Name: La separación inmunomagnética de Sca1 depósitos de grasa específica alta Células Madre derivadas de tejido adiposo (ASC) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 52 s
Description: Aprende a aislar células madre mesenquimales Sca1 positivas de tejido adiposo de ratón mediante separación inmunomagnética. Este método optimiza la digestión con colagenasa para obtener células derivadas de grasa subcutánea y visceral.

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Este trabajo es apoyado por el NIH DK095137 (THC). Agradecemos a los miembros del laboratorio actuales y anteriores que han contribuido al desarrollo y sofisticación de los métodos descritos.

Declaración de Ética: La Universidad de Michigan, el Comité de Uso y Cuidado de los Animales (UCUCA) ha aprobado todos los métodos y protocolos, de conformidad con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (Instituto para la Investigación de Animales de Laboratorio, Consejo Superior de Investigaciones Científicas). Los ratones se mantienen en un vivero Universidad de Michigan y se les da acceso libre a comida y agua y se mantuvieron en un ciclo de 12 horas de oscuridad / luz. 1. Preparativos <ol><li> Preparar medios de cultivo primario con DMEM, 10% de FBS, 1 x P / S / G, y 1x antibióticos / antimicóticos. Esto se utiliza para mantener los tejidos en la digestión antes. Coloque el almacén, la alícuota en baño de agua 37 ºC. </li><li> Preparar cinco mililitros de solución de colagenasa de tipo III en 5 mg / ml disueltos en HBSS (+ Ca, Mg +) para cada tipo de almohadilla de grasa que se aislaron, hasta cinco ratones. Por ejemplo, cuando se aísla SQ y VIS de un solo genotipo, hacer 10 ml, si es de tipo salvaje y mutante SQ y el VIS, hacen 20 ml. Ajustar el pH a 7,4 y steirritar filtro. Alícuota en 50 ml tubos. Ponga a un lado de la luz. </li><li> Utilice 70% de etanol para desinfectar campo quirúrgico. Limpie y cubra con una almohadilla azul. Rociar un poco de etanol en la plataforma azul. </li><li> Utilice las agujas de 22 G de precisar una almohadilla absorbente a la base de poliestireno y recortar con tijeras. Rocíe la almohadilla con etanol y después fijar la placa en la plataforma azul y cubrir con otra almohadilla azul hasta que comienza la disección. </li><li> Llenar dos tubos de 50 ml con etanol y colocar en una posición adyacente al campo quirúrgico. Coloque las tijeras y pinzas en el etanol. </li><li> Llene otro tubo de 50 ml con PBS más 1 x anti-anti etanol para enjuagar fuera herramientas quirúrgicas. </li><li> En la capilla, etiqueta placas de 60 mm para cada tipo de tejido y se llenan de medios de cultivo se calentó a 37 ºC. Colocar las placas adyacentes a la zona quirúrgica. </li></ol> 2. Aislamiento del subcutánea (SQ) de grasa de ratones <ol><li> La eutanasia de ratón con una sobredosis de isoflurano y neumotórax. </li><li> Suavementerocíe ratón con 70% de etanol y poner en posición supina. Fijar las patas al tablero de la espuma con 22 agujas G. </li><li> Hacer un pequeño corte en la piel de la parte inferior del abdomen. Sosteniendo la parte superior del corte con las pinzas, tomar las tijeras y separar la piel del peritoneo. </li><li> Una vez que la piel se separa de el peritoneo desde el abdomen al tórax, reflejar la piel de la peritoneo hacia la cabeza, mediante cortes laterales en la piel a lo largo del lado del cuerpo. </li><li> Reflejar la piel restante sostiene la grasa inguinal lejos del cuerpo y fijar abajo a la placa con 22 agujas G. </li><li> Cambiar a unas tijeras finas y pinzas. Coge la almohadilla de grasa inguinal con las pinzas en el origen cerca del peritoneo y cortar distancia entre la piel y la grasa inguinal avanzar hacia la ingle evitando la contaminación de la SQ con la piel. </li><li> Coloque la almohadilla de grasa inguinal insolated en el plato marcado 60 mm. </li></ol> 3. Aislamiento de Visceral (VIS) almohadillas de grasa <ol><li> De una manera similar a la etapa 2.5, cortar el peritoneo abierto para exponer la almohadillas de grasa y el intestino visceral. </li><li> Mover el intestino de distancia hacia el tórax. </li><li> Coge la almohadilla de grasa VIS en el extremo distal y tire suavemente hacia arriba. Diseccionar la almohadilla de grasa VIS teniendo cuidado de excluir del epidídimo (o del útero, si se utilizan ratones hembra) de tejido. </li><li> Colocar en el plato de la etiqueta y repita el paso 3.3 para la plataforma de VIS restante. </li></ol> 4. La colagenasa digestión de la grasa de ratones <ol><li> Mueva placas de 60 mm a la campana de cultivo de tejido y aspirar fuera de los medios de comunicación. </li><li> Picar las almohadillas de grasa con tijeras curvas a continuación, añadir a la solución de colagenasa. Asegúrese de enjuagar las