Name: Caracterizar el transporte de electrones a través de Biofilms de vida (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-01T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 52 s
Description: Aprende a medir la conductividad eléctrica de biofilms microbianos vivos mediante electrodos interdigitados y bipotenciostato. Este método revela mecanismos de transporte de electrones extracelular en biofilms.

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M.D.Y, S.M.G S. y L.M.T. reconocen la oficina de investigación Naval (Premio #N0001415WX01038 y N0001415WX00195), el laboratorio de investigación Naval y el Instituto de Nanociencias laboratorio de investigación Naval; M.Y.E.-N. es apoyado por los Estados Unidos Departamento de energía concesión DE-FG02-13ER16415.

1. preparación de microelectrodo interdigitados arsenal (IDA)
<ol><li>Obtener IDA comercialmente disponible electrodos patrón sobre un sustrato no conductor o sintetizar usando métodos estándar de litografía. 28 Nota: Dimensiones de IDA o materiales pueden variar basado en las condiciones deseadas para diversos experimentos. IDAs utilizan aquí fueron obtenidos comercialmente y consistió en dos microelectrodos oro interdigitados en un sustrato de vidrio conectado a electrodos grandes en los extremos opuestos de la matriz. Los electrodos están expuestos mientras que las líneas de autobús conectan los electrodos a las almohadillas de contacto grandes están recubiertas con material aislante fino. IDAs utilizan aquí están compuestos por dos conjuntos de 10 μm de ancho y 2 mm microelectrodo largo oro bandas (fuente y dren) espacian aparte 5 μm en una superficie de vidrio plano. IDAs utilizan aquí tenía 65 pares de electrodo (130 bandas interdigitados total). Bandas alternas están conectadas a electrodos en los extremos opuestos de la matriz.</li>
	<li>Cable y aisle IDA<ol>
<li>Conecte un cable a cada almohadilla de electrodo grande con epoxi conductivo.<ol>
<li>Preparar conductor epoxi según instrucciones del fabricante para el epoxi específico en uso con una boquilla mezcladora, varilla o pipeta (las instrucciones pueden variar según el fabricante).</li>
			<li>Coloque un cable en cada plataforma de oro, seguro en su lugar con cinta de laboratorio. Cubra el alambre y el cojín con epoxi, utilizando una boquilla mezcladora, varilla o pipeta.</li>
			<li>Cuidadosamente hacia un horno de 80 ° C por 1 h a cura o curación basada en las recomendaciones del fabricante para el específico conductora epoxi utilizado.</li>
			<li>Después de que el epoxi cura, use un multímetro para asegurar la conexión eléctrica entre el extremo del cable y las almohadillas. La resistencia entre el alambre y la almohadilla debe ser &lt; 5 Ω. También, utilice el multímetro para verificar que no epoxy conductivo es conectar múltiples electrodos, como esto puede corta la matriz. Si epoxi conductora es conectar múltiples contactos, utilice a un escribano para aislar los conductores.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Aísle la conexión con cubriendo la conexión con una térmica, eléctrica y aislante impermeable. Resinas de poliuretano ignífugas a menudo son adecuadas.<ol>
<li>Quite la punta de un tubo de centrífuga cónico de 15 mL (en aproximadamente la marca de 2,5 mL) como molde para el material aislante. Hacer dos agujeros pequeños en la parte inferior de los cables que salgan con una aguja de 21g.</li>
			<li>Inserte a la IDA en el molde y los cables por los agujeros en el fondo del molde.</li>
			<li>Preparar el material de aislamiento específico. Siga las instrucciones proporcionadas con la resina específica obtenida.</li>
			<li>Pipeta el aislante en el molde para que el epoxi es totalmente cubierto (~2.5 mL) y deje que se seque según las especificaciones del fabricante.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. configuración del reactor electroquímica, pruebas y la inoculación
<ol><li>Configurar la celda electroquímica.<ol>
<li>Inserte IDA, contra electrodo y electrodo de referencia de la celda electroquímica. Nota: El reactor electroquímico utilizado puede variar ampliamente, como todos los electrodos caben dentro. Una consideración es que el electrodo de referencia debe estar lo más cerca posible al electrodo de trabajo los límites prácticos del reactor. Aquí, utilizamos un reactor de cámara única con la referencia electrodo ~ 2-3 cm de los electrodos de trabajo. También, el electrodo del contador debe ser mayor que el electrodo de trabajo para asegurar que no es limitante en el sistema.</li>
		<li>Si trabaja con un cultivo puro, esterilizar el reactor con el contraelectrodo dentro. Esterilizar el electrodo de referencia remojando en cloro por 10 minutos y agua desionizada estéril para 10 minutos esterilización la IDA por inmersión en lejía para 5 s seguido de agua desionizada estéril para 10 s antes de la inserción en el reactor.</li>
		<li>Llenar la celda electroquímica con medio estéril adecuado para el crecimiento de biopelícula. Para g. sulfurreducens17,18, usar agua dulce medio excluyendo fumarato. Para biocathode MCL,9 uso medio de agua de mar artificial. 9
</li>
		<li>Conecte los electrodos a un bipotenciostato. Conecte un electrodo de IDA al trabajo plomo 1, el otro electrodo de IDA al trabajo plomo 2, el electrodo de referencia a la iniciativa de referencia y el electrodo contra el mostrador.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Pruebas electroquímicas de ida. Nota: El principal objetivo de esta prueba es para asegurarse de que los dos electrodos están aislados eléctricamente. Todas las técnicas electroquímicas están disponibles en el software utilizado para controlar el bipotenciostato.<ol>
<li>Realizar pruebas de conductividad de control (antes de crecimiento del biofilm) para garantizar el correcto funcionamiento de IDA con un bipotenciostato.<ol>
<li>Medida del potencial de circuito abierto de cada electrodo durante 1 minuto. Nota: En algunos instrumentos, circuito abierto potencial debe lograrse con el programa de colección de caracterización y ajuste la corriente a 0 mA.</li>
			<li>Medida del potencial de circuito abierto de electrodo 2 desempeño de voltametría cíclica sobre el electrodo 1 entre + 0,2 V a +0.6 V (contra ella) a 20 mV/s. Nota: Otros límites y tarifas de exploración para el CV pueden utilizar si se desea. Sin embargo, evitar potenciales que se traducirá en la generación de hidrógeno o el oxígeno.</li>
			<li>Verificar que el potencial de circuito abierto medido al electrodo 2 no reflejan el potencial de electrodo 1 durante el CV mediante el software de potenciostato. Nota: El potencial de circuito abierto del electrodo 2 de puede cambiar, pero debe ser independiente del potencial de electrodo 1.</li>
			<li>Repita los pasos 2.2.1.1 por 2.2.1.3 excepto el control del potencial de electrodo 2 y medir el potencial de circuito abierto del electrodo 1.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Establecer el potencial de los electrodos de trabajo en el potencial de crecimiento deseado del biofilm electroactivos pertinentes utilizando el software de bipotenciostato. Por ejemplo, utilizar + 0,5 V (contra ella) de Geobacter sulfurreducens o +0.31 V (contra ella) para biocathode MCL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Crecimiento relevantes electroactivos biofilm<ol>
