Name: La disección y la observación de la abeja de la miel dorsal del recipiente de Estudios de la función cardiaca (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Aprende a diseccionar y observar el vaso dorsal de abejas melíferas para estudiar la función cardíaca. Este método sencillo permite evaluar agentes cardiomoduladores y comprender la fisiología de insectos polinizadores.

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Los autores agradecen a los Dres. Jeffrey Bloomquist y Daniel Swale por sus comentarios técnicos y sugerencias. Este proyecto fue parcialmente financiado por el Departamento de Entomología y la Facultad de Agricultura y Ciencias de la Vida de Virginia Tech.

1. Recogida y preparación de los sujetos de prueba <ol><li> Recoger el número apropiado de las abejas de la colonia. NOTA: El número necesario depende no sólo del tamaño y alcance del experimento, sino también la habilidad del investigador. Por ejemplo, si hay 2 grupos de tratamiento con un tamaño deseado de la muestra de 10 abejas por grupo, un investigador experto razonablemente podría recoger un mínimo de 30 abejas para dar cuenta de las disecciones sin éxito y terminar con 20 videos útiles para marcar. </li><li> Minimizar la cantidad de tiempo que transcurre entre la recolección y la disección. NOTA: A pesar de abejas pueden ser alojados en el laboratorio para día antes de la disección, la tasa de éxito de las disecciones (es decir, la probabilidad de que el mantenimiento de un ritmo cardíaco estable en un vaso dorsal diseccionado) se ha observado para disminuir con relación a la cantidad de tiempo que las abejas se encuentran fuera de la colonia. <ol><li> Proporcionar abejas con una fuente de agua y alimentos, mientras alojados en el laboratorio. para example, como mínimo, proporcionar acceso a un 50% de solución de sacarosa en agua (w / v) (esto es suficiente para duraciones de menos de 6 h). Para períodos más largos, proporcionan acceso a las abejas de miel. </li><li> abejas de la casa de la noche a la mañana de laboratorio a una temperatura de aproximadamente 32 ° C y 60-80% de humedad relativa para reducir el estrés y evitar la deshidratación. </li></ol></li><li> Antes de la disección, anestesiar abejas brevemente para ayudar en la manipulación. NOTA: Esto puede disminuir la tasa de éxito de las disecciones y reducir el rendimiento. <ol><li> Enfriar las abejas ya sea colocándolos en hielo o en un refrigerador durante el tiempo suficiente para reducir el movimiento con el fin de ayudar en el manejo. </li><li> Alternativamente, exponer brevemente las abejas a CO 2 con el fin de ayudar en el manejo. NOTA: La exposición prolongada al frío puede reducir la tasa de éxito de las disecciones. Extendido o repetida exposición al CO 2 también puede reducir la tasa de éxito de las disecciones. </li></ol></li></ol> 2. DisecciónDorsal de la pared abdominal NOTA: Las abejas deben estar vivos en el momento de la disección. <ol><li> El uso de pinzas y / o tijeras de microdisección, eliminar patas y las alas para facilitar la disección del abdomen. Mantenga un pequeño vaso de precipitados o recipiente similar lleno de agua destilada cercano con el fin de enjuagar los instrumentos entre disecciones. </li><li> Mientras que restringir la abeja con fórceps, utilizar las tijeras de microdisección para cortar lateralmente a lo largo de la pared abdominal dorsal entre la primera y segunda tergites (véase la Figura 1). </li></ol><img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig1.jpg" /> Figura 1: Vista dorsal del abdomen de la abeja. La incisión inicial debe hacerse entre la primera y segunda tergites, como se indica mediante la línea roja. Barra de escala = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig1large.