tijeras y pinzas entre tipos de tejidos con etanol y PBS. </li><li> Se agita a 300 rpm y 37 ° C durante 10-20 minutos hasta que los tejidos se digieren. Es aceptable si algunas piezas de SQ son todavía visibles. Este problema se solucionará en un paso posterior. </li><li> Se añaden 25 ml de medio de cultivo a la solución de colagenasa para detener la collagENasa tratamiento, y la pipeta hacia arriba y hacia abajo 10 veces con una pipeta serológica de 10 ml para dispersar a los tejidos digeridos. </li><li> células de la cepa utilizando un filtro de células de 100 micras. Centrifugar durante 10 min a 300 x g. </li><li> decantar con cuidado los medios de comunicación de no perturbar el pellet y añadir 5 ml de agua estéril al sedimento y suavemente pipeta para suspender las células. Espere 2 minutos para lisar los eritrocitos. </li><li> Se añaden 25 ml de medio con FBS células y deformación del 10% a través de un nuevo filtro de células de 100 micras. </li><li> Centrifugar durante 10 min a 300 x g. medios Decantar y pellet se resuspende en 1 ml de medio de cultivo. </li><li> Recuento de células con un hemocitómetro usando 1: 1 de azul de tripano. </li><li> Placa 1 x 10 6 células en un pocillo en una placa de 6 pocillos. </li></ol> 5. separación celular magnética <ol><li> Después de aproximadamente 4 a 6 horas de la adhesión celular, enjuagar las células dos veces con HBSS (-Ca, Mg). Disociar las células adherentes utilizando tripsina al 0,05%. Diluir la suspensión celular de tripsina en tampón de separación de 1 ml y se giro para5 min a 300 x g. </li><li> Aspirar el sobrenadante. Resuspender las células en 500 l de tampón. Retirar una alícuota de 10 l y contar las células usando un hemocitómetro. </li><li> Centrifugar las células durante 5 minutos a 300 x g. </li><li> Aspirar el sobrenadante por completo. Resuspender las células en 90 l de tampón. Añadir 10 anticuerpo primario anti-Sca1-FITC l. Mezclar bien e incubar durante 10 minutos a 4 ° C en la oscuridad. </li><li> Lavar las células con 1 ml de tampón y centrifugar las células durante 5 minutos a 300 x g. Aspirar el sobrenadante por completo. </li><li> Resuspender las células en 80 l de tampón. Añadir 20 microperlas anti-FITC mu l. Mezclar bien e incubar durante 15 minutos a 4 ° C en la oscuridad. </li><li> Lavar las células con 1 ml de tampón y centrifugar las células durante 5 minutos a 300 x g. </li><li> Retire sobrenadante y el sedimento se vuelve a suspender en 500 l de tampón. </li><li> Colocar la columna en el soporte magnético y enjuagar la columna con 500 l de tampón. </li><li> Añadir suspensión de células a la columna. Evitar las burbujas durante el pipeteado. </li><li> Recoger el Sca1 sin etiqueta - &lt;/ Sup&gt; células y lavar la columna 3 veces con 500 l de tampón. Sólo añadir nueva memoria intermedia cuando el depósito está vacío. Evitar las burbujas durante el pipeteado. </li><li> Retirar la columna del soporte magnético y colocar en un tubo cónico de 15 ml. </li><li> Añadir 1 ml de tampón de columna y eluir Sca1 + empujando el émbolo suministrado a través del depósito de la columna. </li><li> Centrifugar fracciones de células durante 5 minutos a 300 x g. Resuspender las células en medios de cultivo de 1 ml. </li><li> Retirar una alícuota de 10 l de las fracciones etiqueta y etiqueta y contar las células usando un hemocitómetro. </li><li> Placa de cada fracción de células en 1 pocillo de una placa de 6 pocillos. </li></ol> 6. Verificación de separación inmunomagnética de Sca1 alta SCA con Citometría de Flujo <ol><li> Enjuagar las células dos veces con HBSS (-Ca, Mg) y disociar las células utilizando tripsina al 0,05%. </li><li> centrifugar las células a 300 xg durante 5 min. Resuspender las células en medios de cultivo de 1 mL y un recuento usando un hemocitómetro. </li><li> Obtener&gt; 10 6 </sup&gt; células en 1 ml de medios de cultivo y centrifugar a 300 xg durante 5 min. </li><li> Aspirar el sobrenadante y repita el paso 6.3 dos veces más. </li><li> Resuspender las células con 1 ml de suero de cabra 2% + 2% de BSA y de bloque durante 30 minutos a RT. </li><li> centrifugar las células a 300 xg durante 5 min. </li><li> Retire la solución de bloqueo. </li><li> Añadir rata IgG2a Alexa Fluor 647 (0,25 g, 1: 400) o anti-Sca1 Alexa Fluor 647 (0,25 g, 1: 400), en 100 l de PBS con 2% de suero de cabra y 2% BSA + PBS a 4 ° C durante 30 min en la oscuridad. </li><li> Añadir 1 ml de PBS frío a las células. Centrifugadora 300 xg durante 5 min a 4 ° C. </li><li> Aspirar el sobrenadante y repita el paso 6.9 dos veces más. </li><li> Resuspender las células en 1 ml de PBS. Pasar las suspensiones de células a través de un filtro de células de 100 micras en preparación para análisis de citometría de flujo. </li></ol>

