Name: Análisis cinemático de la división celular y la expansión: La cuantificación de la base celular del crecimiento y el desarrollo en las zonas de muestreo Zea mays Las hojas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-02T11:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 31 s
Description: Aprende a cuantificar la división y expansión celular en hojas de Zea mays mediante análisis cinemático. Este método permite estudiar los mecanismos moleculares que regulan el crecimiento vegetal en diferentes etapas del desarrollo.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabajo fue apoyado por una beca de doctorado de la Universidad de Amberes a VA; una beca de doctorado de la Fundación de Ciencias de Flandes (FWO, 11ZI916N) de KS; subvenciones para proyectos de la FWO (G0D0514N); una beca de investigación actividad de investigación concertada (GOA), &quot;Un enfoque de Biología de Sistemas de la hoja de la morfogénesis&quot; del Consejo de Investigación de la Universidad de Amberes; y la atracción Interuniversitario polacos (IUAP VII / 29, MARS), &quot;El maíz y Arabidopsis raíces y brotes de crecimiento&quot; de la Oficina Federal de Bélgica Ciencia Política (BELSPO) para GTSB Han Asard, Bulelani L. Sizani y Hamada Abdelgawad contribuyeron al video .

NOTA: La siguiente protocolo para el análisis cinemático sólo es válida para las hojas durante el crecimiento de estado estacionario. Esto implica una velocidad de alargamiento de la hoja estable y los patrones espaciales de longitud de la célula y la expansión en una hoja durante un período de varios días 6. 1. Crecimiento de las Plantas y mediciones de la hoja Elongación Rate (LER) <ol><li> Elija una hoja en el crecimiento de estado estacionario y una etapa de desarrollo de interés. NOTA: Hay una diferencia entre el crecimiento de estado estacionario y el crecimiento repetitivo, lo que implica patrones espaciales similares en las hojas sucesivas sobre el mismo eje. Durante las primeras etapas de crecimiento de las plántulas, hojas sucesivas en general crecen cada vez más rápido debido al aumento del tamaño de la zona de crecimiento 7. Aunque algunas posiciones de las hojas superiores pueden tener un patrón de crecimiento similar 8, esto es una fase transitoria que puede ser afectada por los tratamientos bajo investigación. Por tanto, es importante comparar las líneas y tr<html> eatments estrictamente en la misma posición de la hoja, a pesar de que puede estar desarrollando en un momento diferente. Incluso a una velocidad de elongación constante, el perfil de la tasa de crecimiento no es necesariamente la misma en las diferentes etapas de desarrollo. Por lo tanto, es importante analizar las hojas en la misma etapa de desarrollo 8, por lo general definido por el número de días después de la emergencia. </li><li> Para realizar un análisis cinemático completo de crecimiento de las hojas en monocotiledóneas, crecerá al menos 15 plantas para cada tratamiento y el genotipo bajo condiciones controladas en una cámara de crecimiento. </li><li> En el momento de la hoja de interés aparece (la salida de la espiral de hojas circundantes), comenzar a medir la longitud de la hoja diaria con una regla hasta que la hoja está completamente expandido (Figura 1i). longitud de la hoja implica la longitud desde el nivel del suelo hasta la punta de la hoja. Tenga cuidado de no romper o dañar la hoja, ya que esto podría alterar su crecimiento. </li></ol>re 1 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 54887 / 54887fig1.jpg &quot;/&gt; Figura 1:. Vista general esquemática de un análisis cinemático de hojas de maíz La hoja de interés se mide con una regla de tres días consecutivos para calcular la elongación de la hoja Rate (LER). A partir de entonces, la hoja se cosecha y un segmento de tres centímetros se utiliza para la determinación del tamaño de meristemo. Esto se hace mediante la medición de la longitud desde la base hasta la cifra mitótico más distal después de la tinción DAPI. (A) Los ejemplos de figuras de mitosis proliferativas y (B) mitosis formativos. Los primeros once centímetros de la base de la hoja en el otro lado de la mitad de la vena se utilizan para cortar diez segmentos de un centímetro para mediciones de la longitud de la célula. Estas mediciones proporcionan la base para crear el perfil de longitud de la célula, que sirve para determinar la longitud madura celular (l mat) y la longitud de las células que salen del meristemo (l div). los <em&gt; LER y l estera se utilizan para calcular la tasa de producción de células (P), mientras que l div y L mer se utilizan para calcular el número de células en el meristemo (mer N). A su vez, P y N mer se utilizan para calcular la tasa media de la división celular (D), que es la inversa de la duración del ciclo celular (T c). Las flechas del mismo color indican los parámetros que se utilizan para calcular el parámetro siguiente en estas flechas. Barras de escala = 40 m. Números romanos se utilizan para referirse a los procedimientos experimentales específicos descritos en el protocolo. