Name: El estudio de la señalización Wnt Durante Patrones de llevar a cabo Airways (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min
Description: Aprende técnicas de tinción en montaje total y secciones para estudiar la señalización Wnt en el desarrollo traqueal de ratones reporteros. Este método permite analizar la proliferación celular y la condensación mesenquimal en biología pulmonar.

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Reconocemos la ayuda de Mike y Matt Muntifering Kofron con la imagen confocal y Gail Macke con procedimientos histológicos. Este trabajo fue apoyado en parte por los Institutos Nacionales de Salud-NHLBI (K01HL115447 a DS).

Los animales se alojaron en condiciones libres de patógenos. Los ratones fueron manejados de acuerdo a los protocolos aprobados por CCHMC Institucional Cuidado de Animales y el empleo Comisión (Cincinnati, OH EE.UU.). Los ratones utilizados a lo largo de estos estudios se mantuvieron en un fondo mixto. 1. Todo el montaje X-galactosidasa de tinción <ol><li> La eutanasia a mujer embarazada en E11.5 a E14.5, mediante inhalación de CO2. Colocar los animales en la cámara de CO 2, cargar la cámara con CO2. Mantener los animales en la cámara por un mínimo de 5 minutos. Realizar método secundario de la eutanasia por dislocación cervical. </li><li> área abdominal Clean con etanol (EtOH) 70% y llevar a cabo la laparotomía con una sola incisión en la línea media abdominal. Utilizar tijeras quirúrgicas y patrón estándar (serrados recta) fórceps. </li><li> Aislar cuernos uterinos usando pinzas y tijeras finas e inmediatamente colocar el tejido en la placa de Petri que contenía solución de PBS enfriado. Mantener el tejido en hielo hasta su procedimientopara el aislamiento de los embriones. </li><li> Aislar los embriones de los cuernos uterinos. Diseccionar el tejido traqueal de pulmón embrionario usando microscopio de disección. Utilice unas pinzas de punta fina y tijeras para sostener y perforar el tejido uterino y concepti liberación de los embriones. <ol><li> Retirar los restos de membranas embrionarias. Con la ayuda de palas de agujas cortar la cabeza de embriones y la parte inferior del cuerpo por debajo del diafragma. Localizar el hígado como un hito. </li><li> Después del aislamiento de la región torácica del embrión, proceder a eliminar lados laterales de la pared del cuerpo, la columna vertebral y las cuchillas de aguja del corazón usando. Tenga cuidado al retirar el corazón para evitar dañar el tejido traqueal. Por último, con cuidado, separar el esófago de la tráquea tirando del esófago con ayuda de cuchillas de aguja. Mantener el tejido en solución de PBS sobre hielo. </li></ol></li><li> Coloque el tejido en 4 ml de tornillo viales de vidrio o tapa utilizando pipetas de transferencia. Fijar el tejido pulmonar traqueal en 4% de paraformaldehído (PFA) en PBS durante 30 min. Después de la fijación,enjuagar tejido con PBS. Al enjuagar, preparar la solución de X-gal tinción (añadir 5 mM K 3 Fe (CN) 6, (100 l de 0,5 M de valores) 5 mM de K 4 Fe (CN) 6 (100 l de 0,5 M de valores) 2 mM MgCl2, ( 20 l de reserva 1 M) 0,01% NaDOC (50 l 2% en acciones), 0,02% de NP 4 O (100 l 2% en acciones), 1 mg / ml de X-gal (500 l de 20 mg / Stock ml) y 9,13 ml de agua destilada para llevar a un volumen final de 10 ml). </li><li> Eliminar cualquier resto de PBS y añadir 2 ml de solución de tinción X-gal al vial de vidrio. Colocar los viales en la bandeja en un agitador. tejidos de manchas de 1 a 2 horas en solución de tinción X-gal. Incubar el tejido en una solución de X-gal durante 4 horas para su posterior procesamiento y la inclusión. </li><li> Detener la reacción tejidos de lavado en el 3% de dimetilsulfóxido-PBS. Enjuague en PBS, 3 veces durante 5 minutos cada lavado y almacenar en un 70% de etanol. </li><li> Llenar cápsulas de Petri con una solución / PBS 1% de agarosa. Permitir agarosa para solidificar. El uso de pipetas de transferencia vidrio, colocar el tejido en co agarosaATED placas llenas de solución de PBS. Fotografiar su conjunto se monta utilizando un microscopio de disección. Seleccionar un filtro adecuado para campo claro. </li><li> Para distinguir mejor los sitios de muestras del proceso de tinción X-gal para la inclusión en parafina y seccionamiento. Colocar las muestras en casetes de la pantalla fina. <ol><li> Para procesar las muestras para la inclusión en parafina utilizan un procesador automatizado y establecieron un ciclo corto de la siguiente manera: seis cambios de alcohol: 5 min primer cambio y 3 minutos por cada cambio restante. Tres cambios de xileno: 5 min primer cambio y 3 min próximos dos cambios. Los pasos anteriores se realizan a 30 ° C. Por último, realizar tres cambios de parafina a 62 ° C: 25 min, 8 min y 5 min. </li></ol></li><li> Orient muestras para incrustar con el tejido que se encuentra en la parte inferior plana de la incrustación de barco. Añadir