<ol><li>Chun, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pericellular+collagenase+directs+the+3-dimensional+development+of+white+adipose+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A pericellular collagenase directs the 3-dimensional development of white adipose tissue.</a> Cell. 125 (3), 577-591 (2006).</li>
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<li>Mori, S., Kiuchi, S., Ouchi, A., Hase, T., Murase, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristic+Expression+of+Extracellular+Matrix+in+Subcutaneous+Adipose+Tissue+Development+and+Adipogenesis%3B+Comparison+with+Visceral+Adipose+Tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biol+Sci%22%5BJournal%5D)">Characteristic Expression of Extracellular Matrix in Subcutaneous Adipose Tissue Development and Adipogenesis; Comparison with Visceral Adipose Tissue.</a> Int J Biol Sci. 10 (8), 825-833 (2014).</li>
<li>Ong, W. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Specific+Cell-Surface+Markers+of+Adipose-Derived+Stem+Cells+from+Subcutaneous+and+Visceral+Fat+Depots%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Identification of Specific Cell-Surface Markers of Adipose-Derived Stem Cells from Subcutaneous and Visceral Fat Depots.</a> Stem Cell Reports. 2 (2), 171-179 (2014).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En este documento se demuestra el aislamiento y separación de células inmunomagnética de ASC murinos de diferentes almohadillas de grasa y su uso para experimentos in vitro. El método presentado es eficaz para el aislamiento rápido de gran número de ASC Sca1-positivo, que es ventajoso con respecto a los técnicamente complejo y costoso aislamiento FACS mediada de ASC 9,14. A diferencia de FACS, separación celular inmunomagnética no permite el uso de antígeno múltiple para la identificación de una pobl...