<li>Inocular el reactor electroquímico de un cultura/enriquecimiento común de los microorganismos electroquímicamente activos deseados usando técnicas microbiológicas asépticas estándar. Para las pruebas estándar, inocular en una 1:20 relación (inóculo al volumen del reactor) de un OD600 = 0,5 cultura.</li>
		<li>Establecer la agitación en el reactor el nivel deseado (~ 200 rpm) y la incubadora / baño de agua a la temperatura deseada en base a las condiciones de crecimiento del biofilm de interés. Para g. sulfurreducens, utilice 30 ° C para un crecimiento óptimo.</li>
		<li>Incubar el sistema basado en necesidades específicas de los microorganismos de interés hasta que el biofilm puentes la brecha que separa los dos electrodos. Para inmóvil g. sulfurreducens biofilm, incubar ~ 7-10 días. Para biocathode MCL, incubar ~ 7 días. En cada caso, controlar la temperatura a 30 ° C.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. electroquímicos experimentos bloquea
<ol><li>Seleccione los parámetros experimentales que se utilizará para determinar la dependencia del potencial de la corriente para las mediciones bloquea.
	<ol>
<li>Determinar el rango de potenciales de puerta que se aplicará a la AIF para obtener la corriente conducida (ISD) versus la curva (EG) puerta para el sistema. Nota: El rango de potenciales de puerta examinado debe cubrir todos los potenciales con actividad redox posible. Si no hay información sobre el sistema de interés disponible, una gama amplia de potencial debe ser usado (-0.55 a +0.6 V contra ella). Un enfoque de ensayo y error puede utilizarse para ajustar la gama basada en el sistema bajo estudio. Puerta de potencial se define como: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/54671/54671eq1.jpg"> donde ED es el potencial del electrodo de descarga y ES es el potencial del electrodo de fuente. La gama de potenciales de puerta utilizado está limitada por los requisitos y limitaciones del sistema específico de interés. 18 Nota: Fuente y dren potenciales que dará lugar a la evolución del oxígeno y el hidrógeno deben evitarse ya que estos procesos pueden dañar el biofilm.</li>
		<li>Determinar el voltaje drenaje fuente (VSD) que se utilizará como la fuerza impulsora para el transporte de electrones a través de la película de la fuente al drenaje. Desagüe de la fuente de voltaje se define como: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/54671/54671eq2.jpg"> Nota: El voltaje drenaje fuente debe ser suficientemente pequeño para que meSD escala linealmente con VSD. 17
</li>
		<li>Elija una frecuencia de barrido (v) en el cual EG se cambia linealmente con el tiempo que sea independiente de miSD para que el sistema se puede aproximar que en estado estacionario para cada puerta potencial. Nota: Una velocidad de lectura de menos de 0.002 V/s se utiliza a menudo para los sistemas biológicos. 29 , 30
</li>
		<li>Configurar el software de bipotenciostato para realizar las mediciones bloquea (es decir, barrer la puerta potencial) sobre el rango seleccionado, en el voltaje drenaje fuente seleccionado y en la frecuencia de barrido deseada partiendo de las consideraciones anteriores. Nota: para medidas bloquea anteriores usando g. sulfurreducens,17,19 EG = -0.55 V a 0,6 V (contra ella), VSD = 0,01 V o 0,1 V, v = 0.001 s V. Para Biocathode MCL, EG = 0,25 V a 0.7 V (contra ella), VSD = 0.002 V, v = 0,0002 s V.<ol>
<li>Además, realizar una medición de línea de base con VSD = 0.000 V (es decir, un CV en cada electrodo individual simultánea) en la misma v elegida en el paso 3.1.3.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Realizar mediciones bloquea usando las condiciones en 3.1.4 bajo tanto volumen de ventas (con donante del electrón soluble o aceptador de presente) y las condiciones de no rotación (sin donante del electrón soluble o aceptador). Nota: Condiciones de volumen de ventas no son ventajosas porque las mediciones no son oscurecidas por la oxidación o reducción de compuestos solubles para el metabolismo celular, aunque deben obtenerse resultados similares, independientemente de que la condición se usa después de restar las corrientes de fondo (detalladas de 3.1.8).<ol>
<li>Lograr condiciones de facturación utilizando el mismo medio de reactor utilizado para crecimiento bacteriano en el electrodo. Este medio contiene a un donante de electrones soluble, como el acetato de g. sulfurreducens,17 o aceptante, tal como oxígeno para Biocathode MCL.</li>
			<li>Lograr condiciones de facturación no haciendo el mismo medio de reactor usado para crecimiento bacteriano en el electrodo, excepto omita el donante del electrón soluble o aceptador. Después de asegurarse que el potenciostato está apagado, quite el medio asépticamente y añadir en medio fresco sin el donante del electrón para sistemas anódicos o aceptador para sistemas catódicos. Alternativamente, se puede configurar un sistema de flujo continuo para reemplazar poco a poco el medio con el medio deseado de condiciones nonturnover. Nota: Si el oxígeno es el aceptor de electrones soluble (en cuanto a biocathode MCL), sparge del sistema con una mezcla de ~ 15% CO2 y 85% N2 (o una mezcla de gases que mantiene el pH correcto en el medio).</li>
		</ol>
</li>
		<li>Después de la terminación de las medidas bloquea, utilice el software de potenciostato para establecer el potencial de cada electrodo en el crecimiento potencial para permitir que el sistema volver a estabilizar (usando los mismos valores como en 2.2.2).</li>
		<li>Si se cumplen todas las condiciones descritas anteriormente (SD es independiente de v y escala linealmente con VSD), convertir los valores deSD a conductividad usando las siguientes ecuaciones como se describió anteriormente31 <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/54671/54671eq3.jpg"> <img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/54671/54671eq4.jpg">
</li>
		<li>donde G es la conductancia y S es un factor de escala que depende del sistema y factores en variables tales como tamaño de electrodo, tamaño de hueco y altura de biofilm. Para determinados sistemas, S puede determinarse de las ecuaciones previamente. 31 por otra parte, S se puede calcular numéricamente mediante un software de modelado, detallados anteriormente. 17
</li>
		<li>Restar las corrientes de fondo para identificar la forma y la magnitud de la corriente conducida. O restar la corriente generada en VSD = 0,00 V de la corriente generada en VSD = 0,01 V o restar el drenaje actual de la fuente actual generado con una VSD = 0,01 V. cualquier método quita fondo corrientes, dejando sólo la corriente realizada.</li>
	</ol></li>
	<li>Medidas bloquea electroquímicas dependiente de la temperatura
	<ol>
<li>Determinar el rango de temperaturas de interés. Esta gama es altamente dependiente en el sistema bajo estudio, deben usarse las temperaturas sin embargo fisiológicamente relevantes. Nota: Estudios previos han utilizado una gama de temperatura de 10 ° C a 30 ° C para el estudio de transporte de electrones en condiciones fisiológicamente relevantes para microorganismos mesófilos. 17
</li>
		<li>Obtener un baño de agua de recirculación o incubadora para regular la temperatura del reactor y un reactor de control para asegurar que el set point y la temperatura del medio es el mismo.<ol>
<li>Coloque un termómetro o termopar en un reactor de control donde sería la IDA.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Hacer las medidas deSD (ver 3.1.4) en el rango de temperaturas seleccionadas bajo volumen de ventas y nonturnover (descrito en el paso 3.1.5) condiciones utilizando el bipotenciostato siguiendo uno de los dos procedimientos que se describen a continuación.<ol>
