Name: VacuSIP, un método mejorado para InEx In Situ Medición de las partículas y compuestos disueltos procesada por Alimentadores Active Suspension (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-03T11:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 57 s
Description: Aprende el método VacuSIP para muestreo limpio de agua inhalada y exhalada por alimentadores bentónicos en condiciones naturales. Cuantifica compuestos particulados y disueltos sin contaminación en ecosistemas acuáticos.

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Agradecemos a Manel Bolívar por su ayuda en el trabajo de campo. Estamos muy agradecidos con el &quot;Parc Natural del Montgrí, las Illes Medes y el Baix Ter&quot; por su apoyo a nuestros permisos de investigación y muestreo. El manipulador submarino fue diseñado por Ayelet Dadon-Pilosof y fabricado por el Sr. Pilosof. Este trabajo fue apoyado por el proyecto del Gobierno español CSI-Coral [número de concesión CGL2013-43106-R para RC y RM] y por una beca FPU del &quot;Ministerio de Educación, Cultura y Deporte (MECD)&quot; a TM. Esta es una contribución de la Biogeoquímica Marina y el grupo de Investigación del Cambio Global financiado por el Gobierno catalán [número de concesión 2014SGR1029] e ISF subvención 1280-1213 y BSF subvención 2.012.089 a G. Yahel.

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Los autores no tienen nada que revelar.

pasos preparatorios Viales de colección para DOM y análisis de nutrientes Desde vasos colectores pueden interactuar con el micro-constituyentes disueltos y las paredes de toma de muestras puede ser un sustrato para las bacterias de crecimiento 30-34, se ensayaron diferentes viales para DOM y recogida de nutrientes. Borosilicato no se recomienda para la cuantificación de sílice 33,35, desde botellas ...

