Name: Las grabaciones de células enteras Patch-clamp en rodajas de cerebro (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Aprende a realizar grabaciones de patch-clamp de célula entera en rodajas de cerebro fresco para estudiar la actividad eléctrica neuronal. Esta técnica permite investigar funciones neuronales en circuitos cerebrales intactos.

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Esta investigación fue apoyada por los fondos de inicio de UT Southwestern (SK).

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<li>Rothwell, P. E., Kourrich, S., Thomas, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+adaptations+in+the+nucleus+accumbens+caused+by+experiences+linked+to+relapse%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Synaptic adaptations in the nucleus accumbens caused by experiences linked to relapse.</a> Biol Psychiatry. 69 (11), 1124-1126 (2011).</li>
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</ol>

Ninguno de los autores tiene intereses en competencia o intereses en conflicto.

Este protocolo describe el procedimiento básico para la realización de experimentos de células enteras patch-clamp en las neuronas en rodajas de cerebro. Sin embargo, la complejidad, el potencial y sensibilidad de esta técnica no pueden ser completamente descritos en este artículo. Aquí, hemos tratado de delinear los pasos más básicos y ponen de relieve los parámetros importantes que deben ser controlados para lograr conjunto de células grabaciones exitosas y rigurosos. Para el aprendizaje teórico, muchos libros y artíc...