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> 2. La recolección <ol><li> En la etapa de desarrollo de interés (por ejemplo, el tercer día después de la emergencia), elija al menos cinco representativa plantes del lote en el que para llevar a cabo el análisis cinemático. Continuar midiendo el resto de las plantas, como se explica en el paso 1.3 para determinar la longitud de la hoja final. </li><li> Cortar la parte por encima del suelo de la planta. Para mantener la parte meristemático intacta, corte lo más cerca posible a las raíces (Figura 1ii). </li><li> A partir de las hojas exteriores, retire todas las hojas hasta la hoja de interés por ellos desenrollar suavemente uno por uno. Si es necesario, retire unos pocos milímetros adicionales de la base para separar las hojas. También quite las hojas del ápice y pequeñas encerradas por la hoja de interés (Figura 1III). </li><li> Cortar un segmento de 3 cm, a partir de la base en un lado de mediados de la vena, y almacenarlo en un tubo de 1,5 ml de ensayo lleno de 3: 1 (v: v) de etanol absoluto: solución de ácido acético (PRECAUCIÓN: Use guantes) a 4 ° C durante 24 horas hasta varios meses (Figura 1iv). Este segmento posterior se utiliza para determinar la longitud del meristemo. </li><li> Desde elotro lado de la vena, cortar un segmento de 11 cm de la base (Figura 1 v) y colocarlo en un tubo de 15 ml lleno de etanol absoluto a 4 ° C durante al menos 6 horas para eliminar pigmentos (Figura 1 vi). NOTA: Más adelante, utilizar sólo los primeros 10 cm para determinar el perfil de longitud de la célula (ver Discusión). </li><li> Renovar el etanol absoluto para otra ronda de limpieza a 4 ° C durante al menos 24 horas (Figura 1vi). </li><li> Por último, sustituir el etanol absoluto con ácido láctico puro (PRECAUCIÓN: usar guantes) para la limpieza y el almacenamiento a 4 ° C durante 24 h, o hasta su uso posterior (Figura 1vi). </li></ol> 3. Las mediciones de longitud de meristemas <ol><li> Preparar un tampón de enjuague que contiene 50 mM de cloruro de sodio (NaCl), 5 mM de ácido etilendiaminotetraacético (EDTA; PRECAUCIÓN: usar guantes) y 10 mM Tris (hidroximetil) aminometano-ácido clorhídrico (Tris-HCl, pH 7). </li><li> Tome el segmento de 3 cm de la sección 2.4 y por loak en el buffer de 20 min (Figura 1vii). </li><li> Mientras espera, utilizar el tampón de enjuague para preparar una solución de tinción 4 &#39;, 6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) de 1 g / ml, manteniéndolo en hielo y en la oscuridad. </li><li> Tinción de los núcleos colocando el segmento de meristemo para 2-5 min en la solución de tinción DAPI. Trabajar en el hielo y en la oscuridad (Figura 1vii). </li><li> Compruebe si hay señal de fluorescencia mediante el montaje de forma rápida el segmento en un vaso de microscopía y lo cubre con una cubierta de vidrio. Las células epidérmicas deben mostrar fluorescencia, mientras que las capas celulares subyacentes no debería. </li><li> Si la tinción no es suficiente, poner el segmento de nuevo en la solución de tinción DAPI para algunos minutos adicionales. </li><li> Para detener la tinción, montar los segmentos en una gota de disolución tampón de enjuague en un portaobjetos de microscopía y cubierta con una tapa de vidrio. </li><li> Use un microscopio equipado con UV en la fluorescencia con un aumento de 20X, lo que permite la visualización de alrededor de 1.000 epidermislas células de Al a la vez. Desplazarse a lo largo del segmento y buscar figuras mitóticas proliferativas (metafase, anafase, telofase y citocinesis), pero evita la división celular formativo de los estomas en desarrollo (Figura 1viii) 9. Definir dónde se encuentra la figura mitótica más distal. </li><li> Determinar la longitud del meristemo mediante la medición de la distancia entre la base de la hoja y el más figura mitótica epidérmica distal. Utilice un software de análisis de imágenes (por ejemplo, ImageJ) para medir la longitud total de la trama de imagen. <ol><li> Contar el número de cuadros que cubren la longitud total de meristemas (desde la base de la hoja de la figura mitótica más distal) y multiplicar este número por la longitud de una trama para obtener la longitud completa de meristemas (Figura 1ix). </li></ol></li></ol> 4. célula de cuerpo entero Perfil <ol><li> Tome el segmento que se almacena en ácido láctico (paso 2.5) y colocarlo cuidadosamente en el banquillo. Cortar el ingenio segmentosja bisturí en 10 segmentos de 1 cm cada una (Figura 1 x). </li><li> Montar los segmentos de hojas sucesivas sobre un portaobjetos de microscopía en una pequeña gota de ácido láctico. Asegúrese de hacer frente a la consistencia, ya sea adaxial o el lado abaxial hacia arriba. En principio, no hay ninguna preferencia por un lado particular. </li><li> Use un microscopio equipado con contraste de interferencia diferencial óptica (DIC) para analizar los segmentos, a partir de la base de la hoja. Medir con un software de análisis de imagen de la longitud de al menos 20 células epidérmicas de duplicados en archivos directamente adyacentes a los archivos de los