Name: Un método basado en la flotabilidad de la determinación de los niveles de grasa en Drosophila (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-01T11:15:00.000+00:00
Duration: 8 min
Description: Aprende un método basado en la flotabilidad para medir niveles de grasa en larvas de Drosophila melanogaster. Esta técnica rápida y económica permite evaluar cambios metabólicos causados por genética o dieta.

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K.E.H. fue apoyada por la Beca de Formación en Biología Molecular NIH-T32-GM08730. Este trabajo fue apoyado por los NIH, la subvención NIDDK 5K01DK095932 y el premio AHA 12BGIA11930014 a T.R.

1. recoger huevos de moscas con genotipos de interés NOTA: cruces Ideal constan de 150 moscas vírgenes y al menos 75 varones. colecciones de archivo debe consistir de por lo menos 200 moscas. <ol><li> Preparar placas de uva. <ol><li> Añadir 37,5 g de agar a 1,5 L de agua destilada en un matraz de 4 L. </li><li> Autoclave mezcla de agua / agar durante 50 minutos a 121 ºC (250 ºF). </li><li> Mientras que el agua / mezcla de agar es el tratamiento en autoclave, añadir 50 g de sacarosa al jugo de uva 500 ml y se agita con una barra de agitación en una placa de agitación se calienta hasta que se disuelve la sacarosa. </li><li> Apagar el fuego y seguir removiendo para enfriar la mezcla de jugo de uva / sacarosa hasta por debajo de 70 ºC. Pruebe la temperatura interna con un termómetro de alcohol. </li><li> Añadir 3 g Drosophila agente antifúngico (por ejemplo, Tegosept) para calentar el jugo de uva mezcla / sacarosa y se agita para disolver. </li><li> Cuando el agua se mezcla / agar está fuera del autoclave, deje enfriar el matraz al tacto de remolinos de vez en cuando. </li><li&gt; Combinar la mezcla de agua / agar y mezcla de jugo de uva / sacarosa y revuelva hasta que esté bien mezclado. </li><li> Utilizar una pipeta serológica para agregar 8 - 10 ml de la mezcla de uva a la tapa de una pequeña placa de petri (estilo 35 x 10 mm). Dejar que la mezcla a la corona más alta que la altura de las paredes de la tapa para formar una forma convexa. </li><li> Permita que las placas de uva que se enfríe durante 2 horas a temperatura ambiente y luego se almacenan en un recipiente hermético a 4 ºC. </li></ol></li><li> Preparar la pasta de levadura. <ol><li> Añadir 6 ml de solución tampón de fosfato (PBS) a 4 g en vivo levadura seca activa en un tubo cónico de 50 ml y se mezcla con una espátula hasta que esté suave. </li><li> levadura tienda pegar a 4 ºC. </li></ol></li><li> Añadir una pequeña porción (aproximadamente 1/8 de cucharadita) de la pasta de levadura en el medio de una placa de uva. Suavizar los bordes ásperos con una espátula. </li><li> Colocar las placas de uva en una incubadora hasta que hayan alcanzado la temperatura ambiente. </li><li> Transferir las moscas de interés en una placa de cámara de la recolección de huevos y el lugar de uva wITH pasta de levadura hacia el interior en la parte superior. placa de uva cinta a la cámara de recogida de huevos de evitar que la placa se caiga. Asegúrese de escribir la información importante genotipo y fecha en la parte inferior de la placa de uva. </li><li> Poner de cabeza la cámara de recolección de huevos para permitir que las moscas ponen sus huevos en la placa de uva. </li><li> Coloque una caja o cubierta sobre las cámaras de recogida de huevos y colocarlos en una incubadora a 25 ºC. </li><li> Permitir