<li>I generarSD vs curvas de EG , como se describió anteriormente (ver 3.1), para cada temperatura en el rango de temperatura de interés. Para los materiales exhiben conductividad de redox, como g. sulfurreducens y Biocathode MCL, la corriente máxima de cada temperatura se utiliza para determinar elSD vs dependencia de T. Nota: Este método se utiliza para generar un completo ISD vs EG curva para cada temperatura, pero requiere más tiempo que la segunda opción.</li>
			<li>Alternativamente, ajuste y mantenga la IDA en la puerta de potencial que produce máximo realizado actual usando el bipotenciostato (obtenida en laSD curva deG vs E, paso 3.1.4) y registrar la corriente máxima realizada usando el bipotenciostato mientras la temperatura es un ciclo entre el rango de temperaturas seleccionado mediante los controles a bordo del baño María o incubadora. Nota: con la geometría del electrodo/reactor utilizada aquí, el que se permitieron estabilizar para por lo menos 20 minutos y un promedio estableSD SD y T se utiliza para cada temperatura. Más o menos tiempo de estabilización puede ser necesario basado en el sistema específico. Este método es más rápido que el primero y causa menos estrés a la biopelícula. Sin embargo, no se generan curvas bloquea completas.</li>
			<li>Ciclo de la temperatura de un punto a otro y volver otra vez con los controles a bordo de la incubadora o baño de agua para determinar la reversibilidad de la reacción para asegurar que la temperatura de ciclismo no daña el biofilm.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Restablecer la temperatura a la temperatura de crecimiento normal usando los controles a bordo de la incubadora o baño y permitir que el sistema se estabilice. Nota: Para un conductor de redox, elSD versus datos 1/T puedo ser encajo con la expresión de velocidad de Arrhenius, que permite el cálculo de la energía de activación como sigue: <img alt="Equation 5" src="/files/ftp_upload/54671/54671eq5.jpg"> <img alt="Equation 6" src="/files/ftp_upload/54671/54671eq6.jpg"> donde Euna es la energía de activación para la transferencia de electrones entre cofactores redox adyacentes y k es la constante de Boltzmann.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Boyd, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBoyd%2C+DA+%22Biofilms+in+Bioelectrochemical+Systems%22">Biofilms in Bioelectrochemical Systems</a>. , John Wiley & Sons, Inc. 177-210 (2015).</li>
<li>Natan, M. J., Wrighton, M. S. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/9780470166383.ch6/summary">Chemically modified microelectrode arrays.</a> Prog Inorg Chem. 7, 391-494 (1990).</li>
<li>Paul, E. W., Ricco, A. J., Wrighton, M. S. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/j100254a028">Resistance of polyaniline films as a function of electrochemical potential and the fabrication of polyaniline-based microelectronic devices.</a> J Phys Chem-US. 89, 1441-1447 (1985).</li>
<li>Dalton, E. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/030101049080026T">Charge transport in electroactive polymers consisting of fixed molecular redox sites.</a> Chem Phys. 141, 143-157 (1990).</li>
<li>Chidsey, C. E. D., Murray, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroactive+Polymers+and+Macromolecular+Electronics%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Electroactive Polymers and Macromolecular Electronics.</a> Science. 231, 25-31 (1986).</li>
<li>Chidsey, C. E. D., Murray, R. W. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/j100398a051">Redox capacity and direct current electron conductivity in electroactive materials.</a> J Phys Chem-US. 90, 1479-1484 (1986).</li>
<li>Gregoire, K. P., Glaven, S. M., Hervey, J., Lin, B., Tender, L. M. <a target="_blank" href="http://jes.ecsdl.org/content/161/13/H3049.full">Enrichment of a High-Current Density Denitrifying Microbial Biocathode.</a> J Electrochem Soc. 161, H3049-H3057 (2014).</li>
<li>Siegert, M., Yates, M. D., Spormann, A. M., Logan, B. E. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/acssuschemeng.5b00367">Methanobacterium dominates biocathodic Archaeal communities in methanogenic microbial electrolysis cells.</a> ACS Sus Chem Eng. 3, 1668-1676 (2015).</li>
<li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+previously+uncharacterized%2C+nonphotosynthetic+member+of+the+Chromatiaceae+is+the+primary+CO2-fixing+constituent+in+a+self-regenerating+biocathode%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Environ+Microbiol%22%5BJournal%5D)">A previously uncharacterized, nonphotosynthetic member of the Chromatiaceae is the primary CO2-fixing constituent in a self-regenerating biocathode.</a> Appl Environ Microbiol. 81, 699-712 (2015).</li>
<li>Marshall, C. W., Ross, D. E., Fichot, E. B., Norman, R. S., May, H. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+Operation+of+Microbial+Electrosynthesis+Systems+Improves+Acetate+Production+by+Autotrophic+Microbiomes%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Sci+Technol%22%5BJournal%5D)">Long-term Operation of Microbial Electrosynthesis Systems Improves Acetate Production by Autotrophic Microbiomes.</a> Environ Sci Technol. 47, 6023-6029 (2013).</li>
<li>Strik, D. P. B. T. B., Picot, M., Buisman, C. J. N., Barrière, F. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/elan.201200358/full">pH and Temperature Determine Performance of Oxygen Reducing Biocathodes.</a> Electroanalysis. 25, 652-655 (2013).</li>
<li>Strycharz, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reductive+dechlorination+of+2-chlorophenol+by+Anaeromyxobacter+dehalogenans+with+an+electrode+serving+as+the+electron+donor%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Microbiol+Report%22%5BJournal%5D)">Reductive dechlorination of 2-chlorophenol by Anaeromyxobacter dehalogenans with an electrode serving as the electron donor.</a> Environ Microbiol Report. 2, 289-294 (2010).</li>
<li>Yates, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/acs.estlett.7b00335">Microbial Electrochemical Energy Storage and Recovery in a Combined Electrotrophic and Electrogenic Biofilm.</a> Environ Sci Technol Lett. 4, 374-379 (2017).</li>
<li>Tender, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Harnessing+microbially+generated+power+on+the+seafloor%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Harnessing microbially generated power on the seafloor.</a> Nature Biotechnology. 20, 821-825 (2002).</li>
<li>Yates, M. D., Siegert, M., Logan, B. E. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0360319914022733">Hydrogen evolution catalyzed by viable and non-viable cells on biocathodes.</a> Int J Hydrogen Energ. 39, 16841-16851 (2014).</li>
<li>Fokina, O., Eipper, J., Winandy, L., Kerzenmacher, S., Fischer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+the+performance+of+a+biofuel+cell+cathode+with+laccase-containing+culture+supernatant+from+Pycnoporus+sanguineus%5BTitle%5D)+AND+%22Bioresource+Technol%22%5BJournal%5D)">Improving the performance of a biofuel cell cathode with laccase-containing culture supernatant from Pycnoporus sanguineus.</a> Bioresource Technol. 175, 445-453 (2015).</li>