con cuidado de parafina para llenar el barco de la incrustación. Enfriar inmediatamente en la placa fría de la incrustación de la estación hasta que se solidifica en parafina. Retire el bloque de empotrar barco. Usando un microtomo, generar 6 micras sreflexiones. secciones de montaje de diapositivas-pretratados y secar los portaobjetos en la diapositiva conjunto más caliente a 42 ° C durante 1 hora. </li><li> Hornear se desliza durante la noche en un horno a 56 ºC. Colocar los portaobjetos en bastidores. Desparafinar desliza con tres cambios de 100% de xileno, 10 min cada uno. Utilización en la tinción platos llenos con 200 ml de xileno. </li><li> Rehidratar diapositivas utilizando series EtOH graduada (100%, 70%, 50% y 30%, 1 min por paso) a PBS antes de la contratinción con rojo rápido nuclear durante 10 a 30 seg. Se lavan los portas con agua del grifo tres veces durante 5 minutos cada vez para eliminar el exceso de Nuclear Fast Red. </li><li> Deshidratar las diapositivas en una serie graduada de EtOH (50%, 70% y 100% EtOH) antes del lavado en tres cambios de xileno (20 inmersiones en cada cambio) y la tapa de deslizamiento con los medios de montaje a base de xileno. </li></ol> 2. La tinción de lectina <ol><li> Diseccionar E13.5 y E14.5 traqueal tejido pulmonar como se describe en los pasos 1.1 a 1.4. El uso de pipetas de transferencia de vidrio lugar del tejido en viales con tapón de rosca. Fijar el tejido pulmonar traqueal con 2 ml dePFA solución al 2% durante la noche a 4 ° C. Después de la fijación, enjuague muestras en PBS tres veces durante 10 min cada lavado. </li><li> Preparar tampón, por lo general un volumen final de 10 ml de solución de bloqueo. Añadir 0,1 g de BSA (1%) a 8 ml de PBS. Permitir BSA se disuelva. Añadir 0,2 ml de suero de cabra (2%) 0,03 ml de Triton X-100 (0,3%). Se ajusta el volumen final a 10 ml con PBS. muestras de los bloques durante 1 h en 0,5 ml de tampón de bloqueo a temperatura ambiente. </li><li> Retire el amortiguador de bloqueo usando una pipeta de transferencia y reemplazar con una solución de lectina compuesta de 50 g / l de lectina, suero de cabra al 10% y PBS. Utilice 250 l de solución de lectina por muestra. Incubar toda la noche a 4 ° C. Asegúrese de cubrir el vial de vidrio que contiene el tejido con papel de aluminio. Después de la incubación con solución de lectina, enjuague muestras en PBS tres veces durante 10 min. </li><li> Coloque los explantes en placas de Petri recubierta de agarosa que contenían PBS suficiente para cubrir las muestras. Fotografiar su conjunto se monta utilizando un microscopio de fluorescencia de disección. Seleccione la appropfiltro piados para detectar la fluorescencia. Lectina PNA generalmente se acopla a GFP. </li></ol> 3. todo el montaje la tinción de inmunofluorescencia y microscopía confocal <ol><li> Aislar el tejido pulmonar traqueal, transferir a viales de tapón de rosca de vidrio de 4 ml y fijar durante la noche en PFA al 4%. E11.5 tejidos puede ser fijado en el 2% PFA. Almacenar en metanol al 100%. Las muestras pueden conservarse hasta varios meses a -20 ° C. </li><li> Eliminar el metanol usando una pipeta de transferencia y permeabilizar las muestras usando un blanqueador de Dent (4 partes de metanol, 1 parte de DMSO y 1 parte de 30% de H 2 O 2) durante 2 horas. tejido de hidratos en una serie graduada de metanol diluido en PBS como sigue: 100% de metanol, 75% de metanol, 50% de metanol, 25% de metanol, 100% PBS. Incubar 10 min a la temperatura ambiente durante cada paso de hidratación. </li><li> Tejido Block en reactivo de bloqueo al 0,5% diluido en PBS (ver Materiales para detalles) por dos horas a temperatura ambiente con agitación. </li><li> Diluir el anticuerpo primario en el bloqueo desolución (Sox9 1: 100, Nkx2.1 1: 200, αSMA 1: 250) y se incuban las muestras durante la noche a 4 ° C. muestras de lavado con PBS cinco veces a temperatura ambiente. Realizar cada lavado durante 1 hora. </li><li> Aplicar anticuerpo secundario a una dilución 1: 500 en solución de bloqueo 0,5%. Seleccione cuidadosamente anticuerpos secundarios para evitar la unión entre los anticuerpos secundarios. Incubar toda la noche a 4 ° C en una habitación oscura. muestras de lavado tres veces para 20 min a temperatura ambiente. Deshidratar muestras en una serie graduada de metanol diluido en PBS como sigue: 25% de metanol, metanol 50% 75% de metanol, 100% de metanol, 10 min cada paso. NOTA: Asegurarse de que las muestras permanecen cubiertos con papel de aluminio y minimizar la exposición a la luz. Tissue ahora se puede almacenar a 4 ° C durante varias semanas hasta que se fotografiaron. </li><li> Transferir las muestras de platos hechos a la medida de la etapa, eliminar el metanol y claro con aproximadamente 200 l de solución transparente de Murray 19,20 (2 partes de benzoato de bencilo, 1 parte de alcohol de bencilo) inmediatamente BEFformación de imágenes de mineral. Fotografía