Name: Un enfoque simple para manipular el oxígeno disuelto para las observaciones de comportamiento animal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-28T16:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 20 s
Description: Aprende a manipular el oxígeno disuelto en el laboratorio para estudiar el comportamiento de animales acuáticos. Este protocolo reproducible permite observar respuestas conductuales en macroinvertebrados, peces y anfibios.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores primero quieren agradecer a todos los estudiantes del primer año del laboratorio del Módulo de Biología 121- Ecología en Juniata College por su ayuda en la generación de datos utilizados en este estudio. También nos gustaría agradecer al Dr. Randy Bennett, Chris Walls, Sherry Isenberg y Taylor Cox por su ayuda en la adquisición de los materiales necesarios para desarrollar esta metodología. Además, nos gustaría agradecer al Dr. Norris Muth y al Dr. John Unger por sus consejos sobre el desarrollo metodológico y a la Dra. Jill Keeney y al departamento de Biología por su apoyo a este esfuerzo. También nos gustaría agradecer a los revisores anónimos que han ayudado a dar forma y enfoque a este manuscrito. Por último, pero no menos importante, me gustaría agradecer a Hudson Grant por su ayuda con la colección inicial de moscas de piedra para su uso en el desarrollo de esta técnica

Nota: Este experimento no hizo uso de los vertebrados y por lo tanto no requieren la aprobación por el Instituto de Juniata College para el Cuidado de Animales y el empleo. Sin embargo, para las personas adaptación de este método para su uso con vertebrados, la aprobación del IACUC debe ser buscada. Recogida de muestras 1. Campo <ol><li> Determinar y evaluar los posibles sitios de campo para la capacidad de recopilar, almacenar y stoneflies de transporte rápido para minimizar el tiempo en tránsito con un tiempo máximo recomendado en el tránsito de 1 hr. </li><li> Tomar muestras de lanzamiento neta en el lugar de campo seleccionado siguiendo los procedimientos estándar kick-net suficientes veces para recoger al menos 35 stoneflies 12. </li><li> Recoger 50 L de agua corriente y las rocas con un diámetro máximo de 2 cm a partir de corrientes. </li><li> Coloque acuarios en un frigorífico ajustado a la temperatura de la corriente de sitio. Distribuir rocas recogidas en el lugar de la corriente en acuarios y rellenar con 4 L de agua corriente por acuario. Coloca 20-30 Stoneflies recogidos por el acuario y colocar una piedra burbujeo unido a un burbujeador de acuario en cada tanque y se convierten en peleles que añade continuamente aire de la habitación al agua. </li><li> Permitir que las moscas de piedra para adaptarse al nuevo ambiente en los acuarios para un período de 48 horas. </li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/54430/54430fig1.jpg" /> Figura 1. Configuración para la manipulación de oxígeno disuelto. (A) 1) Colocación de un tubo de cobre de lengüeta de la manguera macho 2) Ubicación del tapón de sellado para examinar para asegurar así frasco sellado. (B) 1) 2 L matraz de brazo lateral llena con 1,9 l de agua 2) Tubo de Gas y burbujeador de aire (azul) para su uso en burbujeo de nitrógeno y burbujeo de aire de la habitación, respectivamente 3 tanque de nitrógeno) y los valores calibrados 4) 2 L matraz llena con 0,4 l de agua con tubo de vacío sumergida 5) medidor de oxígeno disuelto. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54430/54430fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para</a>ver una versión más grande de esta figura. 2. Conjunto Experimental hasta <ol><li> En una parte superior del banco, conectar un tubo de vacío de pared estándar al brazo lateral de un 2 L matraz de brazo lateral como se muestra (1 en la Figura 1B). </li><li> Llenar el matraz con 1,9 l de agua corriente de envases de plástico de 3 L que contengan agua corriente recogida en el refrigerador ajustado a 12 ° C. </li><li> Colocar el matraz y el tubo en una bandeja suficientemente grande para contener un baño de hielo alrededor del matraz de brazo lateral y sin entorpecer la visión del interior matraz y llenar la bandeja con hielo. </li><li> Perforar dos agujeros 3 mm de diámetro en un tapón de goma para permitir el paso de 1) un tubo de cobre para entregar el gas al recipiente y 2) la sonda de un metro de oxígeno en el matraz de 2 l de brazo lateral (1 en la Figura 1B) . </li><li> Haga una incisión lateral desde el borde del tapón a uno de los orificios para permitir el asentamiento del cable de la sonda de DO en el tapón. </li><li> Conectar un acoplador con una manguera macho de 3 mmpúa a un trozo de tubo de cobre de 2 mm de diámetro (1 en la Figura 1A). Asegúrese de que este tubo es lo suficientemente largo para llegar a un radio de 10 cm de la parte inferior del matraz mientras que llegar a través del tapón. </li><li> Colocar el tubo con el acoplador de que el segundo agujero en el tapón hasta que la longitud de la parte inferior del tapón es suficiente para alcanzar al menos de 10 cm de la parte inferior del matraz. </li><li> Conectar un tubo de gas de polietileno de pared fina 0,75 m de longitud con un diámetro de 3 mm para el acoplador en el tubo. </li><li> Deslizar