Suspensívoros bentónicos juegan un papel esencial en el funcionamiento de los ecosistemas marinos 1. Al filtrar grandes volúmenes de agua 2,3, se quitan y excretan partículas (plancton y detritus) y los compuestos disueltos 1 (y las referencias en él) y son un importante agente de acoplamiento pelágico-bentónico 4,5 y 6,7 ciclo de nutrientes. La medición precisa de las partículas y compuestos disueltos retirados y excretados por suspensívoros bentónicos (tales como esponjas, ascidias, poliquetos y bivalvos) es fundamental para entender su fisiología, metabolismo, y la ecología de la alimentación. Junto con el bombeo de medidas de la velocidad, sino que también permite una cuantificación de los flujos de nutrientes mediadas por estos organismos y su impacto ecológico sobre la calidad del agua, así como en los procesos a escala del ecosistema. Elegir el método adecuado para la medición de las tasas de extracción y producción de partículas y disuelto comlibras por organismos filtradores suspensión es crucial para la obtención de datos fiables en cuanto a su actividad de alimentación 8. Como ha señalado Riisgård y otros, inapropiadas resultados metodologías de polarización, distorsionar las condiciones experimentales, producir estimaciones incorrectas de la ingestión y excreción de ciertas sustancias, y puede conducir a la cuantificación errónea de los flujos de nutrientes procesados ​​por estos organismos. Los dos métodos utilizados con mayor frecuencia para medir partículas y los flujos de nutrientes disueltos en filtradores implicar la incubación (técnicas indirectas) o la recogida simultánea de ambiente y agua exhalado (técnicas directas). Técnicas de incubación se basan en la medición de la tasa de cambio en la concentración de partículas y nutrientes disueltos en el agua se incubaron, y la estimación de las tasas de producción o la extracción en comparación con controles adecuados 8. Sin embargo, encierra un organismo en una cámara de incubación puede alterar su feeding y el bombeo de comportamiento debido a los cambios en el régimen de flujo natural, debido a una disminución de oxígeno y / o de la concentración de la comida, o debido a la acumulación de compuestos de excreción en el 7,9 agua de incubación (y sus referencias). Además de los efectos de confinamiento y de suministro de agua modificada, un importante sesgo de técnicas de incubación se debe a efectos de re-filtración (véase, por ejemplo 10). Aunque algunos de estos problemas metodológicos se han superado mediante el uso de el volumen y la forma correcta de la recipiente de incubación 11 o con la introducción de un sistema de campana de vidrio de recirculación in situ 12, esta técnica a menudo subestima velocidades de eliminación y de producción. Cuantificar el metabolismo de los compuestos disueltos tales como nitrógeno orgánico disuelto (DON) y el carbono (DOC) o nutrientes inorgánicos, ha demostrado ser especialmente propensos a sesgos provocados por técnicas de incubación 13. A finales de los años 60 y principios de los 70, Henry Reiswig9,14,15 pionero en la aplicación de las técnicas directas para cuantificar la eliminación de partículas por esponjas Caribe gigantes, mediante el muestreo por separado el agua inhalado y exhalado por los organismos en situ. Debido a la dificultad de aplicar la técnica de Reiswig en alimentadores de suspensión más pequeñas y en condiciones bajo el agua más desafiantes, la mayor parte de la investigación en este campo se limita a la de laboratorio (in vitro) empleando técnicas de incubación principalmente indirectos 16. Yahel y sus colegas volver a montar Reiswig de directa técnica in situ para trabajar en condiciones de menor escala. Su método, denominado InEx 16, se basa en un muestreo bajo el agua simultánea del agua inhalado (A) y exhalado (Ex) por organismos inalteradas. La diferente concentración de una sustancia (por ejemplo, bacterias) entre un par de muestras (InEx) proporciona una medida de la retención (o producción) de dicha sustancia por el animal. La técnica emplea tubos InEx abiertas yse basa en el chorro excurrent producido por la actividad de bombeo del organismo estudiado para reemplazar pasivamente el agua del ambiente en el tubo de recogida. Mientras Yahel y sus colegas han aplicado con éxito esta técnica en el estudio de más de 15 diferentes de suspensión alimentadores taxones (por ejemplo, 17), el método está limitada por el alto nivel de la práctica y la experiencia requerida, por el tamaño minúsculo de unos orificios excurrentes, y por las condiciones del mar. Para superar estos obstáculos, hemos desarrollado una técnica alternativa basada en la aspiración controlada de la muestra de agua a través de tubos minuto (diámetro externo &lt;1,6 mm). Nuestro objetivo era crear un dispositivo simple, fiable y de bajo costo que permitiría limpio y controlado en el muestreo del agua situ a partir de un punto muy específico, como el orificio de excurrente filtradores bentónicos. Para ser eficaz, el método tiene que ser no intrusiva con el fin de no afectar el régimen de flujo ambiente o modificar el behavior de los organismos estudiados. El dispositivo que aquí se presenta se denomina VacuSIP. Es una simplificación del sistema SIP desarrollado por Yahel et al. (2007) 18 para el punto de muestreo basado en ROV en las profundidades del mar. El VacuSIP es considerablemente más barato que el SIP original y se ha adaptado para el trabajo a base de buceo. El sistema fue diseñado de acuerdo a los principios presentados y probados por Wright y Stephens (1978) 19 y Møhlenberg y Riisgård (1978) 20 para entornos de laboratorio. Aunque