Name: Caracterización y Aplicación de muestreadores pasivos para la vigilancia de plaguicidas en el agua (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-03T09:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 34 s
Description: Aprende a caracterizar y aplicar muestreadores pasivos para vigilar plaguicidas en agua mediante cinco dispositivos distintos. Este método integrado en el tiempo permite monitorear continuamente pesticidas a bajas concentraciones.

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La EPA sueca (Naturvårdsverket) (acuerdo 2208-13-001) y el Centro de Pesticidas Químicos (CKB) están agradecidos por financiar este proyecto. Agradecemos a Märit Peterson, Henrik Jernstedt, Emma Gurnell y Elin Paulsson en OMK-lab, SLU, por su hábil asistencia con el apoyo analítico y el suministro de estándares de plaguicidas.

1. Pasivo Sampler Diseño y Preparación <ol><li> Láminas de caucho de silicona <ol><li> Cortar las hojas de caucho de silicona (600 mm x 600 mm, 0,5 mm de espesor) en tiras de 2,5 mm x 600 mm y 2,5 mm x 314 mm utilizando un cortador de acero inoxidable y la conexión mediante un remache ciego de acero inoxidable (3,2 mm x 10 mm ) con una pistola de remachar para obtener un tamaño total de muestras de banda de 2,5 mm x 914 mm (área de superficie = 457 cm 2, la masa de sorbente = 15,6 g, volumen = 22,9 cm 3). </li></ol></li><li> Coloque los cauchos de silicona en una cámara de extracción de un aparato de Soxhlet. Añadir 50 ml de EA en la cámara de extracción y añadir 250 ml de EA y tres piedras de ebullición en un matraz redondo de 500 ml botella. <ol><li> Conectar la cámara de extracción con el matraz de botella y un condensador. Limpiar los cauchos de silicona mediante extracción Soxhlet durante 96 horas a aproximadamente 80 ° C, y secarlos a partir de entonces bajo gas nitrógeno suave. </li></ol></li><li> Una los stri de caucho de siliconape a un soporte de muestra de acero inoxidable araña envolviendo la banda de caucho de silicona alrededor de las varillas en el soporte (Figura 1). Fije cada extremo de la banda de caucho de silicona a una varilla en el soporte mediante uniones de cable. </li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54053/54053fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema de caucho de silicona. Esquemática del muestreo pasivo de caucho de silicona que muestra la fijación de la banda de caucho de silicona a una muestra de acero inoxidable titular de la araña A) de la parte superior y B) la vista lateral. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54053/54053fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <ol start="2"><li> POCIS-A y B-POCIS <ol><li> Para POCIS-A, colocar 220 mg de HLB mayor sorbente (área de superficie = 1,78 x 10 6 cm 2) entre dos 9,0 cm por 9,0 cm square polietersulfona (PES) membranas (Figura 2). </li><li> Para POCIS-B, colocar 220 mg de una mezcla de sorbente (es decir, resina hidroxilada poliestireno-divinilbenceno (80%) y un adsorbente carbonoso dispersado sobre un copolímero de estireno-divinilbenceno (20%)) (área de superficie = 2,82 x 10 6 cm 2) entre dos membranas de PES (Figura 2). </li><li> Comprimir el sorbente y dos de PSA entre dos anillos de acero inoxidable de forma manual (Ø interior = 5,4 cm) y fijarlo en un soporte de muestra de acero inoxidable (Figura 2). </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54053/54053fig2.jpg" /> Figura 2. Esquema de los discos del muestreo pasivo. Esquemática muestreador pasivo para POCIS A, B POCIS, disco SDB-RPS y C 18 en disco que muestra A) el montaje del muestreador pasivo utilizando anillos de acero inoxidable, polietersulfona Membranas (PES)ES, y la fase de recepción, y B) el montaje en un soporte de muestra de acero inoxidable. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54053/54053fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <ol start="3"><li> Disco SDB-RPS y C 18 discos <ol><li> Coloque la SDB-RPS (superficie = 35 cm 2, la masa de sorbente = 0,34 g, volumen = 1,7 cm 3) y C 18 discos (Superficie = 35 cm 2, la masa de sorbente = 0,58 g, volumen = 1,7 cm3) entre dos membranas de PES (Figura 2). Comprimir los discos y dos PES entre dos anillos de acero inoxidable de forma manual (Ø interior = 5,4 cm) y fijarlo en un soporte de muestra de acero inoxidable (Figura 2). </li></ol></li></ol> 2. Los experimentos de laboratorio de captación NOTA: Se realizaron los experimentos de absorción de laboratorio para caracterizar cuantitativamente la absorción kinetics de 124 pesticidas individuales para cinco dispositivos diferentes del muestreo pasivo en condiciones controladas. <ol><li> Llevar a cabo el estudio de la absorción en recipientes de vidrio rectangulares (cada ~ 95 L): Tanque 1) de caucho de silicona (n = 16), el tanque 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16), y el tanque 3 ) SDB-RPS disco (n = 16), C18 disco (n = 16). Llenar de agua natural en los tres tanques. </li><li> Realizar todos los experimentos a una temperatura constante del agua (~ 20 ° C) y bajo condiciones de turbulencia de agua (~ 10 cm seg -1) usando dos bombas eléctricas unidas a la pared en cada lado. Realizar los experimentos en la oscuridad para minimizar el efecto de la fotodegradación. </li><li> Pico de cada recipiente de vidrio con una mezcla estándar de pesticida que contiene 124 plaguicidas por medio de una jeringa de vidrio (c ≈ 400 ng L-1 para plaguicidas individuales en el tanque de agua). Sacar los muestreadores pasivos manualmente de los tanques, a intervalos de