Name: Administración intra-traqueal de Haemophilus influenzae En modelos de ratón para estudiar las vías respiratorias inflamación (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 56 s
Description: Aprende la inoculación intra-traqueal de Haemophilus influenzae en ratones para estudiar la inflamación de las vías respiratorias. Este método eficiente permite analizar respuestas inmunitarias y mecanismos reguladores en infecciones pulmonares bacterianas.

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Agradecemos al Dr. Carson Harrod por la lectura crítica del manuscrito. También damos las gracias al Sr. Minghui Zeng y a los Dres. Mahesh Kathania y Prashant Khare por sus contribuciones. Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Sociedad Americana del Cáncer (beca de investigación, 122713-RSG-12-260-01-LIB) y el Centro de Cáncer Sammons (subvención del Proyecto Piloto) a K. Venuprasad.

Todos los experimentos se realizaron de acuerdo con las directrices del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Baylor Research Institute. 1. El cultivo no tipificable de Haemophilus influenzae (NTHi) y preparar el inóculo <ol><li> Placa NTHi en una placa de agar chocolate y mantener la placa boca abajo en un incubador de CO2 humidificado durante la noche a 37 ° C y 5% de CO2. El siguiente día, cultivar las bacterias en caldo de infusión de corazón cerebro. A continuación, añadir 1 ml del caldo en un tubo estéril de 1,5 ml. </li><li> Centrifugar a 4000 xg durante 5 min a temperatura ambiente. A continuación, descartar el sobrenadante y resuspender el sedimento en 1 ml de PBS estéril 1x. Repita este paso una vez. </li><li> Transferir 100 l de solución de re-suspendido en 900 l de 1x PBS y se mide la absorbancia del cultivo diluido en la longitud de onda de 600 nm en un espectrofotómetro. </li><li> Determinar la viabilidad y unidad de formación de coloniass (UFC) del inóculo cultivando diluciones 1:10 en serie en placas de agar de chocolate y se incubó durante la noche a 37 ° C y 5% de CO 2. </li><li> Sobre la base de la viabilidad y las UFC determinada a partir del paso anterior, ajustar el inóculo a una concentración final de 20 x 10 6 CFU / ml. </li></ol> 2. intra-traqueal (IT) La instilación <ol><li> Inyectar el ratón por vía intraperitoneal (ip) con 0,1 ml / 10 g de peso corporal de ratón con un + solución de 150 mg / ml de ketamina 20 mg / ml de xilazina. El procedimiento debe realizarse en la campana con una fuente de luz para mantener caliente el animal. </li><li> Pellizcar el espacio interdigital del ratón para verificar que el ratón se anestesia adecuada. </li><li> Coloca el ratón sobre su espalda. Afeitar el área ventral del cuello y desinfectar con clorhexidina y alcohol etílico al 70%. </li><li> Levantar la piel de la parte ventral superior del cuello con unas pinzas de dientes de rata. Hacer una pequeña incisión (0,5-1,0 cm) por encima del timo utilizando un bisturíy diseccionar cuidadosamente el músculo para exponer la tráquea. <ol><li> Usando una jeringa de 1 ml con una aguja de 27 G, inyectar lentamente 0,05 ml de aire, seguido por 0,05 ml NTHi obtenidos a partir de la Sección 1 o solución salina como control, seguido de otro 0,05 ml de aire. Mantener animales vertical para alrededor de 1 min. </li></ol></li><li> Cerrar la incisión con pegamento quirúrgico. Mantenga el ratón lateralmente reclinada y caliente durante unos 10 minutos. </li></ol> 3. Colección BALF <ol><li> Sacrificar el ratón por dislocación cervical 24 horas después de la infección. </li><li> Abra la cavidad abdominal del ratón con tijeras anatómicas y cortar la aorta ventral a sangrar. Exponer la parte ventral del pulmón. </li><li> Exponer la tráquea y intubar con un catéter de calibre 20. Inculcar 0,8 ml de tampón de BALF (1x PBS, 0,1% de dextrosa, 10 U / ml de heparina) y recoger el lavado por aspiración suave. Repita este procedimiento tres veces. </li><li> Contar el número total de células en 100 l de suspensión de BALF usando un hemocytometros bajo un aumento de 10X con tinción de azul de tripano. </li><li> Preparar en otro portaobjetos para la tinción de Giemsa modificado. Alícuota de 100 l de BALF en los pocillos apropiados de la citospina y centrifugar a 500 g durante 5 min. Secar los portaobjetos durante 10 min y teñir las células con tinción de Giemsa modificado de acuerdo con los protocolos del fabricante. </li><li> Utilizar las células restantes para su posterior análisis, tales como células activadas por la clasificación de fluorescencia (FACS), microscopía confocal, la expresión génica y western blot 11-13. </li></ol> 4. Preparación Histopatología <ol><li> Para el análisis histopatológico, infectar a los ratones con NTHi como se describe en el paso 2.4. Después de 24 horas de la infección, sacrificar