tanto el sensor de oxígeno y el tubo de cobre en el matraz y sellar el frasco con el tapón. </li><li> Verificación de un sello seguro entre el tapón y el frasco, así como un ajuste perfecto entre el tubo y el cable de la sonda dentro del tapón. </li><li> Llenar un matraz de 1 l con 0,4 l de agua del grifo y coloque adyacente a la bandeja con el baño de hielo y el frasco vacío. </li><li> Sumergir el tubo de polietileno procedentes de la gran matraz de vacío en el agua del matraz 1 L. asegurar latubo con cinta de tal manera que permanecerá sumergida a través del experimento. </li><li> Conectar la línea de gas de diámetro 3 mm del frasco de vacío a una sala de burbujeo de aire acuario. Comience a burbujear el agua en el matraz de 2 L enchufando el burbujeador de acuario, que introduce aire de la habitación y oxígeno al agua. </li><li> Monitorear la concentración de oxígeno y la temperatura del agua con el medidor de OD durante 5 minutos o hasta que se establece el equilibrio de la DO dentro de la cámara de tal manera que se produce un pequeño cambio en la DO. </li></ol> 3. Prueba de la estabilidad del montaje experimental <ol><li> Pruebe cada instalación para la estabilidad DO antes de la adición de la mosca de las piedras. </li><li> Añadir tres o cuatro rocas en el matraz de 2 L de modo que tienen stoneflies sustrato propicio para flexiones de brazos. </li><li> Comience una manipulación de prueba de la DO desconectando el tubo de gas del pelele y lo conecta a la línea de gas nitrógeno. </li><li> Empezar burbujear nitrógeno a 20 pies cúbicos por hora (CFH) por aproximadamente 40seg a 1 min. </li><li> Una vez que la DO ha bajado hasta 0.5 mg / L de la concentración objetivo, reducir el flujo a 15 CFH y permitir que la concentración disminuya hasta el objetivo. </li><li> Alto el flujo de nitrógeno inmediatamente una vez que se alcanza la concentración objetivo. </li><li> Utilice el burbujeador sala de aire de acuario para regresar la concentración a la concentración objetivo si la DO disminuye por debajo del objetivo. </li><li> Si la DO es inestable durante el ensayo de una puesta a punto a continuación, comprobar el volumen de agua todavía está en el 1,9 L y no hay agua ha burbujeado a cabo, la temperatura del agua es estable y no cambia, y los sellos en todos los accesorios parecen ser apretadas y selladas. </li><li> Una vez que los tres ensayos se han realizado y el experimentador tiene confianza en la capacidad de controlar la DO, conecte la tubería de gas de burbujeo y la burbuja al equilibrio de nuevo. </li><li> Burbuja para el equilibrio uniendo la línea de gas de 3 mm de diámetro para el burbujeador de acuario y comenzar la adición de aire de la habitación al agua hasta que la concentración deoxígeno en el agua no aumenta o cambia por 3 min. </li><li> Una vez en equilibrio, deje de burbujear y quitar el sello del frasco. </li></ol> 4. Stonefly Experimento push-up <ol><li> Se divide el número total de moscas de piedra por el número de observadores para determinar el número de ensayos a realizar. </li><li> Determinar diferentes niveles de OD entre 2 y 10 mg / L para evaluar la respuesta de comportamiento de stoneflies (número de flexiones). </li><li> Configurar un frasco por ensayo y añadir un número igual de stoneflies ya que no son observadores en el matraz (4 stoneflies dentro de este diseño), colocar la sonda y el tubo de nuevo en el frasco, a continuación, volver a sellar el frasco con el tapón de goma. Nota: Una inicial DO concentración de 10 mg / L fue elegido como el primer punto de observación, ya que era la concentración de oxígeno de la corriente desde donde se tomaron muestras de las moscas de piedra. </li><li> Una vez que el agua está a 10 mg / L por burbujeo siguientes pasos 02/10 a 02/11, registrar la temperatura del agua de arranque y permitir elstoneflies para insertarse en el sustrato de roca en el matraz. </li><li> Asignar sólo un observador para ver una sola stonefly para garantizar un recuento preciso del comportamiento de flexión de brazos, que es el movimiento del cuerpo hacia arriba y abajo exhibido por el stonefly. </li><li> Contar y registrar el número de flexiones observados a lo largo de un período de observación de 3 min. </li><li> Manipular hacer para el siguiente nivel de OD experimental y repetir período de observación de 3 minutos para los niveles experimentales adicionales. Nota: Dentro de este diseño experimental, se evaluaron tres diferentes niveles de OD. </li></ol> 5. Análisis estadístico <ol><li> Para llevar a cabo el análisis de utilización promedio estadístico de flexiones en los cuatro moscas de piedra a través de un grupo para un ensayo DO dado. </li><li> Utilice el software de cálculo estadístico R libre 12 para llevar a cabo un análisis de la varianza (ANOVA) en el número de flexiones y las concentraciones a cabo con el fin de cada ensayo experimental (DO nivel) y la temperatura como covariates. Analizado DO como los niveles discretos de un solo factor. </li><li> Utilice una prueba de normalidad de Anderson-Darling residuales para comprobar la normalidad 13. </li><li> Realizar una regresión lineal de los datos mediante el trazado de la media del número de flexiones de brazos contra las concentraciones de OD. </li></ol>

