Name: Estudiar mitocondrial Estructura y función en Drosophila Los ovarios (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 53 s
Description: Aprenda métodos para analizar la estructura y función mitocondrial en tejidos vivos y fijos de Drosophila melanogaster. Esta técnica permite estudiar los mecanismos reguladores de la función mitocondrial con precisión.

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Agradecemos a Leena Patel y Diamond Woodard por ayudar en la preparación del medio Drosophila y al Dr. Igor Chesnokov por proporcionar acceso al microscopio estereoscópico conectado a la cámara.

<ol><li>Nunnari, J., Suomalainen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondria%3A+in+sickness+and+in+health%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Mitochondria: in sickness and in health.</a> Cell. 148 (6), 1145-1159 (2012).</li>
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<li>Murphy, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+mitochondria+produce+reactive+oxygen+species%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+J%22%5BJournal%5D)">How mitochondria produce reactive oxygen species.</a> Biochem J. 417 (1), 1-13 (2009).</li>
<li>Mandal, S., Guptan, P., Owusu-Ansah, E., Banerjee, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+regulation+of+cell+cycle+progression+during+development+as+revealed+by+the+tenured+mutation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial regulation of cell cycle progression during development as revealed by the tenured mutation in Drosophila.</a> Dev Cell. 9 (6), 843-854 (2005).</li>
<li>Tipping, M., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+as+a+model+for+context-dependent+tumorigenesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Drosophila as a model for context-dependent tumorigenesis.</a> J Cell Physiol. 229 (1), 27-33 (2014).</li>
<li>Herranz, H., Eichenlaub, T., Cohen, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer+in+Drosophila%3A+Imaginal+Discs+as+a+Model+for+Epithelial+Tumor+Formation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Top+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Cancer in Drosophila: Imaginal Discs as a Model for Epithelial Tumor Formation.</a> Curr Top Dev Biol. 116, 181-199 (2016).</li>
<li>Pandey, U. B., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+disease+models+in+Drosophila+melanogaster+and+the+role+of+the+fly+in+therapeutic+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Rev%22%5BJournal%5D)">Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery.</a> Pharmacol Rev. 63 (2), 411-436 (2011).</li>
</ol>

Los autores no tienen intereses financieros contrapuestos.

Los pasos críticos dentro del Protocolo Photobleaching: Prevención de photobleaching indebida de muestras fluorescentes es absolutamente necesario para la realización de la microscopía confocal eficiente. Por lo tanto, el tiempo utilizado para localizar muestras a través del ocular o para establecer los parámetros de adquisición de imágenes a través del modo de escaneado directo debe reducirse al mínimo para reducir al mínimo photobleaching. E...