que las moscas ponen huevos a 4 - 6 horas. </li><li> Extremo de recogida mediante la adopción de la placa de uva de la cámara de recolección de huevos y la transferencia de las moscas de nuevo en su botella de alimentos. Use una espátula para limpiar cualquier exceso de pasta de levadura de la placa de uva. Tienda placa de uva en una placa de Petri más grande en un incubador humidificado a 25 ° C durante ~ 24 horas. </li></ol> 2. Transferencia de larvas Experimental de Alimentos <ol><li> Preparar la comida experimental. NOTA: Esta receta de comida se basa en la Bloomington Stock receta central 18. cambios importantesque incluyen una mayor cantidad de levadura para optimizar el valor nutritivo de los alimentos según la evaluación de la sincronización de fase errante (altos de 112 - 120 horas después de la recolección de huevos a 25 ºC). Si bien hemos encontrado esta receta ideal para la salud y el desarrollo de nuestra larvas experimental, cualquier receta de comida es aceptable dada la calibración con los controles positivos y negativos, ejemplos de los cuales aparecen en el paso 3.10. <ol><li> Mide 1.600 ml de agua destilada. </li><li> Mezclar 134 g de harina de maíz, 10,6 g Agar Drosophila Tipo II, y una parte del agua (~ 500 ml) en un vaso de precipitados de 1 L. Mezclar durante 2 minutos con una batidora de mano motorizada. </li><li> Mezclar 70 g de levadura seca activa en vivo, 18,4 g de harina de soja, 84,8 g de extracto de malta, y una parte del agua (~ 500 ml) en otro vaso de precipitados de 1 l. Mezclar durante 2 minutos con una batidora de mano motorizada. </li><li> Agitar cada vaso y se vierte en un matraz de 4 l. Use agua restante para enjuagar los vasos de precipitados y agregar en el matraz. </li><li> Medir jarabe de maíz ligero de 140 ml y añadir al matraz, se mezcla por agitación. &lt;/ Li&gt; <li> Autoclave durante 50 minutos a 121 ºC (250 ºF) en el entorno líquido. </li><li> Después del autoclave, se vierte la comida en un vaso de precipitados de 4 litros y se deja enfriar. Ayudar al proceso de enfriamiento mediante la mezcla con una batidora de mano motorizada. </li><li> Una vez enfriado el frasco suficiente como para tocar, añadir 8,8 ml de ácido propiónico y 16,8 ml de solución de agente / etanol anti-hongos Drosophila. Mezclar bien. (Agrega Drosophila solución de agente anti-hongos mediante la adición de 380 g de Drosophila agente antifúngico a 1 L de etanol de prueba 200 y agitación, sobre una placa caliente hasta que se disolvió, asegurándose de que la solución no sea superior a 70 ºC.) </li><li> Verter la comida en viales hasta que la comida es de aproximadamente 1 pulgada de profundidad y se deja enfriar a temperatura ambiente durante 2 - 3 horas. Enchufe viales y almacenar en una incubadora a 25 ºC. Usar dentro de una semana. </li></ol></li><li> Sumérgete una espátula varias veces en la capa superior del vial de comida para puntuación que. Esto ayudará a las larvas de la madriguera y alimentarse. </li><li> 22 - 24 horas después de la recolección de huevos tienecomposición, utilizar un pincel pequeño para recoger 50 primer estadio (L1) larvas del mismo tamaño aproximado. Coloque larvas en el alimento experimental. Limpiar la brocha en un laboratorio toallita y asegurar que no hay larvas que queda en el pincel antes de continuar a otro genotipo. </li><li> Colocar el vial de larvas en una incubadora a 25 ° C y permitirá desarrollar. </li></ol> 3. Determinar