<ol><li>Hoback, W., Stanley, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insects+in+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Insects in hypoxia.</a> J. Insect Physiol. 47 (6), 533-542 (2001).</li>
<li>Craig, J., Crowder, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-induced+habitat+shifts+and+energetic+consequences+in+Atlantic+croaker+and+brown+shrimp+on+the+Gulf+of+Mexico+shelf%5BTitle%5D)+AND+%22Mar+Ecol-Prog+Ser%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-induced habitat shifts and energetic consequences in Atlantic croaker and brown shrimp on the Gulf of Mexico shelf.</a> Mar Ecol-Prog Ser. 294, 79-94 (2005).</li>
<li>Gaulke, G., Wolfe, J., Bradley, D., Moskus, P., Wahl, D., Suski, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+Physiological+Responses+of+Largemouth+Bass+to+Rain-Induced+Reductions+in+Dissolved+Oxygen+in+an+Urban+System%5BTitle%5D)+AND+%22T+Am+Fish+Soc%22%5BJournal%5D)">Behavioral and Physiological Responses of Largemouth Bass to Rain-Induced Reductions in Dissolved Oxygen in an Urban System.</a> T Am Fish Soc. 144 (5), 927-941 (2015).</li>
<li>Genkai-Kato, M., Nozaki, K., Mitsuhashi, H., Kohmatsu, Y., Miyasaka, H., Nakanishi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Push-up+response+of+stonefly+larvae+in+low-oxygen+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol+Res%22%5BJournal%5D)">Push-up response of stonefly larvae in low-oxygen conditions.</a> Ecol Res. 15 (2), 175-179 (2000).</li>
<li>McCafferty, W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcCafferty%2C+W+%22Aquatic+Entomology%3A+The+Fishermen%27s+and+Ecologists%27+Illustrated+Guide+to+Insects+and+Their+Relatives%22">Aquatic Entomology: The Fishermen's and Ecologists' Illustrated Guide to Insects and Their Relatives</a>. , Jones and Bartlett. (1983).</li>
<li>Chapman, L., Schneider, K., Apodaca, C., Chapman, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Respiratory+ecology+of+macroinvertebrates+in+a+swamp-river+system+of+east+Africa%5BTitle%5D)+AND+%22Biotropica%22%5BJournal%5D)">Respiratory ecology of macroinvertebrates in a swamp-river system of east Africa.</a> Biotropica. 36 (4), 572-585 (2004).</li>
<li>Suski, C., Killen, S., Kieffer, J., Tufts, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+environmental+temperature+and+oxygen+concentration+on+the+recovery+of+largemouth+bass+from+exercise+implications+for+live+-+release+angling+tournaments%5BTitle%5D)+AND+%22J+Fish+Biol%22%5BJournal%5D)">The influence of environmental temperature and oxygen concentration on the recovery of largemouth bass from exercise implications for live - release angling tournaments.</a> J Fish Biol. 68, 120-136 (2006).</li>
<li>Abdallah, S., Thomas, B., Jonz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aquatic+surface+respiration+and+swimming+behaviour+in+adult+and+developing+zebrafish+exposed+to+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">Aquatic surface respiration and swimming behaviour in adult and developing zebrafish exposed to hypoxia.</a> J Exp Biol. 218 (11), 1777-1786 (2015).</li>
<li>Ciba Geigy Ag. Method and apparatus for degassing viscous liquids and removing gas bubbles suspended therein. US patent. , 3,853,500 (1974).</li>
<li>Hewlett-Packard Company. Apparatus for degassing liquids. US patent. , 6,258,154 (2001).</li>
<li>Sims, C., Gerner, Y., Hamberg, K. Systec inc.,. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vacuum+degassing%5BTitle%5D)+AND+%22US+patent%22%5BJournal%5D)">Vacuum degassing.</a> US patent. , 6494938 (2002).</li>
<li>Barbour, M., Gerritsen, J., Snyder, B., Stribling, J. Report number EPA 841-B-99-002. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarbour%2C+M+%22Rapid+bioassessment+protocols+for+use+in+streams+and+wadeable+rivers%22">Rapid bioassessment protocols for use in streams and wadeable rivers</a>. , USEPA. Washington. (1999).</li>
<li>Anderson, T., Darling, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Test+of+Goodness+of+Fit%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Stat+Assoc%22%5BJournal%5D)">A Test of Goodness of Fit.</a> J Am Stat Assoc. 49 (268), 765-769 (1954).</li>
<li>Rounds, S., Wilde, F., Ritz, G. Chapter A6 Field Measurements. Section 6.2 DISSOLVED OXYGEN. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRounds%2C+S+%22National+Field+Manual+for+the+Collection+of+Water-Quality+Data%22">National Field Manual for the Collection of Water-Quality Data</a>. , U.S. Geological Survery. Virginia, U.S. (2013).</li>
<li>Hem, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHem%2C+J+%22Study+and+Interpretation+of+the+Chemical+Characteristics+of+Natural%22">Study and Interpretation of the Chemical Characteristics of Natural</a>. , U.S. Geological Survery. (1985).</li>
<li>Burggren, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((34%3BAir+Gulping%26%2334%3B+Improves+Blood+Oxygen+Transport+during+Aquatic+Hypoxia+in+the+Goldfish+Carassius+auratus%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Zool%22%5BJournal%5D)">34;Air Gulping&#34; Improves Blood Oxygen Transport during Aquatic Hypoxia in the Goldfish Carassius auratus.</a> Physiol Zool. 55 (4), 327-334 (2015).</li>
<li>Frederic, H., Mathieu, J., Garlin, D., Freminet, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral%2C+Ventilatory%2C+and+Metabolic+Responses+to+Severe+Hypoxia+and+Subsequent+Recovery+of+the+Hypogean+Niphargus+rhenorhodanensis+and+the+Epigean+Gammarus+fossarum+%28Crustacea%3A+Amphipoda%29%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Zool%22%5BJournal%5D)">Behavioral, Ventilatory, and Metabolic Responses to Severe Hypoxia and Subsequent Recovery of the Hypogean Niphargus rhenorhodanensis and the Epigean Gammarus fossarum (Crustacea: Amphipoda).</a> Physiol Zool. 68 (2), 223-244 (2015).</li>
<li>Ultsch, G., Duke, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gas+Exchange+and+Habitat+Selection+in+the+Aquatic+Salamanders+Necturus+maculosus+and+Cryptobranchus+alleganiensis%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">Gas Exchange and Habitat Selection in the Aquatic Salamanders Necturus maculosus and Cryptobranchus alleganiensis.</a> Oecologia. 83 (2), 250-258 (1990).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Los pasos críticos Este procedimiento proporciona una manera sencilla y eficaz para manipular DO en un entorno de laboratorio para llevar a cabo estudios de comportamiento en los organismos acuáticos. Encontramos que hayan varios pasos / los elementos vitales para tener en cuenta al realizar este experimento que relaciona directamente con los resultados. Dentro de un ensayo, es crítico para mantener la presión de la cámara para evitar cambios en la presión parcial de los gases por encima del agua, y posterior DO ...