Las mitocondrias se describen clásicamente como el centro energético celular, ya que son los principales asientos de la producción de energía en las células diferenciadas. Por otra parte, las mitocondrias desempeñan un papel crítico en el metabolismo, la generación de calor, la modificación de los lípidos, calcio y homeostasis redox, la orquestación de los procesos de señalización celular, etc 1. Las mitocondrias juegan también un papel activo en la inducción de muerte celular 2, así como en la regulación del ciclo celular 3. Tal multifuncionalidad plantea las siguientes cuestiones fundamentales: a) ¿cómo mitocondrias realizan todas estas funciones simultáneamente y b) hay piscinas mitocondriales específicos o subzonas que están especializados para funciones distintas? En este contexto, es importante observar que las mitocondrias multifuncionales son dinámicas en su forma, tamaño, y la estructura dentro de las células individuales y que la forma de estado estacionario de las mitocondrias pueden variar entre los tipos de células. Décadas de investigación de diversos laboratoriosoratorios sugieren que la alteración de la forma mitocondrial, tamaño y estructura, colectivamente llamados dinámica mitocondrial, es crucial para el mantenimiento de varias funciones mitocondriales 4,5,6. Estos resultados plantean la posibilidad de que las mitocondrias pueden cumplir con su multifuncionalidad en virtud de su dinamismo estructural. Extensas se están realizando esfuerzos para comprender la relación estructura-función mitocondrial. El dinamismo de la estructura mitocondrial se mantiene principalmente por su capacidad para someterse a eventos de fisión y de fusión entre sí. La fisión de grandes mitocondrias los convierte en elementos mitocondriales más pequeños, mientras que la fusión entre dos pequeñas mitocondrias y los integra en un elemento más grande mitocondrial 7. Por otra parte, la fusión transitoria de dos mitocondria puede ocurrir para permitir la mezcla de su contenido. Los sucesos de fisión y la fusión de las membranas mitocondriales interna y externa son cuidadosamente rigen por specIFIC conjuntos de proteínas. La maquinaria núcleo de fisión se compone de la proteína relacionada con dynamin-1 (Drp1), que se reclutó desde el citosol a las mitocondrias por su interacción con cierto bona proteínas mitocondriales fide (por ejemplo, fis1 o Mff1), mientras que la función Drp1 también puede ser regulada por otras proteínas en la superficie mitocondrial 4. Aunque Drp1 opera en la membrana externa, sus capacidades de fisión impacto de la membrana interna, así. La orquestación de la fisión de las membranas mitocondriales externas e internas no se entiende bien. Por otra parte, la fusión de la membrana interna se rige en el núcleo por las actividades de OPA1, mientras mitofusins gobiernan la fusión de la membrana externa 5. El resto de los eventos que contrarrestan de fisión y de fusión de mitocondrias dictan la forma mitocondrial de estado estable en una célula. Por ejemplo, la represión de la fisión mitocondrial daría lugar a una fusión completa y sin oposición, mientras que el exceso de actividad de las mitocondriasl fisión daría lugar a la fragmentación de las mitocondrias 3. El estudio de la relación estructura-función mitocondrial implica principalmente dos enfoques complementarios: a) análisis de los fenotipos celulares de Organismos y después de la manipulación genética de las proteínas de la fisión / fusión mitocondrial y b) las evaluaciones directas de la estructura y la función mitocondrial. Es digno de mención que los análisis genéticos no siempre pueden revelar la funcionalidad directa de la molécula en cuestión (en este caso, las proteínas de fisión / fusión mitocondrial), como pueden surgir los fenotipos debido a los efectos secundarios. Por lo tanto, es de suma importancia para el desarrollo y el uso de herramientas para estudiar la estructura y la función mitocondrial directamente. Cualquier evaluación de la estructura mitocondrial implica varias herramientas de microscopía. El uso de microscopía de fluorescencia de células vivas ha avanzado mucho los estudios de dinámica mitocondrial, ya que el dinamismo mitocondrial se puede monitorizar tanto cualitativa como cuantitatIVELY utilizando las herramientas y técnicas de microscopía de fluorescencia 8 apropiadas. Herramientas basadas en la microscopía de fluorescencia se han desarrollado para estudiar la estructura y la función mitocondrial en los tejidos vivos melanogaster y Drosophila fijos, elucidar la importancia de dinamismo mitocondrial in vivo 9. Estos y métodos relacionados se describen aquí, con el objetivo de estudiar la estructura y la función mitocondrial en el ovario Drosophila. El ovario de Drosophila consiste en la línea germinal y somática linajes, que surgen de sus respectivas células madre adultas que residen en el germarium 10,11. Dieciséis células germinales sincitial (GCS) quedan encapsulados por las células del folículo somáticas (FCS) para formar cámaras de huevos individuales que emergen de la germarium (Figura 1). Uno de los 16 GC se confirmen a convertirse en un ovocito, y los restantes 15 GC se desarrollan en células enfermeras que apoyan el crecimiento de la cámara de ovocitos, Facilitando la maduración del huevo antes de que sea puesto a nadie. La mayoría de las FCs se someten a 9 rondas de divisiones mitóticas antes de que salgan del ciclo celular mitótico para diferenciar terminales en una capa de células epiteliales modelado que consiste en células anterior del folículo (AFCS), las células del folículo posterior (PFC), y las células del cuerpo principal (MBC) . Las cámaras de huevos consecutivos están conectados por las células tallo, que son las células que también se derivan de los bloques FC temprano en el desarrollo diferenciados. Mitocondrial forma regulada por la proteína mitocondrial Drp1 fisión participa activamente en el proceso de diferenciación durante el desarrollo normal de la capa de FC ovario de Drosophila 9,12. Aquí se describen los métodos usados en estos estudios para identificar la participación de Drp1 en el desarrollo de la capa de células del folículo Drosophila.

