La inmunohistoquímica <ol><li> Generar 70 micras secciones (por ejemplo, con un vibratome). </li><li> Opcional: Mejorar la fluorescencia con la tinción de anticuerpos. <ol><li> Bloquear las secciones durante 1 hora a RT (0,1 a 0,2% de Triton X-100, 5% de suero normal de cabra) </li><li> Incubar O / N con el anticuerpo apropiado (anti-GFP, 1: 1000) </li><li> Lavar 3-5 Veces con tampón de 0,1 M fosfato. </li><li> Incubar 3-5 h con el anticuerpo secundario conjugado con fluorescencia apropiado (Alexa Fluor 488 conjugado anti-IgG de conejo, 1: 1000). </li><li> Opcional: contratinción con 4-6-diaminodino-2-fenilindol (DAPI, 0,2 g / ml en tampón fosfato 0,1 M) durante 1 min. </li><li> Analizar la fluorescencia con un microscopio de fluorescencia adecuado. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este protocolo describe en detalle cómo transfectar la corteza retroesplenial, la corteza motora, la corteza somatosensorial, la corteza piriforme, el cornu amonis 1-3, la circunvolución dentada, el cuerpo estriado, el núcleo septal lateral, el tálamo y el hipotálamo de ratones C75BL / 6. Con toda la información proporcionada, este es el primer protocolo, que proporciona toda la información necesaria para recrear fácilmente las transfecciones de estas regiones cerebrales en el ratón C57BL/6. Las publicaciones anteriores ...

Desde la primera descripción en 2001 por tres grupos independientes 1-3 i n electroporación utero se ha convertido en una herramienta estándar ampliamente utilizado para el análisis de la expresión génica en el sistema nervioso central de roedores. En comparación con la generación de ratones knock-out, que es, a pesar de la mejora continua de las técnicas, aún de tiempo y dinero que consumen, las apelaciones en el útero de electroporación debido a su simplicidad. Así, en el útero de la electroporación permite ganancia-rápido y eficiente y la pérdida de la función de los estudios 4. Para transfectar las regiones cerebrales, la solución que contiene el plásmido cargado negativamente se inyecta en un ventrículo. Durante el pulso eléctrico, el ADN cargado negativamente migra hacia el polo positivo y por lo tanto la región transfectadas se puede seleccionar simplemente alterando la posición del polo positivo. Con frecuencia se ha demostrado que numerosas regiones del sistema nervioso central pueden ser targeted 3,5-8. Por ejemplo, estudios recientes muestran transfecciones específicas del hipocampo, la corteza piriforme o el cuerpo estriado 9 a 11. Sin embargo, la información sobre las posiciones adecuadas son a menudo sólo apenas estandarizada y no son siempre fáciles de transferir a diferentes cepas de ratón. La transfección de ciertas etapas embrionarias está lejos de ser trivial. Son muchos los factores que influyen deben tenerse en cuenta al elegir la puesta a punto para la electroporación específico en el útero. En primer lugar, para transfectar de manera óptima las respectivas etapas embrionarias, se necesita conocimiento sobre los voltajes apropiados. Altas tensiones disminuyen la tasa de supervivencia, mientras que bajas tensiones reducen el 2,3,12 eficacia de transfección. También el tamaño de la paleta electrodo desempeña un papel crucial, porque el uso de paletas de electrodos que son demasiado grandes resultados en la especificidad reducida o pueden causar la muerte debido a la afección del ritmo cardíaco 4,12,13. El aplicadatensión y el tamaño y la posición de la pala de electrodo son las características más importantes a considerar, pero también hay otros factores que influyen en el resultado de la electroporación, al igual que la cantidad aplicada de ADN-solución. Hemos desarrollado un protocolo detallado que permite la transfección rápida y eficaz de diversas regiones cerebrales del ratón C57BL / 6 12. En este protocolo de información detallada acerca de las tensiones que se utilizará y se proporciona el tamaño de la paleta de electrodos para la especificidad mejorada. Además, la información sobre el ventrículo para ser llenado junto con recomendaciones para la cantidad de solución de plásmido y la posición del electrodo se suministra. La indicación de la información de posición en un mapa detallado y adicionalmente a la visualización de estas posiciones permite específica sencilla y eficiente en el útero de la electroporación de la corteza retroesplenial, la corteza motora, la corteza somatosensorial, la corteza piriforme t,él Cornu ammonis 1-3 el giro dentado, el cuerpo estriado, el núcleo septal lateral, el tálamo y el hipotálamo.