Antígeno de células 1 (Sca1, o Ly6A / E) del tallo fue identificado por primera vez como un marcador de superficie celular expresada por hematopoyéticas y mesenquimales células 5,6. La fracción vascular del estroma (SVF) de tejido adiposo obtenido de los depósitos de grasa del ratón es una población heterogénea de células que comprenden de fibroblastos, macrófagos, células endoteliales vasculares, células neuronales y células progenitoras de los adipocitos 7. Las células progenitoras de los adipocitos o células madre derivadas de tejido adiposo (ASC) son células no cargadas de lípidos que residen en la matriz extracelular rica en colágeno perivascular (ECM) 8. Aproximadamente el 50% de la SVF constan de ASC, que se caracterizan como linaje negativo (Lin -) y CD29 +: CD34 +: Sca1 + 9. La mayoría de estas células se Sca1 +: CD24 - progenitores de adipocitos, que son capaces de diferenciación de adipocitos in vitro; sin embargo, sólo una fracción de células (0,08% de SVF) constituye Sca1 <sarriba&gt; +: CD24 + células que son plenamente capaces de proliferar y diferenciarse en adipocitos en las condiciones in vivo 9. A pesar de la advertencia potencial del uso de Sca1 + SVF sin discriminar las células CD24 + CD24 de - células, aislar Sca1 + ASC de los depósitos de grasa utilizando la separación celular inmunomagnética es un método eficaz y práctico para determinar el fenotipo de células autónomas de las células progenitoras de los adipocitos primaria. En el campo de la obesidad y la diabetes, fibrosis tisular y la inflamación juega un papel crítico en el desarrollo y mantenimiento de la diabetes de tipo 2 3. Recientemente, Tokunaga et al. mostraron que las células aisladas de alto Sca1 inguinal (o subcutánea, SQ) y perigonadal (o visceral, VIS) los depósitos de grasa C57BL6 / J exhiben diferentes firmas de genes y la remodelación de ECM in vitro 10. MMP14 (MT1-MMP), un miembro prototípico de la membrana-tmetaloproteinasa de matriz ipo (MMP) de la familia media en el desarrollo del tejido adiposo blanco (WAT) a través de su actividad colagenolítica 1. Los ejemplos de experimentos que pueden llevarse a cabo con las células aisladas y enriquecidas a través de la siguiente protocolo incluyen cultivo en tres dimensiones, los estudios de diferenciación, los ensayos de degradación de colágeno, y la secuenciación de ARN 10,11. Ensayos de degradación deben llevarse a cabo con el colágeno extraído con ácido para asegurar la preservación de telopéptido 11,12. El siguiente protocolo demostrará los métodos para aislar células del estroma vascular primarias de diferentes depósitos de grasa y enriquecer las células progenitoras de los adipocitos mediante separación celular inmunomagnética. La validez de la clasificación de células se evaluó con citometría de flujo y mediante el uso de ratones Sca1-GFP que expresan GFP en células Sca1 +, dirigido por un promotor Sca1 13.