La técnica de patch-clamp, una técnica electrofisiológica que se ha desarrollado a finales de 1970 de 1,2, es una herramienta fundamental para el estudio de las funciones de los canales iónicos individuales o múltiples en el tejido vivo. Entre las diferentes configuraciones de parches que se pueden lograr, grabaciones de células enteras patch-clamp permiten el estudio del comportamiento eléctrico de una parte sustancial de la neurona. Clásicamente, esta técnica se realiza in vitro, ya sea en rodajas de cerebro, neuronas recién disociadas, o en modelos de cultivo celular 3. Cuando se realiza en las neuronas en rodajas de cerebro, esta técnica presenta varias ventajas. En particular: (i) las neuronas se registran en los circuitos cerebrales relativamente conservadas que hasta cierto punto, y en comparación con las preparaciones de cultivo celular, proporcionan un ambiente que es fisiológicamente relevante 3. Esto permite la captura temprana, o incluso el seguimiento en tiempo real, los eventos celulares y moleculares que son accionados por cualquier tipo de pharmacolog agudamanipulaciones iCal - una resolución temporal que no se puede lograr usando clásica en condiciones in vivo; (ii) la capacidad para identificar visualmente las regiones del cerebro en rodajas de cerebro permite una alta especificidad regional 3 tanto para la región del cerebro estudiada y para las neuronas específicas cuando expresan marcadores fluorescentes; (iii) el acceso al espacio intracelular de la célula mediante la apertura de una parte importante de la membrana plasmática (en contraste con la punción de la membrana con una micropipeta agudo para grabaciones intracelulares) 4. A su vez, esto permite que el contenido o concentración de iones específicos que componen la solución interna a ser modificados objetivos así moleculares o mecanismos celulares pueden estudiarse bajo diferentes condiciones. Por ejemplo, al establecer la configuración de célula completa, cualquier agente farmacológico específico (por ejemplo, antagonistas) que se puede añadir a la micropipeta de grabación (parche pipeta) solución se difundirá directamente en el citoplasma y actuar en su putative dianas intracelulares sin alterar la función objetivo en las células vecinas. Además, en comparación con la grabación micropipeta agudo, la gran abertura en la punta del electrodo de patch clamp proporciona una resistencia más baja, menos ruido de la competencia, y por lo tanto un mejor acceso eléctrico al interior de la célula 4. Sin embargo, en cuenta que la gran abertura en la punta de la pipeta puede conducir a la diálisis de células, y por lo tanto la pérdida de la maquinaria molecular intracelular que puede ser crítica para la expresión de los fenómenos biológicos que están bajo 5,6 estudio. En este caso, las grabaciones de electrodos afilados pueden ser más adecuados. Este tipo de grabaciones requiere micropipetas con un poro que es mucho menor que los utilizados para las grabaciones de células enteras, evitando de este modo la mayor parte del intercambio iónico entre el espacio intracelular y la solución de la pipeta interna. Cualquier forma de experiencia (aguda o crónica), incluyendo el aprendizaje de 7-10, la exposición a drogas de abuso 11,12, el estrés 13,14, etc., puede alterar diversos aspectos de la función neuronal en regiones específicas del cerebro. Debido a que estas alteraciones a menudo requieren tiempo para desarrollarse (horas o días), conjunto de células grabaciones en secciones de cerebro de animales que han sido sometidos a una experiencia específica permiten a los investigadores a identificar estos cambios. Básicamente, muchos (si no todos) los componentes que participan en funciones neuronales (por ejemplo, canales iónicos activados por ligando, canales de iones dependientes de voltaje, transportadores de neurotransmisores), y así la actividad y el comportamiento del circuito cerebro, puede ser alterado por la experiencia (dependiente de la experiencia plasticidad) 10,15-17. A nivel neuronal, la actividad circuito cerebral emerge de constantes interacciones entre sináptica (por ejemplo, la transmisión del glutamato) y los factores de excitabilidad celular intrínsecos (por ejemplo, canales de iones axosomato-dendríticas: sodio, Na +, potasio, K +, y calcio, Ca 2+ ). En condiciones específicas utilizando whole-células patch-clamp técnicas electrofisiológicas, alteraciones señal que se origina en concreto de los cambios en la excitabilidad intrínseca vs sináptica se puede aislar. En la mayoría de los casos, la excitabilidad sináptica se evalúa mediante la técnica de fijación de voltaje de células enteras. Este modo de grabación permite la medición de las corrientes de iones [por ejemplo, mediada por los receptores del ácido α-amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxazolpropiónico ( receptores de AMPA) y los receptores de N-metil-D-aspártico (NMDA)] receptores a través de la membrana plasmática neuronal mientras se mantiene el potencial de membrana a una tensión de consigna. Aquí, los experimentadores utilizan las soluciones internas de micropipeta que contienen cesio (Cs +), un amplio bloqueantes de los canales de K + (factores intrínsecos excitabilidad clave). Al establecimiento de configuración de célula completa, la difusión de Cs + en el espacio intracelular bloqueará los canales de K +, y por lo tanto permitirá que tanto un relativamente eficiente espacio-clamp y preventilar influencia de los factores intrínsecos de excitabilidad en otras mediciones. Problemas de espacio-clamp, es decir, la dificultad de fijación de voltaje de células enteras, surgen cuando se graban las células de forma irregular (por ejemplo, neuronas), y en particular de neuronas con una vasta y compleja dendríticas cenador 18,19. Dado que los controles mal de fijación de voltaje somática voltaje en el árbol dendrítico de las neuronas, diversos aspectos de las señales eléctricas dendríticas en estudio se distorsionan de forma dendrítica dependiente de la distancia. Combinado con herramientas farmacológicas tales como la picrotoxina (ácido gamma-aminobutírico, GABA Un antagonista del receptor) o ácido quinurénico (amplio bloqueador de receptores de glutamato) disuelto en la solución extracelular (líquido cefalorraquídeo artificial, ACSF), esta técnica permite la medición de glutamato receptor-y corrientes de GABA A R-mediada respectivamente. Por el contrario, la excitabilidad intrínseca se evalúa por lo general en el modo de grabación actual-clamp.A diferencia de la grabación de fijación de voltaje, este modo de grabación permite la medición de las variaciones en los potenciales de membrana inducidos por las corrientes de iones que fluyen a través de la membrana plasmática neuronal. Por lo general, la alteración de la excitabilidad intrínseca se evalúa a través de cambios en la capacidad de las neuronas para generar potenciales de acción, lo que requiere tanto de Na + y K + canales. Por lo tanto, al realizar grabaciones de corriente-clamp, micropipetas se llenan con una solución interna que contiene K + en lugar de Cs +. En combinación con los agentes farmacológicos que bloquean glutamato y GABA A las corrientes mediadas por el receptor disueltos en el ACSF, este diseño experimental permite la medición de la contribución de los factores intrínsecos (por ejemplo, los canales de K +) para la descarga neuronal sin ser contaminada por los posibles cambios en la excitabilidad sináptica factores. En este artículo se describen los pasos básicos de procedimiento necesarias to (i) preparar rodajas de cerebro sanas; (Ii) lograr configuración de célula completa, y (iii) controlar parámetros básicos para evaluar sináptica y la excitabilidad intrínseca.

