Name: Un Enfoque para Mejorar la alineación y la mielinización de las neuronas del ganglio de la raíz dorsal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 48 s
Description: Aprende a mejorar la alineación axonal y la mielinización de neuronas del ganglio de la raíz dorsal mediante un sistema de cultivo estático preestirado con células de Schwann.

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Los autores desean agradecer a Eric Vasco por su ayuda en la preparación de los sustratos de PDMS, el Dr. Wang Shiyong en el laboratorio del Dr. Mata Marina de la Universidad de Michigan para sugerencias y la formación del aislamiento DRG votos, y el Dr. Mark Tuszynski y el Dr. . W. Marie Campana en UC San Diego por sus útiles sugerencias y protocolo para el aislamiento SC. Este estudio fue apoyado en parte por la National Science Foundation (CBET 0941055 y 1510895 EBNC), el Instituto Nacional de Salud (R21CA176854, R01GM089866, y R01EB014986).

Todos los procedimientos para el aislamiento de las células fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la Universidad del Estado de Michigan. 1. Preparación de pre-estirado superficial anisotrópico <ol><li> Mezclar un 10: 1 solución de base y agente de curado y se vierte la mezcla en una placa de cultivo tisular (12 cm de diámetro). Utilice 4,900 mg de base y 490 mg de agente de curado de la mezcla total de reticulación. </li><li> Mantener la mezcla de gel a vacío durante 20 min para eliminar las burbujas de aire. </li><li> Colocar la mezcla de gel en el horno para el curado durante la noche a 60 ° C. </li><li> Después de que los curas de membrana de PDMS, tratar la superficie con plasma de oxígeno usando un sistema de limpieza / ataque con plasma durante 3 minutos a 165 mTorr y 65 sccm flujo de O2. </li><li> Cortar un trozo de membrana rectangular (5 x 3,5 cm) desde el plato, mientras que ser consciente de qué lado está tratado con oxígeno, asegúrese de que el lado tratado con oxígeno esté orientada hacia arriba y fijar sobre un marco de estiramiento. Coloque el marco en una<html> estiramiento etapa y de manera uniforme estirar girando la perilla en el escenario hasta que llega a 10% de alargamiento (o algún otro tramo predeterminado; el alargamiento se puede leer directamente desde la etapa de estiramiento) en el eje más largo 9. Fijar el tramo apretando los tornillos en el marco. </li><li> Retire el marco de la etapa. Asegúrese de que la superficie de la membrana esté seca y libre de polvo, a continuación, colocar una cámara de silicona sobre la membrana que permite el lado pegajoso de la cámara para fijar firmemente a la membrana. Nota: La cámara de silicona proporciona un pozo para retener el medio de células en la membrana de PDMS. El diseño del dispositivo se muestra en la Figura 1. </li><li> Esterilizar la superficie con UV durante 10 min. </li><li> Añadir 1 ml de poli-L-lisina (PLL) (0,01% en solución salina tamponada con fosfato) a la superficie de PDMS dentro de la cámara, dentro de 6 h de tratamiento con plasma y se incuba durante 2 horas a 37 ° C antes de la siembra de las neuronas DRG. Esto mejora la unión celular. </li></ol>Le &quot;&gt; 2. El aislamiento de DRG <ol><li> Preparar medio de crecimiento estándar para las neuronas DRG. </li><li> Antes de la aislamiento, autoclave el equipo de aislamiento y los reactivos de filtro. Añadir 5 ml de tampón de aislamiento en un pocillo de una placa de 6 pocillos, y se coloca la placa en hielo. Preparar 10 ml de medio de disociación mediante la adición de 1 ml de colagenasa A (500 U / ml) a 9 ml de 0,05% de tripsina-EDTA (1 mg / ml), filtrar las soluciones con un filtro de 0,22 micras y el lugar en el hielo. </li><li> Utilice diez a doce de 5 - 7 días de edad ratas Sprague-Dawley para el aislamiento. Pulverizar las crías, con un 75% de isopropanol, y el sacrificio por decapitación. </li><li> Cortar la piel que recubre la médula espinal de la parte posterior y eliminar cualquier exceso de tejido alrededor de la columna vertebral. Bajo una lupa quirúrgica con las luces del punto quirúrgicas en, hacer la primera incisión en el cuello y luego un corte a lo largo de la columna vertebral en ambos lados con unas tijeras. Separar la espina dorsal del cuerpo de los cachorros y eliminar el exceso de músculos. A continuación, utilice unas tijeras para cortar a lo largo de la long eje de las pinzas de la columna vertebral y utilizar para abrir completamente la columna vertebral y extraer la médula cord.Remove la punta de una pipeta para crear una abertura más grande para la transferencia de los GRD con tampón de aislamiento en un tubo estéril de 15 ml. </li><li> El uso de un buen par de pinzas, extraer el ganglio del bolsillo hueso y recoger aproximadamente 