<table><tbody><tr><td>Medios de Grace (medio de disección de insectos)</td><td>Fisher Scientific</td><td>30611031-2</td><td></td></tr><tr><td>41 Paraformaldehído AQ</td><td>Ciencias de la Microscopía Electrónica</td><td>50-259-99</td><td></td></tr><tr><td>Mitotracker Green (tinción mitocondrial general)</td><td>Life Technologies</td><td>m7514</td><td>Reconstituir y Alícuota</td></tr><tr><td>Tetrametilrodamina éster etílico perclorato</td><td>Sigma Aldrich</td><td>87917-25MG</td><td>Reconstituir y Alícuota</td></tr><tr><td>MitoSox (tinción de Mito-Ros)</td><td>Life Technologies</td><td>m36008</td><td>Reconstituir y Alícuota</td></tr><tr><td>PoliLisina</td><td>MP Biomédica</td><td>ICN15017625</td><td></td></tr><tr><td>Viales para moscas</td><td>Fisher Scientific</td><td>AS-515</td><td></td></tr><tr><td>Moscas cónicas</td><td>Fisher Scientific</td><td>AS-355</td><td></td></tr><tr><td>Vial para moscas</td><td>Lugs Fisher Scientific</td><td>AS273</td><td></td></tr><tr><td>Láminas cónicas</td><td>Fisher Scientific</td><td>AS 277</td><td></td></tr><tr><td>Jazzmix Alimento para Drosophila (Alimento para Drosophila)</td><td>Fisher Scientific</td><td>AS153</td><td></td></tr><tr><td>Albúmina sérica bovina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9647-50G</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo ciclina E (d-300)</td><td>Santa Cruz</td><td>sc- 33748</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo ATPB [3D5] - Marcador mitocondrial</td><td>AbCam</td><td>ab14730</td><td></td></tr><tr><td>Cy3 AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L)</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>115-165-146</td><td></td></tr><tr><td>Cy5 AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L)</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>111-175-144</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst</td><td>Fisher Scientific</td><td>H3570</td><td></td></tr><tr><td>VectaShield</td><td>Fisher Scientific</td><td>H100</td><td></td></tr><tr><td>Azer Scientific EverMark Select Portaobjetos de</td> <td>microscopioFisher Scientific</td><td>22-026-252</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio Cubierta de vidrio</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-542-B</td><td></td></tr><tr><td>Mat Tek Corp&nbsp; Fondo de vidrio Mircrowell Dish</td><td>Fisher Scientific</td><td>P35G-0-14-C</td><td></td></tr><tr><td>Levadura seca activa</td><td></td> Microscopio confocal <td>Fisher Scientific</td> ICN10140001 <td></td></tr><tr><td></td><td>Carl Zeiss</td><td>LSM 700</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzas</td><td>Fine Science Technologies</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Moria Soporte de pasadores niquelado Fine</td><td>Science Technologies</td><td>26016-12</td><td></td></tr><tr><td>Minutien Pins Fine</td><td>Science Technologies</td><td>26002-15</td><td></td></tr><tr><td>MYFP ( w[*]; P{w[+mC]=sqh-EYFP-Mito}3 )</td><td>Bloomington Stock Center</td><td>7194</td><td></td></tr><tr><td>Fly Pad</td><td>Fly stuff</td><td>59-118</td><td></td></tr><tr><td>Blowgun</td><td>Fly stuff</td><td>54-104</td><td></td></tr><tr><td>Aguja de cerbatana</td><td>Flystuff</td><td>54-119</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de disección</td><td>Carl Zeiss</td><td>Stemi 2000</td><td></td></tr><tr><td>Software de análisis</td><td>Carl Zeiss</td><td>Zen&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Software de análisis</td> Código <td>abierto</td><td>Image J</td><td></td></tr><tr><td>Research Microscopio Macro Zoom</td><td>Olympus</td><td>MVX10</td><td></td></tr><tr><td>QICAM Fast 1394 Cámara digital refrigerada, 12 bits, monocromo;</td><td>QImaging</td><td>QIC-F-M-12-C</td><td></td></tr><tr><td>QCapture Pro 5.1</td><td>QImaging</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