el sistema VacuSIP fue diseñado para estudios in situ del metabolismo de los alimentadores de suspensión bentónicos, también se puede utilizar para estudios de laboratorio y donde se requiere una, muestra de agua en el punto fuente controlada y limpio. El sistema es especialmente útil cuando se requiere la integración durante períodos prolongados (min-horas) o en filtraciones in situ. El VacuSIP ha sido utilizado con éxito en el laboratorio Yahel desde 2011, y tiene tambiénha empleado en dos estudios recientes de los flujos de nutrientes mediados por especies de esponjas del Caribe y el Mediterráneo 21 (Morganti et al. Presentado). El uso de muestreadores específicas, la duración prolongada de muestreo, y las condiciones de campo, en el que se aplica VacuSIP, implica algunas desviaciones de los protocolos estándar oceanográficos para recoger, filtrar y almacenar muestras de analitos sensibles. Para reducir el riesgo de contaminación por el sistema VacuSIP o el riesgo de modificación de la muestra de agua por la actividad bacteriana después de la recogida, probamos varios en los procedimientos de filtración y de almacenamiento in situ. Diferentes dispositivos de filtrado, recipientes de recogida, y los procedimientos de almacenamiento se examinaron con el fin de lograr la técnica más adecuada para el análisis de inorgánico disuelto (PO 4 3-, NO x -, NH 4 +, SiO 4) y orgánica (DOC + DON) compuestos, y ultra-plancton (&lt;1081; m) y partículas orgánicas (POC + muestreo PON). Para reducir aún más el riesgo de contaminación, especialmente en condiciones de campo, el número de etapas de manipulación se redujo al mínimo. El formato visual en el que se presenta el método está orientada para facilitar la reproducibilidad y de reducir el tiempo necesario para aplicar de manera eficiente la técnica. Resumen del sistema Para muestra en agua in situ bombeada desde los alimentadores de suspensión con orificios exhalantes tan pequeños como 2 mm, la actividad de bombeo de cada muestra se visualizó por primera vez por que liberan de forma filtrada fluoresceína teñido de agua de mar al lado del orificio (s) de inhalantes y observar su flujo desde la abertura excurrente 16 (ver también la Figura 2B en 18). El agua inhalado y exhalado por la muestra de estudio (incurrente y excurrentes) son entonces muestras de forma simultánea con el uso de un par de tubos hora instalados en manipulador a la medida o en dos de los &quot;arms &quot;de un trípode portátil flexibles al revés (figura 1 y complementario de vídeo 1). El agua inhalado por el organismo estudio se recoge mediante el posicionamiento cuidadosamente el extremo proximal de un tubo en el interior o cerca de la abertura de inhalantes del organismo estudio. Un idéntica tubo se coloca dentro del orificio excurrent. Esta operación requiere un buen cuidado de evitar el contacto o perturbación del animal, por ejemplo, mediante resuspensión de sedimentos. para comenzar el muestreo, un buzo perfora un tabique en el recipiente de recogida con una aguja de jeringa unida a la extremo distal de cada tubo, permitiendo que la presión de agua externa para forzar el agua en la muestra en el recipiente a través del tubo de muestreo. la succión es iniciada por el vacío creado previamente en los viales y por la diferencia de presión entre el agua externa y el recipiente de muestra evacuado . Para asegurar una colección de agua limpia exhalado y para evitar la aspiración accidental de Ambiagua ent 16, la tasa de muestreo del agua debe mantenerse a una tasa significativamente más baja (&lt;10%) que el caudal excurrente. La velocidad de aspiración se controla por la longitud del tubo y su diámetro interior (ID). El diámetro interno pequeño también asegura un volumen muerto insignificante (&lt;200 l por cada metro de tubo). El muestreo durante períodos prolongados (minutos a horas) hace que sea posible la integración de la agregación inherente de la mayoría de las sustancias de interés. Para asegurarse de que las muestras se conservan adecuadamente en sesiones de toma de muestras submarinas prolongados, así como para el transporte al laboratorio, una en la filtración situ se recomienda para analitos sensibles. La selección de los vasos de muestreo, conjunto de filtración, y los tubos están dictadas por los organismos de estudio y la pregunta de investigación específica. El protocolo se describe a continuación asume que un perfil metabólico completo es de interés (para una revisión véase la Figura 2). Sin embargo, la naturaleza modular del protocolo permite fo modificación fácil para dar cabida a los planes de muestreo simples o incluso muy diferentes. Para un perfil metabólico completo, el protocolo de muestreo debe incluir los siguientes pasos: (1) la visualización de flujo; (2) El muestreo de alimentación ultra-plancton (plancton &lt;10 micras); (3) El muestreo absorción de nutrientes inorgánicos y excreción (utilizando los filtros en línea); (4) El muestreo disuelto absorción orgánica y excreción (utilizando los filtros en línea); (5) se alimentan de partículas y la excreción (utilizando los filtros en línea); (6) Repita el paso 2 (ultra-plancton alimentación como control de calidad); (7) de flujo de visualización. Cuando logísticamente factible, se recomienda que las mediciones de perfiles metabólicos se combinan con la velocidad de bombeo (por ejemplo, el método de velocidad frente de colorante, en 16), así como con las mediciones de respiración. Estas mediciones se toman mejor al principio y al final de la sesión de muestreo. Para la medición de la respiración, optodes bajo el agua o micro-electrodos son preferibles.

