Name: La detección de la corteza Fragmentos Durante la germinación de esporas bacterianas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 35 s
Description: Aprende a detectar fragmentos de corteza y azúcares reductores durante la germinación de esporas bacterianas usando Clostridium difficile. Este ensayo colorimétrico permite cuantificar la liberación de corteza en microbiología.

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El proyecto descrito es apoyado por el premio número 5R01AI116895 del Instituto Nacional de Alergia y Enfermedades Infecciosas. El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente las opiniones oficiales del Instituto Nacional de Alergia y Enfermedades Infecciosas o los Institutos Nacionales de Salud.

1. Las muestras de generación <ol><li> El calor activa C. difficile esporas a 65 ° C durante 30 minutos y almacenar en hielo. Nota: C. esporas difficile pueden ser producidos y purificados como se ha descrito previamente 7,9,10. </li><li> Preparar la solución de germinación a X + 1 ml donde X es el número de muestras que deben tomarse durante el ensayo. Nota: La solución de la germinación es específico de las especies de bacterias de esporas que se estudian. Para el ensayo de C. difficile germinación de esporas, se utilizó una solución de Tris 10 mM (pH 7,5), NaCl 150 mM, glicina 100 mM y 10 mM de ácido taurocólico en agua desionizada. </li><li> Antes de comenzar el ensayo, extraer una muestra de la solución de germinación 1,0 ml sin esporas para servir como un espacio en blanco para la detección fragmento de corteza. </li><li> Añadir esporas a un OD 600 de ~ 3,0 a la solución de la germinación y el vórtice rápidamente. Nota: Para nuestros estudios de germinación en B. subtilis, se utilizó la misma OD 600 esporas como para C. difficile. Nota: Esta cantidad de esporas funcionó bien para la liberación fragmento de la corteza durante el seguimiento C. germinación de las esporas difficile. La cantidad de esporas utilizada en este ensayo se debe determinar experimentalmente para cada bacteria o cepa. </li><li> Extraer una muestra 1,2 ml inmediatamente después de la adición de las esporas y se centrifuga a temperatura ambiente durante 1 min a 14.000 x g. Este es el punto de tiempo cero. </li><li> Transferir 1,0 ml del sobrenadante de la muestra centrifugada a un tubo nuevo para el análisis de fragmento de corteza posterior. Nota: En caso de DPA deben ser supervisados, retirar una muestra de 100 l separada para la detección de DPA en la solución utilizando un ensayo basado en fluorescencia terbio 9,18,19. </li><li> Congelar la muestra recogida a -80 ° C. </li><li> Repita los pasos 1.4 y 1.5, a intervalos regulares hasta que todos los puntos de tiempo completadas. Nota: Debido al tiempo requerido para la centrifugación y el muestreo, menos puntos de tiempo THun 2 min aparte no fuera posible durante nuestro procedimiento, por lo que nuestros intervalos de muestreo fueron una vez cada 2 min durante 14 min. </li><li> Como control positivo para la reducción de la detección de azúcar y la cuantificación, incluyen las siguientes cantidades de N acetilglucosamina (nmol): 0, 12,5, 25, 50, 100, 250, 500, y 5000. Preparar estas muestras al mismo tiempo que las muestras de la corteza y de gestión junto con las muestras de la corteza de manera que la curva estándar es relevante para los datos generados por la germinación de esporas. </li><li> Después se recogen todas las muestras puntuales tiempo, liofilizar las muestras. Nota: Nos liofilizado nuestras muestras en tubos de 2 ml con tapón de rosca. </li></ol> 2. Medición de la corteza Fragmentos <ol><li> Resuspender muestras liofilizadas en 120 l de HCl 3 N suplementado con 1% de fenol y 0,5% β-mercaptoetanol. </li><li> La transferencia de las muestras resuspendidas a 2 ml tubos con tapa de rosca. Nota: Para la reproducibilidad, garantizan toda la muestra liofilizada se suspende de nuevo y se transfiere. </li> &lt;li&gt; Incubar las muestras en un baño de agua de recirculación a 95 ° C durante 4 horas. </li><li> Después de la incubación, colocar las muestras en hielo hasta que se hayan enfriado. </li><li> Neutralizar las muestras con 120 l de NaOH 3 M. </li><li> Añadir 80 l de una solución saturada de bicarbonato sódico y 80 l de una solución de anhídrido acético al 5% a cada muestra y vórtice. </li><li> Se incuban las muestras a temperatura ambiente durante 10 min. </li><li> La transferencia de las muestras al baño de agua a 95 ° durante exactamente 3 minutos. Nota: Este paso es el tiempo más largos tiempos sensibles y pueden afectar el desarrollo señal descendente. </li><li> Extraer muestras del baño de agua y enfriar en hielo. </li><li> Añadir 400 l de 6,54% K 2 B 4 O 7 · 4H 2 O a cada tubo y vórtice. </li><li> Se incuban las muestras en un baño de agua de recirculación a 95 ° C durante exactamente 7 min. Nota: Este paso es el tiempo más largos tiempos sensibles y pueden afectar el desarrollo señal descendente. </li><li> retirarlas muestras y colocar en hielo durante 5 min. </li></ol> 3. Reactivo de color <ol><li> Mientras que las muestras están en hielo (paso 2,12), preparar el reactivo de color. Disolver 0,320 g de p -dimethylaminobenzaldehyde (DMAB; el reactivo de Ehrlich) en 1,9 ml de ácido acético glacial. Nota: El reactivo es el tiempo, la temperatura y la sensible a la luz y no debe hacerse por adelantado. </li><li> Después de la DMAB se disuelve completamente, añadir 100 l de HCl y agitar 10 N. </li><li> Añadir 5 ml de ácido acético glacial y vórtice. </li></ol> 4. Reacción colorimétrica <ol><li> Transferir 100 l de cada muestra de corteza se enfrió a un nuevo tubo de microcentrífuga de 1,5 ml. </li><li> Añadir 700 l de la solución de color recién preparada a cada muestra. </li><li> Inmediatamente transferir las muestras a un baño de agua a 37 ° e incubar durante exactamente 20 minutos. </li><li> Transferir 200 l de cada muestra a una placa de 96 pocillos clara. </li><li> Cuantificar las muestras a 585 nm en un platolector. Las muestras deben comenzar en un color amarillo y una reacción positiva se desplazarán a púrpura. La corteza más presente, más profundo es el color púrpura. </li></ol>