<li>Yates, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermally+activated+long+range+electron+transport+in+living+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Chem+Chem+Phys%22%5BJournal%5D)">Thermally activated long range electron transport in living biofilms.</a> Phys Chem Chem Phys. 17, 32564-32570 (2015).</li>
<li>Yates, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+conductivity+of+living+Geobacter+sulfurreducens+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Nano%22%5BJournal%5D)">Measuring conductivity of living Geobacter sulfurreducens biofilms.</a> Nat Nano. 11, 910-913 (2016).</li>
<li>Snider, R. M., Strycharz-Glaven, S. M., Tsoi, S. D., Erickson, J. S., Tender, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-range+electron+transport+in+Geobacter+sulfurreducens+biofilms+is+redox+gradient-driven%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+USA%22%5BJournal%5D)">Long-range electron transport in Geobacter sulfurreducens biofilms is redox gradient-driven.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 109, 15467-15472 (2012).</li>
<li>Strycharz-Glaven, S. M., Snider, R. M., Guiseppi-Elie, A., Tender, L. M. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2011/ee/c1ee01753e">On the electrical conductivity of microbial nanowires and biofilms.</a> Energ Environ Sci. 4, 4366-4379 (2011).</li>
<li>Malvankar, N. S., Tuominen, M. T., Lovley, D. R. <a target="_blank" href="https://www.tib.eu/en/search/id/BLSE%3ARN307893550/Comment-on-On-electrical-conductivity-of-microbial/">Comment on "On electrical conductivity of microbial nanowires and biofilms" by S. M. Strycharz-Glaven, R. M. Snider, A. Guiseppi-Elie and L. M. Tender, Energy Environ. Sci., 2011, 4, 4366.</a> Energy Environ. Sci. 5, 6247-6249 (2012).</li>
<li>Malvankar, N. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tunable+metallic-like+conductivity+in+microbial+nanowire+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Nanotechnol%22%5BJournal%5D)">Tunable metallic-like conductivity in microbial nanowire networks.</a> Nat Nanotechnol. 6, 573-579 (2011).</li>
<li>Strycharz-Glaven, S. M., Tender, L. M. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2012/ee/c2ee03056j/">Reply to the 'Comment on "On electrical conductivity of microbial nanowires and biofilms"' by N. S. Malvankar, M. T. Tuominen and D. R. Lovley, Energy Environ. Sci., 2012, 5.</a> Energy Environ. Sci. 5, 6250-6255 (2012).</li>
<li>Strycharz-Glaven, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/celc.201402168/abstract">Electron Transport through Early Exponential-Phase Anode-Grown Geobacter sulfurreducens Biofilms.</a> Chem Electro Chem. 1, 1957-1965 (2014).</li>
<li>Chidsey, C. E., Feldman, B. J., Lundgren, C., Murray, R. W. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ac00294a026">Micrometer-spaced platinum interdigitated array electrode: fabrication, theory, and initial use.</a> Anal Chem. 58, 601-607 (1986).</li>
<li>Li, C., Lesnik, K. L., Fan, Y., Liu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redox+Conductivity+of+Current-Producing+Mixed+Species+Biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">Redox Conductivity of Current-Producing Mixed Species Biofilms.</a> PLOS ONE. 11, e0155247(2016).</li>
<li>Malvankar, N. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tunable+metallic-like+conductivity+in+microbial+nanowire+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Nano%22%5BJournal%5D)">Tunable metallic-like conductivity in microbial nanowire networks.</a> Nat Nano. 6, 573-579 (2011).</li>
<li>Ing, N. L., Nusca, T. D., Hochbaum, A. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Geobacter+sulfurreducens+pili+support+ohmic+electronic+conduction+in+aqueous+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Chem+Chem+Phys%22%5BJournal%5D)">Geobacter sulfurreducens pili support ohmic electronic conduction in aqueous solution.</a> Phys Chem Chem Phys. 19, 21791-21799 (2017).</li>
<li>Fricke, K., Harnisch, F., Schröder, U. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlehtml/2008/EE/B802363H">On the use of cyclic voltammetry for the study of anodic electron transfer in microbial fuel cells.</a> Energ Environ Sci. 1, 144-147 (2008).</li>
<li>Marsili, E., Rollefson, J. B., Baron, D. B., Hozalski, R. M., Bond, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microbial+biofilm+voltammetry%3A+direct+electrochemical+characterization+of+catalytic+electrode-attached+biofilms%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Environ+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Microbial biofilm voltammetry: direct electrochemical characterization of catalytic electrode-attached biofilms.</a> Appl Environ Microbiol. 74, 7329-7337 (2008).</li>
<li>Kankare, J., Kupila, E. -L. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/002207289280074E">In-situ conductance measurement during electropolymerization.</a> J Electroanal Chem. 322, 167-181 (1992).</li>
<li>Byun, H. S., Pirbadian, S., Nakano, A., Shi, L., El-Naggar, M. Y. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/celc.201402211/abstract">Kinetic Monte Carlo Simulations and Molecular Conductance Measurements of the Bacterial Decaheme Cytochrome MtrF.</a> Chem Electro Chem. 1, 1932-1939 (2014).</li>
<li>El Kasmi, A., Wallace, J. M., Bowden, E. F., Binet, S. M., Linderman, R. J. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ja973417m">Controlling interfacial electron-transfer kinetics of cytochrome c with mixed self-assembled monolayers.</a> J Am Chem Soc. 120, 225-226 (1998).</li>
<li>Bortolotti, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/jz200734a">The Reorganization Energy in Cytochrome c is Controlled by the Accessibility of the Heme to the Solvent.</a> J Phys Chem Lett. 2, 1761-1765 (2011).</li>
<li>Gallaway, J. W., Calabrese Barton, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+Redox+Polymer-Mediated+Enzyme+Electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Chem+Soc%22%5BJournal%5D)">Kinetics of Redox Polymer-Mediated Enzyme Electrodes.</a> J Am Chem Soc. 130, 8527-8536 (2008).</li>
<li>Thackeray, J. W., White, H. S., Wrighton, M. S. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/j100269a048">Poly(3-methylthiophene)-coated electrodes: optical and electrical properties as a function of redox potential and amplification of electrical and chemical signals using poly(3-methylthiophene)-based microelectrochemical transistors.</a> J Phys Chem-US. 89, 5133-5140 (1985).</li>
<li>Jugnet, Y., Tourillon, G., Duc, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+Intrinsic+Extended+%CF%80-Bonding+Band+and+Metalliclike+Behavior+in+Undoped+and+Doped+Electropolymerized+Poly+%283-methylthiophene%29+Films%5BTitle%5D)+AND+%22Phys+Rev+Lett%22%5BJournal%5D)">Evidence of Intrinsic Extended π-Bonding Band and Metalliclike Behavior in Undoped and Doped Electropolymerized Poly (3-methylthiophene) Films.</a> Phys Rev Lett. 56, 1862-1865 (1986).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Durante la instalación de la IDA, es fundamental para probar que la fuente y el dren no son pone en cortocircuito juntos antes medidas electroquímicas bloquea, ya que esto alterará elSD vs curva de EG y podría conducir a interpretaciones y resultados erróneos. También es fundamental para seleccionar VSD y v tal que la corriente es linealmente dependiente en VSD e independiente de v. Si este no es el caso, las ecuaciones descritas anteriormente no pueden ser utilizadas para calc...

