Name: Administración intra-traqueal de Haemophilus influenzae En modelos de ratón para estudiar las vías respiratorias inflamación (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 56 s
Description: Aprende la inoculación intra-traqueal de Haemophilus influenzae en ratones para estudiar la inflamación de las vías respiratorias. Este método eficiente permite analizar respuestas inmunitarias y mecanismos reguladores en infecciones pulmonares bacterianas.

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Agradecemos al Dr. Carson Harrod por la lectura crítica del manuscrito. También damos las gracias al Sr. Minghui Zeng y a los Dres. Mahesh Kathania y Prashant Khare por sus contribuciones. Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Sociedad Americana del Cáncer (beca de investigación, 122713-RSG-12-260-01-LIB) y el Centro de Cáncer Sammons (subvención del Proyecto Piloto) a K. Venuprasad.

Todos los experimentos se realizaron de acuerdo con las directrices del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Baylor Research Institute. 1. El cultivo no tipificable de Haemophilus influenzae (NTHi) y preparar el inóculo <ol><li> Placa NTHi en una placa de agar chocolate y mantener la placa boca abajo en un incubador de CO2 humidificado durante la noche a 37 ° C y 5% de CO2. El siguiente día, cultivar las bacterias en caldo de infusión de corazón cerebro. A continuación, añadir 1 ml del caldo en un tubo estéril de 1,5 ml. </li><li> Centrifugar a 4000 xg durante 5 min a temperatura ambiente. A continuación, descartar el sobrenadante y resuspender el sedimento en 1 ml de PBS estéril 1x. Repita este paso una vez. </li><li> Transferir 100 l de solución de re-suspendido en 900 l de 1x PBS y se mide la absorbancia del cultivo diluido en la longitud de onda de 600 nm en un espectrofotómetro. </li><li> Determinar la viabilidad y unidad de formación de coloniass (UFC) del inóculo cultivando diluciones 1:10 en serie en placas de agar de chocolate y se incubó durante la noche a 37 ° C y 5% de CO 2. </li><li> Sobre la base de la viabilidad y las UFC determinada a partir del paso anterior, ajustar el inóculo a una concentración final de 20 x 10 6 CFU / ml. </li></ol> 2. intra-traqueal (IT) La instilación <ol><li> Inyectar el ratón por vía intraperitoneal (ip) con 0,1 ml / 10 g de peso corporal de ratón con un + solución de 150 mg / ml de ketamina 20 mg / ml de xilazina. El procedimiento debe realizarse en la campana con una fuente de luz para mantener caliente el animal. </li><li> Pellizcar el espacio interdigital del ratón para verificar que el ratón se anestesia adecuada. </li><li> Coloca el ratón sobre su espalda. Afeitar el área ventral del cuello y desinfectar con clorhexidina y alcohol etílico al 70%. </li><li> Levantar la piel de la parte ventral superior del cuello con unas pinzas de dientes de rata. Hacer una pequeña incisión (0,5-1,0 cm) por encima del timo utilizando un bisturíy diseccionar cuidadosamente el músculo para exponer la tráquea. <ol><li> Usando una jeringa de 1 ml con una aguja de 27 G, inyectar lentamente 0,05 ml de aire, seguido por 0,05 ml NTHi obtenidos a partir de la Sección 1 o solución salina como control, seguido de otro 0,05 ml de aire. Mantener animales vertical para alrededor de 1 min. </li></ol></li><li> Cerrar la incisión con pegamento quirúrgico. Mantenga el ratón lateralmente reclinada y caliente durante unos 10 minutos. </li></ol> 3. Colección BALF <ol><li> Sacrificar el ratón por dislocación cervical 24 horas después de la infección. </li><li> Abra la cavidad abdominal del ratón con tijeras anatómicas y cortar la aorta ventral a sangrar. Exponer la parte ventral del pulmón. </li><li> Exponer la tráquea y intubar con un catéter de calibre 20. Inculcar 0,8 ml de tampón de BALF (1x PBS, 0,1% de dextrosa, 10 U / ml de heparina) y recoger el lavado por aspiración suave. Repita este procedimiento tres veces. </li><li> Contar el número total de células en 100 l de suspensión de BALF usando un hemocytometros bajo un aumento de 10X con tinción de azul de tripano. </li><li> Preparar en otro portaobjetos para la tinción de Giemsa modificado. Alícuota de 100 l de BALF en los pocillos apropiados de la citospina y centrifugar a 500 g durante 5 min. Secar los portaobjetos durante 10 min y teñir las células con tinción de Giemsa modificado de acuerdo con los protocolos del fabricante. </li><li> Utilizar las células restantes para su posterior análisis, tales como células activadas por la clasificación de fluorescencia (FACS), microscopía confocal, la expresión génica y western blot 11-13. </li></ol> 4. Preparación Histopatología <ol><li> Para el análisis histopatológico, infectar a los ratones con NTHi como se describe en el paso 2.4. Después de 24 horas de la infección, sacrificar los