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<li>Meador-Parton, J., Popham, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+analysis+of+Bacillus+subtilis+spore+peptidoglycan+during+sporulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Structural analysis of Bacillus subtilis spore peptidoglycan during sporulation.</a> J Bacteriol. 182, 4491-4499 (2000).</li>
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<li>Wang, S., Shen, A., Setlow, P., Li, Y. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+Dynamic+Germination+of+Individual+Clostridium+difficile+Spores+Using+Raman+Spectroscopy+and+Differential+Interference+Contrast+Microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bacteriol%22%5BJournal%5D)">Characterization of the Dynamic Germination of Individual Clostridium difficile Spores Using Raman Spectroscopy and Differential Interference Contrast Microscopy.</a> J Bacteriol. 197, 2361-2373 (2015).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Tras la estimulación, las esporas se someten el proceso de germinación pierden sus propiedades de resistencia sin la necesidad de la síntesis macromolecular. Cuando se activa la germinación de esporas, el núcleo de esporas de prensa DPA, a cambio de agua 2. Debido al alto contenido de DPA de la espora latente, el núcleo de esporas está bajo presión osmótica intenso y el peptidoglicano especializada, corteza, ayuda a prevenir el núcleo de la hinchazón actuando, presumiblemente, como una barrera a la expansión ...