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic en ella</a>e para ver una versión más grande de esta figura. <ol start="3"><li> Aunque ligeramente agarrando el borde posterior de la segunda Tergito con las pinzas, corta longitudinalmente a lo largo de cada lado de la abeja de la incisión inicial a la aguijón (ver Figura 2). Tenga cuidado al cortar para evitar perforar el tubo digestivo. </li></ol><img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig2.jpg" /> Figura 2: Vista lateral del abdomen de la abeja. El segundo y tercer incisiones deben hacerse a lo largo de cada lado del abdomen, como se indica mediante la línea roja. Barra de escala = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <ol start="4"><li> Intercambiar las tijeras por un segundo juego de pinzas finas y utilizarlos para separar cuidadosamente la pared abdominal dorsal del resto of abdomen. Retire con cuidado el aguijón y cualquier parte del tracto gastrointestinal que permanece unido a la pared abdominal dorsal. Evitar la ruptura de la tripa, ya que los contenidos pueden recubrir la pared abdominal y dificultan visualización del vaso dorsal. </li></ol><img alt="figura 3" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig3.jpg" /> Figura 3: Vista del vaso dorsal. Una vez que el intestino y aguijón se han eliminado, el vaso dorsal es visible a lo largo de la línea media de la pared abdominal dorsal diseccionado. Barra de escala = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> <ol start="5"><li> Organizar la pared abdominal dorsal en la orientación deseada por debajo de la cámara para que el vaso dorsal es visible (véase la Figura 3). Utilizar las tijeras de microdisección para recortar cualquier exceso de abdominal pared que impide la visualización del vaso dorsal. La forma de la pared abdominal dorsal debe ser similar a una taza o recipiente poco profundo cuando situada correctamente. <ol><li> Desde el vaso dorsal no se extiende en el segmento abdominal retaguardia de la abeja, quitar el Tergito final con el fin de mejorar la visualización del vaso dorsal. </li></ol></li><li> Utilizando una micropipeta de volumen ajustable, cubrir el vaso dorsal con 10 l de una solución isotónica para mantener las condiciones fisiológicas y facilitar un constante latido del corazón. NOTA: La solución recomendada es la fuerza trimestre solución de Ringer (0,120 g / l de cloruro de calcio, 0.105 g / L de cloruro de potasio, 0,050 g / L de bicarbonato de sodio, y 2,250 g / L de cloruro de sodio), que se ha encontrado para facilitar un establo, latido continuo. </li></ol> 3. La observación y la modulación del ritmo cardíaco <ol><li> Permitir que el vaso dorsal permanezca inmóvil hasta que se logre un pulso continuo estable(Normalmente dentro de 300 segundos). NOTA: El latido del corazón es visualizado como contracciones rítmicas del vaso dorsal. Inicialmente, puede parecer que no hay latido del corazón, especialmente si la abeja fue anestesiado, pero el corazón latiendo generalmente reanudar después de descansar en solución isotónica durante varios minutos y puede seguir batiendo durante horas, siempre que sigan siendo bañado en solución. </li><li> Medir la frecuencia cardíaca en términos del número de latidos por minuto (BPM). <ol><li> Registrar el número de contracciones observadas durante un periodo de 60 seg. Utilizar un contador de cuenta de la mano y un temporizador para facilitar este proceso. </li></ol></li><li> Medir el cambio en la frecuencia cardíaca mediante el registro de los BPM observado antes y después del tratamiento con un compuesto cardiomodulatory. NOTA: Aunque el tiempo necesario para observar un efecto sobre la frecuencia cardíaca puede variar dependiendo del compuesto que se está probando, los cambios en la frecuencia cardíaca normalmente se pueden observar dentro de minutos. <ol><li> Determinar la frecuencia cardíaca basal inmediatamente antes dela adición de cualquier compuesto de prueba. NOTA: la frecuencia cardiaca post-tratamiento por lo general se puede determinar después de 90 a 120 seg. </li><li> Preparar potenciales cardiomodulators (por ejemplo, octopamina) disolviendo el compuesto en la misma solución isotónica usada para bañar al vaso dorsal. </li><li> Añadir los compuestos de ensayo a la solución que rodea el vaso dorsal mediante la utilización de una micropipeta. </li></ol></li><li> Para una mayor precisión y un mayor rendimiento, una grabación de vídeo de cada sujeto de prueba y luego usar los videos para marcar el ritmo cardíaco en un momento posterior. NOTA: Esto permite que un solo investigador escalonar disecciones con el fin de facilitar la producción casi continua de videos. Cuando la grabación de vídeos, la longitud mínima recomendada es de aproximadamente 240 segundos con cualquier compuesto de ensayo que se añade en la marca de 60 seg. Esto asegura que el investigador tiene una ventana de 60 seg para asegurar la frecuencia cardíaca basal y luego otra ventana 60 seg para asegurar la frecuencia cardíaca post-tratamiento 120 secdespués del tratamiento. </li></ol>