<table><tbody><tr><td>Generador de estímulo de pulso aislado</td><td>A.M.P.I</td><td>Master-8</td><td></td></tr><tr><td>Unidad de aislamiento (ISO-Flex)</td><td>A.M.P.I</td><td>ISO-Flex</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador controlado desde computador (PC&nbsp;</td><td>Molecular Devices</td><td>Multiclamp 700B</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de adquisición digital</td><td>Molecular Devices</td><td>Digidata 1500</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Olympus</td><td>BX-51</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulador</td><td>Sutter Instruments</td><td>MPC-200</td><td></td></tr><tr><td>Cámara y calentador en línea</td><td>Warner Instruments</td><td>TC-344B</td><td></td></tr><tr><td>Vibratome Slicer</td><td>Leica&nbsp;</td><td>VT1000 S</td><td></td></tr><tr><td>Extractor de micropipetas</td><td>Narishige</td><td>PC-10</td><td></td></tr><tr><td>Cámara</td> de <td>imágenes Q Imaging</td><td>QIClick-F-M-12</td><td></td></tr><tr><td>Extractor de pipetas Narishige PC-10</td><td>Narishige</td><td>PC-10</td><td></td></tr><tr><td>Capilares de vidrio</td><td>WPI</td><td>TW150F-3</td><td></td></tr><tr><td>Sujeción de rebanadas (arpa)</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0255</td><td></td></tr><tr><td>Rebanadas Cámara</td><td>Warner Instruments</td><td>RC-26</td><td></td></tr><tr><td>Aguja de jeringa no metálica</td><td>World Precision Instruments</td><td>MF28G67-5</td><td></td></tr><tr><td>Filtros de jeringa</td><td>Nalgene</td><td>176-0045</td><td></td></tr><tr><td>Pistola de pegamento</td><td>Home Depot</td><td>varios</td><td></td></tr><tr><td>Tubo de dispersión de gas</td><td>Ace Glass Inc.</td><td>varios</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de decapitación</td><td>Home Depot</td><td>100649198</td><td></td></tr><tr><td>Mango de bisturí #3</td><td>World Precision Instruments</td><td>500236</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras pequeñas, rectas y afiladas</td> World <td>Precision Instruments</td><td>14218</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de canulación de vasos&nbsp;</td><td>World Precision Instruments</td><td>500453</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas hemostáticas curvas</td><td>World Precision Instruments</td><td>501288</td><td></td></tr><tr><td>Económico Pinzas #3</td><td>World Precision Instruments</td><td>501976-6</td><td></td></tr><tr><td>Espátula</td><td>Fisher Scientific</td><td>14357Q</td><td></td></tr><tr><td>Espátula de pala</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-357Q</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-747B</td><td></td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>Lab Depot</td><td>CFP1-110</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Solutions</td></tr><tr><td colspan="4">Cs-Gluconate solución interna (pH 7.2&ndash; 7.3, 280&ndash; 290 mOsm)</ácido</td></tr> <tr><td>D-glucónico fuerte>50%&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>G1951</td><td></td></tr><tr><td>Cesio-OH (CsOH) 50%&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>232041</td><td></td></tr><tr><td>NaCl, 2,8 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>HEPES, 20 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>EGTA, 0,4 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>tetraetilamonio-Cl, 5 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>T2265</td><td></td></tr><tr><td>Na2GTP, 0,3 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>G8877</td><td></td></tr><tr><td>MgATP, 2 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td colspan="4"><fuerte>K-Gluconato solución interna (pH 7.2&ndash; 7.3, 280&ndash; 290 mOsm)</</td></tr><tr><td>D-gluconato >K fuerte, 120 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>G4500</td><td></td></tr><tr><td>KCl, 20 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>HEPES, 10 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>EGTA, 0,2 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>E4378</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>Na2GTP, 0,3 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>G8877</td><td></td></tr><tr><td>MgATP, 2 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Líquido cefalorraquídeo artificial estándar (ACSF, osmolaridad &asymp; 300-310 mOsm)</td></tr><tr><td>KCl, 2,5 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>NaCl, 119 mM</td><td>Sigma Aldrich/ varios</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>NaH2PO4&#8226; H2O, 1 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>S9638</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3, 26,2 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>S8875</td><td></td></tr><tr><td>Glucosa, 11 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4-7H2O, 1,3 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>230391</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2- 2H2O, 2,5 mM</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>C3881</td><td></td></tr><tr><td colspan="4"><fuerte>Compuestos adicionales utilizados para la preparación de soluciones</fuerte></td></tr><tr><td>KOH</td><td>varios</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ácido quinurénico</td><td>Sigma Aldrich/varios</td><td>K3375</td><td></td></tr></tbody></table>