<table><tbody><tr><td>EndoFree Plasmid Maxi Kit</td><td>QIAGEN</td><td>12362</td><td></td></tr><tr><td>Fast Green</td><td>Roth</td><td>0301.1</td><td></td></tr><tr><td>pCAGGS</td><td>Addgene</td><td></td><td></td></tr><tr><td>capilares de vidrio de borosilicato (0,8-0,9 mm de diámetro)</td> <td>Precision Instrument Inc.</td><td>1B100F-4</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano (Foreno)</td><td>Abbott</td><td>PZN 4831850</td><td></td></tr><tr><td>Carprofeno (Rimadyl)</td>Número de aprobación de <td>Pfizer GmbH</td><td>: 400684.00.00</td><td></td></tr><tr><td>ungüento para los ojos (Bepanthen Augen und Nasensalbe)</td><td>Bayer&nbsp;</td><td>PZN 01578681</td><td></td></tr><tr><td>0,9% de alcohol bencílico 0,9% solución salina</td><td>Farmacia del Centro Médico Universitario de Maguncia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>gasa (ES-Kompressen)</td><td>Hartmann</td><td>407835</td><td></td></tr><tr><td>estéril 5-0 Sutura de seda perma-hand</td><td>Ethicon Johnson & Pinzas</td> de anillo Johnson <td>K890H</td><td></td></tr><tr><td>1/ 1,5 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>11101-09</td><td></td></tr><tr><td>pinzas de anillo 4,8/ 6 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>11106-09</td><td></td></tr><tr><td>pinzas de anillo 2,2/ 3 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>11103-09</td><td></td></tr><tr><td>Adson Pinzas dentadas rectas 12 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>1106-12</td><td></td></tr><tr><td>IrisTijeras-Delicadas Rectas-Afiladas/ Romo 10 cm</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras Mayo-Stille-Rectas 15 cm</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>14012-15</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzas-Inox</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Portaagujas-con Cerradura-Carburo de Tungsteno 14 cm</td><td>Herramientas de Ciencia Fina</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Elektroporator CUY21 SC&nbsp;</td><td>Nepa Gene Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>FST 250 Esterilizador de perlas calientes</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Micromolinillo EG-44</td><td>Narishige</td><td></td><td></td></tr><tr><td>P-97 Extractor de micropette</td><td>Sutter Instrument Company</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Electrodos de platino 650P 0.5 mm</td><td>Nepagene</td><td>CUY650P0.5</td><td></td></tr><tr><td>Electrodos de platino 650P 3 mm</td><td>Nepagene</td><td>CUY650P3</td><td></td></tr><tr><td>Electrodos de platino 650P 5 mm</td><td>Nepageno</td><td>CUY650P5</td><td></td></tr><tr><td>Electrodos de platino 650P 10 mm</td><td>Nepageno</td><td>CUY650P10</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de anestesia</td><td>Rothacher-Medical GmbH</td><td>CV-30511-3 Vapor 19.3</td><td></td></tr><tr><td>Placa calefactora</td><td>Rothacher-Medical GmbH</td><td>HP-1M</td><td></td></tr><tr><td>Controlador de temperatura 220V AC</td><td>Rothacher-Medical GmbH</td><td>TCAT-2LV</td><td></td></tr></tbody></table>

específica striatum cortex, hipocampo, thalamus-, hipotálamo, núcleo-septal lateral y<em&gt; in utero</em&gt; electroporación en el ratón c57bl / 6