Las endosporas son metabólicamente inactivos formas de bacterias que permiten a las bacterias persisten en ambientes desfavorables. En muchas bacterias formadoras de esporas, la formación de esporas es inducida por la privación de nutrientes, pero este proceso puede ser controlado por los cambios en pH, la exposición a oxígeno o otros factores de estrés 1. Si bien en su forma de esporas metabólicamente inactivos, las bacterias se resisten a la radiación UV, desecación, temperaturas más altas, y la congelación de 2. La mayor parte del conocimiento sobre el proceso de esporulación proviene de estudios en el organismo modelo, Bacillus subtilis. El proceso de esporulación comienza con la replicación del ADN y la formación de un 3,4 filamento axial. Un tabique asimétrico luego se divide la célula en dos compartimientos de tamaño desigual. El compartimiento más grande, la célula madre, envuelve el compartimento más pequeño, el preespora. Tanto la célula madre y preespora coordinar la expresión de genes para madurar la espora y la célula madre, finalmente, lisa, de soltar el Dormant de esporas en el medio ambiente que rodea 1. La estructura y composición de esporas se conserva en muchas especies bacterianas. El núcleo de esporas tiene un contenido de agua inferior a la célula vegetativa y es rica en ácido dipicolínico (DPA) 1,2. Durante la formación de esporas, DPA se bombea en el núcleo de esporas a cambio de agua. Que rodea el núcleo es una membrana de esporas interior donde, en la mayoría de las bacterias formadoras de esporas, los receptores que reconocen las pequeñas moléculas que estimulan la germinación de semillas en germinación (2) se encuentran. Situado a las afueras de la membrana interior de la espora es una capa de peptidoglicano de la pared celular. Una capa de peptidoglicano especializada (corteza) rodea el peptidoglicano de la pared celular y se compone de muchos de los mismos componentes que el peptidoglicano de la pared celular [alternando N-acetilglucosamina (NAG) y ácido N-acetilmurámico (NAM)]. Sin embargo, aproximadamente 50% de los residuos NAM en la corteza se han convertido a murámico-δ-lactama 5,6 </sarriba&gt;. Durante la germinación de esporas, estos residuos murámico-δ-lactámicos son reconocidos por las esporas de la corteza enzimas líticas (SCLEs), permitiendo así que la corteza a degradarse (un proceso esencial para completar la germinación), pero no la pared celular. Que rodea la corteza es una membrana externa y varias capas de proteínas de la cubierta 2. Controlar el proceso de germinación es de importancia crítica para las bacterias formadoras de esporas. La germinación se inicia cuando los receptores germinantes interactúan con sus respectivos semillas en germinación 2. En muchas bacterias formadoras de esporas, estas semillas en germinación son aminoácidos, azúcares, nucleótidos, iones o combinaciones de los mismos 2. C. difficile germinación de las esporas es iniciado por combinaciones de ciertos ácidos biliares, [por ejemplo, ácido taurocólico (TA)] y aminoácidos (por ejemplo, glicina) 7-10. Aunque hay diferencias entre el C. vía la germinación difficile y las vías estudiadas en otra forma esporasbacterias, tales como B. subtilis, común a todos es el requisito absoluto para degradar la corteza de esporas para permitir que una célula vegetativa a crecer a partir de la espora germinada 2,8. La degradación de la corteza se puede lograr por el SCLEs CwlJ / SleB (como se encuentra en B. subtilis) o SLEC (como se encuentra en muchos Clostridia). hidrólisis de la corteza reduce la restricción en la pared celular y la espora. Esto permite una rehidratación completa del núcleo, un paso necesario en la reactivación de muchas de las proteínas necesarias para el metabolismo celular 2. Cuando las esporas germinan, los cambios de esporas inactivas de un estado de fase-brillante a un estado de fase-oscuro y este proceso se pueden medir por un cambio en la densidad óptica (DO) a 600 11 nm. Un informe anterior sugiere que gran parte de este cambio en OD es debido a la liberación de la DPA de la espora 12. Durante nuestra reciente estudio, hemos tratado de comparar el tiempo de C. difficile germinación de esporas y seguimiento de laliberación de la DPA y la corteza fragmentos 9. Para este estudio era fundamental para controlar la liberación de fragmentos de la corteza, ya que comenzó a ser liberado por la germinación de las esporas. El ensayo colorimétrico se utiliza aquí se basa en un método para la detección de azúcares reductores con extremos desarrollaron Ghuysen et al. 13. Debido a que otros han descrito protocolos para la detección de azúcares reductores 14 o han modificado los protocolos 15, la literatura sobre este tema puede ser confuso. Aquí, un método paso a paso que detalle para la detección colorimétrica de azúcares reductores liberados de la germinación de C. esporas difficile. Aunque este estudio utiliza C. esporas difficile, los azúcares reductores liberados durante la germinación de esporas de otras bacterias formadoras de esporas son capaces de ser detectadas con este protocolo 9,16,17.