tiempo de 5, 11, 20, y 26 days, para determinar las velocidades de muestreo de los pesticidas. </li><li> Monitorear las concentraciones de los pesticidas en cada tanque mediante la recopilación de 100 ml muestras de agua en días 0, 5, 11, 20, y 26. El análisis de las muestras de agua se realiza como se describe en otro lugar 21. <ol><li> Para el control de calidad, se expongan las muestras en blanco al aire ambiente durante 1 hora en el día 0 y luego almacenar y tratarlos como muestras reales. Almacenar todos los extractos, así como los 100 ml muestras de agua recogidas de los tanques a -18 ° C hasta su posterior análisis. </li></ol></li></ol> Extracción 3. Muestra <ol><li> Goma de silicona <ol><li> Antes de la extracción, se seca la banda de caucho de silicona bajo una corriente de gas nitrógeno de alta pureza. </li><li> Para la espectrometría de masa de cromatografía de gas de análisis (GC-MS), llevar a cabo la extracción sólido-líquido mediante extracción Soxhlet 22. <ol><li> Coloque la goma de silicona en el extractor Soxhlet. Añadir 250 ml PE / ACE (50/50, v / v) y 3 boiling piedras en el frasco de la botella redonda. </li><li> Pico de la goma de silicona con 100 l de una mezcla de ES (ml-1 c = 5 ng) utilizando una jeringa de vidrio. Añadir 50 ml PE / ACE (50/50, v / v) en el extractor Soxhlet. Encender el calentador y ejecutar la extracción Soxhlet durante 19 horas y luego apagar el calentador. </li><li> Se concentran los extractos por evaporación rotatoria seguido de suave de nitrógeno por soplado hasta 1 ml. Intercambiar el disolvente a CH / ACE (90/10, v / v) mediante la adición de tres veces 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) durante el nitrógeno soplado hasta 1 ml. </li></ol></li><li> Para la cromatografía líquida-espectrometría de masas en tándem análisis (LC-MS / MS), llevar a cabo la extracción mediante extracción Soxhlet 22. <ol><li> Coloque la goma de silicona en el extractor Soxhlet. Añadir 250 ml de MeOH y 3 piedras de ebullición en el matraz de la botella redonda y 50 ml de MeOH en el extractor Soxhlet. Pico de la goma de silicona con 100 l de una mezcla de ES (c = 5 ng ml-1) con un vaso SYRInge. </li><li> Encender el calentador y ejecutar la extracción Soxhlet durante 19 horas y luego apagar el calentador. Se concentran los extractos por evaporación rotatoria seguido de suave de nitrógeno por soplado hasta 1 ml. Intercambiar el disolvente a ACN mediante la adición de 1 ml de ACN durante el nitrógeno soplado hasta 1 ml. </li></ol></li></ol></li><li> POCIS-A y B-POCIS <ol><li> Abra el muestreador POCIS con cuidado y transferir el sorbente con agua ultrapura utilizando un embudo en un cartucho pre-limpiado polipropileno vacío sólido de extracción en fase (SPE) (6 ml) que contiene dos fritas de polietileno (PE). Secar el sorbente por vacío para eliminar el agua. Anotar el peso del cartucho de SPE vacío y lleno para controlar el peso del material sorbente. Tenga en cuenta que los diferentes cartuchos se utilizan para GC-MS y análisis LC-MS / MS. </li><li> Antes de la elución, spike el sorbente con 100 l de una mezcla de SE (ml-1 c = 5 ng) utilizando una jeringa de vidrio. sorbentes eluyen POCIS-A y B usando POCIS-5EA ml de GC-MS 22. <ol><li> Se concentran los extractos a 1 ml por nitrógeno suave golpe hacia abajo. Intercambiar el disolvente a CH / ACE (90/10, v / v) mediante la adición de tres veces 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) durante el nitrógeno soplado hasta 1 ml. </li></ol></li><li> Eluir cartuchos POCIS-A y POCIS-B utilizando 1,5 ml de MeOH, seguido de 8 ml de DCM / MeOH (80/20, v / v) para el análisis de LC-MS / MS 22. Se concentran los extractos a 1 ml por nitrógeno suave golpe hacia abajo. Intercambiar el disolvente a ACN mediante la adición de 1 ml de ACN durante el nitrógeno soplado hasta 1 ml. </li></ol></li><li> SDB-RPS y C 18 discos <ol><li> Transferir los discos individuales de SDB-RPS y C18 disco en un vaso de vidrio y secarlos bajo gas nitrógeno. Pico de los discos con 100 l de una mezcla de ES (c = 5 ng ml -1) usando una jeringa de vidrio y los sonicar dos veces en un vaso de vidrio a temperatura ambiente, primero con 5 ml de EA para 10 min y luego con 3 ml de EA durante 10 minutos. </li><li> bo transferenciath extractos en un tubo de vidrio, se concentran a 2 ml por golpe suave de nitrógeno hacia abajo, y los dividieron en dos fracciones de 1 ml (por GC-MS y análisis LC-MS / MS, respectivamente). </li><li> Se concentran los extractos a 0,5 ml por suave de nitrógeno soplado hacia abajo y cambiar el disolvente a CH / ACE (90/10, v / v) para el análisis GC-MS 22. Se concentran los extractos a 0,5 ml por suave de nitrógeno soplado hacia abajo y cambiar el disolvente a ACN para el análisis LC-MS / MS 22. </li></ol></li></ol> 4. Las muestras de agua <ol><li> Pico de 20 ml de la muestra de agua con 100 l de una mezcla de ES (c = 5 ng ml -1) usando una jeringa de vidrio, añadir 3 ml de DCM, de vórtice durante 3 min, y se decanta en un separador de fases para el análisis de GC-MS 22. <ol><li> Después de las dos fases se separan, la fase de DCM filtrarse en un tubo de vidrio. Repetir la extracción usando 3 ml de DCM, y enjuague el tubo con 2 ml de DCM. Por último, concentrar los extractos de 0,5 ml por suave de nitrógeno soplado hacia abajo y exchange el disolvente a CH / ACE (90/10, v / v). </li></ol></li><li> Analizar las muestras de agua usando la inyección de gran volumen, de forma similar al método descrito en otra parte por LC-MS / MS 21. </li></ol> 5. Análisis Instrumental <ol><li> El análisis por GC-MS <ol><li> Realizar el análisis instrumental de los extractos de CH / ACE utilizando sistemas GC-MS en la ionización electrónica (EI) y el modo de ionización química negativa (NCI), respectivamente 22. </li><li> Para el método GC-MS mediante la IE, se inyectan alícuotas de 1 l con el método de inyección sin fraccionamiento en una columna HP-5MS interfaz de usuario (30 m, 0,25 mm de diámetro interno, 0,25 m de película). </li><li> Para el método que utiliza CG-EM CI, se inyectan alícuotas de 3 l en una columna HP-5MS interfaz de usuario (30 m, 0,25 mm de diámetro interno, 0,25 m de película). </li></ol></li><li> El análisis por HPLC-MS / MS <ol><li> Efectuar el análisis instrumental de la ACN extractos usando HPLC-MS / MS interconectado con una fuente de ionización por electrospray en negativo ((-) ESI) y de iones positivos moda ((+) ESI) 22. </li><li> Para (+) ESI, diluir 100 l de la ACN extrae con 900 l de agua ultrapura se ajustó a pH 5 utilizando el FA. </li><li> Para (-) ESI, diluir 100 l de la ACN extrae con 900 l de solución de 1% FA en agua ultrapura. </li><li> Para (+) ESI, usar un gradiente binario que consta de formiato de amonio / metanol / 10 mM 2-propanol (02/06/92, v / v / v) y MeOH a un caudal de 0,3 ml min -1. </li><li> Para (-) ESI, usar un gradiente binario que consiste en ACN / agua ultrapura 0,1% HAc y ACN + 0,1% HAc a un caudal de 0,3 ml min -1. </li><li> Inyectar todas las muestras usando una inyección de gran volumen de 500 l usando dos columnas en línea SPE (tanto 20 x 2 mm id y tamaño de partícula de 20-25 micras), y una columna analítica (C 18, 100 x 3 mm, 3,5 micras) 21. </li></ol></li></ol> 6. Teoría de muestreo pasivo NOTA: El perfil de absorción de la sustancia en la mediu muestreador pasivom (PSM) se divide en tres secciones: lineal, curvilínea y de equilibrio (Figura 3). <img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/54053/54053fig3.jpg" /> Figura 3. Curva de absorción del muestreo pasivo. A) y C) curva de absorción para la cantidad acumulada de acetamiprid y dimetoato, respectivamente, en los muestreadores pasivos (N t) en ng absoluta, y B) y D) la concentración tanque de agua de acetamiprid y dimetoato, respectivamente, en ng L - 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54053/54053fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <ol><li> Calcular el volumen de agua equivalente (eq V L) para un muestreador pasivo dividiendo el importe acumulado de los compuestos de interés en el muestreador pasivo después de t días de exposición (N &#39;t </sup&gt;, ng) por la concentración en la fase acuosa usando agarrar y muestreo activo integrado tiempo (c w, ng L-1). <img alt="Ecuación 1" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq1.jpg" /> (1) </li><li> Derivar la frecuencia de muestreo (R S, L día -1) a partir de la fase de absorción lineal del perfil de captación, mediante la adopción de la pendiente de la ecuación V en función del tiempo de despliegue. </li><li> Se calcula la K PW (L kg -1) para plaguicidas individuales utilizando la Ec. 2. <img alt="Ecuación 2" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq2.jpg" /> (2) donde m es la masa p sorbente por muestreador (ng). </li><li> En la fase de absorción lineal, calcular la concentración TWA del analito en agua derivada por el muestreador pasivo (c TWA, ng L -1) usando la Ec. 3. <img alt="Ecuación 3" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq3.jpg" /> (3) donde R S es la satasa mpling (L día -1), y T es el tiempo de despliegue (días). </li><li> En la fase curvilínea, calcular c TWA usando la Ec. 4. <img alt="Ecuación 4" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq4.jpg" /> (4) </li><li> En la fase de equilibrio, calcular c TWA usando la Ec. 5. <img alt="Ecuación 5" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq5.jpg" /> (5) </li></ol> 7. Análisis de datos estadísticos <ol><li> Prueba de distribución no normal de los datos mediante una prueba de Shapiro-Wilk 23. Utilice no paramétrico de correlación de Spearman para K PW S y R vs propiedades físico-químicas de los plaguicidas ensayados (rho de Spearman entre -1 y 1) 24. </li></ol>

<ol><li>Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+the+toxicity+of+pesticide+mixtures+to+aquatic+organisms%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Ecol.+Risk+Assess%22%5BJournal%5D)">Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review.</a> Hum. Ecol. Risk Assess. 19 (6), 1557-1575 (2013).</li>
<li>Kreuger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pesticides+in+stream+water+within+an+agricultural+catchment+in+southern+Sweden%2C+1990-1996%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Total+Environ%22%5BJournal%5D)">Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996.</a> Sci. Total Environ. 216 (3), 227-251 (1998).</li>
<li>Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stability+of+pharmaceuticals+and+other+polar+organic+compounds+stored+on+polar+organic+chemical+integrative+samplers+and+solid-phase+extraction+cartridges%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Toxicol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges.</a> Environ. Toxicol. Chem. 32 (2), 337-344 (2013).</li>
<li>Alvarez, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+passive%2C+in+situ%2C+integrative+sampler+for+hydrophilic+organic+contaminants+in+aquatic+environments%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Toxicol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments.</a> Environ. Toxicol. Chem. 23 (7), 1640-1648 (2004).</li>