Transporte de electrones extracelular (EET) es un proceso que permite a ciertos microorganismos para el transporte de electrones entre los procesos metabólicos intracelulares y aceptadores del electrón insoluble o donantes que residen fuera de la célula, que van desde minerales naturales a electrodos. En algunos casos, EET permite microorganismos formar eléctricamente conductores múltiples de la célula densamente biofilms en la superficie de los electrodos, en el que células no en contacto directo con el electrodo pueden todavía utilizarlo como aceptor de electrones metabólica o donante. Hay interés considerable en tales biofilms como catalizadores de electrodos para aplicaciones diversas, como microbiana electrosíntesis, contaminante de detección/eliminación y generación de energía remota y almacenamiento,7,8,9 ,10,11,12,13,14 debido a la diversidad de los procesos metabólicos de microorganismos y la durabilidad de los biofilms microbianos en comparación con a base de enzima bioelectrodes. 15 , 16 además, caminos EET pueden utilizarse potencialmente para eléctricamente control o señal de cambios en forma natural o genéticamente modificados procesos metabólicos microbianos implicados, por ejemplo, en la producción de un producto o la detección de un analito target o estímulo. La conductividad eléctrica de electrocatalítica biofilms, que les distingue de otros materiales biológicos, es un aspecto central de sus propiedades electrocatalítica, pero poco se entiende sobre el proceso subyacente de la EET en el entorno del electrodo, y lo que se conoce es altamente controvertido. 17 , 18 , 19 , 20 , 21 , 22 , 23 , 24
Se describe aquí es un método de 2 electrodos para medir conductividad a través de la vida, crecido por el electrodo biopelículas usando arrays de electrodos interdigitados (ida). Ida consisten en paralelo electrodos rectangulares con dibujos en la superficie de vidrio plano que cada otra banda está conectado en lados opuestos de la matriz resultante en 2 electrodos (fuente y dren). Examen cuidadoso de una IDA (ver por ejemplo, figura 6.12b de ref #1) revela que las brechas que separan bandas adyacentes son también conectados de tal manera que forma un solo boquete que teje hacia adelante y hacia atrás a través de la matriz que separa los dos electrodos. El resultado es un espacio largo y estrecho separando los electrodos de la fuente y dren, rendimiento muy alto fuente-drenan corrientes cuando un material conductor es formado, fundido, polimerizado o crecido (en el caso del tipo de biofilms considerados aquí) en la matriz. Además, el pequeño tamaño de los electrodos resulta pequeño fondo actual debido a la capacitancia de carga y cambiar en estado de oxidación del material conductor con cambio de puerta posible, ya que la cantidad de material necesario para hacer de conductividad mediciones con IDAs son tan pequeñas. La técnica de IDA gating electroquímico descrito aquí, desarrollado para caracterizar polímeros conductores de película fina,2,3,4,25 sólo recientemente se ha aplicado a los sistemas vivos. 18 otra técnica utilizada para medir la conductividad de los biofilms de vida utiliza un gran formato split electrodos fuente y dren y fuente metros para fijar la puerta potencial. 26 , 27 sin embargo, la preocupación de estos métodos ha sido detallada anteriormente. 18
El siguiente protocolo encapsula nuestra experiencia con realizar medidas de conductividad de vida Geobacter sulfurreducens y biocathode MCL biofilms. G. sulfurreducens es un electrodo modelo reduce organismo capaz de utilizar materiales insolubles, incluyendo electrodos, como el aceptador del electrón metabólica única. Además, forma biofilms gruesos que son capaces de transportar electrones en múltiples longitudes de célula, lo que es un organismo modelo para estudiar la transferencia de electrones extracelular larga distancia anódica. También se incluye información para el estudio de biocathode MCL, un biofilm comunidad mixta aeróbica, autótrofos aislado del cátodo de una célula de combustible microbiana béntica. Biocathode MCL (llamado así por los tres componentes primarios – Marinobacter, Chromatiaceaea y Labrenzia) es capaz de oxidar un electrodo como su donante del electrón único y transportar electrones en múltiples longitudes de célula, haciendo es un interesante sistema catódico para estudiar. Además, biocathode MCL tiene la más alta conductividad reportada para un sistema de vida hasta la fecha utilizando estos métodos. La inclusión de estos biofilms diversos electroactivas en este protocolo se pretende resaltar que esta técnica es aplicable para medir el transporte de electrones a través de cualquier biofilm viva capaz de interactuar eléctricamente con electrodos.