los animales por dislocación cervical. Cortar abrir la cavidad torácica con tijeras anatómicas para exponer los pulmones y la tráquea como se ha mencionado antes. A continuación, insertar el catéter de calibre 20 en la tráquea. </li><li> Llenar los pulmones con solución de agarosa al 2% caliente preparado en formalina al 4%. Una vez elpulmones están completamente inflados, lugar de hielo en la parte superior de los pulmones para solidificar la solución de agarosa. </li><li> A continuación, retire con cuidado el tapón torácica y lo puso en una solución de 50 ml de formalina al 4% en PBS 1x hasta que se procesa para (H &amp; E) secciones de hematoxilina y eosina. </li></ol> 5. FACS tinción de las células en el BALF <ol><li> Poner 1 x 10 5 células del líquido BALF en una placa de titulación de micro de fondo en V de 96 pocillos. </li><li> Lavar las células con 300 l de PBS frío 1x y centrifugado a 4.000 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Teñir las células con solución de tinción de células en 100 l de PBS 1x (1: 1000 dilución) y mantener a temperatura ambiente durante 15 min. </li><li> Lavar las células con 300 l de 1x PBS frío a 4000 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Mantener células en 100 l de tampón de FACS de lavado [tampón de lavado (1x PBS, 2% de FBS, 1 mM EDTA, 0,1% de azida sódica] que contiene 1: 100 diluido Fc-Block durante 15 min a 4 ° C. </li><li> centrifugar las células a 4.000 xg durante 3 min y deseche supernatant. </li><li> Las células se tiñen con 100 l de cóctel tinción de la superficie (dilución 1: 100) en tampón de lavado FACS durante 30 min a 4 ° C. </li><li> Lavar las células tres veces con 300 l de tampón de lavado FACS a 4.000 xg durante 3 min a 4 ° C. </li><li> Fijar las células en 100 l de 4% de paraformaldehído durante 15 min a temperatura ambiente. </li><li> Lavar las células dos veces con 300 l de 1x PBS a 400 xg durante 3 min a 4 ° C y volver a suspender en 300 l de tampón de lavado FACS. </li><li> Hacer controles de tinción de un solo color utilizando citometría de flujo perlas. <ol><li> Añadir una gota de perlas en la placa de microlitro de fondo en V de 96 pocillos y se lava con 200 l de 1x PBS. </li><li> Añadir 1 l de anticuerpo de tinción de 100 l de 1x PBS y los granos y se incuba a temperatura ambiente durante 5 min. </li><li> Lávese las perlas dos veces con 300 l de PBS 1x. </li></ol></li><li> Analizar los controles manchados de células individuales y por citometría de flujo 14. </li></ol> 6. La homogeneización del tejido pulmonar para aislar ARN <ol><li> Después de la infección, se recoge una pequeña pieza de pulmón (20-40 mg) y mantenerlo en la estabilización de ARN reactivo a 4 ° C durante la noche. A continuación, almacenarlo a -80 ° C hasta que el siguiente paso. </li><li> Lavar los tejidos del pulmón en frío PBS 1x para deshacerse del reactivo de estabilización de ARN. </li><li> Coloque el tejido en un tampón que contiene 1,5 ml de lisis tubo de centrífuga (1 ml de tampón de lisis + 10 l β-mercaptoetanol). </li><li> Picar el tejido en trozos pequeños con unas tijeras de punta y homogeneizar usando una mano de mortero de pellets de motor sin cuerda de 20-40 seg. </li><li> Mantenga el lisado en hielo durante 5 min y proceder con el paso 7.1. </li></ol> 7. Aislamiento de ARN del pulmón <ol><li> Se centrifuga el lisado a 18.000 xg durante 3 min. Eliminar el sobrenadante con la pipeta y transferir cuidadosamente a un nuevo tubo de 1,5 ml. </li><li> Añadir 1 volumen de etanol al 70% al lisado. Mezclar inmediatamente por pipeteo y esperar 2-4 minutos. </li><li> Transferir hasta 700 l de lisado a una columna giratoria colocadaen un tubo de recogida de 2 ml. </li><li> Se centrifuga a 9.600 g durante 15 seg y desechar el flujo a través. </li><li> Añadir 350 l tampón de lavado riguroso y se centrifuga a 9.600 g durante 15 seg. Desechar el flujo continuo. </li><li> Añadir 80 l de DNasa I directamente a la membrana de la columna de centrifugación y mantenerlo a temperatura ambiente durante 15 min. </li><li> Añadir 350 l de tampón de lavado astringente a la columna de centrifugación y centrifugar a 9600 xg durante 15 seg. Desechar el flujo continuo. </li><li> Añadir 500 l de tampón de lavado ARN y se centrifuga a 9.600 g durante 15 seg. Desechar el flujo continuo. </li><li> Añadir 500 l de tampón de ARN de lavado y centrifugado a 9.600 xg durante 2 min. Desechar el flujo continuo. </li><li> Colocar la columna de centrifugación en un nuevo tubo de recogida de 2 ml y se centrifuga a 9.600 g durante 1 min. Desechar el flujo continuo. </li><li> Añadir 30-50 l de agua libre de RNasa directamente a la columna de centrifugación y se centrifuga a 9.600 g durante 1 min. ARN almacenar a -80 ° C. </li><li> Realizar análisis RNAseq 14. </li></ol>