10-16 DRG de ambos lados. Recortar las raíces nerviosas y la transferencia de los ganglios al tampón de aislamiento enfriado con hielo. </li><li> Retire la punta de una pipeta para crear una abertura más grande para la transferencia de los GRD con tampón de aislamiento en un tubo estéril de 15 ml. Después de la disociación química, centrifugar los ganglios a 900 xg y 4 ° C durante 5 min. </li><li> Deje que los tejidos se depositan en el fondo del tubo y suavemente retire el tampón de aislamiento en la parte superior y añadir 10 ml de medio de disociación en el tubo. </li><li> Incubar los tejidos disecados en el medio de disociación en un baño de agua a 37 ° durante 1 hora mientras se agitaba el tubo de cada 5 a 10 min. </li><li> Despuésla disociación química, centrifugar los ganglios a 900 xg y 4 ° C durante 5 min. </li><li> Eliminar el sobrenadante y resuspender el precipitado en 10 ml de medio de crecimiento estándar y de vórtice. </li><li> Centrifugar las células disociadas como se indica en la sección 2.9, una vez más. </li><li> Eliminar el sobrenadante, volver a suspender el sedimento en 12 ml de medio de crecimiento estándar y vórtice. </li></ol> 3. Cultura de DRG en pre-estirada de superficie <ol><li> Antes de sembrar las células, eliminar las soluciones de PLL de la cámara y enjuagar la superficie de PDMS con agua estéril y secar al aire. </li><li> Después de volver a suspender las células, permitir que el conjunto de suspensión para 1-2 min para permitir que los desechos se deposite en el fondo del tubo. Añadir 1,5 ml de suspensión celular en cada cámara de estiramiento y se incuba a 37 ° C en 5% de CO 2. </li><li> Para eliminar las células gliales, en el día 1 in vitro (DIV), añadir 10 l (15 l) o mezcla de fluoro-2-desoxi uridina y uridina (FDU-T) stock solutien (Véase la Tabla de Materiales) a cada pocillo. Después de 7 h, reemplazar este medio con medio de crecimiento estándar fresco y colocar el dispositivo de cultivo pre-estirado en una incubadora de 37 ° C con 5% de CO 2. </li><li> Durante el período de cultivo celular (2 - 3 semanas), cambiar los medios de comunicación cada dos días, reemplazando la mitad del medio gastado con medio fresco. Nota: Después de cultivar en las superficies estiradas y no estiradas para 2 semanas, SCs purificados se añaden a la cámara y se cultivaron durante otra semana (paso 4.7). </li></ol> 4. Co-cultivo de células de Schwann (SCS) con DRG neuronas en la pre-estirada de superficie <ol><li> Aislar las SC como se describe anteriormente por el grupo del Dr. 15 Campana. <ol><li> En resumen, aislar el SC de un cachorro de 1 día. Recoger y disociar los nervios ciáticos tanto química (tripsina-EDTA y colagenasa A) y mecánicamente (calibre 18 agujas / jeringas de 10 ml) 15. </li><li> Sembrar las células disociadas en poli-D-lisina (PDL) coado matraz T25 y el cultivo a 37 ° C en 5% de CO 2. En el día 5, purificar las células a través de la selección de anticuerpos utilizando anti-Thy 1.1 anticuerpo y complemento de conejo y el subcultivo de las células purificadas a paso 2 - 4. medio Uso de cultivo que contiene medio Eagle modificado de Dulbecco (DMEM), 10% de suero bovino fetal (FBS) , 1% penicilina / estreptomicina (Penn / Strep), 21 mg / ml bovina pituitaria extracto (BPE), y 4 M forskolina. </li></ol></li><li> Retire el medio de cultivo de las castas, y añadir 5 ml de 0,05% tripsina-EDTA en el matraz. Se incuban las células a 37 ° C en 5% de CO2 durante 2 a 3 min. </li><li> Verificar si las células bajo el microscopio óptico utilizando un objetivo 10X para ver si se levantan del matraz, a continuación, añadir 5 ml de medio de cultivo y se mezcla con las células en el matraz. </li><li> Añadir la suspensión celular a un tubo de centrífuga de 15 ml y centrifugar a 200 xg y 20 ° C durante 5 min. </li><li> Eliminar el sobrenadante y resuspender el precipitado en 7 ml de medicina de crecimiento estándar DRGI a. </li><li> Tomar 10 l de suspensión de células en un tubo de microcentrífuga de 0,5 ml, se mezcla con 10 l de azul de tripano, y luego contar el número de células utilizando un hemocitómetro bajo un microscopio óptico utilizando un objetivo 10X. Se diluye la suspensión celular a 5.000 células por ml mediante la adición de medio de crecimiento DRG. </li><li> Retirar 0,5 ml de medio del cultivo de DRG en la cámara de estirado y añadir 0,5 ml de la suspensión SC a la cultura DRG. </li><li> Cultivar las células durante 1 semana a 37 ° C y 5% de CO 2. Cambiar los medios de comunicación cada dos días mediante la sustitución de la mitad del medio gastado con medio de crecimiento estándar fresco para la DRG. Después de 1 semana de co-cultivo, proceso de las células mediante técnicas de inmunohistoquímica 10. </li></ol>