estomas con el fin de seleccionar siempre el mismo tipo de célula. <ol><li> Para ello, en posiciones equidistantes a lo largo de cada uno de los segmentos (4 posiciones son suficientes por segmento), y asegúrese de anotar la posición correspondiente para cada medición a lo largo de la hoja (Figura 1xI). </li></ol></li><li> Determinar la longitud de la célula normal en cada mm a lo largo del eje de la hoja mediante el uso de una suavización polinómica local de pPROCEDIMIENTO, implementado en un R-escritura (Figura 1xii; Archivo 1). NOTA: La secuencia de comandos-R proporciona una serie de datos con el aumento de suavizado. La cantidad de suavizado requerida es algo arbitrario y lo ideal sería que acaba de quitar el ruido local, pero no afectará a la curva en general. Asegúrese de usar la misma cantidad de suavizado para todas las muestras dentro de un experimento. </li><li> Promediar la longitud de la célula en cada posición entre las plantas y calcular el error estándar para crear un perfil de longitud de la célula a lo largo del eje de la hoja. </li></ol> 5. Los cálculos de los parámetros cinemáticos (véase la disposición complementaria 2) <ol><li> Calcular la LER tomando el cambio en la longitud de la hoja entre dos puntos de tiempo sucesivos (por ejemplo, 24 hr, como en el paso 1.3) y dividiéndolo por el intervalo de tiempo. </li><li> Calcular la longitud de la zona de crecimiento (L gz) correspondiente a la posición distal de la base donde las células alcanzan 95% de su ce madurall longitud del perfil de suavizado longitud de la célula. <ol><li> Tomemos, por cada posición en el perfil smoothened longitud de la célula 95% de la media de todas las longitudes de células siguientes esa posición (Figura 2). </li><li> Comparar las longitudes de células smoothened (paso 4,4) con la longitud de la célula 95% calculado en cada posición. Partiendo de la base de la hoja, la zona de crecimiento termina en la posición en la que la longitud de la célula actual es igual a 95% de las siguientes longitudes de células (Figura 2; véase los datos adicionales 2). </li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54887/54887fig2.jpg" /> Figura 2:. La determinación de la final de la zona de crecimiento de meristemas: en la posición indicada con una estrella roja, el tamaño de celda actual es menor que 95% (línea roja punteada) del tamaño de celda promedio de todas las células siguientes esta posición (sólido de color rojo línea). El final de la zona de crecimiento (L gz; indicado con abLue estrellas) se encuentra en el 95% (línea punteada azul) del tamaño de celda promedio de todas las células después de esta posición (sólida línea azul) es igual al tamaño real de la celda. zona División (D), zona de elongación (E), y la zona maduro (M). Discontinuas flechas indican la convergencia entre el tamaño local y el 95% del tamaño promedio de la porción distal de la hoja cuando se pasa de las posiciones basales a la punta de la hoja. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig2large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <ol start="3"><li> Calcular la longitud de la zona de elongación (L el) como la diferencia entre la longitud de la zona de crecimiento (L gz) y el tamaño de meristemas (L mer; determinado en el paso 3). </li><li> Calcular la longitud de la célula madura (l mat) como la longitud de celda promedio en la zona maduro. </li><li> Divida la LER por l tapete para obtener eltasa de producción de células (P). </li><li> Calcular el número de células en la zona de elongación (N el) como la diferencia entre N y N gz mer. El número de células en el meristemo (mer N) es igual al número acumulado de células situadas en los intervalos correspondientes a la meristemo. El número de células en la zona de crecimiento (N gz) es igual al número acumulado de células situadas en los intervalos correspondientes a la zona de crecimiento. </li><li> Calcular la tasa de división celular promedio (D) como mer P / N. La duración del ciclo celular (T c) es igual a ln (2) / D. </li><li> Calcular el tiempo en la zona de alargamiento (T el) dividiendo el N por P. El tiempo en la zona de la división es igual a log 2 (N mer) * Tc. La longitud de las células que salen del meristemo (l div)es igual a la longitud de la célula a partir del perfil smoothened longitud de la célula en el extremo del meristemo. </li><li> Calcular la tasa promedio de expansión de células (R el) utilizando la fórmula siguiente: ln (l mat) ln (l div)] / T el. </li></ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Un análisis cinemático completo en las hojas de maíz permite la determinación de la base celular de crecimiento de la hoja y permite el diseño de estrategias de muestreo eficientes. Aunque el protocolo es relativamente sencillo, algunos se recomienda precaución en los siguientes pasos críticos: (1) Es importante separar las hojas más jóvenes cerrados (paso 2.3) sin dañar el meristemo, ya determinación de la longitud de meristemas (paso 3) requiere la completa meristemo de estar presente. Un poco de práctica de antemano ...