estudiar mitocondrial estructura y función en drosophila los ovarios

Studying Mitochondrial Structure and Function in Drosophila Ovaries

El análisis de la relación estructura-función mitocondrial es necesario para una comprensión profunda de los mecanismos reguladores de la funcionalidad mitocondrial. La microscopía de fluorescencia es una herramienta indispensable para la evaluación directa de la estructura y función mitocondrial en células vivas y para estudiar la relación estructura-función mitocondrial, que está modulada principalmente por las moléculas que gobiernan los eventos de fisión y fusión entre mitocondrias. Este artículo describe y demuestra métodos específicos para estudiar la estructura y función mitocondrial en tejido vivo y fijo en el organismo modelo Drosophila melanogaster. El tejido de elección aquí es el ovario de Drosophila, que puede aislarse y hacerse susceptible para la microscopía confocal en vivo ex vivo. Además, el artículo describe cómo manipular genéticamente la proteína de fisión mitocondrial, Drp1, en ovarios de Drosophila para estudiar la participación de la fisión mitocondrial impulsada por Drp1 en la modulación de la relación estructura-función mitocondrial. El amplio uso de estos métodos se demuestra tanto en los datos ya publicados como en los nuevos. Los métodos descritos pueden ampliarse aún más hacia la comprensión del impacto directo de los nutrientes y/o factores de crecimiento en las propiedades mitocondriales ex vivo. Dado que la desregulación mitocondrial subyace a la etiología de diversas enfermedades, se prevé que los métodos innovadores descritos desarrollados en un organismo modelo genéticamente tratable, Drosophila, contribuyan significativamente a la comprensión de los detalles mecanicistas de la relación estructura-función mitocondrial y al desarrollo de estrategias terapéuticas dirigidas a las mitocondrias.

Los métodos descritos se pueden utilizar para estudiar la estructura y la función mitocondrial en los ovarios de Drosophila vivas y fijos (Figura 2B). Se proporcionan algunos ejemplos de los resultados anticipados obtenidos con los métodos descritos. Disección del ovario Drosophila: Cuando diseccionado adicional, los abdómenes cortadas (Figura 3B) de la totalidad d...

El análisis de la relación estructura-función mitocondrial es necesario para una comprensión profunda de los mecanismos reguladores de la funcionalidad mitocondrial. En este trabajo se describen y demuestran métodos específicos para estudiar la estructura y función mitocondrial en ovarios vivos y fijos de Drosophila.

Estudiar mitocondrial Estructura y función en Drosophila Los ovarios

Analysis of the mitochondrial structure-function relationship is required for a thorough understanding of the regulatory mechanisms of mitochondrial ...