las grabaciones de células enteras patch-clamp en rodajas de cerebro

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

De células enteras de grabación de patch-clamp es una técnica electrofisiológica que permite el estudio de las propiedades eléctricas de una parte sustancial de la neurona. En esta configuración, la micropipeta está en estrecho contacto con la membrana de la célula, lo que impide la fuga de corriente y por lo tanto proporciona mediciones de corriente iónica más preciso que el método de grabación electrodo afilado intracelular utilizado anteriormente. Clásicamente, la grabación de célula entera se puede realizar en las neuronas en varios tipos de preparaciones, incluidos los modelos de cultivo celular, las neuronas disociadas, neuronas en rodajas de cerebro, y en animales anestesiados o despierto intactas. En resumen, esta técnica ha contribuido enormemente a la comprensión de las propiedades biofísicas pasivos y activos de las células excitables. Una ventaja principal de esta técnica es que proporciona información sobre la forma específica manipulaciones (por ejemplo, farmacológica, experimentador inducida por plasticidad) pueden alterar las funciones neuronales específicos o channels, en tiempo real. Además, la apertura significativa de la membrana de plasma permite que la solución de la pipeta interna para difundir libremente en el citoplasma, proporcionar medios para la introducción de medicamentos, por ejemplo, agonistas o antagonistas de las proteínas intracelulares específicas, y la manipulación de estos objetivos, sin alterar sus funciones en las células vecinas. En este artículo se centrará en la grabación de células enteras a cabo en las neuronas en rodajas de cerebro, una preparación que tiene la ventaja de grabación de las neuronas en los circuitos cerebrales relativamente bien conservados, es decir, en un contexto fisiológicamente relevante. En particular, cuando se combina con la farmacología adecuada, esta técnica es una poderosa herramienta que permite la identificación de neuroadaptaciones específicos que se produjeron después de cualquier tipo de experiencias, como el aprendizaje, la exposición a drogas de abuso, y el estrés. En resumen, las grabaciones de células enteras patch-clamp en rodajas de cerebro proporcionan medios para medir ex vivo de preparación de cambios de larga duraciónen las funciones neuronales que se han desarrollado en animales despiertos intactas.