<li>Vrana, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+sampling%3A+An+effective+method+for+monitoring+seasonal+and+spatial+variability+of+dissolved+hydrophobic+organic+contaminants+and+metals+in+the+Danube+river%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Pollut%22%5BJournal%5D)">Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river.</a> Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).</li>
<li>Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Occurrence+of+herbicides+and+pharmaceutical+and+personal+care+products+in+surface+water+and+groundwater+around+Liberty+Bay%2C+Puget+Sound%2C+Washington%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Environ.+Qual%22%5BJournal%5D)">Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington.</a> J. Environ. Qual. 39 (4), 1173-1180 (2010).</li>
<li>Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+and+human+health+risk+assessment+of+organic+micro-pollutants+occurring+in+a+Spanish+marine+fish+farm%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Pollut%22%5BJournal%5D)">Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm.</a> Environ. Pollut. 158 (5), 1809-1816 (2010).</li>
<li>Wille, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+quantification+of+pharmaceuticals+and+pesticides+in+passive+samplers+using+ultra+high+performance+liquid+chromatography+coupled+to+high+resolution+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chromatogr.+A%22%5BJournal%5D)">Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry.</a> J. Chromatogr. A. 1218 (51), 9162-9173 (2011).</li>
<li>Poulier, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimates+of+pesticide+concentrations+and+fluxes+in+two+rivers+of+an+extensive+French+multi-agricultural+watershed%3A+application+of+the+passive+sampling+strategy%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.+Pollut.+Res%22%5BJournal%5D)">Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy.</a> Environ. Sci. Pollut. Res. 22 (11), 8044-8057 (2015).</li>
<li>Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+in-situ+calibration+of+chemcatcher+passive+samplers+for+322+micropollutants+in+agricultural+and+urban+affected+rivers%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Res%22%5BJournal%5D)">Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers.</a> Water Res. 71, 306-317 (2015).</li>
<li>Petty, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+approach+for+assessment+of+water+quality+using+semipermeable+membrane+devices+%28SPMDs%29+and+bioindicator+tests%5BTitle%5D)+AND+%22Chemosphere%22%5BJournal%5D)">An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests.</a> Chemosphere. 41 (3), 311-321 (2000).</li>
<li>Metcalfe, C. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contaminants+in+the+coastal+karst+aquifer+system+along+the+Caribbean+coast+of+the+Yucatan+Peninsula%2C+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Pollut%22%5BJournal%5D)">Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico.</a> Environ. Pollut. 159 (4), 991-997 (2011).</li>
<li>Allan, I. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Field+performance+of+seven+passive+sampling+devices+for+monitoring+of+hydrophobic+substances%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances.</a> Environ. Sci. Technol. 43 (14), 5383-5390 (2009).</li>
<li>Vrana, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+sampling+techniques+for+monitoring+pollutants+in+water%5BTitle%5D)+AND+%22TrAC+-+Trend.+Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water.</a> TrAC - Trend. Anal. Chem. 24 (10), 845-868 (2005).</li>
<li>Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Passive+sampling+for+target+and+nontarget+analyses+of+moderately+polar+and+nonpolar+substances+in+water%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Toxicol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water.</a> Environ. Toxicol. Chem. 32 (8), 1718-1726 (2013).</li>
<li>Escher, B. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+contaminant+removal+of+reverse+osmosis+and+advanced+oxidation+in+full-scale+operation+by+combining+passive+sampling+with+chemical+analysis+and+bioanalytical+tools%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools.</a> Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).</li>
<li>Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combining+polar+organic+chemical+integrative+samplers+%28POCIS%29+with+toxicity+testing+to+evaluate+pesticide+mixture+effects+on+natural+phototrophic+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Pollut%22%5BJournal%5D)">Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms.</a> Environ. Pollut. 159 (3), 735-741 (2011).</li>
<li>Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+monitoring+of+hydrophobic+organic+contaminants%3A+The+case+of+mussels+versus+semipermeable+membrane+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices.</a> Environ. Sci. Technol. 40 (12), 3893-3900 (2006).</li>
<li>Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calibration+and+use+of+the+polar+organic+chemical+integrative+sampler-a+critical+review%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Toxicol.+Chem%22%5BJournal%5D)">Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review.</a> Environ. Toxicol. Chem. 31 (12), 2724-2738 (2012).</li>