los niveles de grasa en las larvas <ol><li> Preparar soluciones. <ol><li> Preparar 1 litro de PBS 10x de valores. <ol><li> Añadir 80 g de NaCl, 2 g de KCl, 14,4 g de Na 2 HPO 4, y 2,4 g KH 2 PO 4 a 800 ml de agua en un vaso de precipitados de 2 l que contenía una barra de agitación. Se agita sin calor hasta que todas las sales se incorporan. Llevar el pH a 7,4. Aumentar el volumen a 1 L con agua. </li></ol></li><li> Preparar 2 L 1x PBS. Añadir 200 ml de solución PBS 10x acciones a 1.800 ml de agua. </li><li> Utilice esta población de PBS 1x para hacer el 20% w / v de sacarosa. </li></ol></li><li> Retire el vial de las larvas de laincubadora una vez allí son 20 - 40 larvas de vagar por los lados del vial (por lo general en el quinto día después de colecciones de huevo). Registrar la fecha y hora del ensayo, así como el número de larvas errante. </li><li> Preparar la solución experimental mediante la adición de 11,5 ml de PBS y 9 ml 20% de sacarosa a un tubo cónico de 50 ml. </li><li> Añadir 20% de sacarosa en el vial hasta que es 0,5 a 1 pulgada de la parte superior del vial. </li><li> Use una espátula para agitar suavemente la capa superior de alimento para las larvas libres que todavía están excavando en el alimento. Todas las larvas se elevará a la superficie de la solución de sacarosa. </li><li> El uso de fórceps para transferir suavemente las larvas en la concentración inicial de sacarosa desde el paso 3.3. </li><li> Use una espátula para remover suavemente las larvas en esta solución. </li><li> Se tapa el tubo cónico y poner de cabeza varias veces para mezclar a fondo la solución. </li><li> Destape el tubo cónico y agitar para crear un vórtice suave. </li><li> Permitir que las larvas se asiente, ya sea flotante a la parte superior de la solución o siNKing a la parte inferior. Espere de 2 - 5 min para las larvas se asiente. NOTA: Si todavía hay larvas que no son, sin duda, ya sea flote o de fondo, elegir una línea a utilizar como punto de corte para etiquetar las larvas, ya sea como un flotador o un plomo. Aplicar este mismo criterio para todos los genotipos. Utilizamos el ángulo en la parte inferior del tubo cónico como nuestro límite. Adp o sir2 17 larvas mutante se puede utilizar como un control positivo y Isd2 19 mutantes se pueden utilizar como un control negativo para la calibración del ensayo. </li><li> Registrar el número de larvas flotante y la concentración específica de la prueba. </li><li> Añadir 1 ml 20% de sacarosa a la solución experimental para aumentar su densidad. </li><li> Repita los pasos 3.7 a 3.10. Registrar el número de larvas flotantes y esta nueva concentración. </li><li> Continuar pasos 3.12 y 3.13 hasta por lo menos 95% de las larvas están flotando. </li><li> El uso de fórceps para recoger todas las larvas en un plato lleno de disección con PBS. </li><li> Observarán larvas bajo un microscopio y se nota si hay alguna pequeña larvas, pre-pupas, ninfas, o cualesquiera otras diferencias entre los genotipos. NOTA: Idealmente, todas las larvas debe aparecer homogénea y en la misma etapa de desarrollo. Sólo hemos observado mediciones de grasa consistentes en estas condiciones. </li><li> Anote el número total de larvas. </li><li> Con unas pinzas, transferir 10 larvas a un laboratorio limpie secar. Etiquetar un tubo de microcentrífuga y el lugar 10 larvas en el tubo. </li><li> Flash congelar las larvas en nitrógeno líquido. Almacenar el tubo a -20 ºC. </li></ol>