Análisis del crecimiento depende de un conjunto de herramientas que se utilizan comúnmente por los científicos para describir la planta de genotipo determinado las diferencias de crecimiento y / o respuestas fenotípicas a factores ambientales. Incluyen mediciones de tamaño y peso de la planta entera o un órgano y los cálculos de las tasas de crecimiento para explorar los mecanismos subyacentes de crecimiento. el crecimiento de órganos se determina por la división celular y la expansión a nivel celular. Por lo tanto, incluyendo la cuantificación de estos dos procesos en el crecimiento de los análisis es clave para entender las diferencias en el crecimiento conjunto de órganos 1. En consecuencia, es fundamental contar con una metodología adecuada para determinar los parámetros de crecimiento celular que es relativamente fácil de usar por los laboratorios no especializados. Análisis cinemático ya se ha establecido como un enfoque que proporciona un marco de gran alcance para el desarrollo de modelos de crecimiento de órganos 2. La técnica ha sido optimizado para sistemas lineales,como las raíces de Arabidopsis thaliana y las hojas monocotiledóneas, sino también para sistemas no lineales, tales como hojas dicotiledóneas 3. Hoy en día, esta metodología se utiliza cada vez para estudiar cómo genéticos, hormonales, de desarrollo, y los factores ambientales influyen en la división celular y la expansión en varios órganos (Tabla 1). Por otra parte, también proporciona un marco para vincular los procesos celulares a sus regulaciones bioquímicos, moleculares y fisiológicos subyacentes (tabla 2), aunque las limitaciones pueden ser impuestas por el tamaño del órgano y la organización espacial de las técnicas que requieren una mayor cantidad de material vegetal (por ejemplo, metabolitos mediciones, proteómica, etc.). Hojas monocotiledóneas, tales como el maíz (Zea mays) hoja, representan sistemas lineales en los que las células se mueven desde la base de la hoja hacia la punta, pasando secuencialmente a través de la zona de meristemas y la elongación para llegar a la madurazona. Esto hace que sea un sistema modelo ideal para los estudios cuantitativos de los patrones espaciales de crecimiento del 4. Por otra parte, las hojas del maíz tienen grandes zonas de crecimiento (meristemas y zona de elongación que abarcan varios centímetros 5) y ofrezcan posibilidades para estudios en otros niveles de organización. Esto permite la investigación de las (supuestas) mecanismos reguladores que controlan la división celular y la expansión, cuantificado por análisis cinemático a través de una serie de técnicas moleculares, las mediciones fisiológicas, y métodos de biología celular (Tabla 2). A continuación, ofrecemos un protocolo para la realización de un análisis cinemático en las hojas de monocotiledóneas. En primer lugar, explicamos cómo llevar a cabo un análisis adecuado de tanto la división celular y elongación celular como una función de la posición a lo largo del eje de la hoja y la forma de calcular los parámetros cinemáticos. En segundo lugar, también muestran cómo se puede utilizar como base para el diseño de muestreo. A continuación, se discuten dos casos: de alta resolución de un muestreod centró toma de muestras, lo que permite la interpretación de datos mejorada y el ahorro de tiempo / dinero, respectivamente. Tabla 1. Resumen de los análisis cinemático métodos para la cuantificación de la división celular y la expansión en varios órganos. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> Organo </td><td> referencia </td></tr><tr><td> hojas de monocotiledóneas </td><td> 16, 20, 21, 22 </td></tr><tr><td> puntas de las raíces </td><td> 2, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29 </td></tr><tr><td> hojas dicotiledóneas </td><td> 21, 30, 31 </td></tr><tr><td> disparar meristemo apical </td><td> 32 </td></tr></tbody></table> Tabla 1. Resumen de los análisis cinemático métodos para la cuantificación de la división celular y la expansión en varios órganos. Tabla 2. Relación entre procesos celulares cuantificados por el análisis cinemático para su regulación a nivel molecular. Las referencias a diversos estudios que relacionan la cuantificación de los procesos celulares con los resultados de los ensayos bioquímicos y moleculares en distintas especies y órganos. Endotransglucosylase xiloglucano (XET), malondialdehído (MDA), quinasas dependientes de ciclina (CDK). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887table2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta tabla.</a>