animales por dislocación cervical. Cortar abrir la cavidad torácica con tijeras anatómicas para exponer los pulmones y la tráquea como se ha mencionado antes. A continuación, insertar el catéter de calibre 20 en la tráquea. </li><li> Llenar los pulmones con solución de agarosa al 2% caliente preparado en formalina al 4%. Una vez elpulmones están completamente inflados, lugar de hielo en la parte superior de los pulmones para solidificar la solución de agarosa. </li><li> A continuación, retire con cuidado el tapón torácica y lo puso en una solución de 50 ml de formalina al 4% en PBS 1x hasta que se procesa para (H &amp; E) secciones de hematoxilina y eosina. </li></ol> 5. FACS tinción de las células en el BALF <ol><li> Poner 1 x 10 5 células del líquido BALF en una placa de titulación de micro de fondo en V de 96 pocillos. </li><li> Lavar las células con 300 l de PBS frío 1x y centrifugado a 4.000 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Teñir las células con solución de tinción de células en 100 l de PBS 1x (1: 1000 dilución) y mantener a temperatura ambiente durante 15 min. </li><li> Lavar las células con 300 l de 1x PBS frío a 4000 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Mantener células en 100 l de tampón de FACS de lavado [tampón de lavado (1x PBS, 2% de FBS, 1 mM EDTA, 0,1% de azida sódica] que contiene 1: 100 diluido Fc-Block durante 15 min a 4 ° C. </li><li> centrifugar las células a 4.000 xg durante 3 min y deseche supernatant. </li><li> Las células se tiñen con 100 l de cóctel tinción de la superficie (dilución 1: 100) en tampón de lavado FACS durante 30 min a 4 ° C. </li><li> Lavar las células tres veces con 300 l de tampón de lavado FACS a 4.000 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Fijar las células en 100 l de 4% de paraformaldehído durante 15 min a temperatura ambiente. </li><li> Lavar las células dos veces con 300 l de 1x PBS a 400 xg durante 3 min a 4 ° C y volver a suspender en 300 l de tampón de lavado FACS. </li><li> Hacer controles de tinción de un solo color utilizando citometría de flujo perlas. <ol><li> Añadir una gota de perlas en la placa de microlitro de fondo en V de 96 pocillos y se lava con 200 l de 1x PBS. </li><li> Añadir 1 l de anticuerpo de tinción de 100 l de 1x PBS y los granos y se incuba a temperatura ambiente durante 5 min. </li><li> Lávese las perlas dos veces con 300 l de PBS 1x. </li></ol></li><li> Analizar los controles manchados de células individuales y por citometría de flujo 14. </li></ol> 6. La homogeneización del tejido pulmonar para aislar ARN <ol><li> Después de la infección, se recoge una pequeña pieza de pulmón (20-40 mg) y mantenerlo en la estabilización de ARN reactivo a 4 ° C durante la noche. A continuación, almacenarlo a -80 ° C hasta que el siguiente paso. </li><li> Lavar los tejidos del pulmón en frío PBS 1x para deshacerse del reactivo de estabilización de ARN. </li><li> Coloque el tejido en un tampón que contiene 1,5 ml de lisis tubo de centrífuga (1 ml de tampón de lisis + 10 l β-mercaptoetanol). </li><li> Picar el tejido en trozos pequeños con unas tijeras de punta y homogeneizar usando una mano de mortero de pellets de motor sin cuerda de 20-40 seg. </li><li> Mantenga el lisado en hielo durante 5 min y proceder con el paso 7.1. </li></ol> 7. Aislamiento de ARN del pulmón <ol><li> Se centrifuga el lisado a 18.000 xg durante 3 min. Eliminar el sobrenadante con la pipeta y transferir cuidadosamente a un nuevo tubo de 1,5 ml. </li><li> Añadir 1 volumen de etanol al 70% al lisado. Mezclar inmediatamente por pipeteo y esperar 2-4 minutos. </li><li> Transferir hasta 700 l de lisado a una columna giratoria colocadaen un tubo de recogida de 2 ml. </li><li> Se centrifuga a 9.600 g durante 15 seg y desechar el flujo a través. </li><li> Añadir 350 l tampón de lavado riguroso y se centrifuga a 9.600 g durante 15 seg. Desechar el flujo continuo. </li><li> Añadir 80 l de DNasa I directamente a la membrana de la columna de centrifugación y mantenerlo a temperatura ambiente durante 15 min. </li><li> Añadir 350 l de tampón de lavado astringente a la columna de centrifugación y centrifugar a 9600 xg durante 15 seg. Desechar el flujo continuo. </li><li> Añadir 500 l de tampón de lavado ARN y se centrifuga a 9.600 g durante 15 seg. Desechar el flujo continuo. </li><li> Añadir 500 l de tampón de ARN de lavado y centrifugado a 9.600 xg durante 2 min. Desechar el flujo continuo. </li><li> Colocar la columna de centrifugación en un nuevo tubo de recogida de 2 ml y se centrifuga a 9.600 g durante 1 min. Desechar el flujo continuo. </li><li> Añadir 30-50 l de agua libre de RNasa directamente a la columna de centrifugación y se centrifuga a 9.600 g durante 1 min. ARN almacenar a -80 ° C. </li><li> Realizar análisis RNAseq 14. </li></ol>