<ol><li>Klowden, M. J. Circulatory Systems. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKlowden%2C+MJ+%22Physiological+Systems+in+Insects%2C+3rd+Edition%22">Physiological Systems in Insects, 3rd Edition</a>. , 3rd, 365-413 (2013).</li>
<li>League, G. P., Onuh, O. C., Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+structural+and+functional+analysis+of+the+larval+and+adult+dorsal+vessel+and+its+role+in+hemolymph+circulation+in+the+mosquito+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">Comparative structural and functional analysis of the larval and adult dorsal vessel and its role in hemolymph circulation in the mosquito Anopheles gambiae.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 3), 370-380 (2015).</li>
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<li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+circulation+and+tracheal+ventilation+in+holometabolous+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Interaction of circulation and tracheal ventilation in holometabolous insects.</a> Adv Insect Physiol. 26, 297-351 (1996).</li>
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<li>Kaiser, W., Weber, T., Otto, D., Miroschnikow, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+supply+of+the+heart+and+electrocardiogram+potentials+with+reversed+polarity+in+sleeping+and+resting+honey+bees%5BTitle%5D)+AND+%22Apidologie%22%5BJournal%5D)">Oxygen supply of the heart and electrocardiogram potentials with reversed polarity in sleeping and resting honey bees.</a> Apidologie. 45 (1), 73-87 (2014).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine--a+single+modulator+with+double+action+on+the+heart+of+two+insect+species+%28Apis+mellifera+macedonica+and+Bactrocera+oleae%29%3A+Acceleration+vs.+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine--a single modulator with double action on the heart of two insect species (Apis mellifera macedonica and Bactrocera oleae): Acceleration vs. inhibition.</a> J Insect Physiol. 57 (2), 316-325 (2011).</li>
<li>Castro, C. A., Hogan, J. B., Benson, K. A., Shehata, C. W., Landauer, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral-Effects+of+Vehicles+-+Dmso%2C+Ethanol%2C+Tween-20%2C+Tween-80%2C+and+Emulphor-620%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Biochem+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavioral-Effects of Vehicles - Dmso, Ethanol, Tween-20, Tween-80, and Emulphor-620.</a> Pharmacol Biochem Behav. 50 (4), 521-526 (1995).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Papachristoforou, A., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biphasic+responses+of+the+honeybee+heart+to+nanomolar+concentrations+of+amitraz%5BTitle%5D)+AND+%22Pestic+Biochem+Phys%22%5BJournal%5D)">Biphasic responses of the honeybee heart to nanomolar concentrations of amitraz.</a> Pestic Biochem Phys. 107 (1), 132-137 (2013).</li>
<li>Roeder, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine+in+invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine in invertebrates.</a> Prog Neurobiol. 59 (5), 533-561 (1999).</li>
<li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+Drosophila+heartbeat+by+neurotransmitters%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+B%22%5BJournal%5D)">Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters.</a> J Comp Physiol B. 167 (2), 89-97 (1997).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El protocolo presentado aquí proporciona un enfoque simple y efectivo para probar compuestos farmacológicos por sus efectos sobre la frecuencia cardíaca de las abejas melíferas. Como se observó en experimentos anteriores que cortan el cordón nervioso ventral de un insecto vivo5 o diseccionan el cordón nervioso ventral al exponer el vaso dorsal7, la pérdida de la regulación del sistema nervioso central da como resultado un latido cardíaco estable y de baja frecuencia. La baja frecuencia de los latido...