<table><tbody><tr><td>IDAs</td><td>CH Instruments</td><td>012125</td><td>Fabricado por ALS-Japan; vendido por CH Instruments</td></tr><tr><td>Alambre</td><td>Digikey</td><td>W7-ND</td><td></td></tr><tr><td>Epoxi de plata conductora</td><td>Ciencias de la microscopía electrónica</td><td>12670-EE</td> Material aislante 3M 2131-B <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>Compuesto ignífugo Scotchast</td></tr><tr><td>15 mL tubo de centrífuga cónico</td><td>VWR</td><td>89004-368</td><td></td></tr><tr><td>Aguja de 21 g</td><td>VWR</td><td>BD-305165</td><td></td></tr><tr><td>Puntas de pipeta de 5 mL</td><td>VWR</td><td>82018-842</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta de 5 ml</td><td>VWR</td><td>89079-976</td><td></td></tr><tr><td>Componentes del medio de agua dulce</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Todos los productos químicos</td><td></td> de laboratorio estándar</tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Cloruro</td><td></td><td></td><td></td> de amonio</tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Fosfato de sodio monobásico</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Bicarbonato</td><td></td><td></td><td></td>de sodio</tr><tr><td>Componentes del medio de agua de mar artificial</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Todos los productos químicos</td><td></td> de laboratorio estándar</tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Cloruro de</td><td></td><td></td><td></td> sodio</tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Cloruro de magnesio hexahidratado</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Sulfato de magnesio heptahidratado</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Cloruro</td><td></td><td></td><td></td> de potasio</tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Bicarbonato</td><td></td><td></td><td></td> de sodio</tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Cloruro de calcio dihidratado</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Cloruro</td><td></td><td></td><td></td> de amonio</tr><tr><td>&nbsp; &nbsp; &nbsp; Fosfato de potasio dibásico</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ag/AgCl electrodo de referencia Basi</td><td></td><td>MF-2079</td><td></td></tr><tr><td>Contraelectrodo de varilla de grafito</td><td>Ciencias de la microscopía electrónica</td><td>70230</td><td></td></tr><tr><td>Baño de agua recirculante</td><td>Thermo Scientific</td><td>152-5256</td><td></td></tr><tr><td>Bipotenciostato</td><td>Instrumentos de pino</td><td>WD-20</td><td>http://www.voltammetry.net/pine/aftermath/user</td></tr><tr><td>Barras agitadoras</td><td>VWR</td><td>58947-114</td><td></td></tr><tr><td>G. sulfurreducens cultivo</td><td>ATCC</td><td>51573</td><td></td></tr><tr><td>Reactor encamisado</td><td>Pine Instruments</td><td>RRPG085</td><td></td></tr></tbody></table>