<table><tbody><tr><td>Tipo 3 Colagenasa</td><td>Worthington Bioquímica</td><td>LS004182</td><td>Digestión tisular</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>11965-092</td><td>Medio de cultivo con alto contenido de glucosa</td></tr><tr><td>Pluma/Estreptococo/Glutamina (100x)</td><td>Gibco</td><td>10378-016</td><td>Antibiótico</td></tr><tr><td>anti-anti (100x)</td><td>Gibco</td><td>15240-062</td><td>Antifúngico</td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco</td><td>16000-044</td><td></td></tr><tr><td>PBS (1x, pH 7.4)</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Tripsina (0.05%)</td><td>Gibco</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>Filtro de células</td><td>BD Bioscience</td><td>352360</td><td>100-&mu; Filtro de células m</td></tr><tr><td>Placas de 60 mm</td><td>BD Falcon</td><td>353004</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras</td><td>FST</td><td>14001-12</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras</td> grandes <td>FST</td><td>14091-11</td><td>Punta fina y curvada</td></tr><tr><td>Pinzas grandes</td><td>FST</td><td>11000-12</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas finas</td><td>Cualquier proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agujas 25G 5/8"</td><td>BD</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Agujas 22G 1.5"</td><td>BD</td><td>305159</td><td></td></tr><tr><td>tubos cónicos de 15 ml</td><td>BD Falcon</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>tubos cónicos de 50 ml</td><td>BD Falcon</td><td>352098</td><td></td></tr><tr><td>Columnas de separación MACS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-201</td><td></td></tr><tr><td>Kit de microesferas Anti-Sca1 (FITC)</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-092-529</td><td>FITC-anti-Sca1 1&ordm; Ab y microesferas anti-FITC 2&ordm; Ab</td></tr><tr><td>AutoMACS tampón de ejecución</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-091-221</td><td></td></tr><tr><td>Separador MiniMACS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-102</td><td></td></tr><tr><td>MACS MultiStand</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-303</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas chux azules</td><td>Fisher</td><td>276-12424</td><td></td></tr><tr><td>Almohadillas absorbentes</td><td>Fisher</td><td>19-165-621</td><td></td></tr><tr><td>Tablero de espuma de poliestireno</td><td></td><td></td><td>Uso de tubos de 50 ml</td></tr><tr><td>70% etanol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Cualquier proveedor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rata IgG2a Alexa Fluor 647</td><td>Invitrogen</td><td>R2a21</td><td></td></tr><tr><td>Rata IgG2a anti-ratón Sca1 Alexa Fluor 647</td><td>Invitrogen</td><td>MSCA21</td><td></td></tr><tr><td>Rata IgG2a R-PE</td><td>Invitrogen</td><td>R2a04</td><td></td></tr><tr><td>Rata IgG2a anti-ratón F4/80 R-PE</td><td>Invitrogen</td><td>MF48004</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de fondo redondo</td><td>BD Falcon</td><td>352058</td><td></td></tr><tr><td>HBSS (&ndash; Ca, &ndash; Mg)</td><td>Gibco</td><td>14175-095</td><td></td></tr><tr><td>HBSS (+Ca, +Mg)</td><td>Gibco</td><td>14025-092</td><td>Para solución de colagenasa</td></tr><tr><td>Colágeno tipo I (2,7 mg/ml en ácido acético de 37 mm</td><td>Preparar en casa12</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10x MEM</td><td>Gibco</td><td>11430-030</td><td></td></tr><tr><td>1 M HEPES</td><td>Gibco</td><td>15630-080</td><td></td></tr><tr><td>0.34 N NaOH</td><td>Preparar en casa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cubreobjetos</td><td>Corning</td><td>2870-22</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594 ácido carboxílico, éster de succinimidilo, isómeros mixtos</td><td>Invitrogen</td><td>A-20004</td><td></td></tr><tr><td>0.89 M NaHCO3&nbsp; </td><td>Gibco</td><td>25080-094</td><td></td></tr></tbody></table>

la separación inmunomagnética de sca1 depósitos de grasa específica<sup&gt; alta</sup&gt; células madre derivadas de tejido adiposo (asc)

Immunomagnetic Separation of Fat Depot-specific Sca1high Adipose-derived Stem Cells (ASCs)