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<li>Decramer, M., Janssens, W., Miravitlles, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+obstructive+pulmonary+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Chronic obstructive pulmonary disease.</a> Lancet. 379, 1341-1351 (2012).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En este documento, se describe un procedimiento único y mínimamente invasivo para inocular los pulmones de ratones con un patógeno pulmonar bacteriana. Se demuestra que este procedimiento puede ser usado para estudiar la función de genes diferentes que utilizan ratones que son deficientes en genes de vías de señalización inflamatorias. Este procedimiento también se puede utilizar para estudiar las respuestas inflamatorias a infecciones pulmonares víricas y fúngicas. Las ventajas de este procedimiento con respecto a otro...

La inflamación es un mecanismo inmunológico fundamental en la defensa contra agentes infecciosos. Promueve la erradicación de patógenos y la reparación del tejido dañado. También facilita la recuperación a un estado normal y saludable 1. Sin embargo, la inflamación dysregulated a menudo conduce a enfermedades inflamatorias crónicas 2. Inflamación de las vías respiratorias es un disparador inicial para diferentes enfermedades pulmonares tales como enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC), asma y fibrosis pulmonar 3. El Haemophilus influenzae no tipificable (no encapsulada) (NTHi) se asocia con enfermedades inflamatorias superior e inferior pulmonares crónicas 4,5. Es la especie dominante aisladas de las vías respiratorias inferiores de los niños y adultos con 4,6,7 enfermedad pulmonar obstructiva crónica. La respuesta inflamatoria después de la infección NTHi se caracteriza por la regulación positiva de citoquinas proinflamatorias (tales como TNF e IL-1β), y está mediada bY por mitógenos proteína quinasa activada (MAPK) y el factor nuclear-kB (NF-kB) a través de los receptores tipo toll (TLR) 8. Los modelos de ratón son herramientas muy útiles para el análisis de la patología subyacente de la enfermedad inflamatoria pulmonar debido a la disponibilidad de las diferentes líneas de genes deficientes. Varios métodos han sido utilizados para inocular bacterias vivas / atenuadas y productos bacterianos, incluyendo la instilación intranasal y 9,10 inhalación en forma de aerosol. Aquí, demostramos la instilación intratraqueal. Aunque se utiliza con menos frecuencia, este enfoque es más eficiente y altamente reproducible debido a la entrega directa de inóculo en el tracto respiratorio inferior.