El objetivo general de esta metodología es permitir que el investigador para observar y cuantificar el efecto que tiene un agente farmacológico en el ritmo cardíaco de las abejas melíferas forma rápida y sencilla. Las abejas, como otros insectos, tienen un sistema circulatorio abierto que difunde hemolinfa, el equivalente de insectos de la sangre, a través de la cavidad del cuerpo, conocida como la hemocoel. La circulación de hemolinfa es esencial para el transporte de nutrientes, factores inmunológicos, productos de desecho, así neurohormonas y otras moléculas de señalización 1. Circulation es facilitado por el vaso dorsal, que se extiende a lo largo de la línea media dorsal del insecto, así como los órganos pulsátiles accesorios. El vaso dorsal se divide en dos secciones funcionalmente distintas, designado el corazón en el abdomen y la aorta en el tórax y la cabeza. contracciones propagadas en la hemolinfa corazón bombee hacia el tórax y la cabeza, mientras que los órganos pulsátiles accesorios garantizan el flujo de la hemolinfa de las extremidades. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; función cardíaca de insectos se puede observar usando una variedad de métodos, dependiendo de la magnitud, fase fisiología, o la vida del insecto. Un enfoque común para la observación de la frecuencia cardíaca en larvas o insectos más pequeños es el uso de imágenes intravital 2. Este método es menos útil en las abejas adultas, sin embargo, ya que puede ser difícil de ver claramente el vaso dorsal a través de la pared abdominal. Un enfoque establecido para el registro de la frecuencia cardíaca en una variedad de insectos, incluyendo abejas, es el uso de la termografía de contacto, que utiliza termistores aplicado en el exterior del insecto para detectar pulsaciones cardiacas 3,4. La frecuencia cardíaca en las abejas adultas también ha sido grabado utilizando una técnica electrofisiológica para medir una señal de impedancia eléctrica de 4,5. Esta técnica requiere la inserción de electrodos en el animal al lado del corazón y el uso de un convertidor de impedancia para registrar los latidos del corazón 4. Del mismo modo, electrocardiogramas se han utilizado para DETECt señales eléctricas producidas por el corazón y combinados con grabación de vídeo de la abeja para observar los cambios en la actividad cardíaca 6. Una clara ventaja de estos enfoques es que la frecuencia cardíaca se evalúa en una, abeja vivas intactas, en lugar de en un espécimen disecado, que ayuda a asegurar la disponibilidad de toda la gama de respuestas fisiológicas en el tema. Los desafíos de estos enfoques incluyen la contabilidad para la inmovilización o la anestesia de la materia, la necesidad de limitar las variables externas y estímulos que podrían alterar la frecuencia cardiaca, así como la determinación de un método de entrega adecuado al probar agentes farmacológicos. Otro enfoque que se ha utilizado para el estudio de la actividad cardiaca de abeja es para diseccionar parcialmente el insecto con el fin de exponer el corazón, a continuación, medir contracciones vaso dorsal utilizando un transductor de desplazamiento de fuerza 7. En este protocolo, el corazón se baña continuamente con solución salina fisiológica en marcha y prueba de compounds se pueden disolver en esta solución para su aplicación al objeto 7. Una diferencia significativa entre este método y las descritas anteriormente es que el cordón nervioso ventral se elimina, eliminando el papel que el sistema nervioso central se ha demostrado que desempeña en la modulación de la frecuencia cardíaca 5. El resultado es que el latido del corazón de referencia, que suele ser bastante irregular, se estabiliza a una frecuencia mucho más baja y amplitud que se observa típicamente en un insecto que viven 5,7. Lo que todos estos métodos tienen en común es que requieren un equipo altamente especializado y, a menudo caro, además de un cierto nivel de experiencia, con el fin de llevar a cabo. Tal vez la mayor desventaja es que ninguno de estos enfoques son particularmente adecuados para experimentos que involucran el examen de un gran número de temas, tales como selección de una biblioteca de compuestos potencialmente cardiomodulatory. La mayor fortaleza del método descrito aquíes su simplicidad. El protocolo es relativamente fácil de dominar, la instalación requiere poco espacio, y sólo una entrada financiero mínimo es necesario. El método requiere poco más que algunas abejas, algunos instrumentos quirúrgicos, una solución isotónica, y, o bien un microscopio digital o un microscopio tradicional con una cámara digital. Las abejas son diseccionados para visualizar el vaso dorsal y vídeos digitales se utilizan para registrar la frecuencia cardíaca antes y después del tratamiento con agentes farmacológicos. Aunque la grabación de vídeo no es realmente necesario para observar los cambios en el ritmo cardíaco, además de aumentar considerablemente el rendimiento (es decir, el número de sujetos que se pueden procesar en un período de tiempo determinado). El investigador puede maximizar la eficiencia mediante el registro de un gran número de vídeos a la vez y, posteriormente, marcando estos videos en un momento más conveniente. Otra ventaja de este enfoque es que los vídeos permiten al investigador a empezar de nuevo, se debe interrumpir el proceso de puntuación, y que sea más fácil para el vdel Visor para cegar al tratamiento con el fin de reducir el sesgo.