utilizando un microscopio confocal. Procesar y analizar la imagen usando el software de imágenes. </li></ol> 4. Proliferación Celular <ol><li> Inyectar ratones E11.5 embarazada intraperitoneal con una solución de BrdU a una concentración de 100 mg de BrdU / g de peso corporal. Sacrificar femenina tal como se describe en la sección 1 del protocolo y aislar embriones en E12.5 E13.5 o. El uso de hojas de cuchillo, cabezas especiales y la parte inferior del cuerpo por debajo de la cavidad torácica. </li><li> Coloque el tejido torácica en 4 ml de tornillo viales de tapa y fijar en 1 ml de PFA al 4% durante la noche. muestras de lavado con PBS dos veces durante 5 min y se deshidratan muestras a través de una serie de etanol diluido en agua destilada hasta 70% de etanol como sigue: 30%, 50% y 70% de etanol, durante 5 min cada paso. <ol><li> Colocar las muestras en casetes de pantalla de tamaño mediano. tejido Proceso para la inclusión en parafina utilizando y el procesador automatizado. Establecer un ciclo de la siguiente manera: seis cambios de alcohol durante 8 minutos cada una, tres cambios de xileno durante 6 minutos cada uno, tres cHanges de parafina, durante 25 minutos, 9 minutos y 8 minutos. </li></ol></li><li> Incrustar en parafina orientando el tejido en la posición deseada para generar transversal 6 micras o secciones longitudinales como se describe en el apartado 1. Coloque las secciones en portaobjetos y permitir que el tejido se adhiera a deslizarse en la diapositiva conjunto más caliente a 42 ° C durante 1 hora. </li><li> diapositivas de pasteles, en sus lados, durante la noche en un horno a 56 ° C. Colocar los portaobjetos en bastidores de plástico. diapositivas de-paraffinize por inmersión en tres cambios de 100% de xileno, 10 min por el cambio. Use 200 ml de xileno para sumergir completamente las diapositivas. Rehidratar diapositivas utilizando series EtOH graduada (100%, 70%, 50% y 30%, 5 min por paso con agitación) a PBS (5 min). </li><li> Realizar la recuperación de antígenos usando tampón de citrato 10 mM, pH 6. Para preparar 100 ml de mezcla de tampón de citrato 18 ml de M de ácido cítrico monohidratado 0,1 y 82 ml de 0,1 M de citrato de sodio. <ol><li> Colocar las muestras en frascos de Coplin de plástico llenas de solución de recuperación de antígeno y de microondas durante 6,5 minutos a alta potencia. Añadir dislabrada agua para jarra Coplin para compensar tampón citrato-evaporada y recalentar a una potencia del 40% durante 6 min. </li><li> Llene la jarra de Coplin arriba con agua, y volver a calentar de nuevo en marcha de 40% durante 6 min. tiempos de microondas pueden variar en función de microondas utilizado. </li><li> Permitir que las diapositivas se enfríen durante 20 minutos a temperatura ambiente antes de lavar portaobjetos en agua destilada durante 1 min, seguido de PBS durante 5 min. Después de que el lavado con PBS, los portaobjetos de bloque durante 2 horas en una solución que contiene TBS (2,425 g de base Tris y 8,765 g de NaCl diluido en 1 L de agua destilada) 10% de suero de burro y 1% de BSA de bloqueo. </li></ol></li><li> Añadir anticuerpos primarios diluidos en solución de bloqueo (TBS que contenía 10% de suero burro y 1% de BSA). BrdU (marcador de la mitosis), Nkx2.1 (epitelio de las vías respiratorias), Sox9 (células que darán lugar a cartílago) y αSMA (células de músculo liso). Incubar los portaobjetos durante la noche, a 4 ° C. Utilice el método de superposición para conservar anticuerpos. Aplicar 180 l de anticuerpo a una junta y luego coloque diapositiva como si cubreobjetossilbido. </li><li> Separar la junta sumergiendo portaobjetos en agua destilada. Después de la eliminación de la junta, lavar el anticuerpo primario no unido mediante la realización de seis lavados de 5 min con TBS que contiene 0,1% de Tween-20. <ol><li> Incubar los portaobjetos con el anticuerpo secundario diluido en solución de bloqueo a una dilución de 1: 200, durante 1 hora a temperatura ambiente. Seleccionar anticuerpos secundarios con cuidado para evitar la unión no deseada entre ellos. Eliminar el anticuerpo secundario no unido mediante la realización de tres lavados de cinco minutos con TBS que contiene 0,1% de Tween. </li><li> Lavado de los portaobjetos en la base M Tris 0,1 dos veces durante 5 min y luego 0,05 M Tris base de dos veces por 5 min. Las diapositivas se puede dejar en la base de Tris 0,05 M, mientras que coversliping utilizando medio de montaje con o sin DAPI (1,5 mg / ml). diapositivas de las tiendas en la carpeta de diapositivas a 4 ° C y proteger de la luz cubriendo carpeta con papel de aluminio. </li></ol></li><li> Visualizar las manchas y la fotografía utilizando un microscopio de fluorescencia automatizado. Contar las células marcadas y el total de células por campo fotografiado en20X y 40X para determinar las relaciones de la proliferación de células a las células totales. </li></ol>