<table><tbody><tr><td>GorillaPod, Original</td><td>Joby</td><td>GP000001</td><td>trípode portátil flexible&nbsp;</td></tr><tr><td>Casquillo sin brida</td><td>IDEX Health & Ciencia&nbsp;</td><td>P-200X</td><td>1/16" en Azul/pk</td></tr><tr><td>Tuerca Macho</td><td>IDEX Health & Ciencia</td><td>P-205X&nbsp;</td><td>1/16" en verde/10&nbsp; pk</td></tr><tr><td>De Mujer a Mujer Luer</td><td>IDEX Salud & Ciencia&nbsp;</td><td>P-658</td><td></td></tr><tr><td>Mujer-Hombre Luer</td><td>IDEX Salud & Ciencia&nbsp;</td><td>P-655</td><td></td></tr><tr><td>Tubo Peek (254&nbsp; y micro; m ID)</td><td>IDEX Salud & Ciencia&nbsp;</td><td>1531</td><td>1/16" de diámetro exterior x 0,01 pulgadas; en ID x 5&nbsp; pies de longitud. Se puede utilizar un ID alternativo.</td></tr><tr><td>Resina de dos componentes epoxi</td><td>IVEGOR</td><td>9257</td><td>Mezclar bien la resina de dos componentes antes de usar</td></tr> <tr><td>(TOC) Viales de EPA Cole</td><td>-Parmer</td><td>03756-20</td><td>Viales de vidrio de 40 ml. Fabricado también por Thomas Scientific (número de referencia 9711F09).</td></tr><tr><td>Viales de PEAD</td><td>Wheaton</td><td>986701 (E78620)</td><td>Viales de polietileno de alta densidad de 20 ml</td></tr><tr><td>Vacuette Z sin aditivo</td><td>Greiner bio-one</td><td>455001</td><td>prevacío por el fabricante&nbsp;</td></tr><tr><td>Botellas de muestra de tabique</td><td>Thomas Scientific</td><td>1755C01</td><td>botellas de vidrio de 250 ml&nbsp;</td></tr><tr><td>Tapón de tabique 1</td><td>Wheaton</td><td>W240844SP (E7865R)</td><td>22-400 para viales de HDPE&nbsp;</td></tr><tr><td>Tapón de tabique 2</td><td>Wheaton</td><td>W240846 (1078-5553)</td><td>24-400 para viales y botellas de vidrio. También fabricado por Thermo Scientific National (ref. 03-377-42).</td></tr><tr><td>Portafiltros en línea de acero inoxidable Swinney Pall</td><td></td><td>516-9067</td><td>13 mm de diámetro</td></tr><tr><td>Arandela de sellado de PTFE</td><td>Pall&nbsp;</td><td>516-8064</td><td>anillo para portafiltros de acero inoxidable</td></tr><tr><td>TCLP Glass Filters</td><td>Pall&nbsp;</td><td>516-9126</td><td>Filtros de fibra de vidrio sin aglutinantes, 13&nbsp; mm de diámetro, tamaño de poro 0,7&nbsp; y micro; m</td></tr><tr><td>Portafiltros de policarbonato</td><td>Cole -Parmer</td><td>17295</td><td>13 mm de diámetro</td></tr><tr><td>Filtros de membrana Isopore Millipore</td><td></td><td>GTTP01300</td><td>13&nbsp; mm de diámetro, tamaño de poro 0,2&nbsp; y micro; m</td></tr><tr><td>Contrad 70 Solución&nbsp;</td><td>Decon Labs</td><td>1002</td><td>mezcla básica altamente soluble de solución de surfactante aniónico y no iónico &nbsp;</td></tr><tr><td>Filtros de jeringa estériles</td><td>VWR International Eurolab S.L.</td><td>514-0061P</td><td>25&nbsp; mm de diámetro, tamaño de poro 0,2 &nbsp; y micro; m</td></tr><tr><td>Fluoresceína</td><td>Sigma-Aldrich</td> <td>(antigua ref.28802) 46955-100G</td><td>100&nbsp; g</td></tr><tr><td>Holdex, desechable, estéril</td><td>Greiner bio-one 450263</td><td></td><td>estéril, soporte de tubo de un solo uso con luer descentrado para</td></tr><tr><td>agujas estériles</td> Vacuette <td>IcoGammaPlus</td><td>5160</td><td>0.7&nbsp; mm x 30 mm; mm</td></tr><tr><td>Crioviales Nalgene</td><td>Nalgene</td><td>V5007(Cat. No.5000-0020)</td><td>2&nbsp; ml</td></tr><tr><td>de cartón Cryobox&nbsp;</td><td>Rubilabor</td><td>M-600</td><td>145x145x55&nbsp; mm p/microtubo 1.5&nbsp; ml</td></tr><tr><td>de ácido ortofosfórico</td><td>Sigma</td><td>79617 o alternativamente use ácido clorhídrico ultrapuro, concertación final 0.1%</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehído</td><td>Sigma</td><td>P6148</td><td>500&nbsp; g</td></tr><tr><td>Glutaraldehído</td><td>Merck</td><td>8.206.031.000</td><td>25%,</td>Bomba de</tr> vacío manual de 1 L<tr><td>&nbsp;</td><td>B&uuml; rkle&nbsp;</td><td>5620-2181 o Alternativamente use la bomba</td><td></td> de vacío de laboratorio estándar</tr></tbody></table>