<table><tbody><tr><td>Microscopio digital USB Dino-Lite Edge</td><td>Dino-Lite</td><td>AM4815ZT</td><td>Cualquier microscopio digital o configuración similar será suficiente</td></tr><tr><td>Soporte para microscopio</td><td>Dino-Lite</td><td>RK-10</td><td>Cualquier soporte apropiado para el microscopio digital</td></tr><tr><td>Portátil o PC</td><td></td><td></td><td>Necesario para el microscopio digital</td></tr><tr><td>Tijeras de microdisección (Vannas, 8 cm, recta, hojas de 5 mm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>14003</td><td>Cualquier tijera similar adecuada para la microdisección será suficiente</td></tr><tr><td>Pinzas de microdisección, 10,2 cm, en ángulo (2 pares)</td><td>World Precision Instruments</td><td>504482</td><td>Cualquier pinza similar adecuada para la microdisección será suficiente</td></tr><tr><td>Solución Ringers 1/4 de comprimidos de concentración&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96724-100TAB</td><td></td></tr><tr><td>Bandeja</td><td></td><td></td> de disección <td>Cualquier superficie apta para la microdisección</td></tr><tr><td>Monocanal 10 &micro; l pipeta</td><td></td><td></td><td>Cualquier dispositivo capaz de administrar con precisión 10 &micro; l volumen</td></tr><tr><td>Puntas</td><td></td><td></td><td></td>de pipeta</tr><tr><td>Vaso pequeño o recipiente con agua</td><td></td><td></td><td>Se utiliza para enjuagar instrumentos entre sujetos</td></tr><tr><td>Contador de conteo manual</td><td>Office Depot</td><td>295033</td><td>Cualquier producto similar será suficiente</td></tr><tr><td>Temporizador</td><td>Office Depot</td><td>644219</td><td>Cualquier producto similar será suficiente</td></tr><tr><td>Agua</td><td></td><td></td> <td>desionizadaPreparación de la solución de Ringers e instrumentos de enjuague</td></tr></tbody></table>

la disección y la observación de la abeja de la miel dorsal del recipiente de estudios de la función cardiaca

Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

La abeja melífera europea, Apis mellifera L., es un valioso recurso agrícola y comercial conocido por producir miel y proporcionar servicios de polinización de cultivos, así como un importante insecto social modelo utilizado para estudiar la memoria y el aprendizaje, el envejecimiento y más. Aquí describimos un protocolo detallado para la disección de la pared abdominal dorsal de una abeja con el fin de visualizar su vaso dorsal, que cumple el papel del corazón en el insecto. Una disección exitosa expondrá un corazón funcional que, en las condiciones adecuadas, puede mantener un latido cardíaco constante durante un período prolongado de tiempo. Esto permite al investigador manipular la frecuencia cardíaca mediante la aplicación de compuestos cardiomoduladores en el vaso dorsal. Mediante el uso de un microscopio digital o un microscopio equipado con una cámara digital, el investigador puede realizar grabaciones de vídeo del vaso dorsal antes y después del tratamiento con compuestos de prueba. Luego, los videos se pueden calificar en un momento conveniente para el usuario para determinar los cambios en la frecuencia cardíaca, así como los cambios en el patrón de latidos del corazón, después del tratamiento. Las ventajas de este protocolo son que es relativamente barato de configurar, fácil de aprender, requiere poco espacio o equipo y lleva muy poco tiempo su ejecución.