<li>Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. an, Kotte, M., Smedes, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+the+effects+of+temperature+and+salinity+on+partitioning+of+hydrophobic+organic+chemicals+to+silicone+rubber+passive+samplers%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.+Technol%22%5BJournal%5D)">Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers.</a> Environ. Sci. Technol. 49 (11), 6791-6799 (2015).</li>
<li>Jansson, C., Kreuger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiresidue+analysis+of+95+pesticides+at+low+nanogram%2Fliter+levels+in+surface+waters+using+online+preconcentration+and+high+performance+liquid+chromatography%2Ftandem+mass+spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+AOAC+Int%22%5BJournal%5D)">Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry.</a> J. AOAC Int. 93 (6), 1732-1747 (2010).</li>
<li>Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+five+passive+sampling+devices+for+monitoring+of+pesticides+in+water%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chromatogr.+A%22%5BJournal%5D)">Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water.</a> J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).</li>
<li>Royston, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Approximating+the+Shapiro-Wilk+W-test+for+non-normality%5BTitle%5D)+AND+%22Stat.+Comput%22%5BJournal%5D)">Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality.</a> Stat. Comput. 2 (3), 117-119 (1992).</li>
<li>Gauthier, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detecting+trends+using+Spearman%27s+rank+correlation+coefficient%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Forensics%22%5BJournal%5D)">Detecting trends using Spearman's rank correlation coefficient.</a> Environ. Forensics. 2 (4), 359-362 (2001).</li>
<li>Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+calibration%2C+performance%2C+validation+and+applications+of+the+polar+organic+chemical+integrative+sampler+%28POCIS%29+in+aquatic+environments%5BTitle%5D)+AND+%22TrAC+-+Trend.+Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments.</a> TrAC - Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Water+Quality+-+Sampling+-+Part+23%3A+Guidance+on+Passive+Sampling+in+Surface+Waters%5BTitle%5D)+AND+%22ISO+5667-23%3A2011%22%5BJournal%5D)">Water Quality - Sampling - Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters.</a> ISO 5667-23:2011. , (2011).</li>
<li>Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+uptake+kinetics+and+sampling+rates+for+56+organic+micropollutants+using+%22pharmaceutical%22+POCIS%5BTitle%5D)+AND+%22Talanta%22%5BJournal%5D)">Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using "pharmaceutical" POCIS.</a> Talanta. 109, 61-73 (2013).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Para el control de calidad, como procedimiento estándar, espacios en blanco de laboratorio, los límites de detección (LOD), las recuperaciones, y la repetibilidad fueron examinados 23. Unos pesticidas fueron detectados en las muestras de blanco a niveles de concentración bajos. LD se establecieron como el valor del punto más bajo de la curva de calibración que cumpla con los criterios de una relación señal a ruido de 3. Los límites de detección promedio fueron de 8,0 pg absoluta se inyecta en la columna de ca...

Los pesticidas se introducen continuamente en el medio acuático y pueden suponer un riesgo para los organismos acuáticos 1. Control de los plaguicidas en el medio acuoso se realiza típicamente mediante toma de muestras puntuales, sin embargo, esta técnica de muestreo no tiene en cuenta plenamente las variaciones temporales en las concentraciones debido a las fluctuaciones en las entradas de flujo o esporádicos (por ejemplo, la precipitación, derrames de aguas negras combinadas, de liberación laguna de aguas residuales) 2 , 3. Por lo tanto, los métodos de monitoreo deben ser mejorados para una mejor estimación de los riesgos ambientales asociados a los plaguicidas. Muestreo pasivo permite la monitorización continua durante un período prolongado de tiempo con mínima infraestructura y las concentraciones de contaminantes de bajo 4,5. Muestreadores pasivos han demostrado ser una herramienta valiosa para el monitoreo del agua subterránea 6, el agua dulce 7-10, aguas residuales y aguas marinas 11 12. Además de los propósitos de monitoreo <sup&gt; 13,14, muestreadores pasivos también se han utilizado para el análisis no objetivo 15, las pruebas de toxicología 16,17, y como una alternativa a en sedimentos y biomonitorización 18. Muestreadores pasivos se acumulan productos químicos de forma continua a partir de agua y proporcionan el tiempo promedio ponderado (TWA) Las concentraciones 14. La absorción del contaminante depende de la frecuencia de muestreo (R S) y el coeficiente de reparto de muestras de agua pasiva (K PW), que depende del diseño pasivo de muestras, material de toma de muestras, las propiedades físico-químicas de los contaminantes y las condiciones ambientales (por ejemplo, agua turbulencia, temperatura) 13,14,19,20. El detallada de vídeo tiene como objetivo mostrar cómo calibrar y aplicar muestreadores pasivos de pesticidas en el agua. Los objetivos específicos incluyen i) llevar a cabo la preparación, extracción y análisis instrumental para 124 plaguicidas individuales utilizando cinco tipos diferentes de sampl pasivaERS, incluyendo caucho de silicona, polar muestreador integradora química orgánica (POCIS) -A, B-POCIS, SDB-RPS y C 18 de disco, ii) evaluar R S y K PW de los pesticidas en un estudio de la absorción de laboratorio, y iii) para demostrar cómo seleccionar el muestreador pasivo apropiada del compuesto diana de interés y la forma de