<table><tbody><tr><td>Plato de agar chocolate</td><td>Fisher Scientific</td><td>CAS50-99-7</td><td></td></tr><tr><td>Dextrosa Anhidra</td><td>Themo Scientific</td><td>R01300</td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Hospira,Inc</td><td>RL-3010</td><td></td></tr><tr><td>Hábil solución rápida</td><td>Sigma</td><td>GS500-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Aguja de jeringa 20/26G&nbsp;</td><td>BD(</td><td>REF305115/175)</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa Iml</td><td>BD</td> REF Catéter <td>309602</td><td></td></tr><tr><td>20GA</td><td>BD</td><td>REF</td><td></td></tr> 381433 <tr><td>Tijeras de disección, rectas, de 10 cm de largo</td><td>kentscientific</td><td>INS600393</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de iris, dentadas, de 10 cm de largo</td><td>kentscientific</td><td></td> INS650915 <td></td></tr><tr><td>Pinza #5 Acero inoxidable, 11cm de largo</td><td>kentscientific</td><td></td><td></td>INS600095</tr><tr><td>10% Formalina</td><td>Fisher Scientific</td><td>CAS 67-56-1</td><td></td></tr><tr><td>Agarosa</td><td>peqlab</td><td>35-1020</td><td></td></tr><tr><td>5ml poliestireno tubos de fondo redondo</td><td>BD</td><td>REF 352058</td><td></td></tr><tr><td>1,5 ml Tubos de microcentrífuga</td><td>Light Labs</td><td>A-7001-R</td><td></td></tr><tr><td>Reasy Mini&nbsp; kit&nbsp;</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td></td></tr><tr><td>Motor de pellets (homogeneizador de tejidos)</td><td>Sigma</td><td>Z359971-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Placas de microtitulación de 96 pocillos V inferior</td><td>Thermo</td><td>2605</td><td></td></tr><tr><td>1X PBS</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>OneComp eBeads</td><td>eBioscience</td><td>01-1111-42</td><td></td></tr><tr><td>CD45.2-APC</td><td>eBioscience</td><td>17-0454-81</td><td>Dilución de trabajo 1:100</td></tr><tr><td>Ly-6G-eFlor 450</td><td>eBioscience</td><td>48-5931-82</td><td>Dilución de trabajo 1:100</td></tr><tr><td>BSA</td><td>HyClone</td><td>SH30574.03</td><td></td></tr><tr><td>RBC Lysis Buffer (10X)</td><td>Biolegend</td><td>420301</td><td></td></tr><tr><td>Vivo/Muerto kit de tinción de células muertas Aqua fijable</td><td>Invitrogen</td><td>L-34957</td><td></td></tr><tr><td>EDTA (0.5M)</td><td>lifetechnologies</td><td>15575-020</td><td></td></tr><tr><td>CD16/ CD32 FcBlock</td><td>BD 553142</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubos Facs de poliestireno tubo de fondo redondo</td><td>BD</td><td>352052</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehído</td><td>Polyscience</td><td>4018</td><td></td></tr></tbody></table>

administración intra-traqueal de<em&gt; haemophilus influenzae</em&gt; en modelos de ratón para estudiar las vías respiratorias inflamación

Intra-tracheal Administration of Haemophilus influenzae in Mouse Models to Study Airway Inflammation

A continuación, describimos un procedimiento detallado de manera eficiente y entregar directamente Haemophilus influenzae en las vías respiratorias inferiores de los ratones. Demostramos el procedimiento para la preparación de H. inóculo influenzae, la instilación intratraqueal de H. influenzae en el pulmón, la recogida de fluido de lavado bronco-alveolar (BALF), el análisis de las células inmunes en el BALF, y el aislamiento de ARN para análisis de expresión génica diferencial. Este procedimiento puede ser usado para estudiar la respuesta inflamatoria pulmonar a cualquier bacteria, virus u hongos. instilación traqueal directa se prefiere sobre todo sobre los procedimientos intranasal o inhalación de aerosol, ya que ofrece más eficiente el inóculo bacteriano en el tracto respiratorio inferior con menos ambigüedad.