El aislamiento de células madre derivadas del tejido adiposo (ASCs) es un método importante en el campo de la biología del tejido adiposo, la adipogénesis y la remodelación de la matriz extracelular (MEC). In vivo, el entorno rico en ECM, que consiste en colágenos fibrilares, proporciona un soporte estructural a los tejidos adiposos durante la progresión y regresión de la obesidad. La remodelación fisiológica de la MEC mediada por metaloproteinasas de matriz (MMPs) desempeña un papel importante en la regulación del tamaño y la función del tejido adiposo1,2. La pérdida de la remodelación fisiológica de la MEC colagenolítica puede conducir a una acumulación excesiva de colágeno (fibrosis tisular), infiltración de macrófagos y, en última instancia, una pérdida de la homeostasis metabólica, incluida la resistencia a la insulina3,4. Cuando se observa un cambio fenotípico del tejido adiposo en modelos de ratón con genes dirigidos, el aislamiento de las ASC primarias de los depósitos de grasa para estudios in vitro es un enfoque eficaz para definir el papel del gen específico en la regulación de la función de las ASC. A continuación, definimos una separación inmunomagnética de ASCsaltas de Sca1.

El enriquecimiento de altos ASC Sca1 de diferentes almohadillas de grasa. Las células del estroma vascular aisladas de la grasa SQ pantalla similar a fibroblastos, estiran la forma celular, independientemente del nivel de expresión Sca1 (Figura 1A). Células de baja Sca1 alta y Sca1 Por otro lado, VIS (derivados de eWAT) demuestran clara diferencia en su forma de la célula. Como...

Presentamos las técnicas necesarias para aislar la fracción vascular estromal (FSV) de los depósitos de tejido adiposo inguinal (subcutáneo) y perigonadal (visceral) de ratón para evaluar su expresión génica y actividad colagenolítica. Este método incluye el enriquecimiento de células madre derivadas de alto tejido adiposo (ASC) Sca1 mediante separación celular inmunomagnética.

La separación inmunomagnética de Sca1 depósitos de grasa específica<sup&gt; alta</sup&gt; Células Madre derivadas de tejido adiposo (ASC)

The isolation of adipose-derived stem cells (ASCs) is an important method in the field of adipose tissue biology, adipogenesis, and extracellular matrix ...

El objetivo general de este procedimiento es aislar células madre mesenquimales positivas para Sca1 a partir de diversos depósitos de grasa de ratón. La principal ventaja de esta técnica es que, al utilizar la clasificación celular basada en microperlas inmunomagnéticas, se pueden enriquecer eficazmente células madre derivadas del tejido adiposo procedentes de diferentes depósitos grasos para experimentos posteriores. En general, los investigadores nuevos en este método encontrarán dificultades porque la intensidad y duración de la digestión tisular mediada por colagenasa deben optimizarse para obtener un número adecuado de células para la clasificación.Para aislar los tejidos adiposos subcutáneos, comience colocando el ratón sobre una tabla de disección de espuma en posición supina y rocíe el animal con etanol al 70 %. Después de asegurar las patas a la tabla, realice una pequeña incisión en la piel del abdomen inferior. Luego, sosteniendo el borde superior del corte con pinzas, use tijeras para separar la piel y el peritoneo desde el abdomen hasta el tórax.Realice cortes laterales en la piel, a lo largo del costado del cuerpo, y refleje la piel desde el peritoneo hacia la cabeza.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Developmental Biology

Biología del Desarrollo

Este video demuestra una técnica para aislar y cultivar células madre adiposas (ADSC) derivadas de la cresta neural marcadas con fluorescencia a partir de tejido adiposo del arco periaórtico murino. Tras el aislamiento, las NCADSC se detectan, se clasifican mediante la clasificación celular activada por fluorescencia y, posteriormente, se cultivan en una placa, lo que promueve la proliferación celular.

Aislamiento de células madre derivadas del tejido adiposo periaórtico murino

En 2001, investigadores de la UCLA describen el aislamiento de una población de células madre adultas, denominada células madre o las ASC derivadas de tejido adiposo, a partir de tejido adiposo. En este artículo se describe el aislamiento de las ASC de lipoaspirates utilizando un protocolo de digestión manual, enzimática utilizando colagenasa.