Cortex-, Hippocampus-, Thalamus-, Hypothalamus-, Lateral Septal Nucleus- and Striatum-specific In Utero Electroporation in the C57BL/6 Mouse

La electroporación en el útero es una técnica ampliamente utilizada para la manipulación espacio-temporal rápida y eficiente de varios genes en el sistema nervioso central de roedores. La sobreexpresión de los genes deseados es tan posible como los estudios de pérdida de función mediados por shRNA. Por lo tanto, ofrece una amplia gama de aplicaciones. La factibilidad de apuntar a celdas particulares en un área distinta aumenta aún más la gama de aplicaciones potenciales de este método tan útil. Para apuntar de manera eficiente a regiones específicas, es indispensable conocer las sutilezas, como la etapa embrionaria, el voltaje a aplicar y, lo que es más importante, la posición de los electrodos.
Aquí, proporcionamos un protocolo detallado que permite la electroporación específica y eficiente en el útero de varias regiones del sistema nervioso central del ratón C57BL/6. En particular, se muestra cómo transfectar regiones que se desarrollan en la corteza retroesplenial, la corteza motora, la corteza somatosensorial, la corteza piriforme, el córnea ammonis 1-3, el giro dentado, el cuerpo estriado, el núcleo septal lateral, el tálamo y el hipotálamo. Para esta información sobre la etapa embrionaria adecuada, se proporciona el voltaje apropiado para la etapa embrionaria correspondiente. Lo más importante es que se representa un mapa de ángulos, que indica la posición apropiada del polo positivo. Este protocolo estandarizado ayuda a facilitar la electroporación eficiente en el útero, lo que también podría conducir a un número reducido de animales.

La figura 2, muestra ejemplos de lo específico en el útero de la electroporación de las regiones en desarrollo en la corteza retroesplenial, la corteza motora, la corteza somatosensorial, la corteza piriforme, el cornu Ammonis 3.1, el giro dentado, el cuerpo estriado, el núcleo septal lateral , el tálamo y el hipotálamo. Los resultados de las transfecciones se muestran al lado del ángulo recomendado (Figura 2). Para una mejor visualización de los ángulos en vivo ta...

Este protocolo describe en detalle cómo transfectar específicamente diferentes regiones en el sistema nervioso central C57BL/6 a través de la electroporación en el útero. En este protocolo se incluyen instrucciones detalladas para las transfecciones de regiones que se desarrollan en la corteza, el hipocampo, el tálamo, el hipotálamo, el núcleo septal lateral y el cuerpo estriado.

Específica Striatum Cortex, hipocampo, Thalamus-, hipotálamo, núcleo-septal lateral y<em&gt; In Utero</em&gt; Electroporación en el ratón C57BL / 6

In utero electroporation is a widely used technique for fast and efficient spatiotemporal manipulation of various genes in the rodent central nervous ...