<table><tbody><tr><td>Tubo de rosca de 2,0 ml</td><td>USA scientific</td><td>1420-3700</td><td></td></tr><tr><td>p1000 Pipeta Eppendorf</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>p200 Pipeta Eppendorf</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>p20 Pipeta Eppendorf</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>100 - 1.250 &#956; l puntas de pipeta</td><td>VWR</td><td>89079-486</td><td></td></tr><tr><td>1 - 200 &#956; ll puntas de pipeta</td><td>VWR</td><td>89079-458</td><td></td></tr><tr><td>N-acetil-D-glucosamina</td><td>Sigma</td><td>A3286-25G</td><td></td></tr><tr><td>Ácido clorhídrico - 10 N</td><td>BDH-Aristar</td><td>BDH3032-3.8LP</td><td></td></tr><tr><td>Anhídrido acético</td><td>Alfa Aesar</td><td>L04295</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato de sodio</td><td>BDH</td><td>BDH0280-500G</td><td></td></tr><tr><td>Tetraborato de potasio tetrahidratado</td><td>Alfa Aesar</td><td>39435</td><td></td></tr><tr><td>Hidróxido de sodio</td><td>BDH</td><td>BDH8019-500G</td><td></td></tr><tr><td>4-(dimetilamino)benzaldehído</td><td>Sigma</td><td>156477-100G</td><td></td></tr><tr><td>fenol saturado</td><td>Fisher</td><td>BP1750-400</td><td></td></tr><tr><td>2-Mercaptoetanol</td><td>Aldrich</td><td>M6250-100ML</td><td></td></tr><tr><td>SpectraMax M3</td><td>Dispositivos</td><td></td><td></td>moleculares</tr><tr><td>Ácido acético, glacial</td><td>BDH</td><td>BDH3098-3.8LP</td><td></td></tr><tr><td>Baño de agua circulante calefactado Modelo</td><td>científico VWR 1136</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microtest 96</td><td>Falcon</td><td>353072</td><td>96 placas de cultivo de tejidos transparentes de 96 pocillos</td></tr><tr><td>Tubos de cultivo</td><td>VWR</td><td>89000-506</td><td></td></tr><tr><td>Liofilizador</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bloques</td><td></td><td></td><td></td>de calor</tr><tr><td>Máquina</td> <td>de vórtice</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

la detección de la corteza fragmentos durante la germinación de esporas bacterianas

Detecting Cortex Fragments During Bacterial Spore Germination

El proceso de germinación de las endosporas en Clostridium difficile, y otros Clostridia, se está encontrando cada vez más diferente de la bacteria modelo formadora de esporas, Bacillus subtilis. La germinación es desencadenada por germinantes de moléculas pequeñas y ocurre sin la necesidad de síntesis macromolecular. Aunque existen diferencias entre los mecanismos de germinación de las esporas en las especies de Bacillus y Clostridium, un requisito común es la hidrólisis de la corteza similar al peptidoglicano que permite que el núcleo de las esporas se hinche y se rehidrate. Después de la rehidratación, puede comenzar el metabolismo y esto, eventualmente, conduce al crecimiento de una célula vegetativa. La detección de fragmentos de corteza hidrolizada durante la germinación de las esporas puede ser difícil y las modificaciones a los ensayos descritos anteriormente pueden ser confusas o difíciles de reproducir. Por lo tanto, basándonos en nuestro reciente informe utilizando este ensayo, detallamos un protocolo paso a paso para la detección colorimétrica de fragmentos de corteza durante la germinación de esporas bacterianas.

La Tabla 1 muestra los resultados típicos que usan las normas de NAG. Los datos se utilizan para generar una curva estándar. Tabla 2 muestra los resultados típicos de un ensayo de germinación en tampón de germinación suplementado con glicina 100 mM y TA 10 mM (condiciones de germinación de promoción) o glicina 100 mM sólo (condiciones no de germinación). En ausencia de TA, C. esporas difficile no germinan y hay poco cambio en la presenc...

En este artículo, describimos un ensayo colorimétrico para detectar la presencia de azúcares reductores durante la germinación de esporas bacterianas.

La detección de la corteza Fragmentos Durante la germinación de esporas bacterianas

The process of endospore germination in Clostridium difficile, and other Clostridia, increasingly is being found to differ from the model spore-forming ...