<table><tbody><tr><td></td><td></td><td>Utilizamos macetas</td><td>con las siguientes medidas, pero pueden ser diferentes según el tratamiento/estudio: diámetro del fondo: 11 cm, diámetro de apertura: 15 cm, altura: 12 cm. Cultivamos una planta de maíz por maceta.</td></tr><tr><td>Sustrato de plantación</td><td>Cualquiera</td><td>Cualquiera Utilizamos</td><td>medio para macetas (Jiffy, Países Bajos), pero se pueden utilizar otros sustratos, dependiendo del tratamiento/estudio.</td></tr><tr><td>Se</td><td></td><td></td><td>necesita una regla de extensión que cubra al menos 1,5 metros para medir la longitud final de las hojas de las plantas.</td></tr><tr><td>Semillas</td><td>Cualquier</td><td></td><td>NA Seeds se puede pedir a un criador.</td></tr><tr><td></td><td></td><td>El bisturí</td> se <td>utiliza durante la recolección de hojas para separar la hoja de interés de las hojas circundantes y justo después de la cosecha para cortar una muestra adecuada para las mediciones de la longitud de las células y la longitud del meristemo.</td></tr><tr><td>Tubos falcon de 15 mL</td><td>Cualquiera Cualquiera</td><td>Los</td><td>tubos falcon de 15 mL se utilizan para almacenar muestras utilizadas para mediciones de longitud celular durante la limpieza de muestras con etanol absoluto y ácido láctico.</td></tr><tr><td></td><td>Los tubos Eppendorf</td><td>se</td><td>utilizan para almacenar muestras utilizadas para mediciones de longitud de meristemas en solución de etanol:ácido acético 3:1 (v:v).</td></tr><tr><td>Guantes</td><td>Cualquiera</td><td></td><td>Guantes de látex, que protegen contra los reactivos corrosivos.</td></tr><tr><td>Ácido acético</td><td>Cualquiera</td><td>Cualquiera PRECAUCIÓN</td><td>: Corrosivo para los metales, categoría 1 Corrosión de la piel, categorías 1A,1B,1C Daño ocular grave, categoría 1; Líquidos inflamables, categorías 1,2,3</td></tr><tr><td>Etanol absoluto</td><td>Cualquiera</td><td></td><td>PRECAUCIÓN: Peligroso en caso de contacto con la piel (irritante), de contacto con los ojos (irritante), de inhalación. Ligeramente peligroso en caso de contacto con la piel (permeador), de ingestión</td></tr><tr><td>de ácido láctico&nbsp; >98%</td><td>Cualquiera Cualquiera</td><td>ATENCIÓN</td><td>: Corrosivo para los metales, categoría 1 Corrosión de la piel, categorías 1A,1B,1C Daño ocular grave, categoría 1</td></tr><tr><td>Cloruro de sodio (NaCl)</td><td>Cualquiera Cualquiera</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ácido etilendiaminotetraacético (EDTA)</td><td>Cualquiera</td><td>Cualquiera</td><td>ATENCIÓN: Toxicidad aguda (oral, dérmica, inhalación), categoría 4 Irritación de la piel, categoría 2 Irritación de los ojos, categoría 2 Sensibilización de la piel, categoría 1 Toxicidad específica en órganos diana &ndash; Exposición única, categoría 3</td></tr><tr><td>Clorhidrato de tris(hidroximetil)aminometano (Tris-HCl)</td><td>Cualquiera</td><td>Cualquiera Este</td><td>material puede ser irritante, debe evitarse el contacto con los ojos y la piel. La inhalación de polvo puede ser irritante para las vías respiratorias.</td></tr><tr><td>4&prime;,6-diamidina-2&prime;-diclorhidrato de fenilindol (DAPI)</td><td>Cualquiera</td><td></td><td>Sonda de unión de ranura menor fluorescente permeable a cualquier célula para ADN. Causa irritación de la piel. Puede causar una reacción alérgica en la piel. Puede causar irritación respiratoria.</td></tr><tr><td>Ice</td><td>Any</td><td>NA</td><td>La solución DAPI debe mantenerse en hielo.</td></tr><tr><td>Microscopio fluorescente</td><td>AxioScope A1, Axiocam ICm1 de Zeiss u otro</td><td></td><td>Microscopio fluorescente puede utilizarse para determinar la longitud del meristemo.</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>Se</td></tr><tr><td></td><td></td><td>necesitan pinzas para desplegar la hoja de maíz enrollada justo después de la cosecha con el fin de cortar una muestra adecuada para las mediciones de la longitud de las células y la longitud del meristemo.</td><td></td></tr><tr><td>Software de análisis de imágenes</td><td>Axiovision (versión 4.8) de Zeiss</td><td>NA</td><td>El software se puede descargar en: http://www.zeiss.com/microscopy/en_de/downloads/axiovision.html. También se pueden utilizar otros softwares como ImageJ (https://imagej.nih.gov/ij/).</td></tr><tr><td>Microscopio equipado con DIC</td><td>AxioScope A1, Axiocam ICm1 de Zeiss u otro</td><td></td><td>Microscopio equipado con contraste de interferencia diferencial (DIC) se puede utilizar para medir longitudes de células.</td></tr><tr><td>R software de análisis estadístico</td><td>R Foundation for Statistical Computing</td><td>NA</td><td>Código abierto; Se puede descargar en el</td></tr> <tr><td>script https://www.r-project.org/ R</td><td>NA</td><td>NA Usamos</td><td>la función de suavizado del kernel locpoly del paquete Kern Smooth (Wand MP, Jones MC.&nbsp; Suavizado de kernel: Chapman & Hall/CRC (1995)). El script está disponible para Mac y Windows previa consulta con el autor correspondiente.</td></tr></tbody></table>