Temperatura, un factor que se controla fácilmente por el experimentador, influye en las propiedades biofísicas de los canales iónicos y los receptores, y por lo tanto la forma de onda de las corrientes post-sinápticos (PSC) (EPSC y IPSCs) y la capacidad de las neuronas por obtener picos. Figura 3 y la Figura 4 muestran el efecto de la temperatura sobre la descarga neuronal y la pendiente de EPSCs evocados (eEPSCs), respectivamente. El patrón de disparo <...

Este protocolo se describen los pasos básicos de procedimiento para la realización de patch-clamp grabaciones de células enteras. Esta técnica permite el estudio del comportamiento eléctrico de las neuronas, y cuando se realiza en secciones de cerebro, permite la evaluación de varias funciones neuronales de las neuronas que todavía están integrados en los circuitos cerebrales relativamente bien conservadas.

Las grabaciones de células enteras Patch-clamp en rodajas de cerebro

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

El objetivo general de este procedimiento es describir cómo realizar grabaciones de parche en célula completa en cortes cerebrales recién diseccionados. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neurociencia, como cómo las manipulaciones de control experimental alteran la actividad de neuronas específicas en regiones cerebrales específicas. La principal ventaja de esta técnica es que proporciona el medio para identificar cambios duraderos en las funciones neuronales en preparaciones ex vivo que se han desarrollado en animales intactos y despiertos.Aunque este método puede proporcionar información sobre las funciones neuronales en cortes cerebrales, también puede aplicarse a otros sistemas, como células en cultivo y neuronas in vivo. El procedimiento será demostrado por Francisco Garcia-Oscos, un estudiante de mi laboratorio. Para comenzar este procedimiento, utilizando una pipeta de transferencia de punta plástica recortada, aspire suavemente un corte cerebral desde la cámara de recuperación.Coloque la pipeta de transferencia en la cámara de registro y, con cuidado, presione suavemente para expulsar el corte fuera de la pipeta sobre el cubreobjetos que recubre el fondo de la cámara. A continuación, utilizando el objetivo 4x del microscopio, coloque el corte de manera que la zona deseada quede exactamente en el centro de la cámara de registro. Una vez alcanzada la posición deseada, fije la posición del corte cerebral con el sujeción para cortes, también conocido como arpa.A continuación, cambie al objetivo de 40x y baje suavemente la lente hasta que haga contacto con el ACSF en la cámara. Luego, use la rueda de ajuste fino para enfocar el tejido. Cuando el enfoque esté al nivel del tejido, observe las células en la región objetivo.Ahora, busque una célula diana. Marque la célula en la pantalla del ordenador para ayudar a guiar la micropipeta de registro. Eleve el objetivo para permitir suficiente espacio para la colocación de la micropipeta de registro.En este paso, utilizando una jeringa de un mililitro, una aguja microjeringa no metálica y un filtro dedicado, llene una micropipeta con la solución interna preparada previamente. Asegúrese de que no haya burbujas de aire en la micropipeta. Luego, coloque la micropipeta en un porta-electrodos, de modo que la solución entre en contacto con el alambre de electrodo recubierto de cloruro de plata.Ajuste la tapa de la pipeta para que la arandela cónica forme un sello alrededor de la micropipeta. A continuación, aplique presión positiva con la jeringa llena de aire conectada al porta-pipetas antes de sumergir la micropipeta en el ACSF, para evitar que los residuos entren en ella. Utilizando el micromanipulador, dirija la pipeta hacia la cámara de modo que quede aproximadamente debajo del centro del objetivo sumergido.Mientras mueve la micropipeta con el micromanipulador a velocidad media o alta, localice la micropipeta en la pantalla del ordenador y guíela hacia la posición de la célula sobre el eje XY. Al mismo tiempo, mida la resistencia de la micropipeta aplicando un escalón de voltaje. Aplique presión positiva para eliminar cualquier burbuja de aire u otros objetos extraños que obstruyan la micropipeta.Después de limpiar la micropipeta, realice un ajuste de voltaje para reducir la corriente de la micropipeta a cero. Utilizando la rueda de enfoque fino del microscopio, comience