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<li>Decramer, M., Janssens, W., Miravitlles, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+obstructive+pulmonary+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Chronic obstructive pulmonary disease.</a> Lancet. 379, 1341-1351 (2012).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En este documento, se describe un procedimiento único y mínimamente invasivo para inocular los pulmones de ratones con un patógeno pulmonar bacteriana. Se demuestra que este procedimiento puede ser usado para estudiar la función de genes diferentes que utilizan ratones que son deficientes en genes de vías de señalización inflamatorias. Este procedimiento también se puede utilizar para estudiar las respuestas inflamatorias a infecciones pulmonares víricas y fúngicas. Las ventajas de este procedimiento con respecto a otro...

La inflamación es un mecanismo inmunológico fundamental en la defensa contra agentes infecciosos. Promueve la erradicación de patógenos y la reparación del tejido dañado. También facilita la recuperación a un estado normal y saludable 1. Sin embargo, la inflamación dysregulated a menudo conduce a enfermedades inflamatorias crónicas 2. Inflamación de las vías respiratorias es un disparador inicial para diferentes enfermedades pulmonares tales como enfermedad pulmonar obstructiva crónica (EPOC), asma y fibrosis pulmonar 3. El Haemophilus influenzae no tipificable (no encapsulada) (NTHi) se asocia con enfermedades inflamatorias superior e inferior pulmonares crónicas 4,5. Es la especie dominante aisladas de las vías respiratorias inferiores de los niños y adultos con 4,6,7 enfermedad pulmonar obstructiva crónica. La respuesta inflamatoria después de la infección NTHi se caracteriza por la regulación positiva de citoquinas proinflamatorias (tales como TNF e IL-1β), y está mediada bY por mitógenos proteína quinasa activada (MAPK) y el factor nuclear-kB (NF-kB) a través de los receptores tipo toll (TLR) 8. Los modelos de ratón son herramientas muy útiles para el análisis de la patología subyacente de la enfermedad inflamatoria pulmonar debido a la disponibilidad de las diferentes líneas de genes deficientes. Varios métodos han sido utilizados para inocular bacterias vivas / atenuadas y productos bacterianos, incluyendo la instilación intranasal y 9,10 inhalación en forma de aerosol. Aquí, demostramos la instilación intratraqueal. Aunque se utiliza con menos frecuencia, este enfoque es más eficiente y altamente reproducible debido a la entrega directa de inóculo en el tracto respiratorio inferior.