calcular las concentraciones TWA para el respectivo muestreador pasivo. Los patrones de referencia y los dispositivos de muestreo pasivo, Compuestos de interés incluyen 124 legado y los pesticidas utilizados en la actualidad, incluyendo herbicidas, insecticidas y fungicidas (Tabla 1). Mezcla estándar interno (IS mezcla) incluido fenoprop (2,4,5-TP), clotianidina-D 3, etión y terbutilazina D-5. Otros productos químicos utilizados incluyen metanol (MeOH), acetonitrilo (ACN), acetona (ACE), diclorometano (DCM), ciclohexano (CH), acetato de etilo (EA), et petróleosu (PE), 2-propanol, solución de amoníaco al 25%, ácido acético (HAc) y ácido fórmico (FA). Cinco dispositivos de muestreo pasivo se caracterizaron diferentes, incluyendo caucho de silicona, POCIS-A y B-POCIS, SDB-RPS, y C 18 1,21 disco. Tabla 1. Tasa de muestreo de muestreo pasivo (R &#39;S, L día -1), los coeficientes de reparto de muestras de agua (K&#39; PW, L kg -1) y las ecuaciones (Ec.) Utilizados para el cálculo de concentraciones en muestras de campo para particulares pesticidas a. (Reimpresión de la revista Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Caracterización de cinco dispositivos de muestreo pasivo para el monitoreo de plaguicidas en el agua, 1-11, Derechos de Autor (2015), con permiso de Elsevier .) 22 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54053/Table_1.xlsx" target="_blank">Haga clic aquí para descargar este archivo.</a>

<table><tbody><tr><td>Metanol</td><td>Merck Millipore</td><td>1.06035.2500</td><td></td></tr><tr><td>Acetonitrilo</td><td>Merck Millipore</td><td>1.00029.2500&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Acetona</td><td>Merck Millipore</td><td>1.00012.2500</td><td></td></tr><tr><td>2-propanol</td><td>Merck Millipore</td><td>1.00272.2500</td><td></td></tr><tr><td>Diclorometano</td><td>Merck Millipore</td><td>1.06054.2500</td><td></td></tr><tr><td>Amoníaco</td><td>Merck Millipore</td><td>1.05428.1000</td><td>Pureza 25%</td></tr><tr><td>Ácido fórmico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>94318-50ML-F</td><td>Pureza ~98%</td></tr><tr><td>Etilo acetato&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>31063-2.5L</td><td>para el análisis de residuos de plaguicidas</td></tr><tr><td>Éter de petróleo&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>34491-4X2.5L</td><td>para el análisis de residuos de plaguicidas</td></tr><tr><td>Ácido acético&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320099-500ML</td><td>Pureza &ge; 99.7%</td></tr><tr><td>Ciclohexano&nbsp;</td><td>Fisher Chemicals</td><td>C/8933/17</td><td>para el análisis de residuos</td></tr><tr><td>Tubo SPE de polipropileno vacío con fritas de PE, 20 &mu; m porosidad, volumen 6&nbsp; ml</td><td>Supelco</td><td>57026</td><td></td></tr><tr><td>Discos Empore SPE, C18, diámetro 47&nbsp; mm</td><td>Supelco</td><td>66883-U</td><td>Muestreador pasivo</td></tr><tr><td>Empore SPE Disks, SDB-RPS (sulfonato de fase reversa), diámetro 47&nbsp; mm</td><td>Supelco</td><td>66886-U&nbsp;</td><td>Muestreador pasivo</td></tr><tr><td>POCIS-A&nbsp;</td><td>EST</td><td>POCIS-HLB</td><td>Muestreador pasivo</td></tr><tr><td>POCIS-B</td><td>EST</td><td>POCIS-Plaguicida&nbsp;</td><td>Muestreador pasivo</td></tr><tr><td>Membranas de polietersulfona (PES)</td><td>EST</td><td>PES</td><td></td></tr><tr><td>Lámina de caucho de silicona</td><td>Altec</td><td>03-65-4516</td><td>Muestreador pasivo</td></tr><tr><td>Agilent 5975C</td><td>Agilent Technologies</td><td>5975C</td><td>GC-MS</td></tr><tr><td>HP-5MS UI</td><td>J& W Scientific</td><td>HP-5MS</td><td>Columna analítica para GC-MS</td></tr><tr><td>Agilent 6460</td><td>Agilent Technologies</td><td>6460</td><td>HPLC-MS/MS</td></tr><tr><td>Strata C18&ndash; E, 20 x 2 mm de diámetro interior y 20 &ndash; 25 &mu; m tamaño de partícula</td><td>Phenomenex</td><td>Strata C18&ndash; E Columna</td><td>SPE en línea para LC-MS/MS</td></tr><tr><td>Strata X, 20 x 2 mm id y 20&ndash; 25 &mu; m tamaño de partícula</td><td>Phenomenex</td><td>Strata X</td><td>Online Columna SPE para LC-MS/MS</td></tr><tr><td>Zorbax Eclipse Plus C18</td><td>Agilent Technologies</td><td>Zorbax Eclipse Plus C18</td><td>Columna analítica para LC-MS/MS</td></tr><tr><td>Separador de fase Isolute, 25 ml</td><td>Biotage</td><td>120-1907-E</td><td></td></tr><tr><td>Remache ciego de acero inoxidable, 3.2x10&nbsp; mm</td><td>Ejot & Avdel</td><td>951222</td><td></td></tr></tbody></table>

caracterización y aplicación de muestreadores pasivos para la vigilancia de plaguicidas en el agua

Characterization and Application of Passive Samplers for Monitoring of Pesticides in Water

Cinco diferentes muestreadores pasivos de agua fueron calibrados bajo condiciones de laboratorio para la medición de 124 legado y los pesticidas usados ​​actuales. Este estudio proporciona un protocolo para la preparación muestreador pasivo, calibración, el método de extracción y análisis instrumental. Frecuencias de muestreo (R S) y los coeficientes de reparto de muestras de agua pasivos (K PW) se calcularon para caucho de silicona, polar integradora química orgánica muestreador POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS y el disco C18. La absorción de los compuestos seleccionados depende de sus propiedades fisicoquímicas, es decir, caucho de silicona mostró un mejor absorción de los compuestos más hidrófobos (log coeficiente de reparto octanol-agua (K OW)&gt; 5,3), mientras que POCIS-A, POCIS-B y SDB- RPS disco eran más adecuados para los compuestos hidrófilos (log K OW &lt;0,70).