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<li>Boucherat, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+functional+redundancy+between+Hoxa5+and+Hoxb5+paralog+genes+during+lung+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Partial functional redundancy between Hoxa5 and Hoxb5 paralog genes during lung morphogenesis.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 304, L817-L830 (2013).</li>
</ol>

&quot;Los autores no tienen nada que revelar.&quot;

Acontecimientos que subyacen a la morfogénesis de las vías respiratorias no se entienden completamente, en particular los procesos necesarios para el modelado de las vías aéreas de conducción. Estudios anteriores han utilizado técnicas ex vivo en el que se cultivan los explantes en desarrollo en la interfase aire-líquido o incrustado en matrigel 21,22. Estos estudios han demostrado que los factores de crecimiento influyen en el patrón de la tráquea y el desarrollo de la formación de cartílago traquea...

El desarrollo del tracto respiratorio es iniciado por día embrionario 9 (E9) con la aparición de células positivas en el Nkx2.1 endodérmico ventral del intestino anterior 1,2. Separación del tubo esofágico-traqueal resolverá por E11.5 cuando los tubos se pueden distinguir como entidades distintas, cada una rodeada por tejido mesenquimal 3. La señalización de Wnt desempeña un papel clave en la especificación de las vías respiratorias como la supresión de Wnt2 y Wnt2b, expresada por el mesénquima esplácnico y supresión de β-catenina del epitelio respiratorio endodérmico resultará en agenesia pulmonar 4,5. Nuestros estudios anteriores determinaron que la supresión de Wls, una mediación de la secreción de receptor de carga de todos los ligandos Wnt, a partir de los resultados de las vías respiratorias endodérmico en hipoplasia pulmonar, defectos en el desarrollo vascular pulmonar y de errores de modelado de la mesénquima traqueal 6,7. Estos datos apoyan la importancia de la cro epitelio-mesenquimalss hablar en la diferenciación celular y la especificación, ya que también se ha demostrado en otros estudios 8,9. El estudio de las primeras etapas del desarrollo de los pulmones se basa en genética, in vitro e in vivo técnicas ex que han permitido comprender mejor los mecanismos que impulsan la identidad respiratoria 10-16. Cultivos de explantes de pulmón enteros en la interfase aire-líquido se han utilizado ampliamente para estudiar los efectos de los factores de crecimiento en las primeras etapas de la morfogénesis pulmonar 10,17,18 ramificación. Mientras se usa este método como lectura de cambios morfológicos, tales como la morfogénesis de ramificación, y la modulación de la expresión génica, se limita al estudio de las primeras etapas del proceso de desarrollo, ya que la cultura misma no es compatible con el desarrollo de la vasculatura 17. El desarrollo del cartílago traqueal requiere tiempos de incubación más largos que pueden ser incompatibles con esta técnica de cultivo. para ANALYZe la función de señalización Wnt durante la formación de las vías respiratorias, hemos adaptado técnicas estándar para satisfacer las necesidades de nuestros estudios embrionarias. Hemos modificado volúmenes, tiempos de tinción, ciclo de procesamiento para la inclusión en parafina y el calendario para la limpieza del tejido traqueal-pulmón. El principal objetivo de la optimización de las técnicas descritas en el presente estudio fue analizar las primeras etapas del desarrollo traqueal en ratones que tienen lugar desde E11 a E14.5. Utilizando el reportero ratones línea Axin2LacZ nosotros los sitios precisamente determinadas de la actividad / β-catenina en el mesénquima traqueal en desarrollo. También hemos adaptado procedimiento de tinción de lectina para todo el tejido traqueal montaje. Por lo tanto, hemos sido capaces de visualizar condensaciones mesenquimales y predecir los sitios en donde se llevará a cabo la condrogénesis. La tinción de todo el montaje y las secciones de tejido embrionario obtenido de ratones WlsShhCre, junto con técnicas de microscopía avanzada, nos permitió dar a conocer el papel de los ligandos Wnt producidos por el traepitelio traqueal en el patrón traqueal.