El objetivo general de este protocolo paso a paso es cuantificar la abundancia de fragmentos del cortex o de azúcares reductores durante la germinación de esporas bacterianas. Este método detallará los pasos necesarios para detectar la presencia de fragmentos del cortex o de azúcares reductores durante la germinación de esporas. La principal ventaja de esta técnica es que la mayoría de los laboratorios cuentan con los reactivos y el equipo necesarios para completar el protocolo con éxito.Comience este procedimiento colocando un tubo de esporas de Clostridium difficile en un bloque térmico e incube a 65 grados Celsius durante 30 minutos. Después de la incubación, coloque el tubo en hielo. La solución de germinación es específica para la especie de espora bacteriana que se está estudiando.Para evaluar la germinación de esporas de C.difficile, utilizamos una solución de Tris 10 milimolar a pH 7,5 con 150 milimolar de cloruro de sodio, 100 milimolar de glicina y 10 milimolar de ácido taurocólico en agua desionizada. Prepare un mililitro de solución de germinación por muestra más un mililitro adicional. Antes de comenzar el ensayo, transfiera un mililitro de la solución de germinación a un tubo de microcentrifugado y resérvelo.Esto servirá como blanco para la detección de fragmentos de córtex. A continuación, agregue esporas a la solución de germinación hasta alcanzar una DO600 de aproximadamente 3,0 y vortex brevemente. Esta cantidad de esporas es adecuada para modular la liberación de fragmentos de córtex durante la germinación de las esporas de C.difficile.Inmediatamente después de agregar las esporas, retire una muestra de 1,2 mililitros y colóquela en un nuevo tubo microcentrífugo, y luego colóquelo en la centrífuga. A continuación, centrifugue a temperatura ambiente durante un minuto a 14.000 ×g. Este es el punto de tiempo cero. Después de la centrifugación, transfiera un mililitro del sobrenadante a un tubo nuevo con tapa roscada de dos mililitros y congélelo a -80 grados Celsius.Repita el proceso de tomar alícuotas, centrifugar y congelar a intervalos regulares hasta que se haya recolectado la muestra para cada punto temporal. Debido al tiempo necesario para la centrifugación y el muestreo, no es posible obtener puntos temporales menores a dos minutos durante este procedimiento; por lo tanto, estas muestras se toman una vez cada dos minutos durante 14 minutos. Mientras se preparan las muestras del cortex, si fuera necesario monitorear el ácido dipicolínico, retire una muestra separada de 100 microlitros y dispénsela en un tubo de microcentrifugado sobre hielo.También prepare muestras para generar una curva estándar con las siguientes cantidades de N-acetilglucosamina: 0, 12,5, 25, 50, 100, 250, 500 y 5.000 nanomoles en solución de germinación. Después de que se haya recolectado una muestra para cada punto temporal, retire las muestras del congelador y liofilícelas junto con la muestra en blanco y las muestras de la curva estándar.Luego, almacene todas las muestras a menos 80 grados Celsius hasta su uso. El día del ensayo, resuspenda las muestras liofilizadas, incluyendo las muestras de control y de la curva patrón, en 120 microlitros de ácido clorhídrico con fenol y beta-mercaptoetanol. A continuación, transfiera todas las muestras resuspendidas a tubos nuevos de dos mililitros con tapa roscada.Luego, incubarlos en un baño de agua con recirculación a 95 grados Celsius durante cuatro horas. Después de la incubación, colocar las muestras en hielo hasta que se enfríen. A continuación, añadir 120 microlitros de hidróxido de sodio tres molar para neutralizarlas.A continuación, agregue 80 microlitros de una solución saturada de bicarbonato de sodio y 80 microlitros de una solución al 5 % de anhídrido acético a cada muestra y vortexéela. Luego, incube las muestras a temperatura ambiente durante 10 minutos. Tras la incubación, transfiera las muestras nuevamente al baño de agua a 95 grados Celsius durante exactamente tres minutos.Tenga en cuenta que este paso es sensible al tiempo y que tiempos más largos pueden afectar el desarrollo de la señal en pasos posteriores. Retire las muestras del baño de agua y enfríelas en hielo. Añada 400 microlitros de tetraborato de potasio tetrahidratado al 6,54% a cada tubo y vortexéelos.Incube las muestras en un baño de agua con recirculación a 95 grados Celsius durante