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</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

Hay una multitud de técnicas que se han desarrollado para medir los niveles de lípidos 8-10. Sin embargo, cada uno de estos métodos viene con algunas desventajas importantes que ya están contemplados en el ensayo basado en la flotabilidad se describe anteriormente. En primer lugar, este ensayo es extremadamente rápido. Prueba de un gradiente de concentración completa tarda no más de 30 - 60 min. Esta es una gran mejora en la mayoría de las técnicas actualmente en uso. Por ejemplo, la cua...

Drosophila melanogaster se ha utilizado durante más de un siglo en el estudio de la genética y otras cuestiones biológicas básicas. En las últimas décadas, se ha hecho evidente que la Drosophila es una poderosa herramienta en el estudio de muchas enfermedades humanas. Un 70 - 80% de los genes asociados con enfermedades humanas tienen un ortholog identificado mosca de 1 - 4, Drosophila proporciona un sistema simplificado aún traducible en el que estudiar las enfermedades complejas. Metabolismo, en particular, se ha beneficiado de estos estudios. No sólo son la genética del metabolismo bien conservados entre las moscas y los seres humanos, pero los órganos y tipos de células son también muy similares 2,5. Por ejemplo, la grasa corporal de las tiendas de la mosca de ambos triacilglicéridos (TAG) y glucógeno, funciones análogas a las realizadas en el hígado de los mamíferos y el tejido adiposo blanco 6. Uso de Drosophila como modelo para la obesidad humana ha mejorado enormemente nuestro conocimiento de los lípidosmetabolismo y la genética de la obesidad 7. Las larvas de desarrollo es particularmente útil para estudiar la segregación de los nutrientes en el almacenamiento o utilización, ya que está dedicado a la alimentación y el almacenamiento de energía que se utilizará durante pupariation. Actualmente, hay muchos diferentes métodos cuantitativos de determinación de los niveles de almacenamiento de grasa en Drosophila. El método más ampliamente utilizado es el ensayo colorimétrico acoplado (CCA) 8,9. CCA fue desarrollado para determinar los niveles de TAG en el suero humano y opera en la premisa de que el glicerol liberado de la columna vertebral de los triglicéridos se someterá a varias reacciones, lo que se traduce en una reacción redox acoplado a la generación de un producto coloreado. A continuación se mide la absorbancia de las longitudes de onda específicas de luz para determinar la cantidad inicial de glicerol presente. Sin embargo, el glicerol también puede ser liberada de mono y diacilglicéridos Además de TAG y por lo tanto puede no ser una medida precisa de sgrasa corporal reada 9. Por otra parte, pigmento de los ojos de las moscas adultas trituradas puede interferir con algunas lecturas de absorbancia y complicar los resultados 9,10. Por lo tanto, CCA debe ir acompañada y validado por cromatografía en capa fina (TLC), que permite la separación de la mayoría de las familias de lípidos que se puede cuantificar mediante densitometría 10,11. Sin embargo, algunas clases de lípidos como esteroles no pueden ser analizados y deben cuantificarse de manera diferente 12. Espectrometría de masas (MS) es una forma precisa para cuantificar todas las clases de los principales lípidos celulares 12,13. Sin embargo, los procedimientos de extracción de lípidos necesarias para analizar por MS consumen mucho tiempo (más la toma de casi un día completo) y costoso. Aquí presentamos un método alternativo para determinar rápida y barata niveles de grasa del organismo en las larvas L3 de Drosophila melanogaster. El método presentado a continuación explota la diferencia de densidad entre el tejido de grasa y tejido magro. fa mamíferost tejido tiene una densidad de aproximadamente 0,9 g / ml 14 mientras que el músculo esquelético como una densidad de 1,06 g / ml 15. Esta diferencia significa que los animales con las tiendas más altos de grasa tienen menor densidad que los animales con las tiendas más bajos de grasa, que les permitan una mejor flotan en una solución de densidad fija. Esta propiedad permite la detección extremadamente rápida de un gran número de animales, mientras que ser barato y no invasivo. Análisis basado en la flotabilidad se ha utilizado tanto para confirmar los fenotipos de la alteración de los reguladores conocidos de los niveles de grasa, así como para identificar nuevos reguladores genéticos y neurológicos de la obesidad 16,17.

<table><tbody><tr><td>Bacto Agar</td><td>VWR</td><td>214030</td><td></td></tr><tr><td>Welch's Original 100% Jugo de Uva</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sacarosa</td><td>Fisher</td><td>S512</td><td></td></tr><tr><td>Tegosept</td><td>Genesee Scientific</td><td>20-259</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td></td><td></td><td>200 prueba</td></tr><tr><td>Levadura de panadería</td><td>Fleichmann's</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amarillo Harina de maíz</td><td>Quaker</td><td></td><td>Agar Drosophila desgerminado enriquecido</td></tr><tr><td>Tipo II</td><td>Apex</td><td>66-104</td><td></td></tr><tr><td>Harina de soja</td><td>ADM Ingredientes especiales</td><td>062-100</td><td></td></tr><tr><td>Extracto de malta</td><td>Breiss</td><td>5748</td><td></td></tr><tr><td>Jarabe de maíz ligero</td> Ácido <td>Karo</td><td></td><td></td></tr><tr><td>propiónico</td><td>VWR</td><td>U330-09</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de sodio</td><td>Fisher</td><td>50147491</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de potasio monobásico</td><td>Sigma</td><td>P5655-100G</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de sodio anhidro</td><td>Fisher</td><td>S3933</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de potasio</td><td>Fisher</td><td>P330-500</td><td></td></tr><tr><td>35 x 10 mm placa de Petri</td><td>Fisher</td><td>08-757-100A</td><td></td></tr><tr><td>50 ml</td><td>Cónica Fisher</td><td>50-869-569</td><td></td></tr></tbody></table>

un método basado en la flotabilidad de la determinación de los niveles de grasa en<em&gt; drosophila</em