<table><tbody><tr><td>Anti Sox9 ab.</td><td>Millipore</td><td>AB5535</td><td>1:400 , conejo</td></tr><tr><td>Anti Sox9 ab.</td><td>Santa Cruz</td><td>Sc-20095</td><td>1:50, conejo</td></tr><tr><td>Anti Músculo Liso Actina ab.</td><td>Sigma</td><td>A5228</td><td>1:2k, ratón</td></tr><tr><td>Anti NKX2.1 ab.</td><td>Seven Hills</td><td>n/a</td><td>1:100, conejillo de indias</td></tr><tr><td>Anti NKX2.1 ab.</td><td>Seven Hills</td><td>n/a</td><td>1:400, ratón</td></tr><tr><td>Anti Brdu ab.</td><td>Abcam</td><td>AB1893</td><td>1:200, ovejas</td></tr><tr><td>Anti Brdu ab.</td><td>Santa Cruz</td><td>Sc-32323</td><td>1:4k,</td></tr><tr><td>ratón PNA Lectina</td><td>Sigma</td><td>L 7381</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpos secundarios</td><td>Tecnologías</td><td></td> de la vida <td>Alexa fluor Sondas moleculares</td></tr><tr><td>K3Fe(CN)6</td><td>Sigma</td><td>P8131</td><td></td></tr><tr><td>K4Fe(CN)6</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P3289</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M9272</td><td></td></tr><tr><td>NaDOC</td><td>Life Technologies</td><td>89905</td><td></td></tr><tr><td>NP4O</td><td>Life Technologies</td><td>85124</td><td></td></tr><tr><td>Alcian Blue 8GX</td><td>Sigma</td><td>A-3157</td><td></td></tr><tr><td>Fisher marca super-frost plus</td><td>Fisher</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>PFA (16%)</td><td>EMS</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Gibco</td><td>70011-044</td><td></td></tr><tr><td>Suero de becerro fetal</td><td>Sigma</td><td>11K413</td><td></td></tr><tr><td>Reactivo bloqueador</td><td>Invitrogen</td><td></td><td>Componente del kit TSA #2&nbsp; &nbsp; &nbsp; ( T20932)</td></tr><tr><td>BrDu</td><td>Sigma</td><td>B5002-5g</td><td></td></tr><tr><td>Vectashield medio de montaje</td><td>Vector labs</td><td>H-1000</td><td></td></tr><tr><td>Permount</td><td>Fisher</td><td>SP15-500</td><td></td></tr><tr><td>Casetes Tissue-loc Histoscreen</td><td>Fisher</td><td>C-0250-GR</td><td></td></tr><tr><td>Casetes de biopsia</td><td>Premiere</td><td>BC0109</td><td>Disponible en diferentes colores</td></tr><tr><td>Nuclear fast red&nbsp; Kernechtrot 0.1%</td><td>Sigma</td><td>N3020</td><td></td></tr><tr><td>Ácido cítrico</td><td>Sigma</td><td>C1909-500G</td><td></td></tr><tr><td>Citrato de sodio tribásico dihidratado</td><td>Sigma</td><td>S4641-1Kg</td><td></td></tr><tr><td>Clorhidrato de Trizma</td><td>Sigma</td><td>T5941-500G</td><td></td></tr><tr><td>Xileno</td><td>Pharmco-AAPER</td><td>399000000</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Pharmco-AAPER</td><td>111000200</td><td></td></tr><tr><td>Micro cuchillos</td><td>FST</td><td>10318-14</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 con recubrimiento cerámico</td><td>FST</td><td>11252-50</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5CO</td><td>FST</td><td>11295-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont # 5</td><td>FST</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Thermo/Shandon Excelsior ES</td><td>Thermo Fisher</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microtomo</td><td>Leica</td><td>RM2135</td><td></td></tr><tr><td>Nikon i90</td><td></td><td></td><td>Microscopio de campo amplio</td></tr><tr><td>Nikon NikonA1Rsi</td> Microscopía confocal <td>Nikon</td><td></td><td>. Configuración: cámara NikonA1 plus, escáner: Galvano, detector: DU4. Óptica Plan Apo lambda 10X. Modalidad: Láser de fluorescencia de campo amplio confocal.</td></tr><tr><td>Leica MS 16 FA</td><td>Leica</td><td></td><td>Microscopio de disección de fluorescencia</td></tr><tr><td>Zeiss</td><td>Zeiss</td><td>Microscopio de fluorescencia automatizado</td>Leica Application suite Leica software de imagen Leica Leica NIS Nikon Nikon software de procesamiento de imágenes IMARIS Bitplane Software de procesamiento de <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>imágenes</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