Aislamiento Manual de células madre derivadas de tejido adiposo de Lipoaspirates Humanos

La heterogeneidad transcripcional dentro de las células estromales derivadas del tejido adiposo humano se puede definir a nivel de célula individual utilizando marcadores de superficie celular y genes osteogénicos.  Describimos un protocolo que utiliza citometría de flujo para el aislamiento de subpoblaciones celulares con mayor potencial osteogénico, que puede usarse para mejorar la reconstrucción esquelética craneofacial.

El aislamiento y enriquecimiento de Human adiposo derivado de células estromales de la osteogénesis mejorada

Este protocolo proporciona un método libre de enzimas para aislar las células madre mesenquimales de muestras de abdominoplastia y lipoaspiración utilizando un método explantado. La ausencia de enzimas duras o pasos de centrifugación proporciona células madre clínicamente relevantes que pueden utilizarse para estudios in vitro o transferirse de vuelta a la clínica.

Un método libre de enzimas para el aislamiento y la expansión de las células madre mesenquimales derivadas de adiposo humano

Este protocolo describe el enfoque técnico para aislar subpoblaciones de células estromales adipogénicas y fibroinflamatorias de depósitos murinos de tejido adiposo blanco intraabdominal (WAT) mediante clasificación celular activada por fluorescencia o separación inmunomagnética de perlas.

Aislamiento de subpoblaciones de células estromales adipogénicas y fibroinflamatorias de depósitos adiposos intraabdominales murinos

Presentamos un método simple para aislar células progenitoras adiposas altamente viables de las almohadillas de grasa epidídmica del ratón usando clasificación celular activada por fluorescencia.

Preparación de células progenitoras adiposas de tejidos adiposos epidídicos del ratón

El presente protocolo describe una metodología mejorada para el aislamiento de ADSC que resulta en un tremendo rendimiento celular con ganancia de tiempo en comparación con la literatura. Este estudio también proporciona un método sencillo para obtener un número relativamente grande de células viables después de la criopreservación a largo plazo.

Técnica para la obtención de células madre mesenquimales a partir de tejido adiposo y caracterización de fracciones vasculares estromales en criopreservación a largo plazo

Este protocolo describe una metodología para aislar e identificar células madre mesenquimales derivadas del tejido adiposo (MSC) de ratas Sprague Dawley.

Aislamiento e identificación de células madre mesenquimales derivadas del tejido adiposo de ratas Sprague Dawley

El tejido adiposo es una excelente fuente de células madre mesenquimales. Aquí, traemos el paso a paso de la extracción, el cultivo y la caracterización de células madre derivadas del tejido adiposo (ADSC) del tejido adiposo epididimario de ratones suizos.

Aislamiento, expansión in vitro y caracterización de células madre mesenquimales a partir de tejido adiposo epididimario de ratón

Este protocolo describe todos los procedimientos, desde el cultivo de células madre mesenquimales derivadas del tejido adiposo humano (ADSC) y la recolección de sobrenadante hasta la extracción de vesículas extracelulares (EV) mediante ultracentrifugación.

Purificación y Caracterización de Vesículas Extracelulares a partir de Células Madre Mesenquimales Derivadas del Adiposo Humano

Aquí presentamos un método estándar para aislar de forma eficiente células madre y adipocitos derivados del adiposo, caracterizado por una reducción del &gt; del 90% en el tiempo de procesamiento, alta viabilidad celular y amplia compatibilidad.

Aislamiento eficiente de células madre y adipocitos derivados del adiposo a partir de tejido adiposo porcino

Aprende a aislar células madre mesenquimales Sca1 positivas de tejido adiposo de ratón mediante separación inmunomagnética. Este método optimiza la digestión con colagenasa para obtener células derivadas de grasa subcutánea y visceral.

La separación inmunomagnética de Sca1 depósitos de grasa específica

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