A Buoyancy-based Method of Determining Fat Levels in Drosophila

Drosophila melanogaster es un sistema experimental clave en el estudio de la regulación de la grasa. Actualmente existen numerosas técnicas para medir los niveles de grasa almacenada en Drosophila, pero la mayoría son costosas y/o laboriosas y tienen claras limitaciones. Aquí, presentamos un método para determinar de manera rápida y económica los niveles de grasa del organismo en larvas de Drosophila L3. La técnica se basa en las diferencias de densidad entre los tejidos magros y grasos y permite la detección rápida de fenotipos magros y grasos. Hemos verificado la precisión de este método mediante la comparación con el porcentaje de grasa corporal determinado por extracción de lípidos neutros y cromatografía de gases junto con espectrometría de masas (GCMS). Además, describimos protocolos detallados para la recolección y sincronización de larvas, así como recetas experimentales relevantes. La técnica que se presenta a continuación supera las principales deficiencias de los métodos de cuantificación de lípidos más utilizados y proporciona una forma eficaz de cribar de forma rápida y sensible las larvas L3 para detectar fenotipos de regulación de la grasa, manteniendo al mismo tiempo la integridad de las larvas. Este ensayo tiene amplias aplicaciones para el estudio del metabolismo y la regulación de la grasa utilizando Drosophila.

La figura 1 representa un ejemplo de cómo el ensayo basado en la flotabilidad se puede detectar tanto las reservas de grasa más altos y más bajos en las larvas manipulado genéticamente. La Figura 1A muestra que la excitación o el silenciamiento de un cierto subconjunto de neuronas (E347) en el cerebro de las larvas induce grasa inferior y superior tiendas respectivamente. El mismo control antecedentes genéticos se utilizó en ambos casos. La Figur...

Aquí presentamos un método para medir los niveles de grasa organísmicos en el tercer estadio (L3) larvas de Drosophila melanogaster. Este método aprovecha la relativamente baja densidad de tejido graso para diferenciar entre las larvas con las reservas de grasa alterados. análisis basado en la flotabilidad es una herramienta valiosa para la detección rápida, reproducible y económico.

Un método basado en la flotabilidad de la determinación de los niveles de grasa en<em&gt; Drosophila</em

Drosophila melanogaster is a key experimental system in the study of fat regulation. Numerous techniques currently exist to measure levels of stored fat ...