análisis cinemático de la división celular y la expansión: la cuantificación de la base celular del crecimiento y el desarrollo en las zonas de muestreo<em&gt; zea mays</em&gt; las hojas

Kinematic Analysis of Cell Division and Expansion: Quantifying the Cellular Basis of Growth and Sampling Developmental Zones in Zea mays Leaves

Los análisis de crecimiento se utilizan a menudo en la ciencia de las plantas para investigar genotipos contrastantes y el efecto de las condiciones ambientales. El aspecto celular de estos análisis es de crucial importancia, porque el crecimiento es impulsado por la división celular y la elongación celular. El análisis cinemático representa una metodología para cuantificar estos dos procesos. Además, esta técnica es fácil de utilizar en laboratorios no especializados. En este trabajo se presenta un protocolo para realizar un análisis cinemático en hojas de maíz monocotiledóneo (Zea mays). Se presentan dos aspectos: (1) la cuantificación de los parámetros de división y expansión celular, y (2) la determinación de la ubicación de las zonas de desarrollo. Esto podría servir como base para el diseño de muestreos y/o podría ser útil para la interpretación de datos de mediciones bioquímicas y moleculares con alta resolución espacial en la zona de crecimiento de las hojas. La zona de crecimiento de las hojas de maíz se cosecha durante el crecimiento en estado estacionario. Las hojas individuales se utilizan para la determinación de la longitud del meristemo mediante una tinción DAPI y los perfiles de longitud celular mediante microscopía DIC. El protocolo es adecuado para hojas monocotiledóneas emergidas cosechadas durante el crecimiento en estado estacionario, con zonas de crecimiento que abarcan al menos varios centímetros. Para mejorar la comprensión de la regulación del crecimiento de las plantas, se deben combinar datos sobre el crecimiento y los estudios moleculares. Por lo tanto, una ventaja importante del análisis cinemático es la posibilidad de correlacionar los cambios a nivel molecular con etapas bien definidas del desarrollo celular. Además, permite un muestreo más específico de etapas de desarrollo específicas, lo que es útil en caso de presupuesto o tiempo limitados.

Aquí, se muestra una comparación entre las plantas bien regadas (control, el contenido de agua del suelo 54%, (SWC)) y plantas sometidas a condiciones de estrés hídrico (sequía, el 34% de CSA) en términos de su crecimiento de las hojas. Todas las plantas se cultivaron en una cámara de crecimiento bajo condiciones controladas (16 horas día / 8 horas por la noche, 25 ° C / 18 ° C día / noche, 300-400 μEm -2 s -1 de radiación fotosintéticamente activa (PAR). Las condic...

La cuantificación de la división y expansión celular es de crucial importancia para la comprensión del crecimiento de toda la planta. En este artículo, presentamos un protocolo para calcular los parámetros celulares que determinan las tasas de crecimiento foliar del maíz y destacamos el uso de estos datos para investigar los mecanismos reguladores del crecimiento molecular mediante la dirección de estrategias de muestreo específicas de la etapa de desarrollo.

Análisis cinemático de la división celular y la expansión: La cuantificación de la base celular del crecimiento y el desarrollo en las zonas de muestreo<em&gt; Zea mays</em&gt; Las hojas

Growth analyses are often used in plant science to investigate contrasting genotypes and the effect of environmental conditions. The cellular aspect of ...