<table><tbody><tr><td>Plato de agar chocolate</td><td>Fisher Scientific</td><td>CAS50-99-7</td><td></td></tr><tr><td>Dextrosa Anhidra</td><td>Themo Scientific</td><td>R01300</td><td></td></tr><tr><td>Heparina</td><td>Hospira,Inc</td><td>RL-3010</td><td></td></tr><tr><td>Hábil solución rápida</td><td>Sigma</td><td>GS500-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Aguja de jeringa 20/26G&nbsp;</td><td>BD(</td><td>REF305115/175)</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa Iml</td><td>BD</td> REF Catéter <td>309602</td><td></td></tr><tr><td>20GA</td><td>BD</td><td>REF</td><td></td></tr> 381433 <tr><td>Tijeras de disección, rectas, de 10 cm de largo</td><td>kentscientific</td><td>INS600393</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de iris, dentadas, de 10 cm de largo</td><td>kentscientific</td><td></td> INS650915 <td></td></tr><tr><td>Pinza #5 Acero inoxidable, 11cm de largo</td><td>kentscientific</td><td></td><td></td>INS600095</tr><tr><td>10% Formalina</td><td>Fisher Scientific</td><td>CAS 67-56-1</td><td></td></tr><tr><td>Agarosa</td><td>peqlab</td><td>35-1020</td><td></td></tr><tr><td>5ml poliestireno tubos de fondo redondo</td><td>BD</td><td>REF 352058</td><td></td></tr><tr><td>1,5 ml Tubos de microcentrífuga</td><td>Light Labs</td><td>A-7001-R</td><td></td></tr><tr><td>Reasy Mini&nbsp; kit&nbsp;</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td></td></tr><tr><td>Motor de pellets (homogeneizador de tejidos)</td><td>Sigma</td><td>Z359971-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Placas de microtitulación de 96 pocillos V inferior</td><td>Thermo</td><td>2605</td><td></td></tr><tr><td>1X PBS</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>OneComp eBeads</td><td>eBioscience</td><td>01-1111-42</td><td></td></tr><tr><td>CD45.2-APC</td><td>eBioscience</td><td>17-0454-81</td><td>Dilución de trabajo 1:100</td></tr><tr><td>Ly-6G-eFlor 450</td><td>eBioscience</td><td>48-5931-82</td><td>Dilución de trabajo 1:100</td></tr><tr><td>BSA</td><td>HyClone</td><td>SH30574.03</td><td></td></tr><tr><td>RBC Lysis Buffer (10X)</td><td>Biolegend</td><td>420301</td><td></td></tr><tr><td>Vivo/Muerto kit de tinción de células muertas Aqua fijable</td><td>Invitrogen</td><td>L-34957</td><td></td></tr><tr><td>EDTA (0.5M)</td><td>lifetechnologies</td><td>15575-020</td><td></td></tr><tr><td>CD16/ CD32 FcBlock</td><td>BD 553142</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tubos Facs de poliestireno tubo de fondo redondo</td><td>BD</td><td>352052</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehído</td><td>Polyscience</td><td>4018</td><td></td></tr></tbody></table>

administración intra-traqueal de<em&gt; haemophilus influenzae</em&gt; en modelos de ratón para estudiar las vías respiratorias inflamación

Intra-tracheal Administration of Haemophilus influenzae in Mouse Models to Study Airway Inflammation