Dado que muchos de los compuestos farmacológicamente activos que pueden ser probados usando este protocolo no son solubles en agua, es necesario tener un disolvente fiable que permitirá a los compuestos de ensayo para ser entregados a través de la solución isotónica usada para bañar al vaso dorsal. Dimetil sulfóxido (DMSO) es un disolvente que se utiliza comúnmente como un vehículo para la administración de fármacos experimentales y otros compuestos en los animales 8, y se ha ...

El vaso dorsal abdominal de la abeja melífera y otros insectos sirve como el equivalente funcional del corazón de los mamíferos y desempeña un papel importante en el transporte de nutrientes, la eliminación de desechos, la función inmune y más. Aquí describimos un protocolo para la visualización y manipulación farmacológica de la frecuencia cardíaca de las abejas.

La disección y la observación de la abeja de la miel dorsal del recipiente de Estudios de la función cardiaca

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination ...

El objetivo general de este protocolo es observar los cambios en la frecuencia cardíaca de las abejas, como resultado de la aplicación directa de agentes cardiomoduladores en el vaso dorsal. Este método puede responder preguntas clave sobre la fisiología de los insectos, especialmente las relacionadas con la salud de los polinizadores. La principal ventaja de esta técnica es su simplicidad, lo que la hace rentable y fácil de realizar.Recoge el número adecuado de abejas de la colonia. Una medida prudente sería incluir un superávit del 50 por ciento para dar cuenta de las disecciones fallidas, que incluso los investigadores expertos deben planificar. Proporcione a las abejas una fuente de agua y alimento mientras estén alojadas en el laboratorio.Para duraciones de alojamiento que sean de menos de seis horas, como mínimo proporcione acceso a una solución de sacarosa al 50 por ciento. Para períodos más largos, también proporcione acceso a la miel. Aloje a las abejas durante la noche a aproximadamente 32 grados centígrados con 60 a 80 por ciento de humedad relativa.Las abejas recién recolectadas son más fáciles de diseccionar, así que proceda a la disección lo antes posible. Antes de las disecciones, anestesia a las abejas lo suficiente como para reducir su movimiento exponiéndolas brevemente al dióxido de carbono. La profundidad de la anestesia puede dificultar la disección, así que use la menor cantidad de gas posible.Las abejas deben estar vivas en el momento de la disección. Para empezar, utiliza pinzas o tijeras de microdisección para extraer las patas y las alas. Después de cada manipulación, enjuague las herramientas con agua destilada.A continuación, sujete a la abeja con pinzas y utilice las tijeras para cortar lateralmente a lo largo de la pared abdominal dorsal, entre la primera y la segunda tergitas. Luego, agarre ligeramente el borde posterior de la segunda tergita con las pinzas y corte con cuidado longitudinalmente a lo largo de cada lado de la abeja desde la incisión inicial hasta el aguijón. No perfore el tracto digestivo.A continuación, utilice pinzas finas para separar cuidadosamente la pared abdominal dorsal del resto del abdomen. A continuación, retira suavemente el aguijón y retira con cuidado cualquier parte del tracto digestivo que quede adherida a la pared abdominal dorsal. No liberes el contenido del intestino, ya que puede oscurecer la visualización del vaso dorsal.Ahora retire la turgencia final para mejorar la visualización del vaso dorsal. El siguiente paso es ajustar la etapa para ver el vaso dorsal y recortar cualquier exceso de pared abdominal que impida su visión. La forma de la pared abdominal dorsal debe parecerse a una taza o tazón poco profundo cuando se coloca correctamente.Cubrir el vaso dorsal con 10 microlitros de la solución isotónica recomendada para mantener sus condiciones fisiológicas, y eliminar cualquier resto de membrana que impida