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<li>Moore, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple-channel+scaffolds+to+promote+spinal+cord+axon+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Multiple-channel scaffolds to promote spinal cord axon regeneration.</a> Biomaterials. 27, 419-429 (2006).</li>
<li>Clarke, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micropatterned+methacrylate+polymers+direct+spiral+ganglion+neurite+and+Schwann+cell+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Res%22%5BJournal%5D)">Micropatterned methacrylate polymers direct spiral ganglion neurite and Schwann cell growth.</a> Hearing Res. 278, 96-105 (2011).</li>
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</ol>

Los autores no tienen ningún conflicto de intereses que revelar.

Para inducir la alineación axón en la superficie pre-estirado, hay dos pasos críticos: 1) la membrana de PDMS debe ser plana y de un espesor homogéneo; y 2) las células gliales se deben retirar de la DRG. Después de mezclar el PDMS y agente de reticulación y curado en un horno, el gel reticulado PDMS debe mantenerse en la cima de banco plano y manejarla con cuidado para evitar cualquier inclinación. El tratamiento con plasma de oxígeno de la membrana de PDMS se debe seguir dentro de 6 h por recubrimiento de PLL, ya que ...

En las lesiones nerviosas, los muñones proximal y distal del nervio a menudo no pueden realineación directa de fascículos nerviosos debido a la zona de la lesión 1-2. Normalmente, los tractos de axones se componen de haces altamente ordenados y alineados de los axones, que forman redes complejas de conectividad. Sin embargo, la regeneración nerviosa es un proceso caótico debido a la alineación del axón mal organizada 3-4. Por lo tanto, para generar un número suficiente de regeneración de los axones que unen el sitio de la lesión, es necesario para inducir la alineación axonal bien organizado. Además, desmielinización acompaña a lesiones del nervio debido a la muerte de las células mielinizantes en el sitio de la lesión. Desde desmielinización deteriora fuertemente la capacidad conductora de sobrevivir a los axones, los tratamientos dirigidos desmielinización o promueven la remielinización son significativos para la recuperación funcional tras la lesión del nervio 5. Así, el objetivo de este protocolo es ilustrar un enfoque de ingeniería que se ocupa de estas dos cuestionesde la regeneración nerviosa. Anisotropía de superficie, que se define como la diferencia, cuando se mide a lo largo de diferentes ejes, en las propiedades físicas o mecánicas de un material, se ha aplicado a influir en la alineación celular, el crecimiento y la migración 6-7. Además de la topografía, hay otros métodos para inducir anisotropía. Anteriormente, se investigó la anisotropía inducida por la superficie mecánica de pre-estiramiento estático de membrana de poli-dimetil-siloxano (PDMS). La teoría de la &quot;pequeña súper deformación impuesta a gran&quot; predijo que la rigidez efectiva de las células sentido en la dirección estirada difiere de la dirección perpendicular, y esta diferencia en la rigidez efectiva se debe a la anisotropía 8 la superficie. Las células madre mesenquimales (MSCs) cultivadas en una membrana de pre-estirado PDMS son capaces de detectar la anisotropía tirando activamente la superficie y, como resultado, alinear en la dirección de pre-estirado 9. Del mismo modo, un ar superficie anisotrópicaising de una superficie pre-estirado mecánico afecta a la alineación, así como el crecimiento y la mielinización de ganglio de la raíz dorsal (DRG) axones 10. Aquí proporcionamos un protocolo para la inducción de la anisotropía de superficie sobre un sustrato pre-estirado estática PDMS para mejorar la regeneración de axones 10. A fin de obtener la alineación del axón, características topológicas con patrones deseados, reportado por brindar orientación contacto a través de las fibras y los canales 6,11-12 alineados, se demostró para facilitar la alineación axón 11,13. Sin embargo, informó técnicas para la inducción de la alineación del axón a través de características topológicas, tales como fibras, los canales y los patrones, no fueron capaces de alargar y aumentar el grosor de los axones. Por el contrario, gradual estiramiento mecánico llevó a alineación axón en la dirección de estiramiento con axones más largos y más gruesos que el aumento de la magnitud del tramo 14. Sin embargo, la incorporación de un dispositivo de motor alimentado in vivo no esfactible. En contraste, la anisotropía inducida por el pre-estirado estática es menos complicado y se puede incorporar más fácilmente en los futuros diseños de andamios para aplicaciones in vivo. En este protocolo, un sistema de cultivo de células pre-estirado estático se utiliza para inducir anisotropía superficie sin características topológicas. El sistema de cultivo pre-estirado se compone de una membrana de PDMS, un marco estirable y una etapa de estiramiento, después de lo cual la membrana se fija sobre el marco y una magnitud tramo predeterminado se aplica en la etapa de estiramiento. recién aisladas DRG neuronas cultivadas en la superficie pre-estirado hasta por 21 días son monitoreados para la alineación del axón y grosor. Posteriormente, las células de Schwann (SC) co-cultivadas con los axones alineados están supervisados ​​por la mielinización. Mediante la incorporación inducida de pre-estirado anisotropía superficie hemos sido capaces de mejorar la alineación de células-diferenciación y axón alineación-crecimiento de MSCs y las neuronas DRG 9-10, respectivamente.