vacusip, un método mejorado para inex<em&gt; in situ</em&gt; medición de las partículas y compuestos disueltos procesada por alimentadores active suspension

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Los alimentadores de suspensión bentónicos desempeñan un papel esencial en el funcionamiento de los ecosistemas marinos. Al filtrar grandes volúmenes de agua, eliminar el plancton y los detritus, y excretar partículas y compuestos disueltos, sirven como agentes importantes para el acoplamiento bentónico-pelágico. La medición precisa de los compuestos eliminados y excretados por los alimentadores en suspensión (como esponjas, ascidias, poliquetos, bivalvos) es crucial para el estudio de su fisiología, metabolismo y ecología de la alimentación, y es fundamental para determinar la relevancia ecológica de los flujos de nutrientes mediados por estos organismos. Sin embargo, la evaluación de la velocidad a la que los alimentadores de suspensión procesan las partículas y los compuestos disueltos en la naturaleza está limitada por las limitaciones de las metodologías actualmente disponibles. Nuestro objetivo era desarrollar un método sencillo, fiable y no intrusivo que permitiera tomar muestras de agua limpia y controlada desde un punto específico, como la apertura excurrente de los alimentadores de suspensión bentónica, in situ. Nuestro método permite el muestreo simultáneo del agua inhalada y exhalada del organismo estudiado mediante el uso de tubos diminutos instalados en un dispositivo manipulador hecho a medida y cuidadosamente colocados dentro del orificio exhalante del organismo muestreado. La perforación de un tabique en el recipiente colector con una aguja de jeringa unida al extremo distal de cada tubo permite que la presión externa fuerce lentamente el agua muestreada hacia el recipiente a través del tubo de muestreo. La velocidad de muestreo lenta y controlada permite integrar la irregularidad inherente en el agua, al tiempo que garantiza un muestreo libre de contaminación. Proporcionamos recomendaciones sobre los dispositivos de filtrado, el recipiente de recolección y los procedimientos de almacenamiento más adecuados para los análisis de diferentes partículas y compuestos disueltos. El sistema VacuSIP ofrece un método fiable para la cuantificación del metabolismo de los alimentadores de suspensión inalterados en condiciones naturales, que es barato y fácil de aprender y aplicar para evaluar la fisiología y el papel funcional de los alimentadores por filtración en diferentes ecosistemas.