El oxígeno disuelto (DO) es un parámetro fisicoquímico clave importante en la mediación de un número de procesos biológicos y ecológicos dentro de los ecosistemas acuáticos. Las exposiciones a la hipoxia aguda y crónica subletal reducir las tasas de crecimiento en ciertos insectos acuáticos y reducen la supervivencia de los insectos expuestos 1. Este protocolo fue desarrollado para proporcionar un método controlado para manipular los niveles de OD en el agua corriente para observar los efectos sobre el comportamiento animal. Dado que la supervivencia de todos los organismos acuáticos aeróbicos &#39;depende de la concentración de oxígeno para vivir y reproducirse, los cambios en la concentración de DO a menudo se reflejan en los cambios de comportamiento de los organismos. Se han observado más invertebrados acuáticos y peces móviles para responder a bajas concentraciones de oxígeno (hipoxia) mediante la búsqueda de los lugares con mayor DO 2,3. Para los organismos acuáticos menos móviles, adaptaciones de comportamiento para aumentar la ingesta de DO puede ser la única opción viable. El orden de macroinvertebrados acuáticos de PlecOptera (stonefly) se ha observado para realizar movimientos &quot;push-up&quot; para aumentar el flujo de agua, y la absorción de oxígeno, a través de sus branquias externas 4 - 6. Estos comportamientos adaptativos se han observado en los entornos naturales y en experimentos de laboratorio. manipulación en el laboratorio de OD en el agua abre importantes oportunidades para estudios de comportamiento animal, pero existen importantes lagunas en la implementación metodológica. Por ejemplo, un estudio utilizó grandes acuarios para evaluar el tiempo fisiológico respuesta de perca americana (Micropterus salmoides) a entornos hipóxicos siguiente gasificación con nitrógeno, pero escasa detalle se da para la metodología 7. Otro estudio realizado en peces cebra (Danio rerio) describe el uso de gas nitrógeno y una piedra porosa para entregar gas al agua y reducir la DO del agua 8. Para las aplicaciones basadas en la química, métodos para la desgasificación de solventes utilizan especializadaaparato 9-11 para eliminar el oxígeno a partir de disolventes, pero no sería adecuado para estudios de comportamiento animal. Si bien estos estudios emplean métodos para eliminar el oxígeno del agua, ningún método descriptivo se pudo identificar que permitiría la evaluación de la conducta animal en respuesta a cambios DO. Este método se describe a continuación es un intento para describir completamente un protocolo para la manipulación de la DO de agua mediante el uso de gas nitrógeno. Además, este método fue desarrollado hacia la observación de relaciones entre el comportamiento stonefly (flexiones) y DO que se empleó en un laboratorio de biología de nivel de primer año. Una de las principales ventajas de este método es que se puede realizar fácilmente en un laboratorio con material de vidrio y materiales accesibles a la mayoría de los centros de enseñanza secundaria y superior común. El protocolo también es fácilmente adaptable, lo que permite a las personas a escala del procedimiento para cumplir con los objetivos establecidos para aplicaciones de investigación o de enseñanza. </p&gt;