caracterizar el transporte de electrones a través de biofilms de vida

Characterizing Electron Transport through Living Biofilms

Aquí se demuestra el método de bloquear electroquímico utilizado para caracterizar la conductividad eléctrica de biofilms microbianos electrodo crecido en condiciones fisiológicamente relevantes. 1 estas mediciones se realizan en vida biofilms en medio acuoso utilizando fuente y drenan electrodos en una superficie de vidrio en una configuración especializada que se refiere a como una matriz de electrodos interdigitados (IDA). Una biopelícula se cultiva que se extiende a través de la brecha que conecta la fuente y drenaje. Potenciales se aplicación a los electrodos (ES y ED) generando una corriente de drenaje de la fuente (ISD) a través de la biopelícula entre los electrodos. La dependencia de la conductividad eléctrica en potencial de la puerta (la media de los potenciales de fuente y drenaje, EG = [aD ES] / 2) se determina sistemáticamente cambiar la puerta potencial y midiendo la fuente resultante de cerebros actual. La dependencia de la conductividad en la puerta de posibles informaciones mecanicista sobre el proceso de transporte de electrones extracelular subyacente a la conductividad eléctrica de la biopelícula específica bajo investigación. El método electroquímico de medición bloquea aquí descrito se basa en que utilizada por M. S. Wrighton2,3 y R. W. Murray4,5,6 y colegas, colegas de 1980 s para investigar polímeros conductores de película delgada.

IDAs se atado con alambre, aisladas y probadas para asegurar que los dos electrodos estaban eléctricamente aislados entre sí (figura 1). Reactores se montado, inoculados con g. sulfurreducensy se incubaron hasta un biofilm tendido un puente sobre el boquete entre los electrodos. El biofilm de g. sulfurreducens se aprecia visualmente para cubrir la matriz. Otros biofilms pueden requerir el investigador hacer un bloquea medidas electroquímicas...

Se presenta un protocolo para la medición de conductividad eléctrica de biofilms microbianos vivos en condiciones fisiológicamente relevantes.

Caracterizar el transporte de electrones a través de Biofilms de vida

Here we demonstrate the method of electrochemical gating used to characterize electrical conductivity of electrode-grown microbial biofilms under ...