Los objetivos generales de este análisis son determinar la base celular del crecimiento de la hoja de maíz y utilizar estos datos para investigar los mecanismos moleculares reguladores del crecimiento mediante estrategias de muestreo específicas por etapas del desarrollo. Este método puede ayudar a responder una pregunta clave en la biología del desarrollo vegetal: ¿cómo contribuyen la división celular y la expansión celular a las diferencias en el crecimiento del órgano completo? Este enfoque permite la investigación y la cartografía espacial de procesos moleculares bioquímicos y fisiológicos, que subyacen al crecimiento de órganos vegetales completos. Aunque este sistema puede proporcionar información sobre el crecimiento de hojas de maíz, la técnica puede utilizarse en otros sistemas, incluyendo otras especies de gramíneas y órganos.La demostración visual de estos métodos es fundamental. Los pasos de recolección, biopsia doble de la muestra y medición son difíciles de realizar sin dicha demostración. La procedimiento será demostrado por Katrien Sprangers y Viktoriya Avramova.Dos estudiantes de doctorado de mi laboratorio. Para realizar un análisis completo del crecimiento foliar en monocotiledóneas, cultive al menos 15 plantas para cada tratamiento y genotipo, bajo condiciones controladas en una cámara de crecimiento. Cuando aparezca una hoja de interés, utilice una regla para medir diariamente la longitud de la hoja, es decir, la distancia desde el suelo hasta la punta de la hoja, hasta que la hoja esté completamente expandida.En la etapa de desarrollo de interés, corte la parte aérea de la planta de al menos cinco plantas representativas lo más cerca posible de las raíces, para mantener intacta la región meristemática. Luego, comenzando desde las hojas externas, desenrolle suavemente todas las hojas hasta llegar a la hoja de interés, una por una. Retire unos pocos milímetros adicionales desde la base para separar las hojas según sea necesario.A continuación, retire el ápice y las hojas pequeñas encerradas por la hoja de interés, y corte un segmento de tres centímetros de la hoja, comenzando desde la base en un lado de la nervadura media. Es crucial cortar la hoja justo en el punto donde se conecta con el tallo. Un corte demasiado alto llevaría a una subestimación del tamaño del meristemo.Guarde el segmento en un tubo de ensayo de 1,5 mililitros, lleno con una solución de ácido acético absoluto en una proporción de tres a dos volúmenes por volumen, a cuatro grados Celsius durante 24 horas hasta varios meses. Desde el otro extremo de la vena, corte un segmento de 11 centímetros desde la base y guarde este segmento en un tubo de 15 mililitros lleno con etanol absoluto, a cuatro grados Celsius durante al menos seis horas para eliminar los pigmentos. Después de una segunda ronda de 24 horas en etanol absoluto a cuatro grados Celsius, reemplace el etanol con ácido láctico puro y guarde el segmento a cuatro grados Celsius durante otras 24 horas, o hasta su posterior análisis.Para medir el meristemo, primero transfiera el segmento de hoja de tres centímetros a tampón de lavado recién preparado durante 20 minutos. Al final de la incubación, transfiera el segmento a un recipiente con solución de tinción DAPI, durante dos a cinco minutos sobre hielo y en la oscuridad. Luego, monte rápidamente el tejido sobre un portaobjetos de vidrio para microscopio y cubra el segmento con un cubreobjetos.Confirme la fluorescencia de las células epidérmicas bajo un microscopio, utilizando fluorescencia UV. Luego, monte la muestra en una gota de tampón de lavado sobre un nuevo portaobjetos con un cubreobjetos de vidrio nuevo. Utilizando un aumento de 20 veces, coloque nuevamente el segmento en el microscopio y recorra la muestra para localizar figuras mitóticas proliferativas.Evite cualquier división celular formativa del estema en desarrollo y luego determine dónde se encuentra la figura mitótica más distal. Utilizando un programa de software de análisis de imágenes, mida la longitud completa del marco de la imagen. En este ejemplo, 645 micrómetro.Luego, cuente el número de cuadros que cubren toda la longitud del meristemo, desde la figura mitótica más distal hasta la base de la hoja, y multiplique este número por la longitud de un cuadro para obtener la longitud total del meristemo. Para obtener un perfil de longitud celular, transfiera el segmento de 11 centímetros desde el ácido láctico hasta la mesa de trabajo y use un escalpelo para cortar el tejido en 10 segmentos de un centímetro cada uno. Monte los segmentos de hoja resultantes sobre un portaobjetos microscópico único y agregue una pequeña gota de ácido láctico.Colocar todas las piezas con el mismo lado hacia arriba. Luego, transferir la preparación bajo un microscopio equipado con óptica de contraste de interferencia diferencial. Comenzando por el segmento más cercano a la base de la hoja, utilizar un programa de software adecuado de análisis de imágenes para medir la longitud de al menos 20 células epidérmicas replicadas y hileras adyacentes directamente a las hileras estomáticas, con el fin de asegurar la selección consistente del mismo tipo celular en posiciones equidistantes a lo largo de cada uno de los segmentos.Tenga cuidado de anotar la posición correspondiente para cada medición a lo largo de la hoja. Luego, determine la longitud promedio de las células en cada milímetro a lo largo del eje de la hoja utilizando un procedimiento de suavizado polinomial local implementado en un script de R que se encuentra disponible como archivo suplementario uno. Tenga cuidado de no suavizar en exceso.El suavizado debe eliminar el ruido en los datos de crecimiento, pero sin afectar la forma general de la curva. Aquí se muestra una comparación entre una planta bien regada y plantas sometidas a condiciones de estrés por sequía en términos de su crecimiento foliar. La longitud final de la hoja de las plantas control fue un 40 por ciento menor que la de las plantas sometidas a sequía, debido a una tasa de elongación foliar más baja.La tasa de elongación foliar de las plantas sometidas a estrés hídrico es un 73 por ciento menor que la de los controles bien regados, debido a una producción celular reducida. Lo cual, a su vez, se debe principalmente a una tasa reducida de división celular. El análisis cinemático proporciona un mapa de la localización de la zona de crecimiento foliar, permitiendo el muestreo con una resolución subzonal para análisis moleculares y bioquímicos.Por ejemplo, la cuantificación de MDA a lo largo de la zona de crecimiento de la hoja de maíz en plantas sometidas a condiciones controladas con riego adecuado y a sequía, demuestra un aumento significativo en este producto de la degradación lipídica en toda la zona de crecimiento en respuesta a la falta de agua. Debido al acortamiento de la hoja como respuesta a la sequía, las zonas de desarrollo no coincidieron entre las plantas control y las plantas estresadas en este experimento. Sin embargo, utilizando el perfil de longitud celular, puede determinarse la longitud de las zonas de desarrollo, lo que permite comparar los niveles de MDA en cada zona individual.Una vez dominada, se puede procesar una sola muestra en cuatro horas, si la técnica se realiza correctamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar mantener el meristemo intacto durante su recolección. Tras seguir este procedimiento, se pueden aplicar otras técnicas, como la determinación de parámetros moleculares y bioquímicos, para estudiar su participación en la regulación del crecimiento.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo cuantificar la división celular y la expansión celular en hojas de maíz en crecimiento, determinar el tamaño de las diferentes zonas de crecimiento e interpretar los datos moleculares y bioquímicos en consecuencia. No olvide que trabajar con ácidos láctico y acético, y con EDTA puede ser peligroso. Por lo tanto, siempre se deben tomar precauciones como usar guantes y limpiar el microscopio después de cada uso al final del procedimiento.

kinematic-analysis-cell-division-expansion-quantifying-cellular-basis

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Se describe un protocolo utilizando portaobjetos de cámara y los medios para inmovilizar los cotiledones de la planta para la formación de imágenes confocal de la epidermis durante varios días de desarrollo, la documentación de diferenciación estomática. Proteínas marcadas con fluoróforo se puede seguir dinámicamente por la expresión y localización subcelular, mejorar la comprensión de sus posibles funciones durante la división celular y la diferenciación de células de tipo.