el estudio de la señalización wnt durante patrones de llevar a cabo airways

Studying Wnt Signaling During Patterning of Conducting Airways

Wnt Las vías de señalización juegan un papel crítico durante el desarrollo del tracto respiratorio. Es necesario definir mecanismos precisos de diferenciación y morfogénesis controlados por la señalización Wnt para comprender cómo se modelan los tejidos durante el desarrollo normal. Este conocimiento también es fundamental para determinar la etiología de defectos congénitos como la hipoplasia pulmonar y la traqueobroncomalacia. El análisis de las etapas más tempranas del desarrollo de las vías respiratorias impone desafíos, ya que la cantidad limitada de tejido impide la realización de protocolos estándar más adecuados para los estudios postnatales. En este trabajo se discuten las metodologías para estudiar la diferenciación y proliferación celular en el tracto respiratorio. Describimos técnicas como la tinción de montaje completo, el procesamiento del tejido para microscopía confocal y la inmunofluorescencia en cortes de parafina aplicados al pulmón traqueal en desarrollo. También discutimos metodologías para el estudio de la diferenciación del mesénquima traqueal, en particular la formación de cartílago. Los enfoques y técnicas discutidos en el presente artículo eluden la limitación del material al trabajar con tejido embrionario, lo que permite una mejor comprensión del proceso de modelado del desarrollo de las vías respiratorias conductoras.

actividad / β-catenina vía Se detectó tinción Whole mount Lac-Z en el tejido traqueal-pulmón de embriones aislados de reportero AXIN2 Lac -Z ratones 11. Sitios de tinción indican la actividad / β-catenina vía. El análisis de secciones de toda la tinción de montaje determinó que la actividad / β-catenina Wnt estaba presente en el mesénquima de la tráquea y en el mesénquima de las region...

El uso de ratones reportero acoplados a todo el montaje y la sección de tinción, microscopía y ensayos in vivo facilita el análisis de los mecanismos que subyacen en el patrón normal de las vías respiratorias. A continuación se describe cómo estas técnicas contribuyeron al análisis de la señalización de Wnt durante el desarrollo traqueal.

El estudio de la señalización Wnt Durante Patrones de llevar a cabo Airways

Wnt signaling pathways play critical roles during development of the respiratory tract. Defining precise mechanisms of differentiation and morphogenesis ...