El objetivo general de esta manipulación celular in vivo es modificar específicamente células de ciertas regiones del sistema nervioso central del ratón, como la corteza, el hipocampo, el tálamo, el hipotálamo, el núcleo septal lateral y el estriado. Este método puede ayudar a responder preguntas clave sobre el desarrollo y la función del cerebro, por ejemplo, mediante la identificación de diferentes cascadas de señalización y la determinación del grado de diferenciación celular. La principal ventaja de esta técnica es que permite una manipulación rápida y eficiente de diversos tipos celulares en el sistema nervioso central, sin necesidad de la generación lenta de ratones modificados genéticamente.En general, la demostración de este método es útil, ya que las personas nuevas en esta técnica suelen tener dificultades para encontrar la posición adecuada del electrodo, lo cual es fundamental para una electropermeabilización específica. Para comenzar este procedimiento, abra la cavidad abdominal de un ratón preñado anestesiado con un escalpelo. Evite que la cavidad abdominal abierta se seque humedeciéndola con solución salina tibia al 0,9 % de metilalcohol.Luego, extraiga cuidadosamente los cuernos uterinos utilizando un par de pinzas de anillo. A continuación, coloque un embrión E14 de manera que no haya vasos visibles por encima del sitio de punción. Para obtener una mejor visualización, utilice un electrodo de 5 milímetros para localizar el ángulo y la posición del área deseada en el cerebro para la transfección.Para la electroforesis in utero del área cortical, inyecte lentamente de 1,5 a dos microlitros de la solución de ADN en el ventrículo lateral izquierdo. Asegúrese de que la profundidad de inserción sea de uno a dos milímetros, medida desde la pared uterina. Luego, verifique la coloración azul-verde con una delimitación nítida.Para una mejor visualización, utilice un electrodo de 5 milímetros para localizar el ángulo y la posición del lugar deseado en el cerebro para la transfección. Después, coloque el centro de las paletas de electrodo de platino de tres milímetros justo anterior a los primordios auriculares, y asegúrese de que no estén colocadas sobre los vasos sanguíneos ni sobre la placenta. Posteriormente, aplique voltaje para iniciar la transfección.Para la electroforesis in utero de la formación del hipocampo, inyecte dos microlitros de solución de ADN en el ventrículo lateral derecho de un embrión E15. A continuación, coloque el polo negativo de las paletas de electrodo de platino de tres a cinco milímetros justo por delante del primordio auditivo, y el polo positivo en la mitad del primordio auditivo. Luego, aplique voltaje para iniciar la transfección.Para la electrotransferencia in utero del núcleo septal lateral y el cuerpo estriado, inyecte un microlitro de solución de ADN en el ventrículo lateral derecho de un embrión E12. Luego, coloque los electrodos de 5 milímetros a la altura de los primordios auriculares. Posteriormente, aplique voltaje para iniciar la transfección.Para la electroforesis intraútero del tálamo e hipotálamo, inyecte de uno a 1,5 microlitros de solución de ADN en el ventrículo lateral de un embrión E12 a E13. Luego, espere de dos a tres minutos para que la solución se difunda en el tercer ventrículo. A continuación, coloque los electrodos de 5 o tres milímetros justo por detrás de los primordios auriculares.A continuación, aplique voltaje para iniciar la transfección. Este esquema muestra las posiciones adecuadas para los polos positivo y negativo al transfectar áreas corticales. Y este otro, muestra las posiciones de los polos positivo y negativo para transfectar las formaciones hipocampales.Las posiciones del polo positivo y negativo para transfectar el estriado y el núcleo septal lateral se muestran aquí. Y las posiciones adecuadas de los electrodos para transfectar el tálamo e hipotálamo se muestran aquí. La especificidad de la transfección depende del tamaño del electrodo.El aumento del tamaño de la paleta del electrodo reduce la especificidad de la transfección. Esto es especialmente evidente en las etapas embrionarias más tempranas, pero también observable en las etapas embrionarias tardías. Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en 15 minutos si se lleva a cabo correctamente.Al intentar este procedimiento, es importante manipular con mucho cuidado a los embriones y a las madres. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo transfectar regiones específicas del sistema nervioso central del ratón Black 6.

cortex-hippocampus-thalamus-hypothalamus-lateral-septal-nucleus

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Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

En la inyección intraventricular Utero y electroporación de embriones de ratón E15

En el útero de la electroporación permite la entrega rápida de genes en un espacio-temporal y controlado de manera en el desarrollo del sistema nervioso central (SNC). Aquí se describe una muy adaptable en el protocolo de electroporación in utero que puede ser utilizado para entregar las construcciones de expresión en múltiples dominios del SNC embrionario, incluyendo el telencéfalo, diencéfalo y la retina.