La optimización de los métodos de recolección de agua de mar Selección de los viales de colección y procedimiento de limpieza recipientes colectores compatibles con VacuSIP deben tener un tabique que permite el muestreo a ser iniciado por la perforación con una aguja de la jeringa. Deben soportar la presión bajo el agua ele...

Presentamos el VacuSIP, un método simple, no intrusivo y confiable para el muestreo puntual limpio y preciso de agua. El sistema fue desarrollado y evaluado para la recolección simultánea del agua inhalada y exhalada por alimentadores de suspensión bentónica in situ, para medir limpiamente la remoción y excreción de partículas y compuestos disueltos.

VacuSIP, un método mejorado para InEx<em&gt; In Situ</em&gt; Medición de las partículas y compuestos disueltos procesada por Alimentadores Active Suspension

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

El objetivo general de este método es limpiar el colector de agua inhalada y exhalada por los filtradores bentónicos en condiciones naturales, de modo que se puedan cuantificar los compuestos particulados y disueltos que eliminan y excretan. Al preparar los recipientes para el análisis de materia orgánica disuelta y amoníaco, utilice viales nuevos y previamente limpiados según el método de la EPA. Para el muestreo de otros nutrientes, use viales de vidrio de la EPA.Utilice viales de PEAD para silicato. Enjuague los viales y las tapas con agua doblemente destilada de alta calidad. Luego, reemplace las septas de silicona perforadas por otras nuevas y sumerja los viales y las tapas en ácido clorhídrico al 10% durante al menos tres días, seguido de tres enjuagues con agua doblemente destilada de alta calidad.Para preparar aún más los viales de vidrio para nutrientes, quémelos a 450 grados Celsius durante cuatro horas y déjelos enfriar en el horno. Luego, coloque las tapas y envuelva los viales en papel de aluminio. A continuación, mezcle agua desionizada (DDW) con surfactante filtrado a 0,2 micrones para preparar la solución al cinco por ciento.Ahora coloque un filtro de fibra de vidrio libre de aglutinante calcinado dentro del portafiltros cilíndrico de acero inoxidable limpio. Luego, utilice una jeringa limpiada con ácido para pasar 100 mililitros de la solución filtrada de surfactante a través de todo el conjunto. Enjuague el conjunto con 100 mililitros de agua doblemente destilada de alta calidad.Si el conjunto del filtro es para muestrear sílice, prepárelo con un filtro de policarbonato y pase 30 mililitros de ácido clorhídrico al cinco por ciento seguidos de 30 mililitros de agua doblemente destilada de alta calidad. Monte el sistema para trabajo bajo el agua utilizando tubo de PEEK. Use un cuchillo afilado o cortador de PEEK para preparar las longitudes requeridas.Coloque en cada tubo un conector macho luer unido a una aguja de jeringa. Asegúrese de que el lado plano del casquillo azul sin brida esté alineado con el extremo del tubo, luego apriete la tuerca verde a mano. A continuación, utilizando cinta aislante, sujete el tubo de PEEK a los brazos del trípode para un manipulador construido a medida.A continuación, coloque agujas descartables con tapón en los conectores luer macho. Etiquete claramente el equipo de muestreo y utilice un código de colores para las partes de muestreo de inhalación y exhalación, por ejemplo, cinta azul para entrada y amarilla para salida. De manera similar, utilice un código de colores para los recipientes de muestreo con el fin de identificar mejor los pares de recipientes que están numerados secuencialmente.Ahora evacúe