<table><tbody><tr><td>Neurobasal Medio 1x</td><td>GibcoBRL</td><td>21103-049</td><td></td></tr><tr><td>B27 Suplemento 50x</td><td>GibcoBRL</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>Glutamax-I 100x</td><td>GibcoBRL</td><td>35050-061</td><td></td></tr><tr><td>Albumax-I</td><td>GibcoBRL</td><td>11020-021</td><td></td></tr><tr><td>Factor de Crecimiento Nervioso-7S</td><td>Invitrogen</td><td>13290-010</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina-estreptomicina</td><td>GibcoBRL</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>0.05% Tripsina-EDTA/1 mM EDTA</td><td>GibcoBRL</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-Lisina</td><td>Trevigen</td><td><a href="http://www.trevigen.com/item/2/7/64/220/Cultrex_PolyLLysine/">3438-100-01</a></td><td></td></tr><tr><td>Poly-D-Lisina</td><td>Sigma</td><td>p-6407</td><td></td></tr><tr><td>Fluoro-2 desoxi-uridina</td><td>Sigma</td><td>F0503</td><td></td></tr><tr><td>Uridine</td><td>Sigma</td><td>U3003</td><td></td></tr><tr><td>Hank' s Solución salina equilibrada (HBSS)</td><td>Invitrogen</td><td>14170-112</td><td>Tampón de aislamiento</td></tr><tr><td>Tipo I colagenasa</td><td>Worthington</td><td>LS004196</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>11885</td><td></td>Hicono</tr> de <tr><td>suero bovino fetal inactivado por calor</td><td></td><td>SH30080.03</td><td></td></tr><tr><td>BPE</td><td>Clonetics</td><td>CC-4009</td><td></td></tr><tr><td>Forskolin</td><td>Calbiochem</td><td>344270</td><td></td></tr><tr><td>Cámara de silicona</td><td>Greiner bio-one</td><td>FlexiPERM ConA</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de limpieza/grabado por plasma</td><td>March Instruments</td><td>PX-250</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Thy 1.1 anticuerpo</td><td>Sigma- Aldrich</td><td>M7898</td><td></td></tr><tr><td>Complemento de conejo</td><td>Sigma- Aldrich</td><td>S-7764</td><td></td></tr><tr><td>Medio</td><td></td><td></td> <td>de crecimiento estándarPara 500 ml de Medio Neurobasal 1x, agregue 10 ml de B-27 50x, 5 ml de Glutamax-I 100x, 2,5 ml de Penicilina/Estreptomicina (Penn/Strep), 1 ml de Albumax-I, y 1 &mu; l de NGF-- 7S (50 &mu; g/ml).</td></tr><tr><td>FDU Solución</td><td></td><td></td> madre de uridina <td>FDU 100 mg en 10 ml de ddH2O (10 mg/ml), filtro en la campana y dividido en 500 &mu; l alícuotas y almacenar a -20 &ordm;C. Uridina 5 g en 166,7 ml de ddH2O (33 mg/ml), filtro en capucha, dividir en 200 &mu; l alícuotas y almacenar a -20 &ordm;C.
Toma 61.5 &mu; l de FDU (10 mg/ml) y 20,5 &mu; l de uridina (33 mg/ml), y añadir 4.918 &mu; l de ddH2O hasta una concentración final de existencias, luego dividir en alícuotas de 1 ml y almacenar a -20 &ordm;C.</td></tr></tbody></table>