<table><tbody><tr><td>Matraz filtrante 2 L</td><td>Pyrex</td><td>5340</td><td></td></tr><tr><td>Tapón de goma tamaño 6</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z164534</td><td></td></tr><tr><td>Nalgene 180 Tubo de plástico transparente</td><td>Thermo Scienfitic</td><td>8001-1216</td><td></td></tr><tr><td>Bomba de aire Whisper 60</td><td>Tetra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard flexible Tubo de línea de aire</td><td>Penn Plax</td><td>ST25</td><td></td></tr><tr><td>0,25 pulgadas Tubo de cobre</td><td>Lowes Home Improvement</td><td>23050</td><td></td></tr><tr><td>Lengüeta de manguera macho</td><td>Grainger</td><td>5LWH1</td><td></td></tr><tr><td>Conector hembra</td><td>Grainger</td><td>20YZ22</td><td></td></tr><tr><td>Medidor de oxígeno disuelto de alta resistencia</td><td>Extech</td><td>407510</td><td></td></tr><tr><td>Gas nitrógeno</td><td>Matheson TRIGAS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Radnor AF150-580 Regulador</td><td>Airgas</td><td>RAD64003036</td><td></td></tr></tbody></table>

un enfoque simple para manipular el oxígeno disuelto para las observaciones de comportamiento animal