El objetivo general de este procedimiento es demostrar métodos para estudiar la estructura y función mitocondrial en tejido vivo y fijo en el organismo modelo Drosophila melanogaster. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la biología mitocondrial. Como los mecanismos reguladores de la función mitocondrial.La principal ventaja de esta técnica es que realiza un análisis detallado de la relación estructura/función mitocondrial. Después de clasificar cinco moscas hembras anestesiadas de acuerdo con el protocolo de texto, bajo el microscopio de disección, use dos pares de pinzas para cortar el tórax del abdomen. Luego, transfiera con cuidado los abdómenes al segundo pocillo del plato.Usando un par de pinzas para sostener el abdomen en el extremo posterior, use el otro par de pinzas para empujar lentamente los ovarios hacia afuera. A continuación, utilice las pinzas para sujetar un ovario individual por el extremo posterior opaco y muévalo con cuidado al tercer pocillo de la placa para burlarse o fijarlo. Cepille con cuidado la vaina protectora alrededor de los ovarios, usando un par de pinzas para sujetar el extremo posterior y barriendo ligeramente una aguja de burla desde el extremo posterior hasta el extremo anterior.Para preparar cámaras recubiertas de poliliseno, coloque dos gotas separadas de 20 microlitros de polilisene en la cubierta del vidrio de una placa de Petri con fondo de vidrio. Seque las placas al aire a 37 grados centígrados durante una hora y delinee la polilisina en la parte inferior de la placa. Configure los parámetros de escaneo en el microscopio confocal abriendo el software de adquisición de imágenes y, en la pestaña de adquisición, configure los parámetros de escaneo adecuados.Marque las casillas de series temporales, blanqueo y regiones para abrir las pestañas individuales. A continuación, introduzca los valores de los parámetros de adquisición adecuados en cada pestaña. A continuación, coloque un ovario disecado y cardado en una región marcada recubierta de polilisina y use una aguja de burla para separar el ovario y separar los ovarios.Coloque una gota de 10 microlitros de medio de disección de insectos sobre el ovario, asegurándose de cubrir toda el área recubierta de polilisina. Luego, cubre la placa de Petri. Inmediatamente después de montar el ovario, coloque la muestra en la platina del microscopio y utilice el ocular para localizar rápidamente el campo de interés en el tejido vivo.Haga clic en vivo para obtener una imagen en vivo del campo de interés seleccionado y, a continuación, haga clic en Detener para detener el escaneo en vivo. Si es necesario, ajuste los parámetros de adquisición para que la señal fluorescente detectada esté por debajo de los niveles de saturación con el fondo definido según lo establecido ajustando los valores de compensación. Desde la pestaña gráfico, utilice la herramienta de dibujo Bézier para dibujar un pequeño ROI para demarcar la zona de blanqueo de fotos en la imagen adquirida por escaneo.A continuación, realice la adquisición de imágenes, haciendo clic en iniciar experimento. Para llevar a cabo la tinción en vivo con colorantes mitocondriales fluorescentes, diluya el stock de tinciones en medio de disección tibio hasta las concentraciones finales de trabajo. Después de que la disección y la provocación se hayan demostrado anteriormente, coloque los ovarios en 200 microlitros de solución de tinción en un pocillo de una placa de disección.Cubra el plato con una caja envuelta en papel de aluminio para protegerlo de la luz e incube el pañuelo durante 10 minutos. A continuación, lave los ovarios manchados con fórceps para moverlos con cuidado a tres pocillos consecutivos que contengan medio sin mancha. Para la tinción conjunta con TMRE, en la tinción mitocondrial general compatible, primero se debe realizar la tinción con TMRE y, a continuación, sin lavar el tejido, transferir inmediatamente la muestra a la tinción mitocondrial general.Después de lavar y montar los ovarios como se demostró anteriormente en este video, para realizar imágenes confocales en la muestra, marque la casilla de sección en Z para abrir la pestaña. Gire la rueda de enfoque hacia la parte inferior de la muestra mientras se está escaneando en vivo y haga clic en establecer primero para definir la sección Z más inferior. A continuación, mueva la rueda de enfoque en la dirección opuesta para definir la sección superior.Realice