los recipientes de muestreo antes del buceo, idealmente con una buena bomba de vacío. Un liofilizador estándar proporciona un alto vacío y también funciona adecuadamente. Finalmente, coloque todos los recipientes de muestreo en fila según sea necesario para el buceo.Planifique todos los pasos de muestreo con anticipación y empaque en consecuencia. Primero, confirme si el espécimen está bombeando liberando un tinte fluorescente filtrado junto al orificio inhalante y verifique que el tinte esté saliendo por el orificio de exhalación. A continuación, instale el dispositivo VacuSIP y asegúrese de que esté estable.Luego, coloque el tubo de muestreo de inhalación dentro de la abertura de inhalación o muy cerca de ella, asegurándose de que el tubo de inhalación no esté cerca de ninguna otra abertura de exhalación. A continuación, dirija cuidadosamente el tubo de muestreo de exhalación hacia el sifón de exhalación e insértelo suavemente entre uno y cinco milímetros dentro del sifón. Tenga mucho cuidado de no hacer contacto ni perturbar de ninguna manera al organismo muestreado.Luego asegure el ensamblaje de muestreo en una proximidad operativa cercana. Si utiliza el manipulador personalizado, tenga el mismo cuidado al colocar los tubos de inhalación y exhalación. El muestreo de ultrapláncton no requiere filtro.Para muestrear ultra-plancton, utilice la aguja para perforar el septo del tubo evacuado de inhalación y exhalación. Verifique que el agua esté goteando y recoja de dos a seis mililitros de agua de cada tubo. Para los silicatos, instale los porta-filtros inline de policarbonato inoxidable con las membranas de policarbonato entre la aguja y el conector luer macho en el extremo distal del tubo.Luego, atraviese el tapón de septum de los viales de PEAD preparados para comenzar el muestreo. Para muestrear compuestos orgánicos e inorgánicos disueltos, tenga listas tres parejas de viales: uno para nitratos y fosfatos, uno para amoníaco y una tercera pareja para compuestos orgánicos disueltos.Para obtener muestras de compuestos orgánicos disueltos o nutrientes, sustituya el ensamblaje del filtro de policarbonato por un portafiltros de acero inoxidable en línea previamente limpio que contenga un filtro de vidrio precombustionado. Luego, atraviese el tapón de septum de un vial de vidrio EPA para comenzar el muestreo. Los inorgánicos disueltos se recolectaron en viales de vidrio EPA nuevos limpiados por el fabricante o en viales EPA reutilizados limpiados según el protocolo descrito.Los viales reciclados presentaron concentraciones más altas de amoníaco, pero los demás valores fueron similares. Se compararon portafiltros de acero inoxidable y portafiltros Swinnex de policarbonato en línea mediante la filtración de agua pura y la prueba de nutrientes orgánicos e inorgánicos disueltos. Se probaron membranas de policarbonato y filtros de fibra de vidrio precombustionados con cada portafiltro.La combinación de soporte de filtro de acero inoxidable y filtro de fibra de vidrio calcinado funcionó mejor. Los conteos celulares se realizaron con el citómetro de flujo para evaluar la calidad de la muestra. Cuando se recogen adecuadamente pares de muestras in-ex, la mayoría de las células se eliminan del agua exhalada.En contraste, la recolección inadecuada no obtuvo el mismo resultado. Cuando se utiliza correctamente el VacuSIP, fueron evidentes los patrones de eliminación o excreción para la mayoría de los compuestos analizados. Las mediciones mostradas aquí se tomaron de una esponja mediterránea.

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