A Simple Approach to Manipulate Dissolved Oxygen for Animal Behavior Observations

La capacidad de manipular el oxígeno disuelto (DO) en un entorno de laboratorio tiene una aplicación importante para investigar una serie de cuestiones ecológicas y de comportamiento del organismo. El protocolo descrito aquí proporciona un método simple, reproducible, y controlado para manipular DO para estudiar la respuesta de comportamiento en los organismos acuáticos resultantes de la hipoxia y condiciones anóxicas. Durante la realización de la desgasificación del agua con nitrógeno se utiliza comúnmente en entornos de laboratorio, ningún método explícito para su aplicación ecológica (acuático) existe en la literatura, y este protocolo es el primero en describir un protocolo para desgasificar el agua para observar la respuesta del organismo. Esta técnica y el protocolo fueron desarrollados para la aplicación directa de los macroinvertebrados acuáticos; Sin embargo, pequeños peces, anfibios y otros vertebrados acuáticos podrían ser fácilmente sustituidos. Se permite la fácil manipulación de los niveles de OD que van desde 2 mg / L a 11 mg / L con la estabilidad para un máximo de un período de observación de los animales-5 min.Más allá de un periodo de observación de 5 minutos la temperatura del agua comenzó a subir, ya los 10 minutos se convirtieron en los niveles de OD demasiado inestable para mantener. El protocolo es escalable para el organismo estudio, reproducible y fiable, lo que permite una rápida implementación en laboratorios de enseñanza de introducción y aplicaciones de investigación de alto nivel. Los resultados esperados de esta técnica deberán establecer una relación disuelto cambios de oxígeno a las respuestas de comportamiento de los organismos.

<html> Seis ensayos de la configuración descrita fueron realizadas por 24 estudiantes de primer año de licenciatura en un entorno de laboratorio de enseñanza para cuantificar el número de flexiones stoneflies realizan en respuesta a diferentes concentraciones de oxígeno en el agua. El número medio de flexiones realizado dentro de un nivel de OD y dentro de cada ensayo se agruparon para trazar flexiones contra el nivel de OD en la Figura 2. Se realizó un ANOVA inicialmente...

En este artículo se describe un protocolo simple y reproducible para manipular las condiciones de oxígeno disuelto en un entorno de laboratorio para estudios de comportamiento animal. Este protocolo se puede utilizar tanto en entornos de enseñanza y la investigación de laboratorio para evaluar la respuesta del organismo de macroinvertebrados, peces, anfibios o de cambios en la concentración de oxígeno disuelto.

Un enfoque simple para manipular el oxígeno disuelto para las observaciones de comportamiento animal

The ability to manipulate dissolved oxygen (DO) in a laboratory setting has significant application to investigate a number of ecological and organismal ...