A continuación, describimos un procedimiento detallado de manera eficiente y entregar directamente Haemophilus influenzae en las vías respiratorias inferiores de los ratones. Demostramos el procedimiento para la preparación de H. inóculo influenzae, la instilación intratraqueal de H. influenzae en el pulmón, la recogida de fluido de lavado bronco-alveolar (BALF), el análisis de las células inmunes en el BALF, y el aislamiento de ARN para análisis de expresión génica diferencial. Este procedimiento puede ser usado para estudiar la respuesta inflamatoria pulmonar a cualquier bacteria, virus u hongos. instilación traqueal directa se prefiere sobre todo sobre los procedimientos intranasal o inhalación de aerosol, ya que ofrece más eficiente el inóculo bacteriano en el tracto respiratorio inferior con menos ambigüedad.

Instilación intratraqueal resultó en un marcado aumento del número de leucocitos en el BALF (Figura 1A, panel izquierdo) de la instalación con solución salina. El análisis recuento diferencial de los leucocitos mostró claramente el aumento de la infiltración de neutrófilos (Figura 1, panel derecho). El análisis FACS de las células en el BALF confirmó además el aumento del número de neutrófilos (Figura 1B). El análisis histológico de las ...

Demostramos el procedimiento para la inoculación intratraqueal de Haemophilus influenzae en las vías respiratorias inferiores de ratones. Se trata de una herramienta muy útil para estudiar las vías de señalización que regulan la inflamación de las vías respiratorias en modelos de ratón.

Administración intra-traqueal de<em&gt; Haemophilus influenzae</em&gt; En modelos de ratón para estudiar las vías respiratorias inflamación

Here, we describe a detailed procedure to efficiently and directly deliver Haemophilus influenzae into the lower respiratory tracts of mice. We ...

El objetivo general de este experimento es estudiar las respuestas inmunitarias en el pulmón durante una infección bacteriana. Este tema puede ayudar a responder algunas preguntas clave en el campo de la inflamación pulmonar, como cuáles son los mecanismos reguladores y los genes clave que inhiben o promueven la inflamación pulmonar. La principal ventaja de esta técnica es que es muy eficiente y altamente reproducible debido a la administración directa del inóculo bacteriano en el tracto respiratorio inferior.Para comenzar, siembre el NTHi en una placa de agar chocolate. Incube la placa boca abajo durante la noche, a 37 grados Celsius con 5% de dióxido de carbono. Al día siguiente, cultive las bacterias en un caldo de infusión cerebro-corazón.Luego, en un tubo de microcentrífuga, agregue un mililitro del caldo. Centrifugue la mezcla a 4.000 g durante cinco minutos a temperatura ambiente. A continuación, deseche el sobrenadante y resuspenda el sedimento en un mililitro de PBS.Repita este paso de lavado una vez más. A continuación, diluya 100 microlitros de la solución reconstituida en 900 microlitros de PBS y mida la absorbancia del cultivo a 600 nanómetros. Utilice esta información

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

Fuente: Venuprasad, K., et al. Administración intratraqueal de Haemophilus influenzae en modelos de ratón para estudiar la inflamación de las vías respiratorias. J. Vis. Exp. (2016)Este video demuestra la administración intratraqueal de un inóculo bacteriano patógeno pulmonar en un ratón anestesiado para modelar la infección del tracto respiratorio inferior.

Realización de la administración bacteriana intratraqueal en un modelo de ratón

Fuente: Venuprasad, K., et al. Administración intratraqueal de Haemophilus influenzae en modelos de ratón para estudiar la inflamación de las vías respiratorias. J. Vis. Exp. (2016)Este video demuestra la recolección y el procesamiento del líquido de lavado broncoalveolar de un ratón sacrificado infectado con Haemophilus influenzae no tipificable para su análisis posterior.

Recolección de líquido de lavado broncoalveolar de un modelo de ratón infectado con Haemophilus influenzae no tipificable

Fuente: Lenhard, A. et al. Un modelo murino para la transición de Streptococcus pneumoniae de colonizador a patógeno tras la coinfección viral recapitula la enfermedad agravada por la edad. J. Vis. Exp. (2022)Este vídeo muestra un modelo de coinfección en ratones en el que el virus de la gripe desencadena la transición de Streptococcus pneumoniae de colonizador a patógeno. Detalla los pasos implicados en la colonización bacteriana, la infección viral y la progresión de la enfermedad.