la adquisición de imágenes haciendo clic en iniciar experimento. En el caso de la microscopía xviva en vivo, los datos deben obtenerse dentro de los 15 minutos posteriores al montaje del tejido, de lo contrario, los resultados experimentales pueden verse afectados por alteraciones de la fisiología debido a la muerte posterior del tejido. Inmediatamente después de la disección, bajo una campana extractora, coloque los ovarios en 200 microlitros de PFA fresco a temperatura ambiente en el pocillo de un plato de disección de vidrio.Incuba el tejido durante 15 minutos para fijarlo. Después de lavar los ovarios en PBS de acuerdo con el protocolo de texto, mientras aún está en PBS, provoque los ovarios para quitar cuidadosamente la vaina de fibra protectora que puede dificultar el acceso al antígeno del anticuerpo. Permeabilice los ovarios irritados colocándolos en un tubo de microfusible con 500 microlitros de tritan al 0,5 por ciento x 100 en PBS.A continuación, coloque el tubo en una caja cubierta y póngalo a 25 RPM durante 30 minutos. Retire el PBS/TX de acuerdo con el protocolo de texto, bloquee el tejido agregando 200 microlitros de BSA disueltos en PBS/TX al 0,5 por ciento. Incubar las muestras en el balancín a temperatura ambiente durante una hora.Después de retirar la solución bloqueante, añadir anticuerpos antirrabiosos contra la desiclina E y anti-ATPB para ratones. Incuba el tejido en el balancín a temperatura ambiente durante dos horas. Después de la incubación, use PBS-TX para lavar los ovarios tres veces durante 15 minutos cada una.A continuación, añadir 200 microlitros de los anticuerpos secundarios adecuados y PBS-TX fresco e incubar a temperatura ambiente durante una hora. Después de lavar el pañuelo dos veces, agregue ganchos al tercer lavado. Luego, con una micropipeta de un mililitro, retire los ovarios inmunoteñidos del tubo de microfusión y colóquelos en un pocillo nuevo de un plato de disección de vidrio que contenga 200 microlitros de PBS.Agregue una gota de medio de montaje a base de glicerol a un portaobjetos de vidrio y agregue los ovarios inmunoteñidos uno por uno al medio de montaje. Bajo un microscopio de disección, mientras sostiene la porción opaca del ovario con fórceps, use una aguja de burla para arrancar suavemente los ovarios transparentes de las cámaras opacas de los óvulos maduros. Luego, retire las cámaras de huevos maduros del medio de montaje.Coloque un cubreobjetos en la corredera y presione ligeramente para asegurarse de que el medio de montaje se extienda uniformemente. Seque las muestras al aire durante 15 minutos antes de usar esmalte de uñas para sellar los bordes. Finalmente, realice la microscopía confocal según sea necesario.Como se muestra aquí, el giro dirigido a una de las nubes mitocondriales asociadas con las células de nerse conduce a una pérdida de más del 50 por ciento de la señal fluorescente de los ROI azules y blancos que rodean el ROI rojo en 200 segundos, mientras que el ROI de control amarillo se blanquea mínimamente. Los ovarios de Drosophilla mostraron una disminución en la señal con una profundidad de tejido, y es importante discernir la profundidad máxima de tejido dentro de la cual los floróforos, como TMRE y mitostain, se pueden detectar durante la obtención de imágenes en vivo. Un análisis cualitativo de la tinción conjunta con TMRE y la tinción mitocondrial general, muestra que el germarium drisophilla exhibe un mayor potencial mitocondrial por unidad de masa en la etapa 2B.En esta figura, el análisis semicualitativo demuestra la diferencia en el potencial mitocondrial por unidad de masa entre los AFC y los MBC analizados desde una cámara de huevos de etapa 9. Estas imágenes revelan que la absorción de mitosox se produce en las células del folículo mitótico y postmitótico de Drisophila. En este experimento, la tinción coinmunológica identifica una señal de deciclina elevada que se superpone con la señal mitocondrial de ATPB y los clones de nole DRP1 negativos para GFP en el germarium y en una cámara de huevos en etapa 9.Los métodos descritos pueden modificarse y emplearse para estudiar la función de la estructura mitocondrial en otros tejidos de Drisophila. Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo diseccionar, teñir e obtener imágenes de ovarios drisófilos fijos y vivos para estudiar la estructura y función mitochonrial.

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