Instilación intratraqueal resultó en un marcado aumento del número de leucocitos en el BALF (Figura 1A, panel izquierdo) de la instalación con solución salina. El análisis recuento diferencial de los leucocitos mostró claramente el aumento de la infiltración de neutrófilos (Figura 1, panel derecho). El análisis FACS de las células en el BALF confirmó además el aumento del número de neutrófilos (Figura 1B). El análisis histológico de las ...

Demostramos el procedimiento para la inoculación intratraqueal de Haemophilus influenzae en las vías respiratorias inferiores de ratones. Se trata de una herramienta muy útil para estudiar las vías de señalización que regulan la inflamación de las vías respiratorias en modelos de ratón.

Administración intra-traqueal de<em&gt; Haemophilus influenzae</em&gt; En modelos de ratón para estudiar las vías respiratorias inflamación

Here, we describe a detailed procedure to efficiently and directly deliver Haemophilus influenzae into the lower respiratory tracts of mice. We ...

El objetivo general de este experimento es estudiar las respuestas inmunitarias en el pulmón durante una infección bacteriana. Este tema puede ayudar a responder algunas preguntas clave en el campo de la inflamación pulmonar, como cuáles son los mecanismos reguladores y los genes clave que inhiben o promueven la inflamación pulmonar. La principal ventaja de esta técnica es que es muy eficiente y altamente reproducible debido a la administración directa del inóculo bacteriano en el tracto respiratorio inferior.Para comenzar, siembre el NTHi en una placa de agar chocolate. Incube la placa boca abajo durante la noche, a 37 grados Celsius con 5% de dióxido de carbono. Al día siguiente, cultive las bacterias en un caldo de infusión cerebro-corazón.Luego, en un tubo de microcentrífuga, agregue un mililitro del caldo. Centrifugue la mezcla a 4.000 g durante cinco minutos a temperatura ambiente. A continuación, deseche el sobrenadante y resuspenda el sedimento en un mililitro de PBS.Repita este paso de lavado una vez más. A continuación, diluya 100 microlitros de la solución reconstituida en 900 microlitros de PBS y mida la absorbancia del cultivo a 600 nanómetros. Utilice esta información para ajustar el inóculo a 20 millones de UFC por mililitro.A continuación, determine la viabilidad y las UFC del inóculo. Incube de una a diez diluciones seriadas del caldo en placas de agar chocolate, e incube las placas durante la noche. Comience anestesiando el ratón y verificando que esté adecuadamente anestesiado mediante una compresión del dedo del pie.A continuación, coloque al ratón en posición supina y afeite la zona ventral del cuello. Desinfecte la piel expuesta. Ahora, levante la piel de la parte ventral superior del cuello con pinzas dentadas, y utilizando un bisturí, realice una incisión de medio a un centímetro por encima del timo.Luego, separe cuidadosamente el músculo para exponer la tráquea. En la tráquea, inyecte lentamente 50 microlitros de aire, seguidos de 50 microlitros de NTHi preparado, seguidos de otros 50 microlitros de aire. Para un procedimiento de control negativo, inyecte solución salina en lugar de NTHi.Después de la inyección, mantenga al animal en posición vertical durante aproximadamente un minuto. Luego, cierre la incisión con adhesivo tisular y mantenga al ratón en posición decúbito lateral y caliente durante unos 10 minutos. Veinticuatro horas después de la infección, sacrifique al animal infectado y abra la cavidad abdominal con tijeras anatómicas.Luego, corte la arteria ventral para sangrar al animal. A continuación, exponga la parte ventral del pulmón para acceder a la tráquea. Intubee la tráquea con un catéter de calibre 20.Utilizando el catéter, instile 0,8 mililitros de tampón de lavado broncoalveolar y recoja el lavado mediante aspiración dental. Repita este procedimiento tres veces más, agrupando las cuatro recolecciones de lavado en una sola suspensión. Tome una alícuota de 100 microlitros y centrifugue durante dos minutos a 2.000 RPM.Elimine el sobrenadante y resuspenda en tampón de lisis de GR. Centrifugue y resuspenda el precipitado con PBS 1x. Ahora, cuente el número total de células en 100 microlitros de la suspensión utilizando un hemocitómetro bajo aumento de 10x con tinción de azul de tripano.Luego, prepare portaobjetos