Un modelo murino para estudiar la transición patógena de Streptococcus pneumoniae tras la coinfección viral

Hemos desarrollado un método simple, fiable, y relativamente barato para la intubación endotraqueal en ratones a través de la laringoscopia directa utilizando un otoscopio con un espéculo 2,0 mm. Esta técnica es atraumática y se puede utilizar para mediciones repetidas en experimentos crónicos. Nos resulta superior a la traqueotomía o previamente informó técnicas no quirúrgicas.

Intubación endotraqueal en ratones<em&gt; Vía</em&gt; La laringoscopia directa utilizando un otoscopio

El uso de un modelo que imita el estado de las enfermedades pulmonares en los seres humanos es crítico para el estudio de la fisiopatología y / o la etiología de una enfermedad en particular y para el desarrollo de la intervención terapéutica. Aquí un método intubación endotraqueal no invasivo que puede entregar directamente materiales exógenos a los pulmones del ratón se presenta.

No Invasiva Intratraqueal Intubación para Estudiar la Patología y Fisiología de pulmón de ratón

La respuesta inmune del huésped a la infección por patógenos es un proceso estrechamente regulado. Utilizando un modelo de exposición de pulmón lipopolisacárido en los ratones, es posible llevar a cabo las evaluaciones de alta resolución de los complejos mecanismos asociados con la patogénesis de la enfermedad.

La utilización de la orofaringe Intratraqueal PAMP Administración y lavado broncoalveolar para evaluar el anfitrión respuesta inmune en ratones

La instilación de reactivos intratraqueal mediada por intubación (IMIT) es un método excelente y no invasivo para estudiar las enfermedades respiratorias, así como un método para instilar reactivos terapéuticos directamente en el pulmón. Es un método rápido y altamente reproducible que es adecuado para pruebas preclínicas.

La intubación mediada intratraqueal (IMIT) instilación: A, Sistema de Entrega de pulmón-específica no invasiva

Hay una falta general de conocimiento sobre cómo funcionan las vacunas. Aquí proponemos el uso combinado de genética inversa y ratones quiméricos de médula ósea para obtener información sobre las respuestas inmunitarias tempranas del huésped a las vacunas, con un enfoque especial en las células dendríticas y la inmunidad de las células T.

Administración intranasal de vacunas contra la influenza recombinante en modelos de ratón quimérico para el Estudio de la mucosa Inmunidad

Varios métodos han sido descritos en la literatura para el modelado de la neumonía bacteriana en ratones. En este documento, se describe un método no invasivo, de bajo costo, rápida para inducir neumonía a través de aspiración (es decir, inhalación) de un inóculo bacteriano pipeteó en la orofaringe. métodos aguas abajo para la evaluación de la respuesta inmune innata pulmonar también se detallan.

Un método no invasivo y técnicamente no intensivos para la inducción y Fenotipificación Experimental de neumonía bacteriana en ratones

En este estudio, presentamos un protocolo para realizar dos fotones intravital proyección de imagen y de la célula análisis de interacción en la mucosa traqueal murina después de la infección con virus de la gripe. Este Protocolo será relevante para los investigadores que estudian la dinámica celular inmune durante las infecciones respiratorias.

Proyección de imagen de interacción de células en Mucosa traqueal durante la infección del Virus de la Influenza usando microscopia Intravital de dos fotones

Este protocolo proporciona instrucciones para la administración intranasal de IAV y el análisis posterior del daño pulmonar del ratón y los cambios transcripcionales asociados a los tipos de células pulmonares.

Modelado de la reparación alveolar pulmonar displásica y funcional después de la infección por influenza

Aprende la inoculación intra-traqueal de Haemophilus influenzae en ratones para estudiar la inflamación de las vías respiratorias. Este método eficiente permite analizar respuestas inmunitarias y mecanismos reguladores en infecciones pulmonares bacterianas.

Administración intra-traqueal de

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