El objetivo general de este procedimiento experimental es determinar la cantidad de corriente que puede ser conducida a través de un material vivo in situ, así como el mecanismo empleado por el material vivo para transportar la corriente. Este método podría ayudar a responder preguntas clave en el campo de la electroquímica microbiana, tales como: ¿Cómo pueden ciertas biopelículas mover electrones a lo largo de cientos de micras para apoyar el metabolismo celular? La principal ventaja de esta técnica es que los electrodos interdigitados proporcionan una relación señal-ruido muy alta y se pueden escalar para adaptarse a muchas configuraciones de reactores diferentes.Esos métodos pueden proporcionar información sobre el transporte de electrones extracelulares de longitud múltiple en biopelículas. También se puede aplicar a otros sistemas, como películas de polímeros conductores de electricidad. Los investigadores nuevos en este método tendrán dificultades porque requiere un bipotenciostato para establecer los potenciales de ambos electrodos por separado y medir la corriente en cada electrodo por separado.Para empezar, obtenga electrodos IDA disponibles en el mercado modelados en un sustrato no conductor o sintetícelos utilizando métodos litográficos estándar. Prepare el epoxi de plata conductora de acuerdo con las instrucciones del fabricante con una varilla mezcladora o una punta de pipeta. Luego, coloque un cable en cada almohadilla dorada y asegúrelas en su lugar con cinta de laboratorio.Cubra el alambre y la almohadilla con epoxi de plata con una varilla mezcladora o una punta de pipeta. Mueva con cuidado el aparato a un horno a 80 grados centígrados durante una hora para que se seque. Después de que el epoxi se cure, use un multímetro para garantizar la conductividad eléctrica entre el extremo del cable y las almohadillas.La resistencia entre el cable y las almohadillas debe ser inferior a cinco ohmios. Además, use el multímetro para verificar que no haya epoxi conductor conectando múltiples almohadillas de electrodos, ya que esto puede cortocircuitar la matriz. Si el epoxi conductor está conectando varios cables, use el trazador para aislar los cables.A continuación, retire la punta de un tubo de centrífuga cónico de 15 mililitros para usarlo como molde para el material aislante. Usa una aguja de calibre 21 para hacer dos pequeños agujeros en la parte inferior del molde para que sobresalgan los alambres. Inserte el IDA en el molde e inserte los cables a través de los orificios en la parte inferior del molde.A continuación, prepare un material aislante térmico, eléctrico e impermeable. Las resinas de poliuretano ignífugas suelen ser adecuadas. Pipetea el aislante en el molde para que el epoxi de plata quede completamente cubierto y permita que el aislante se seque de acuerdo con las especificaciones del fabricante.Para configurar la celda electroquímica, inserte el IDA, el contraelectrodo y el electrodo de referencia en la celda electroquímica. Llene la celda electroquímica con un medio estéril adecuado para el crecimiento de la biopelícula. Para Geobacter sulfurreducens, utilice un medio de agua dulce que excluya el fumarato.A continuación, conecte los electrodos a un bipotenciostato. Conecte un electrodo IDA al cable de trabajo uno, el otro electrodo IDA al cable de trabajo dos, el electrodo de referencia al cable de referencia y el contraelectrodo al cable de contra. Realice un experimento de control realizando voltamperometría cíclica en el electrodo uno y sosteniendo el electrodo dos en circuito abierto para asegurarse de que los electrodos no estén conectados.Para cultivar la biopelícula electroactiva correspondiente, inocule el reactor electroquímico a partir de un cultivo madre o enriquezca los microorganismos electroquímicamente activos deseados utilizando técnicas microbiológicas asépticas estándar. Para las pruebas estándar, inocule en una proporción de 1 a 20 entre el inóculo y el volumen del reactor. Ajuste la agitación en el reactor al nivel deseado y ajuste la incubadora o el baño de agua a la temperatura deseada en función de las condiciones de crecimiento de la biopelícula de interés.Incubar el sistema en función de los requisitos específicos del microorganismo de interés hasta que la biopelícula cierre el espacio que separa los dos electrodos. Para la biopelícula estacionaria de Geobacter sulfurreducens, incubar durante siete a diez días a 30 grados centígrados. Comience la configuración de los parámetros experimentales que se utilizarán para determinar la dependencia potencial actual para las mediciones de compuerta como se describe en el protocolo de texto.Configure el software bipotenciostato para realizar las mediciones de compuerta en el rango seleccionado a la tensión de drenaje de la fuente seleccionada y a la velocidad de escaneo deseada. Además, realice una medición de línea de base como se describe en el protocolo de texto. Realice mediciones de compuerta utilizando las mismas condiciones de rotación con donante o aceptor de electrones solubles presente en condiciones de no rotación sin donante o aceptor de electrones solubles.Obtenga un reactor de control para garantizar que el punto de ajuste y la temperatura real del medio sean los mismos. Coloque un termómetro o un termopar en un reactor de control donde estaría el IDA. A continuación, realice mediciones de la corriente de deformación de la fuente en el rango de temperaturas seleccionado en condiciones de rotación y sin rotación utilizando el bipotenciostato.Para hacerlo, configure y mantenga el IDA en el potencial de puerta que produce la corriente conducida máxima utilizando el bipotenciostato. Registre la corriente conducida máxima utilizando el bipotenciostato mientras la temperatura se cicla entre el rango de temperaturas seleccionado mediante los controles integrados del baño de agua o la incubadora. Cicle la temperatura de un punto de ajuste a otro y viceversa utilizando los controles integrados de la incubadora o el baño de agua.Esto determina la reversibilidad de la reacción para garantizar que el ciclo de temperatura no dañe la biopelícula. Finalmente, restablezca la temperatura a la temperatura de crecimiento normal y permita que el sistema se estabilice. Aquí se muestran los resultados representativos de una IDA que funciona correctamente en un medio de agua dulce.Frente a uno en el que los electrodos se han cortocircuitado. Las mediciones representativas de compuerta electroquímica realizadas en una biopelícula de Geobacter sulfurreducens en condiciones de no rotación con un voltaje de deformación de la fuente de 10 milivoltios exhiben la curva de corriente conducida en forma de pico frente a la curva de potencial de puerta característica de la conductividad redox. Aquí, los datos brutos representativos muestran la dependencia de la corriente conducida con la temperatura del medio del reactor.La disminución de la corriente conducida con la disminución de la temperatura es otra característica de los conductores redox. Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en aproximadamente dos días si se realiza correctamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar que debe asegurarse de que las bandas IDA no estén en cortocircuito antes de inocular el reactor.Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia la terapia cuando se aplica para estudiar cómo interrumpir el metabolismo celular de los patógenos formadores de biopelículas. Este procedimiento se puede aplicar a cualquier material vivo capaz de transportar electrones con el fin de abordar cuestiones adicionales, como la correlación entre la refología de la biopelícula y la conductividad.

characterizing-electron-transport-through-living-biofilms

Research

Investigación

JoVE Journal

Chemistry

Química

Fuente: Tokunou, Y. et al., Detección electroquímica del efecto isótopico cinético del deuterio en el transporte extracelular de electrones en Shewanella oneidensis MR-1. J. Vis. Exp. (2018)Este vídeo demuestra el montaje y funcionamiento de un modelo de reactor electroquímico diseñado para simular la formación de biopelículas en superficies de electrodos. La estimulación electroquímica controlada promueve la adhesión microbiana, lo que conduce al desarrollo gradual de una biopelícula...

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