El objetivo general de este método es manipular de forma eficaz e incremental las condiciones de oxígeno disuelto u OD en un entorno de laboratorio, con el fin de permitir la observación de las respuestas conductuales de animales acuáticos. Lo interesante de este método es que puede tener aplicaciones para una serie de experimentos sobre comportamiento animal.Tanto para vertebrados como para invertebrados. La principal ventaja de esta técnica es que puede implementarse tanto para la enseñanza en el aula como para fines de investigación. En un sitio de campo seleccionado, dentro de una hora de traslado desde el laboratorio, utilice procedimientos estándar con red de barrido para recolectar al menos 35 ninfas de plecópteros.Del arroyo, recolecte cuatro litros de agua por acuario. Además, tres litros adicionales por experimento. Asimismo, varias rocas con un diámetro máximo de dos centímetros.De regreso en el laboratorio, distribuya las rocas en acuarios colocados en un refrigerador, ajustando la temperatura a la del sitio del arroyo. Añada cuatro litros de agua del arroyo a cada acuario. Luego, agregue de 20 a 30 nísporas a cada acuario.Y coloque una piedra difusora conectada a un aerificador de acuario en cada tanque para agregar continuamente aire ambiente al agua. Después de dos días, conecte un tubo de vacío estándar de pared al brazo lateral de un matraz de dos litros con salida lateral. Y llene el matraz con un punto nueve litros de agua de arroyo a 12 grados Celsius.Coloque el matraz y el tubo en una bandeja lo suficientemente grande como para contener un baño de hielo sin obstruir la vista del interior del matraz de brazo lateral. Llene la bandeja con hielo. Inserte una sonda de OD en uno de los orificios de tres milímetros de un tapón de caucho preparado personalizado.Y un tubo de cobre de dos milímetros de diámetro equipado con un acoplador macho para manguera de tres milímetros mediante otro orificio de tres milímetros. Hasta que la longitud del tubo desde la parte inferior del tapón esté dentro de los 10 centímetros del fondo del matraz. Conecte un tubo de gas de polietileno de pared delgada, de tres milímetros de diámetro y 0,7 metros de longitud, al acoplador.Verifique un sello seguro entre el tapón y el matraz, así como un ajuste firme entre el tubo y el alambre de la sonda dentro del tapón. Es fundamental que los tapones y los tubos estén bien sellados para mantener un entorno de presión igual en el recipiente durante todo el experimento y para evitar fugas de nitrógeno desde el recipiente. Coloque el tubo de polietileno en un matraz de un litro que contenga cero punto cuatro litros de agua del grifo y sujete el tubo con cinta para mantener los extremos sumergidos durante todo el experimento.Luego, conecte la línea de gas de tres milímetros de diámetro desde el matraz al vacío hasta un difusor de aire para acuario. Encienda el difusor para oxigenar el agua en el matraz de dos litros con el oxígeno ambiental. Utilice la sonda de OD para monitorear la temperatura del agua y la concentración de OD durante aproximadamente cinco minutos.Hasta que se establezca un equilibrio del OD dentro de la cámara. Antes de agregar las perlidas, coloque tres o cuatro piedras en el matraz de dos litros para que los insectos tengan un sustrato adecuado para hacer flexiones. Luego, inicie una manipulación experimental del OD desconectando el tubo de gas del difusor y conectándolo a la línea de gas nitrógeno.Inicie la burbujeo de nitrógeno a 20 pies cúbicos por hora durante aproximadamente 40 a 60 segundos. Detenga inmediatamente el flujo de nitrógeno al alcanzar la concentración objetivo. Utilice el burbujeador de aire del acuario para regresar a la concentración objetivo si el DOD disminuye por debajo del valor deseado.Si el OD es inestable durante la prueba, verifique que el volumen de agua aún sea de un punto nueve litros y que no haya salido agua por burbujas. La temperatura del agua es estable, y las juntas herméticas de todos los accesorios están cerradas firmemente. Después de reequilibrar el sistema, agregue un número igual de plecópteros al del número de observadores al matraz.Y cierre el frasco con un tapón de goma. Pase burbujas a través del agua como se acaba de demostrar hasta alcanzar una concentración objetivo de 10 miligramos por litro. Luego, registre la temperatura inicial del agua.Y permita que los plecópteros se adhieran a la roca sumergida en el matraz. Cada observador contará y registrará el número de movimientos de empuje hacia arriba realizados por un plecóptero individual durante tres minutos. Luego, manipule el OD hasta el siguiente nivel experimental y repita la observación de tres minutos.En esta figura, se tomó el número promedio de flexiones realizadas dentro de cada nivel de OD, y dentro de cada uno de los seis ensayos, para graficar las flexiones frente al nivel de OD. Para estos experimentos, solo la concentración de OD influyó significativamente en el número de flexiones realizadas por los plecópteros. Sin ninguna otra variable ni interacción, esto demuestra un predictor significativo del número de flexiones.Una vez dominada, esta técnica puede reproducirse para cumplir con los objetivos específicos establecidos por el investigador. Al intentar este procedimiento, es importante evitar cambios de temperatura, ya que esto podría provocar variaciones en el OD. Con este procedimiento, se pueden utilizar otros métodos, como aquellos que alterarían el pH, para responder preguntas adicionales sobre los efectos del pH y el OD en organismos acuáticos. Después de ver este video, usted debería tener la capacidad de manipular el oxígeno disuelto en un entorno de laboratorio para una serie de experimentos sobre el comportamiento animal.

a-simple-approach-to-manipulate-dissolved-oxygen-for-animal-behavior

Research

Investigación

JoVE Journal

Environment

Entorno

Este documento detalla cómo usar cámaras de flujo continuo de hipoxia para generar atmósferas con concentraciones definidas de...

Creación de ambientes definidos de gases para el Estudio de los efectos de la hipoxia en el<em&gt; C. elegans</em

Aquí, presentamos pequeñas incubaciones de núcleo para la medición del intercambio de sedimentos-agua, gas y solutos. Estos proporcionarán mediciones fiables del intercambio sedimento-agua que evalúan el papel de los sedimentos en la influencia de los procesos biológicos y biogeoquímicos en los ecosistemas acuáticos.