El objetivo general de los procedimientos de tinción es demostrar el papel de la vía de señalización Wnt en las primeras etapas del desarrollo de las vías respiratorias superiores, utilizando tejido embrionario de modelos de ratón modificados genéticamente. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la biología pulmonar, como, por ejemplo, cómo se establece el patrón de las estructuras de sostén de las vías respiratorias conductoras.Las técnicas que vamos a presentar aquí nos permitirán estudiar la proliferación celular o el proceso de condensaciones mesenquimales, que son eventos clave en la formación del cartílago traqueal. La principal ventaja de esta técnica es que puede utilizarse con pequeñas cantidades de tejido. Esto incluye explantes de pulmón y traqueas aisladas de embriones E11.En general, las personas nuevas en este procedimiento tendrán dificultades debido al tamaño de la muestra, así como a la cantidad limitada de tejido disponible. Es necesario sentirse cómodo al trabajar con tejidos embrionarios, lo cual se logrará prestando atención durante todos los pasos y asegurándose de que la misma cantidad de tejido esté disponible de un paso a otro. Después de sacrificar una hembra de ratón preñada entre E11.5 y E14.5, y realizar una laparotomía según el protocolo descrito, utilice pinzas y tijeras finas para aislar los cuernos uterinos e inmediatamente coloque el tejido en una placa de Petri que contenga solución de PBS fría.Luego, coloque la placa sobre hielo. Para aislar los embriones de los cuernos uterinos, use pinzas finas para sostener el tejido uterino. Y con tijeras, punzóne el tejido uterino y el concepto, liberando así los embriones.A continuación, retire cualquier membrana embrionaria restante. Luego, bajo un microscopio estereoscópico y utilizando hojas de aguja, corte la cabeza y la parte inferior del cuerpo, por debajo del diafragma, y localice el hígado como punto de referencia. Utilice hojas de aguja para retirar los lados laterales de la pared corporal, la columna vertebral y el corazón.Teniendo cuidado de no lesionar el tejido traqueal. Para disecar el tejido pulmonar traqueal embrionario, separe cuidadosamente el esófago de la tráquea utilizando hojas de aguja para tirar del esófago. Coloque el tejido en PBS sobre hielo antes de usar pipetas de vidrio o pipetas de transferencia para trasladar el tejido a viales de vidrio con tapón roscado de cuatro milímetros.Añada paraformaldehído al 4 % o PFA en PBS e incube durante 30 minutos. Luego, use PBS para enjuagar el tejido. Después de eliminar el PBS de las muestras, añada dos milímetros de solución de tinción X-gal e incube de una a dos horas, o cuatro horas si se requiere un procesamiento adicional e inclusión.Detenga la reacción utilizando DMSO al 3 % en PBS para lavar el tejido tres veces durante cinco minutos cada vez. Luego, guarde el tejido en etanol al 70 %. Después de procesar las muestras con un procesador automático para inclusión en parafina según el protocolo descrito, oriente las muestras con el tejido plano en la parte inferior de una barquilla de inclusión.Añada con cuidado parafina para llenar el barco de inclusión y colóquelo inmediatamente sobre la placa fría de la estación de inclusión hasta que la parafina se solidifique. A continuación, retire el bloque del barco de inclusión y, con un microtomo, corte secciones de seis micrómetros. Luego monte las secciones sobre portaobjetos.Y coloque las secciones sobre una placa calefactora a 42 grados Celsius durante una hora. Incube las láminas en un horno a 56 grados Celsius durante la noche. Luego, para desparafinar las muestras, coloque las láminas incubadas en portapocillos y transfiéralas a recipientes de tinción llenos con 200 mililitros de xileno al 100%, tres veces durante 10 minutos cada vez.Utilice una serie graduada de etanol durante un minuto cada uno para rehidratar los portaobjetos. Luego, use el rojo nuclear rápido para contratiñir las muestras durante 10 a 30 segundos. Con agua del grifo, enjuague los portaobjetos tres veces durante cinco minutos cada vez.Para deshidratar los portaobjetos, utilice una serie de etanol graduado antes de lavar las muestras en tres cambios de xileno. Luego use un medio de montaje basado en xileno y cubreobjetos para montar las muestras. Para realizar la tinción con lectinas, después de fijar el tejido pulmonar traqueal y preparar el tampón de bloqueo según el protocolo descrito, transfiera las muestras a 0,5 mililitros de tampón de bloqueo e incube a temperatura ambiente durante una hora.Utilice una pipeta de transferencia para eliminar el tampón de bloqueo y sustitúyalo con 250 microlitros de solución de lectina por muestra. Luego, cúbrase los viales de vidrio con papel de aluminio e incúbese a cuatro grados Celsius durante la noche. Al día siguiente, después de enjuagar las muestras con PBS, coloque los explantes en placas de Petri recubiertas con agarosa que contengan suficiente PBS para cubrir las muestras.Luego, utilice un microscopio estereoscópico de fluorescencia para fotografiar los preparados completos. Para realizar la tinción por inmunofluorescencia en preparados completos, después de fijar las muestras según el protocolo descrito en el texto, use una pipeta de transferencia para eliminar el metanol, luego agregue lejía concentrada e incube el tejido durante dos horas para permeabilizar las muestras. Hidrate el tejido utilizando una serie gradual de metanol diluido en PBS, incubándolo a temperatura ambiente durante 10 minutos en cada paso.Después de