exactamente siete minutos. Este paso también es sensible al tiempo. Retire las muestras y colóquelas en hielo durante cinco minutos.Mientras las muestras están en hielo, prepare el reactivo de color. Disuelva 0.320 gramos de DMAB en 1.9 mililitros de ácido acético glacial. Tenga en cuenta que este reactivo es sensible al tiempo, la temperatura y la luz, y no debe prepararse con anticipación.Una vez que el DMAB se haya disuelto completamente, agregue 100 microlitros de ácido clorhídrico 10 normal y vortexee la muestra. Luego agregue cinco mililitros de ácido acético glacial y vortexee nuevamente. Para la reacción colorimétrica, transfiera 100 microlitros de cada muestra enfriada de corteza o muestra control a un nuevo tubo microcentrífugo de 1,5 mililitros.Añada 700 microlitros de la solución de color recién preparada a cada muestra. Transfiera inmediatamente las muestras a un baño de agua a 37 grados Celsius e incube las muestras exactamente durante 20 minutos. Después de la incubación, transfiera 200 microlitros de cada muestra a una placa transparente de 96 pocillos.Las muestras deben ser de color amarillo inicialmente, pero cambiarán a morado si hay azúcares reductores, lo que indica la presencia de corteza. Aquí, muchas de las muestras no muestran un color morado visible. Sin embargo, las muestras de 250, 500 y 5.000 nanomoles parecen visualmente diferentes al control negativo de cero nanomoles.Mediante un lector de placas, determine la absorbancia a 585 nanómetros. Cuando se mide en una DO de 585 nanómetros, la señal generada a partir de las muestras patrón se ajusta mejor a una regresión lineal. Esta tabla muestra resultados típicos utilizando patrones de N-acetilglucosamina.Estos datos se utilizaron luego para generar la curva estándar mostrada aquí. Se realizó un ensayo de germinación en condiciones que promueven la germinación, con tampón de germinación suplementado con 100 milimolares de glicina y 10 milimolares de ácido taurocólico. En condiciones de no germinación, solo se utilizó 100 milimolares de glicina.En ausencia de ácido taurocólico, las esporas de C. difficile no germinan, y hay poco cambio en la presencia de fragmentos de córtex en la solución. Sin embargo, en presencia de ácido taurocólico y glicina, las esporas de C. difficile germinan y liberan fragmentos de córtex a la solución. Esto se observa como un aumento en la DO585 a lo largo del tiempo de las muestras reaccionadas.La cantidad de fragmentos de córtex liberados durante este ensayo se calculó utilizando una curva patrón. Como puede observarse en este ensayo, la mayor parte del córtex fue hidrolizada o liberada a los 15 minutos posteriores a la exposición al germinante. Esto sugiere que la mayoría de las esporas han germinado dentro de este período de tiempo.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo detectar fragmentos de corteza o azúcares reductores en una solución de germinación durante la germinación de esporas bacterianas. Al intentar este procedimiento, es importante prestar mucha atención a los tiempos de reacción para que el ensayo se desarrolle correctamente.

detecting-cortex-fragments-during-bacterial-spore-germination

Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

Fuente: Francis, M. B., et al. Detección de fragmentos de corteza durante la germinación de esporas bacterianas. J. Vis. Exp. (2016).Este video demuestra un método colorimétrico para detectar la degradación de la corteza durante la germinación de esporas bacterianas midiendo la liberación de azúcares reductores a lo largo del tiempo. Utilizando estándares de N-acetilglucosamina y muestras de puntos de tiempo, el ensayo cuantifica la concentración de azúcar a través de una reacción cromogénica...

Detección colorimétrica de la degradación de la corteza durante la germinación de esporas bacterianas

Fuente: Wen, J., Pasman, et. al., Visualización de germinosomas y la membrana interna en esporas de Bacillus subtilis . (2019)Este video demuestra el uso de microscopía de iluminación estructurada para adquirir imágenes de fluorescencia tridimensionales que revelan la organización de las proteínas de germinación dentro de la espora bacteriana.

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La detección de la corteza Fragmentos Durante la germinación de esporas bacterianas

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