a enfocar hacia abajo mientras baja gradualmente la micropipeta. Enfóquese siempre hacia abajo primero y luego baje la micropipeta hasta el plano de enfoque para asegurarse de que la punta de la micropipeta no penetre bruscamente en el corte.Cuando la micropipeta entre en contacto con la superficie del corte, reduzca la velocidad del micromanipulador al modo medio-bajo. Aplique suavemente una ligera presión positiva para despejar cualquier residuo en la trayectoria. Luego acérquese a la célula, ya sea alternando con los mandos de control XYZ o acercándose en diagonal, en cuyo caso ambos ejes XZ se modifican con la rotación del mando del eje Z.Cuando la micropipeta esté lo suficientemente cerca de la célula, aparecerá un hundimiento en la superficie celular. Aplique ahora una succión débil y breve a través del tubo que está conectado al tubo de succión del porta-pipetas para crear un sello. Mientras se forma un sello gigaseal, utilice el amplificador controlado por computadora para llevar el potencial de reposo de la célula al potencial fisiológico de reposo con el fin de prevenir cambios bruscos una vez que se rompa la membrana.Después de que se haya formado el sello gigaseal, compense las capacitancias rápida o lenta. Aquí es muy importante que la succión aplicada no sea demasiado fuerte. De lo contrario, la membrana podría romperse antes de establecer el sello.Si el sello permanece estable y por encima de un gigaohmio, aplique una succión breve y fuerte para romper la membrana plasmática. La succión debe ser breve y más fuerte que la presión aplicada al establecer el sello. Con el fin de romper adecuadamente la membrana y lograr una configuración estable de célula completa.Cambiando al modo de célula en la prueba de membrana, observe diferentes parámetros de la célula, como la resistencia de entrada, la resistencia en serie y la capacitancia de la membrana. Después de lograr la configuración de célula íntegra, continúe monitoreando estos parámetros durante la grabación. Aquí se muestra un ejemplo de la pendiente de los EPSC evocados de una sola MSN del núcleo accumbens en la región de la cáscara.Al aumentar la temperatura de 24 a 28 y a 32 grados Celsius, se incrementa la pendiente de los EPSC evocados. Aquí, la amplitud de los EPSC evocados se evalúa en el modo de bloqueo de voltaje a menos 80 milivoltios. Cuando la resistencia en serie aumenta, la amplitud de los EPSC evocados disminuye.Y aquí, un ejemplo de los trazos de dos neuronas que muestran el efecto de la resistencia de entrada sobre la capacidad de la neurona para generar potenciales de acción. Las neuronas están sujetas a una clampa de corriente y mantenidas a menos 80 milivoltios. Cuando la resistencia de entrada aumenta, el número de potenciales de acción también aumenta.Al intentar este procedimiento, es importante recordar que la generación de cortes cerebrales sanos es fundamental. También es importante monitorear los parámetros que pueden influir en la forma de onda de la señal eléctrica, como la resistencia en serie, la resistencia de entrada y la temperatura. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión del aspecto básico de la técnica de registro en célula completa en cortes cerebrales.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este video muestra la técnica de pinza de parche de célula completa en un corte de cerebro de ratón. Esta técnica establece una conexión estable entre la micropipeta y la membrana de la neurona, que se interrumpe aún más para establecer una configuración de célula completa para estudiar la salud y las respuestas fisiológicas de la neurona.

Establecimiento de una configuración de celda completa a través del método de fijación de parches

Este video muestra una técnica para el registro de patch-clamp desde la superficie de la membrana dendrítica. Esto ayuda a examinar directamente las propiedades eléctricas de las dendritas y los canales iónicos subyacentes dependientes de voltaje en las neuronas dopaminérgicas.

Grabaciones de patch-clamp de la dendrita de una neurona dopaminérgica en un corte de cerebro

Este video muestra cómo colocar una pipeta de punta fina cerca de cortes de cerebro, formando un sello con una célula neuronal. La succión rompe la membrana celular, creando así una pinza de parche de celda completa que permite mediciones de corriente para experimentos de electrofisiología.