Cinco técnicas de muestreo pasivo, se compararon diferentes para la captación de 124 legado y los pesticidas usados ​​actuales, incluyendo caucho de silicona (Figura 1), y POCIS A, B POCIS, SDB-RPS y C 18 de disco (Figura 2). El rendimiento del método de extracción y análisis instrumental se optimizó. El resultado de los experimentos de absorción de laboratorio se puede utilizar para calcular &#39;S y log K&#39; <e...

Se presenta un protocolo sobre la caracterización y aplicación de cinco dispositivos de muestreo pasivo diferentes.

Caracterización y Aplicación de muestreadores pasivos para la vigilancia de plaguicidas en el agua

Five different water passive samplers were calibrated under laboratory conditions for measurement of 124 legacy and current used pesticides. This study ...

El objetivo general de este procedimiento es demostrar la preparación, extracción y análisis de pesticidas utilizando cinco dispositivos diferentes de muestreo pasivo, y mostrar cómo calibrarlos en el laboratorio para su aplicación en campo. El muestreo pasivo es una herramienta prometedora para responder rápidamente preguntas sobre la medición de pesticidas, de forma continua y a concentraciones bajas, con el fin de mejorar, por ejemplo, las evaluaciones del riesgo ambiental. La principal ventaja del muestreo pasivo es que constituye un método sencillo de integración temporal para medir una amplia gama de pesticidas en ambientes acuosos.Este método es una herramienta valiosa para el monitoreo de pesticidas en el agua. También puede utilizarse para analizadores no dirigidos, pruebas de toxicidad y como una alternativa al monitoreo de sedimentos y biomonitoreo. Tras seguir este procedimiento, se pueden calcular las tasas de muestreo y los coeficientes de partición agua-muestreador pasivo basados en el perfil de absorción de pesticidas individuales.Corte láminas de caucho de silicona en tiras de 2,5 milímetros por 600 milímetros y de 2,5 milímetros por 214 milímetros utilizando un cortador de acero inoxidable. Conéctelas usando un remache ciego de acero inoxidable con una pistola de remaches para obtener un tamaño total de la tira del muestreador de 2,5 milímetros por 914 milímetros. Después de limpiar los cauchos de silicona mediante extracción con extractor, como se describe en el protocolo del texto, sujete una tira de caucho de silicona a un soporte de muestreador tipo araña de acero inoxidable envolviendo la tira de caucho de silicona alrededor de las varillas del soporte.Sujete cada extremo de la tira de caucho de silicona a una varilla del soporte, formando un lazo en el extremo de la tira de caucho de silicona. Para POCIS A, coloque 220 miligramos de sorbente HLB a granel entre 2 membranas cuadradas de PES de 9,0 centímetros por 9,0 centímetros. Para POCIS B, coloque 220 miligramos de una mezcla de sorbente entre dos membranas de PES.Comprima manualmente el sorbente y las dos membranas de PES entre dos anillos de acero inoxidable, y fíjelos a un soporte de muestra de acero inoxidable. A continuación, coloque los discos SDBRPC y C18 entre dos membranas de PES. De manera similar, comprima manualmente los discos y las dos membranas de PES entre dos anillos de acero inoxidable y fíjelos a un soporte de muestra de acero inoxidable.Llene los tres tanques con agua natural. Realice todos los experimentos a una temperatura constante del agua y en condiciones de turbulencia utilizando dos bombas eléctricas conectadas a la pared del tanque en cada lado. Además, realice los experimentos en la oscuridad para minimizar el efecto de la fotodegradación.A continuación, agregue a cada recipiente de vidrio una mezcla patrón de pesticidas que contiene 124 pesticidas utilizando una jeringa de vidrio. Realice el estudio de absorción en recipientes de vidrio rectangulares de 95 litros. Asigne el tanque uno para hule de silicona, el tanque dos para POCIS A, POCIS B y el tanque tres para el disco SDB-RPS y el disco C18.Retire manualmente los muestreadores pasivos de los tanques a intervalos de tiempo de 5, 11, 20 y 26 días para determinar las tasas de muestreo de los pesticidas. Además, supervise las concentraciones de los pesticidas en cada tanque recolectando muestras de agua de 100 mililitros el día 0, 5, 11, 20 y 26. Antes de la extracción, seque la tira de caucho de silicona bajo una corriente de gas nitrógeno de alta pureza.Para el análisis por cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas, realice la extracción sólido-líquido mediante extracción Soxhlet. Después de colocar el caucho de silicona en el extractor Soxhlet, añada 250 mililitros de éter de petróleo y acetona, y 3 piedras de ebullición al matraz de fondo redondo. Adicione 100 microlitros de una