Entrega génica eficaz en los territorios del SNC múltiples utilizando In Utero La electroporación

Un método de transferencia de genes en el cerebro del ratón en desarrollo se describe mediante el uso de un método único quirúrgica y la forma especial de los electrodos. Esta técnica única permite la transfección de ADN de plásmido temporal y espacialmente, lo que ayudará a muchos neurocientíficos en el estudio de desarrollo del cerebro.

Del ratón en el útero de electroporación: Transefection controlada Gene espacio-temporal

Este artículo describe en detalle un protocolo para electroporar en el útero de la corteza cerebral y el hipocampo en E14.5 en ratones. También se muestra que este es un método valioso para estudiar las dendritas y espinas en estas dos regiones cerebrales.

La visualización y la manipulación genética de las dendritas y espinas en la corteza cerebral y el hipocampo del ratón usando<em&gt; En el útero</em&gt; La electroporación

Este protocolo describe un procedimiento de explante mejorada que...

Ex utero electroporación y explantes enteros hemisferio: un método simple Experimental de Estudios del Desarrollo Cortical Temprana

A pesar de la importancia clínica y funcional del...

La manipulación genética del ratón en desarrollo a través de Hipotálamo<em&gt; En el útero</em&gt; La electroporación

Aquí presentamos un protocolo que proporciona una herramienta para examinar los mecanismos reguladores de genes específicos durante el desarrollo del hipocampo. El empleo de la electroporación ex útero y el cultivo de cortes organotípicos permite la regulación hacia arriba y hacia abajo de la expresión de genes de interés en células individuales y seguir su destino durante el desarrollo.

Ex Utero electroporación y organotípicos rebanada Cultura de ratón Hipocampo Tissue

Funciones célula Autónoma de genes en el cerebro pueden ser estudiadas mediante la inducción de la pérdida o ganan de función en poblaciones dispersas de las células. Aquí, describimos en el útero la electroporación para entregar recombinase de Cre en poblaciones escasas de desarrollo de las neuronas corticales con genes floxed a causar la pérdida de función en vivo.

Inducción de la recombinación del Cre-lox en la corteza Cerebral de ratón a través de electroporación en el útero

Aquí, nos proporcionan un método confiable y de bajo costo para generar culturas de electroporated cerebro organotypic rebanada de embriones de ratón adecuados para microscopía confocal y técnicas de imagen en vivo.

Ex útero Electroporación y culturas Organotypic rebanada de cerebros embrionarios de ratón para vivir-la proyección de imagen de interneuronas GABAérgicas de migrando

La combinación de microscopía electrónica de transmisión y transducción de señales en el útero es un poderoso enfoque para estudiar los cambios morfológicos en la ultraestructura fina del sistema nervioso durante el desarrollo. Este método combinado permite penetraciones profundas en cambios en los detalles estructurales subyacentes de neuroplasticidad con respecto a su representación topográfica.

Evaluación de parámetros de neuroplasticidad ultraestructurales después en la transducción de útero de cerebro de ratón en desarrollo y a la médula espinal

La electroporación doble en el útero permite apuntar a las poblaciones celulares que están separadas espacial y temporalmente. Esta técnica es útil para visualizar las interacciones entre las poblaciones celulares que utilizan proteínas fluorescentes en condiciones normales, pero también después de experimentos funcionales para perturbar los genes de interés.

Doble en electroporación de utero para apuntar a poblaciones celulares separadas temporal y espacialmente

Aprende la técnica de electroporación in utero para transfectar regiones específicas del sistema nervioso central en ratones C57BL/6, incluyendo corteza, hipocampo y tálamo. Este método permite manipular células de forma rápida y eficiente sin necesidad de generar ratones genéticamente modificados.

Específica Striatum Cortex, hipocampo, Thalamus-, hipotálamo, núcleo-septal lateral y In Utero Electroporación en el ratón C57BL / 6 (Video) | JoVE Journal

Específica Striatum Cortex, hipocampo, Thalamus-, hipotálamo, núcleo-septal lateral y

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