para teñir las células. Aliquote 100 microlitros de la suspensión de LBA en los pozos adecuados de los portaobjetos para citocentrífuga y centrifugue los portaobjetos a 500 g durante cinco minutos. Luego, seque los portaobjetos durante 10 minutos a temperatura ambiente y tiña las células utilizando una tinción Giemsa modificada según los protocolos del fabricante.Utilice las células restantes para análisis posteriores, como pruebas, microscopía confocal, etc. Después de recolectar el lavado del pulmón infectado, tome una porción de pulmón de 20-40 miligramos e incúbela en un reactivo estabilizador de ARN a cuatro grados Celsius durante la noche, seguido de almacenamiento a largo plazo a 80 grados Celsius. Cuando esté listo, lave las muestras de tejido pulmonar con PBS frío para eliminar el reactivo de estabilización de ARN.Luego, coloque el tejido en un tubo centrífugo de 1,5 mililitros que contenga tampón de lisis con beta-mercaptoetanol. A continuación, con tijeras pequeñas, corte el tejido en trozos y homogenice los trozos utilizando un pistilo motorizado durante 20-40 segundos. Mantenga el lisado en hielo durante cinco minutos y luego centrifúguelo a 18.000 g durante tres minutos.Retire cuidadosamente el sobrenadante y transfiéralo a un nuevo tubo. Luego agregue un volumen de etanol al 70 % y triture la mezcla. Deje reposar la mezcla a 25 grados Celsius durante dos a cuatro minutos.Luego, transfiera hasta 700 microlitros a una columna de centrifugación colocada sobre un tubo colector de dos mililitros y centrifugue la columna a 9600 g durante 15 segundos. Deseche el flujo atravesante, agregue 350 microlitros de tampón de lavado y repita la centrifugación. A continuación, incube la membrana con 80 microlitros de la Solución de DNasa I durante 15 minutos a temperatura ambiente.Luego, agregue 350 microlitros de tampón de lavado a la columna y repita la centrifugación. A continuación, agregue 500 microlitros de tampón de lavado de ARN. Repita la centrifugación breve y deseche el flujo atravesado.Realice dos lavados con tampón de lavado de ARN. Finalmente, sobre un nuevo tubo de recolección, agregue de 30 a 50 microlitros de agua libre de RNasa directamente a la columna y centrifugue durante un minuto para recolectar la muestra de ARN en el flujo directo. El procedimiento se realizó como se describió con ratones normales y sanos.La instalación intratraqueal resultó en un número marcadamente aumentado de leucocitos en el líquido de lavado broncoalveolar de ratones inoculados con NTHi en comparación con los controles tratados con solución salina. El análisis diferencial de recuento de leucocitos muestra claramente una mayor infiltración de neutrófilos. El análisis de hechos de las células en el LBA confirma además el aumento en el número de neutrófilos.Las secciones teñidas de tejido pulmonar con HNE muestran un aumento de la inflamación de las vías respiratorias. En conjunto, estos datos sugieren que la instalación intratraqueal induce inflamación de las vías respiratorias en ratones. En un experimento similar con ratones mutantes y controles, el ARN del tejido pulmonar se analizó mediante secuenciación del transcriptoma completo.En comparación con los controles de tipo salvaje, la deficiencia de Itch provocó la expresión diferencial de varios genes. Se cree que Itch es un regulador de las vías de señalización inflamatoria, por lo que este resultado puede utilizarse para fomentar nuevos estudios. A lo largo de su desarrollo, esta técnica abrió caminos para que los investigadores en el campo de las enfermedades pulmonares exploraran la señalización celular en células inmunitarias durante infecciones e inflamación pulmonar.Al realizar este procedimiento, es importante recordar tomar precauciones adicionales durante pasos como la exposición de la tráquea y la instalación de bacterias en la tráquea. Una vez dominado, la instalación intratraqueal puede realizarse en menos de diez minutos y el fluido del vial puede recolectarse en 10-15 minutos. Tras este procedimiento, se pueden realizar otros análisis, como secuenciación de ARN, citometría de flujo e inmunobloqueo, para responder preguntas adicionales, tales como cuáles genes están regulados al alza o a la baja.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

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