mezcla de estándar interno al caucho de silicona utilizando una pipeta.Luego, agregue 50 mililitros de acetona de petróleo al extractor Soxhlet. Encienda el calentador y realice la extracción Soxhlet durante 19 horas, luego apague el calentador. Concentre los extractos mediante evaporación rotatoria seguida de un secado suave con nitrógeno hasta un mililitro.Cambie el disolvente a una mezcla de 90 a 10 de ciclohexano a acetona agregando tres veces 1 mililitro de acetona en ciclohexano durante la evaporación con nitrógeno hasta 1 mililitro. Para el análisis por cromatografía líquida con espectrometría de masas en tándem, se extrae el caucho de silicona con 300 mililitros de metanol. Cambie el disolvente a acetonitrilo agregando un mililitro de acetonitrilo durante la evaporación con nitrógeno hasta un mililitro.Abra cuidadosamente el muestreador POCIS y transfiera el sorbente con agua ultra pura utilizando un embudo a un cartucho de extracción en fase sólida de polipropileno vacío y previamente limpiado, que contenga dos tamices de polietileno. Seque el sorbente al vacío para eliminar el agua. Antes de la elución, agregue 100 microlitros de una mezcla de estándar interno al sorbente utilizando una pipeta.Eluir los cartuchos POCIS A y POCIS B utilizando 1,5 mililitros de metanol seguidos de 8 mililitros de diclorometano al 80-20 % en metanol para el análisis por LC-MS/MS. Concentrar los extractos hasta 1 mililitro mediante evaporación suave con nitrógeno antes de intercambiar el disolvente a acetonitrilo, añadiendo 1 mililitro de acetonitrilo durante la evaporación con nitrógeno hasta 1 mililitro. Para el análisis por cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas, se eluyen los POCIS A y B utilizando 5 mililitros de acetato de etilo, y se intercambia el disolvente a una mezcla de ciclohexano al 90-10 % en acetona mediante la adición de 3 veces 1 mililitro de ciclohexano en acetona durante la evaporación con nitrógeno hasta 1 mililitro.Transfiera discos individuales de SDB-RPS y C18 a un vaso de precipitados de vidrio y séquelos bajo gas nitrógeno. Añada 100 microlitros de una mezcla de estándar interno a los discos utilizando una pipeta. Somete los discos a sonicación dos veces en un vaso de precipitados de vidrio a temperatura ambiente.Primero con cinco mililitros de acetato de etilo durante diez minutos y luego con tres mililitros de acetato de etilo durante diez minutos. Transfiera ambos extractos a un mismo tubo de vidrio antes de concentrarlos hasta dos mililitros mediante evaporación suave con nitrógeno. Divida las muestras en dos fracciones de un mililitro para análisis por GC-MS y LC-MS/MS.En una fracción, concentre los extractos hasta 0,5 mililitros mediante evaporación suave con nitrógeno y luego cambie el disolvente a ciclohexano y acetona para el análisis por GCMS. Para el análisis por LCMSMS, concentre los extractos hasta 0,5 mililitros mediante evaporación suave con nitrógeno y cambie el disolvente a acetonitrilo. Aquí se muestran resultados ejemplares de la absorción de acetamiprid en caucho de silicona en nanogramos, que muestran una absorción lineal desde el día 0 hasta el día 20 y luego una absorción curvilínea desde el día 20 hasta el día 26.Este gráfico muestra resultados ejemplares de la absorción de dimetoato en caucho de silicona en nanogramos. Se observa una absorción lineal desde el día 0 hasta el día 10, seguida de un equilibrio después del día 10. Los cinco muestreadores pasivos evaluados fueron capaces de acumular pesticidas con una amplia gama de coeficientes de partición octanol-agua diferentes, lo que demuestra que el caucho de silicona es más adecuado para compuestos hidrófobos, mientras que los compuestos más polares fueron mejor absorbidos por el disco POCIS A, POCIS B y SDB-RPS.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo preparar, extraer y analizar pesticidas utilizando cinco dispositivos diferentes de muestreo pasivo y cómo calibrarlos en el laboratorio. Al intentar este procedimiento, es importante recordar que este estudio se realizó bajo condiciones estáticas, mientras que futuros estudios de absorción deberían considerar el uso de exposición continua o de calibración. El uso de compuestos de desempeño, que se añaden al muestreador pasivo antes de su colocación, puede emplearse para calcular las tasas de muestreo n-cero y permitir estimaciones más precisas de la concentración promedio en el tiempo.Por favor, no olvide que trabajar con disolventes orgánicos, ácidos y bases puede ser extremadamente peligroso, y se deben tomar precauciones como usar bata de laboratorio, guantes y protección ocular al realizar este procedimiento.

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