un enfoque para mejorar la alineación y la mielinización de las neuronas del ganglio de la raíz dorsal

An Approach to Enhance Alignment and Myelination of Dorsal Root Ganglion Neurons

La regeneración de axones es un proceso caótico debido en gran parte a la alineación desorganizada de los axones. Por lo tanto, para que un número suficiente de axones regenerados puentee el sitio de la lesión, se requiere una alineación axonal adecuadamente organizada. Dado que la desmielinización después de una lesión nerviosa afecta fuertemente la capacidad conductora de los axones supervivientes, la remielinización es fundamental para el funcionamiento exitoso de los nervios regenerados. Anteriormente, demostramos que las células madre mesenquimales (MSC) alineadas en una superficie anisotrópica inducida por preestiramiento porque las células pueden detectar una rigidez efectiva mayor en la dirección estirada que en la perpendicular. También demostramos que una superficie anisotrópica que surge de una superficie mecánica preestirada afecta de manera similar a la alineación, así como al crecimiento y mielinización de los axones. Aquí, proporcionamos un protocolo detallado para la preparación de una superficie anisotrópica preestirada, el aislamiento y cultivo de neuronas del ganglio de la raíz dorsal (DRG) en una superficie preestirada, y mostramos el comportamiento de mielinización de un cocultivo de neuronas DRG con células de Schwann (SC) en una superficie preestirada.

El sistema de cultivo celular pre-estirada promovido DRG alineación axón 10. DRG neuronas se cultivaron sobre superficies pre-estiradas y sin estirar durante 12 días. Los axones fueron teñidos para β-III-tubulina para demostrar su alineación. La Figura 2 compara la orientación axón en el PDMS pre-estirados y sin estirar sustratos después de 12 días de cultivo. Los axones DRG alineados paralelamente a la dirección de estirado, mientras que mostraron alineación ...

Este protocolo describe el aislamiento de neuronas del ganglio de la raíz dorsal (DRG) aisladas de ratas y el cultivo de neuronas DRG en un sistema de cultivo celular estático preestirado para mejorar la alineación de los axones, con el posterior cocultivo de células de Schwann (SC) para promover la mielinización.

Un Enfoque para Mejorar la alineación y la mielinización de las neuronas del ganglio de la raíz dorsal

Axon regeneration is a chaotic process due largely to unorganized axon alignment. Therefore, in order for a sufficient number of regenerated axons to ...

El objetivo general de este protocolo es mejorar la alineación de los axones y la mielinización de las neuronas del ganglio de la raíz dorsal utilizando un sistema de cultivo celular estático y previamente estirado. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la ingeniería de tejidos nerviosos, como la alineación de los axones y el crecimiento del grosor. La principal ventaja de esta técnica es que el método previamente estirado no solo mejora la alineación de los axones, sino que también promueve la mielinización.Para comenzar este procedimiento, vierta la mezcla de la base y el agente de curado en una placa de cultivo de tejidos. Mantenga la mezcla de gel bajo vacío durante 20 minutos para eliminar las burbujas de aire. Luego, coloque la mezcla de gel en el horno a 60 grados Celsius para un curado nocturno.Después de que la membrana de PDMS haya curado, trate la superficie con plasma de oxígeno en el sistema de limpieza y grabado por plasma durante tres minutos. Posteriormente, corte un trozo de membrana rectangular del recipiente. Fíjela sobre un marco de estiramiento con el lado tratado con oxígeno hacia arriba.Luego, coloque el marco sobre una plataform

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

A continuación se describe la técnica de preparación y mantenimiento de cámaras de compartimentos de las neuronas sensoriales de cultivo de los ganglios de la raíz dorsal.