A largo plazo, de alta resolución de imagen confocal Time Lapse de<em&gt; Cotiledones Arabidopsis</em&gt; Epidermis durante la germinación

Aquí se muestra cómo rastrear y cuantificar los procesos de desarrollo en C. elegans. Los métodos presentados se basan en herramientas de código abierto que se pueden implementar fácilmente. Se demuestra cómo reconstruir modelos 3D de forma de células, cómo rastrear manualmente las estructuras subcelulares y cómo analizar el flujo contráctil cortical.

El seguimiento y cuantificación de los procesos de desarrollo en<em&gt; C. elegans</em&gt; Uso de las herramientas de código abierto

La mitosis es crítica para todo organismo vivo y los defectos a menudo conducen al cáncer y trastornos del desarrollo. Utilizando este protocolo de imagen y el pez cebra como sistema modelo, los investigadores pueden visualizar la mitosis en un organismo vertebrado vivo y la multitud de defectos que surgen cuando los procesos mitóticos son defectuosos.

La observación de la división mitótica y dinámica en un embrión de pez cebra en vivo

Muchos genes importantes para el desarrollo tienen patrones de expresión específicos de células o tejidos. En este artículo se describen experimentos de LM RNA-seq para identificar genes que se expresan diferencialmente en el límite de la hoja y la vaina del maíz y en mutantes lg1-R en comparación con el tipo salvaje. Las consideraciones experimentales discutidas aquí se aplican a los análisis transcriptómicos de otros fenómenos del desarrollo.

Diseño experimental para microdisección láser RNA-Seq: Lecciones de un análisis del desarrollo de la hoja de maíz

imagen confocal en vivo ofrece biólogos con una poderosa herramienta para estudiar el desarrollo. A continuación, presentamos un protocolo detallado para la imagen confocal en vivo de flores en desarrollo de Arabidopsis.

Vivir Imagen confocal de desarrollo de Arabidopsis Flores

Se presenta aquí una técnica simple para la alta resolución confocal time-lapse imágenes de desarrollo de raíces e hipocótilo por hasta 3 días utilizando objetivos de alta apertura numérica y perfluorodecalin como medio de inmersión.

Una cámara simple para la formación de imágenes confocales a largo plazo del desarrollo de raíces y hipocótilo

Este protocolo presenta cómo viven la imagen y analizar los meristemos apicales de brotes de diferentes especies de plantas mediante microscopía confocal de barrido láser.

Proyección de imagen confocal vivo de meristemos apicales de brotes de diferentes especies de plantas

Aquí describimos un protocolo para la toma de imágenes de células vivas del citoesqueleto de microtúbulo cortical en el brote de meristem apical y el seguimiento de su respuesta a los cambios en las fuerzas físicas.

Imágenes de células vivas de citoesqueleto de microtúbulo y manipulación micromecánica del Arabidopsis Shoot Apical Meristem

La claridad óptica es una gran ventaja para el trabajo biológico y fisiológico celular en el pez cebra. Se describen métodos robustos para medir el crecimiento celular en animales individuales que permiten nuevos conocimientos sobre cómo el crecimiento del músculo esquelético y los tejidos vecinos se integran con el crecimiento de todo el cuerpo.

Medición repetida y en tiempo real del crecimiento del músculo esquelético en peces cebra vivos individuales sometidos a actividad eléctrica alterada

Los primordios de hojas de maíz están profundamente enfundados y enrollados, lo que los hace difíciles de estudiar. Aquí, presentamos métodos para preparar secciones transversales y montajes enteros desenrollados de primordios de hojas de maíz para imágenes fluorescentes y confocales.

Métodos mejorados para preparar secciones transversales y montajes enteros desenrollados de primordios de hojas de maíz para imágenes de fluorescencia y confocales

Este proceso utiliza microscopía confocal junto con un núcleo marcado fluorescentemente y una línea de marcadores de cromatina en Arabidopsis thaliana para registrar simultáneamente la dinámica del núcleo y la cromatina en raíces de Arabidopsis e investigar cambios en estas dinámicas en respuesta a señales de desarrollo y ambientales.

Imagen cuantitativa de células vivas de la forma nuclear y la dinámica de la cromatina durante el desarrollo y el estrés ambiental en la raíz de Arabidopsis thaliana

Aprende a cuantificar la división y expansión celular en hojas de Zea mays mediante análisis cinemático. Este método permite estudiar los mecanismos moleculares que regulan el crecimiento vegetal en diferentes etapas del desarrollo.

Análisis cinemático de la división celular y la expansión: La cuantificación de la base celular del crecimiento y el desarrollo en las zonas de muestreo Zea mays Las hojas (Video) | JoVE Journal

Análisis cinemático de la división celular y la expansión: La cuantificación de la base celular del crecimiento y el desarrollo en las zonas de muestreo

Explorar más videos