bloquear el tejido según el protocolo descrito en el texto, agregue anticuerpos primarios y solución de bloqueo, e incube las muestras a cuatro grados Celsius durante la noche. Una vez que las muestras se hayan lavado con PBS, agregue una dilución de uno a 500 de anticuerpos secundarios en PBS e incube en la oscuridad a cuatro grados Celsius durante la noche. Al día siguiente, tras lavar las muestras tres veces durante 20 minutos cada vez con PBS, utilice una serie gradiente de metanol en PBS para deshidratar las muestras durante 10 minutos en cada paso.Transfiera las muestras a placas de soporte hechas a medida. Retire el metanol. Luego use 200 microlitros de la solución clara de Murray para aclarar las muestras.Imagen inmediatamente utilizando un microscopio confocal. Después de inyectar ratones preñados E11.5 con BrdU y aislar los embriones en E12.5 o E13.5 según el protocolo descrito en el texto, use hojas de bisturí para extirpar las cabezas embrionarias y las partes inferiores de los cuerpos, por debajo de las cavidades torácicas. Coloque el tejido torácico en viales de tapa roscada de cuatro mililitros y agregue un mililitro de PFA al 4 %.Después de incrustar, seccionar y rehidratar las muestras según el protocolo descrito en el texto, coloque los portaobjetos en frascos Coplin y llénelos con tampón de citrato de 10 milimolar, pH seis. Somete las muestras a microondas a potencia alta durante seis minutos y medio, luego use agua destilada para reemplazar el tampón de citrato evaporado y caliente nuevamente. Después de enfriar, lavar e inhibir los portaobjetos según el protocolo descrito en el texto, aplique 180 microlitros de anticuerpos primarios, diluidos en solución de bloqueo, sobre una junta y fije el portaobjetos como si estuviera colocando un cubreobjetos.Al día siguiente, sumerja los portaobjetos en agua destilada para separar la junta. Luego, use TBS con 0,1 % de Tween 20 para lavar los portaobjetos seis veces durante cinco minutos cada vez. Después de incubar los portaobjetos con anticuerpos secundarios, use Tris Base 0,1 molar para lavar los portaobjetos dos veces durante cinco minutos cada vez, antes de lavar dos veces con Tris Base 0,5 molar.Mantenga las láminas en Tris Base 05 molar mientras agrega el medio de montaje, con o sin DAPI, y coloque un cubreobjetos. Finalmente, use un microscopio de fluorescencia automatizado para obtener imágenes de las muestras y analícelas según el protocolo descrito. En esta figura de tejido pulmonar traqueal en montaje completo, aislado de ratones Reporter y dos ratones lacZ, la tinción lacZ se detectó en el mesénquima de la tráquea y en las regiones periféricas de los pulmones en desarrollo, lo que indica actividad de Wnt beta catenina.En este experimento, se tiñeron tejidos pulmonares traqueales de E12.5 a E14.5 con lectina PNA. En animales control, se detectó fluorescencia en bandas periódicas en el mesénquima donde se forma el cartílago. Sin embargo, la ausencia de tinción en embriones Wntless sonic hedgehog Cree indica que la señalización Wnt es necesaria para las condensaciones mesenquimales.En tejido traqueal completo de embriones E11.5, la expresión de SOX9 se limita al mesénquima como una franja continua, mientras que en el pulmón en desarrollo, se observa SOX9 en la periferia del epitelio respiratorio. Como se muestra aquí, NKX2.1 se restringe al epitelio de la tráquea. La prevención de la secreción de ligandos Wnt desde el epitelio disminuye la expresión de SOX9 en el mesénquima, pero no afecta la expresión de SOX9 en el epitelio periférico del pulmón.La tinción de alfa actina de músculo liso se detecta en bajos niveles en el tejido traqueal, pero se observa claramente en la laringe y el estómago. Finalmente, como se indica en esta figura, la marcación in vivo del tejido traqueal con BrdU, SOX9 y alfa actina de músculo liso demuestra que las células marcadas con SOX9 proliferan a un nivel más alto que las células marcadas con alfa actina de músculo liso. El patrón de proliferación se invierte en el tejido traqueal Wntless sonic hedgehog Cree.Una vez dominadas, la mayoría de estas técnicas pueden realizarse en dos días si se llevan a cabo correctamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar el origen del anticuerpo primario al elegir el anticuerpo secundario. Esto es importante para todas las inmunotinciones, pero es especialmente relevante cuando se utilizan más de un anticuerpo primario.Tras la tinción con X-galactosidasa, se pueden realizar técnicas adicionales como la hibridación in situ para obtener información adicional, así como responder preguntas complementarias, tales como si un gen de interés particular se expresará o no durante la señalización Wnt. Las técnicas presentadas aquí serían útiles para investigadores interesados en mecanismos de patrón silencioso mediados por la señalización Wnt, u otras vías de señalización clave para el desarrollo. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo estudiar el proceso de diferenciación durante el desarrollo del tracto respiratorio.También tendrán una mejor comprensión del papel de la señalización Wnt en el patrón de las vías aéreas conductoras. No olvide tomar las precauciones adecuadas al trabajar con paraformaldehído y benzoato de bencilo, como usar guantes, preparar las soluciones bajo campana, y desechar las soluciones residuales de acuerdo con las leyes y regulaciones locales.

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Research

Investigación

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