Establecimiento de una configuración de pinza de voltaje de celda completa para registros electrofisiológicos en cortes de cerebro

Este video muestra el procedimiento para realizar registros electrofisiológicos en neuronas de sustancia gelatinosa (SG) de cortes de médula espinal, utilizando técnicas de patch-clamp de células enteras para analizar los patrones de disparo de las neuronas. Este método permite el estudio de las respuestas neuronales a estímulos en las neuronas SG de la médula espinal.

Registro de pinza de parche de célula entera en una neurona gelatinosa de una sustancia de un corte de médula espinal

Este video muestra el procedimiento para mapear las conexiones sinápticas asegurando un corte de cerebro, colocando pipetas para lograr configuraciones de células completas y estimulando las neuronas presinápticas para registrar respuestas postsinápticas, dilucidando así la conectividad neuronal.

Registro de las conexiones neuronales en cortes cerebrales agudos

registros de patch-clamp y el llenado simultáneo de biocitona intracelular de neuronas sinápticamente acopladas en cortes agudos de cerebro permiten un análisis correlacionado de sus propiedades estructurales y funcionales. El objetivo de este protocolo es describir los pasos técnicos esenciales del registro electrofisiológico a partir de microcircuitos neuronales y su posterior análisis morfológico.

Electrofisiológico y Caracterización Morfológica de microcircuitos neuronales en el infarto agudo rodajas de cerebro Usando Emparejados patch-clamp grabaciones

Este protocolo muestra la implementación de un optimizado N-metil-D-glucamine (NMDG) método de protección recuperación de preparación de corte de cerebro. Una formulación de medios de comunicación solo se utiliza para obtener confiablemente rebanadas de cerebro sano de animales de cualquier edad y para diversas aplicaciones experimentales.

Preparación de rebanadas cerebrales agudas mediante un optimizado N-metil-D-glucamine recuperación protección método

Los registros subcelulares de patch-clamp ofrecen la posibilidad de investigar las propiedades funcionales de las dendritas. Sin embargo, estas finas estructuras no son fácilmente accesibles debido a su pequeño diámetro. El protocolo aquí descrito tiene como objetivo facilitar la recopilación de registros estables y fiables de las dendritas de las neuronas dopaminérgicas en cortes in vitro.

Subcelulares patch-clamp grabaciones desde el dominio somatodendrítica de la sustancia nigra dopamina Neuronas

La técnica de abrazadera del remiendo de rebanada es un método eficaz para el análisis de los cambios inducidos por el aprendizaje en las propiedades intrínsecas y la plasticidad de las sinapsis excitatorias o inhibitorias.

Slice Patch Clamp técnica para analizar la plasticidad inducida por el aprendizaje

Aquí, presentamos un protocolo para la evaluación de la multiplicidad sináptica funcional utilizando electrofisiología de abrazadera de parche de célula entera en rebanadas de cerebro agudo.

Evaluación de multiplicidad sináptica mediante electrofisiología Patch-clamp de celulares

Aquí, presentamos un protocolo para realizar un parche de pinza de células enteras en cortes cerebrales que contienen neuronas kisspeptina, el modulador principal de las células de la hormona liberadora de gonadotrofina (GnRH). Al agregar conocimiento sobre la actividad neuronal kisspeptina, esta herramienta electrofisiológica ha servido como base para avances significativos en el campo de la neuroendocrinología en los últimos 20 años.

Neuronas de kisspeptina hipotalámicas como objetivo para grabaciones de pinza de parche de células enteras

Aprende a realizar grabaciones de patch-clamp de célula entera en rodajas de cerebro fresco para estudiar la actividad eléctrica neuronal. Esta técnica permite investigar funciones neuronales en circuitos cerebrales intactos.

Las grabaciones de células enteras Patch-clamp en rodajas de cerebro

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