El objetivo general de este ensayo es determinar cualquier cambio en los niveles de almacenamiento de grasa que pueda ser causado por una variación en la genética, la dieta o el tratamiento. Estos métodos pueden ayudar a responder preguntas clave en el campo del metabolismo, como las contribuciones genéticas o neuronales a la predisposición a la obesidad. La principal ventaja de esta técnica es que es rápida, económica y muy reproducible en comparación con otros métodos utilizados actualmente.Las personas nuevas en este método o nuevas en el trabajo con larvas en estadio errante pueden tener dificultades con este protocolo porque la cronología del desarrollo de diferentes genotipos puede ser altamente variable. Para comenzar este procedimiento, agregue una pequeña cantidad de pasta de levadura en el centro de una placa con rejilla. Alise los bordes irregulares con una espátula.A continuación, transfiera las moscas de interés a una cámara de recolección de huevos y coloque la placa con rejilla con pasta de levadura encima, orientada hacia adentro. Luego sujete la placa con rejilla a la cámara de recolección de huevos con cinta adhesiva para evitar que se caiga. Asegúrese de escribir la información importante sobre el genotipo y la fecha en la parte inferior de la placa con rejilla.Posteriormente, invierta la cámara de recolección de huevos para permitir que las moscas pongan huevos sobre la placa con rejilla. A continuación, cubra la cámara de recolección de huevos con una caja abierta y coloque la cámara de recolección cubierta en un incubador a 25 grados celsius durante cuatro a seis horas para permitir que las moscas depositen los huevos. Una vez finalizado, retire la placa con rejilla de la cámara de recolección de huevos y devuelva las moscas a su frasco original con alimento.Utilice una espátula para retirar cualquier exceso de pasta de levadura del plato con rejilla. Posteriormente, guarde el plato con rejilla en una placa de Petri más grande dentro de una incubadora humedecida a 25 grados celsius durante 24 horas. En este procedimiento, raye la capa superior del alimento introduciendo la espátula varias veces para permitir que las larvas se entierren y se alimenten.22 a 24 horas después de la recolección de huevos, utilice un pincel pequeño para recolectar 50 larvas de primer estadio de tamaño aproximadamente similar y coloque las larvas en el vial con alimento experimental. Es muy importante seleccionar y transferir larvas de tamaño aproximadamente similar al alimento experimental. Esto garantizará una coordinación estrecha del desarrollo larval.A continuación, limpie el pincel con una toallita de laboratorio y asegúrese de que no queden larvas en el pincel antes de continuar con otro genotipo. Posteriormente, coloque el frasco de larvas en un incubador a 25 grados celsius y permita que se desarrollen. Retire el frasco de larvas del incubador cuando haya entre 20 y 40 larvas desplazándose por las paredes del frasco.Registre la fecha y la hora del ensayo, así como el número de larvas errantes. Luego prepare la solución experimental añadiendo 11,5 mililitros de PBS y nueve mililitros de sacarosa al 20 % a un tubo cónico de 50 mililitros. Añada sacarosa al 20 % al vial hasta que alcance una pulgada desde la parte superior del vial.Utilice una espátula para agitar suavemente la capa superior del alimento y liberar las larvas que aún están excavando en ella. Todas las larvas ascenderán a la superficie de la solución de sacarosa. Posteriormente, transfiera suavemente las larvas a la solución inicial de sacarosa y agítelas suavemente.Al transferir las larvas a la solución experimental, tenga cuidado de no comprimir ni perforar las larvas. Esto podría alterar los resultados del ensayo. Tape el tubo cónico e inviértalo varias veces para mezclar completamente la solución.Luego destape el tubo cónico y agítelo suavemente para crear un vórtice suave. Deje reposar entre dos y cinco minutos para que las larvas se sedimenten, ya sea flotando en la parte superior de la solución o hundiéndose en el fondo. Registre el número de larvas flotantes y la concentración específica de sacarosa probada.Luego, agregue un mililitro de sacarosa al 20 % a la solución experimental para aumentar su densidad. Posteriormente, utilice una espátula para agitar suavemente las larvas. A continuación, tape el tubo cónico e inviértalo varias veces para mezclar completamente la solución.Posteriormente, retire la tapa del tubo cónico y gire suavemente para crear un vórtice suave. Registre el número de larvas flotantes y la nueva concentración. Continúe este proceso hasta que al menos el 95 % de las larvas estén flotando.Añada sacarosa al 20 % al vial cónico hasta que esté a una pulgada del borde superior. A continuación, reúna todas las larvas en un platillo de disección lleno con PBS. Examine las larvas bajo un microscopio en busca de larvas pequeñas, prepupas, pupas o cualquier otra diferencia entre genotipos para asegurarse de que los procedimientos se realizaron adecuadamente.Luego registre el número total de larvas. Posteriormente, transfiera 10 larvas a una toalla de laboratorio para secarlas. Etiquete un tubo de microcentrifugado y coloque las larvas en el tubo.Posteriormente, congele rápidamente las larvas en nitrógeno líquido y almacene el tubo a menos veinte grados centígrados. Aquí se muestra un ejemplo de cómo el ensayo basado en flotabilidad puede detectar tanto mayor como menor acumulación de grasa en larvas manipuladas genéticamente. Esta figura muestra que la excitación o silenciamiento de un subconjunto determinado de neuronas en el cerebro larvario induce una acumulación de grasa menor y mayor, respectivamente.Se utiliz&oacute; el mismo control de fondo gen&eacute;tico en ambos casos. A continuaci&oacute;n se muestra un ejemplo de c&oacute;mo este fenotipo obtenido mediante el ensayo de densidad es corroborado por la extracci&oacute;n de l&iacute;pidos neutros y su cuantificaci&oacute;n mediante GCMS. Una vez dominada, esta t&eacute;cnica puede realizarse en menos de 30 minutos si se lleva a cabo correctamente, y puede realizarse simult&aacute;neamente con otros genotipos.Al realizar este procedimiento, es importante recordar sincronizar el desarrollo de las larvas experimentales tanto como sea posible. Tras seguir este procedimiento, las larvas pueden congelarse rápidamente en nitrógeno líquido para ser utilizadas en otros métodos, como la cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas, con el fin de obtener información adicional, como las clases específicas de lípidos presentes en las larvas. Después de su desarrollo, esta técnica allanó el camino para que los investigadores del metabolismo exploraran las contribuciones genéticas y/o neuronales a la obesidad en Drosophila.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar rápidamente un cribado de genotipos para detectar cambios en los niveles de grasas almacenadas.

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Investigación

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Biología

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