Preparación y mantenimiento de las neuronas dorsales ganglios de raíz en las culturas con compartimientos

Estudio genético de la regeneración axonal en neuronas cultivadas de Adultos ganglio de la raíz dorsal

El video demuestra el co-cultivo de neuronas del ganglio de la raíz dorsal (DRG) con células de Schwann. Las neuronas DRG crecen primero en una membrana preestirada para el crecimiento de axones alineados. A continuación, se introducen las células de Schwann, que se adhieren a los axones, aislándolos y promoviendo la supervivencia y la función de las células neuronales.

Cocultivo de células de Schwann con neuronas DRG en una membrana preestirada

Este video muestra un protocolo para enriquecer cultivos neuronales de ganglios de raíz dorsal mediante inmunopanning, mejorando así su pureza y utilidad para la investigación neurológica.

Enriquecimiento neuronal de los ganglios de la raíz dorsal mediante inmunopanning

Este video muestra el modelo de coculturación de un explante de ganglio de raíz dorsal y células de Schwann. En condiciones de cocultivo, el ácido ascórbico promueve la diferenciación de las células de Schwann en formas mielinizantes. Las células de Schwann mielinizantes envuelven los axones varias veces para crear una vaina de mielina, que es esencial para la función nerviosa.

Co-cultivo de un explante de ganglios de raíz dorsal con células de Schwann para la mielinización de neuronas

Fuente: Li, Q. et al. Investigación de la regeneración de axones de mamíferos: electroporación in vivo del ganglio de la raíz dorsal de ratones adultos. J. Vis. Exp. (2018)Este video demuestra la transfección mediada por electroporación de neuronas DRG de ratón para estudiar la regeneración de axones. Describe los pasos para administrar construcciones de ácido nucleico a las neuronas DRG, inducir la lesión del nervio ciático y evaluar la regeneración axonal.

Transfección mediada por electroporación de ganglios de la raíz dorsal de ratón para promover la regeneración sensorial de axones

Ganglios de la raíz dorsal (DRG) son estructuras que contienen las neuronas sensoriales del sistema nervioso periférico. Cuando disociado, pueden ser co-cultivadas con células madre-SC como derivadas de tejido adiposo (ASC), que proporciona un valioso modelo para estudiar la regeneración in vitro en los nervios y la mielinización, imitando el entorno en vivo en el sitio de la lesión.

Ganglios de raíz dorsal neuronas y las células madre derivadas de la adiposa diferenciada: Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Co-cultivo modelo para estudiar la regeneración de los nervios periféricos

Este protocolo presenta el uso de una inyección de ganglios de la raíz dorsal (DRG) con un vector viral y una lesión concurrente por aplastamiento de la raíz dorsal en una rata adulta como modelo para estudiar la regeneración sensorial de los axones. Este modelo es adecuado para investigar el uso de la terapia génica para promover la regeneración sensorial de los axones.

Inyección de raíz dorsal ganglio de raíz dorsal y Lesión por aplastamiento como modelo para la regeneración del axón sensorial

La grabación de una sola fibra es una técnica electrofisiológica eficaz que es aplicable a los sistemas nerviosos central y periférico. Junto con la preparación de DRG intacto con el nervio ciático adjunto, se examina el mecanismo de falla de conducción. Ambos protocolos mejoran la comprensión de la relación del sistema nervioso periférico con el dolor.

Uso de la grabación de una sola fibra In Vivo y el ganglio de raíz dorsal intacto con nervio ciático adjunto para examinar el mecanismo de falla de conducción

En el sistema de cocultivo de los ganglios de la raíz dorsal y las células de Schwann, se puede estudiar la mielinización del sistema nervioso periférico. Este modelo proporciona oportunidades experimentales para observar y cuantificar la mielinización periférica y estudiar los efectos de compuestos de interés en la vaina de mielina.

Mielinización in vitro de axones periféricos en un cocultivo de explantes de ganglio de raíz dorsal de rata y células de Schwann

Este protocolo describe los métodos para establecer cultivos de montaje completo y disociados de ganglios de raíz dorsal de ratón (DRG) y su uso para evaluar las interacciones tumor-nervio.

Establecimiento de modelos in vitro del cultivo de ganglios de la raíz dorsal: enfoques complementarios para investigar la diafonía entre el cáncer y los nervios

Aprende a mejorar la alineación axonal y la mielinización de neuronas del ganglio de la raíz dorsal mediante un sistema de cultivo estático preestirado con células de Schwann.

Un Enfoque para Mejorar la alineación y la mielinización de las neuronas del ganglio de la raíz dorsal

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