El intercambio de O bentónica<sub&gt; 2</sub&gt;, N<sub&gt; 2</sub&gt; y nutrientes disueltos usando pequeños incubaciones Core

Introducimos un nuevo sistema de cámara hipóxico para su uso con organismos acuáticos como los embriones de sapo y pez cebra. Nuestro sistema es simple, robusto, rentable y permite la inducción y mantenimiento de la hipoxia in vivo y hasta 48 horas. Presentamos 2 métodos reproducibles para monitorear la efectividad de la hipoxia.

Inducción de la hipoxia en los sapos vivos y los embriones de pez cebra

Como las mitocondrias son sólo un pequeño porcentaje de la célula de la planta, tienen que ser purificado para una gama de estudios. Las mitocondrias pueden ser aisladas de una variedad de órganos de la planta de homogeneización, seguido de centrifugación gradiente diferencial y densidad para obtener una fracción altamente purificada mitocondrial.

Aislamiento y medidas respiratoria de las mitocondrias de Arabidopsis thaliana

Comprensión de las respuestas conductuales de bivalvos de alimentadores de suspensión a variables ambientales, tales como oxígeno disuelto, puede explicar algunos procesos del ecosistema. Hemos desarrollado a un monitor barato, base de laboratorio, galga de tensión (SGM) para medir las respuestas de boca de la válvula de ostión, Crassostrea virginica, diel-ciclismo hipoxia y pH cíclico.

Un Monitor de galgas extensométricas (SGM) para válvula abren las mediciones continuas en los moluscos bivalvos en respuesta a hipoxia laboratorio inducida por Diel-ciclismo y pH

Aquí presentamos un protocolo de purificación de proteínas anaerobias, anaerobias proteína concentración y posterior caracterización cinética mediante un sistema de electrodo de oxígeno. El método se ilustra utilizando la enzima DesB, una enzima dioxigenasa que es más estable y activo cuando purificada y almacenada en un medio ambiente anaeróbico.

Purificación de proteínas anaerobias y análisis cinético mediante electrodo de oxígeno para el estudio de la inhibición y la actividad de DesB dioxigenasa

Aquí se presenta un método / instalación rentable y transportable para medir la productividad primaria de las esteras microbianas en condiciones reales de temperatura ambiental y luz in situ . La configuración experimental se basa en materiales ampliamente disponibles y se puede utilizar en diversas condiciones, al tiempo que ofrece las ventajas de los modelos basados en laboratorio.

Un método de bajo costo para medir la productividad primaria in situ de las comunidades de perifitón de las aguas lénticas

La respirometría coulométrica es ideal para medir la tasa metabólica de pequeños organismos. Cuando se adaptó para Drosophila melanogaster en el presente estudio, el consumo de O2 medido estuvo dentro del rango reportado para D. melanogaster de tipo salvaje en estudios previos. El consumo deO2 por mosca por parte de los mutantes CASK, que son más pequeños y menos activos, fue significativamente menor que el de los mutantes salvajes .

Medición del consumo de O2 en Drosophila melanogaster mediante microrrespirometría coulométrica

Este protocolo presenta un método para fabricar un chip microfluídico de doble capa y analizar el crecimiento microbiano bajo rápidas oscilaciones de oxígeno. El rendimiento del dispositivo se validó mediante la detección de oxígeno en canales de fluidos y el cultivo microbiano.

Creación de oscilaciones rápidas de oxígeno en el análisis de crecimiento microbiano de una sola célula utilizando un dispositivo microfluídico de doble capa

Un ensayo de toda bioinformador celda con Burkholderia sartisoli RP037-MCHE fue desarrollado para la detección de fracciones de un contaminante orgánico (es decir, fluoreno) disponible para la degradación bacteriana después de transporte activo por micelios puente poros llenos de aire en un sistema modelo saturado de agua.

Todo un enfoque bioinformador celular para evaluar Transporte y Biodisponibilidad de los Contaminantes Orgánicos en Sistemas no saturadas de agua

Aprende a manipular el oxígeno disuelto en el laboratorio para estudiar el comportamiento de animales acuáticos. Este protocolo reproducible permite observar respuestas conductuales en macroinvertebrados, peces y anfibios.

Un enfoque simple para manipular el oxígeno disuelto para las observaciones de comportamiento animal

Explorar más videos