la visualización del vaso dorsal. La adición de la solución isotónica puede hacer que la membrana suelta flote y oscurezca la vista del vaso dorsal. Estas piezas de membrana se pueden quitar con pinzas finas, pero tenga cuidado para evitar dañar el vaso dorsal.Inicialmente, puede parecer que no hay latidos cardíacos, pero en unos minutos en solución isotónica, el corazón generalmente reanudará los latidos. Si se mantiene bañado en solución, el corazón puede seguir latiendo durante horas. Deje que el vaso dorsal permanezca inalterado hasta que se logre un latido cardíaco estable y continuo.Esto suele ocurrir en cinco minutos. Mida la frecuencia cardíaca de referencia con un contador manual o, para mayor precisión, haga una grabación de video del experimento y tome las medidas más tarde. Registre al menos un minuto de latidos cardíacos estables antes del primer tratamiento.Ahora, prepárese para aplicar los posibles cardiomoduladores, que idealmente se disuelven en la misma solución isotónica que el baño. Por esta razón, la solución recomendada contiene algo de DMSO, que permite solubilizar la mayoría de los compuestos. Después de agregar un compuesto de prueba, espere al menos un minuto antes de medir el cambio en la frecuencia cardíaca.Para obtener una medición precisa de la frecuencia cardíaca, se necesita al menos un minuto de datos y, por lo general, se requieren varios minutos de datos. Se probaron una variedad de soluciones isotónicas que contenían un rango de concentraciones de DMSO para determinar cualquier efecto sobre la frecuencia cardíaca. El 5 por ciento y el 10 por ciento de DMSO disminuyeron significativamente la frecuencia cardíaca, mientras que una solución isotónica de DMSO al 1 por ciento no lo hizo.Así que la solución del uno por ciento se utilizó para los experimentos. La octopamina, un demodulador bien caracterizado en invertebrados, se probó contra el vehículo. Las concentraciones más altas de octopamina aumentaron significativamente la frecuencia cardíaca, lo que demuestra la utilidad del ensayo.Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo realizar una disección para visualizar el vaso dorsal, así como de cómo probar los efectos de los posibles cardiomoduladores en la frecuencia cardíaca de las abejas. Una vez que se ha dominado esta técnica, una disección se puede completar en cuestión de minutos si se realiza correctamente.

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Aquí se presenta un protocolo para estudiar la microcirculación coronaria en el tejido cardíaco murino vivo mediante la monitorización ex vivo de la presión arterial perfusión y el flujo que mantiene la presión, así como componentes de árboles vasculares incluyendo los lechos capilares y pericitos, ya que la arteria septal está cánulada y presurizada.

Medición dinámica e imagen de capilares, arterias y pericitos en el corazón del ratón

Debido a la compleja anatomía, un protocolo de disección y recolección consistentemente reproducible para muestras cardíacas puede ser difícil de implementar. Este manuscrito presenta los elementos clave de algunos protocolos estándar de disección cardíaca, destacando tanto los enfoques de examen macroscópico como los sitios de muestreo comúnmente utilizados para el examen histopatológico.

Técnicas de disección y muestreo histológico del corazón en grandes modelos animales para enfermedades cardiovasculares

El protocolo de imágenes de fluorescencia y seccionamiento cardíaco de Drosophila simplifica el estudio de la estructura y las patologías del corazón. Este enfoque implica secciones, tinciones e imágenes sencillas, sin pasar por la experiencia técnica necesaria para la disección tradicional. Mejora la accesibilidad, lo que convierte a Drosophila en un modelo más ampliamente utilizable para la investigación relacionada con el corazón dentro de la comunidad científica en general.

Método novedoso y eficiente para la tinción de fluorescencia cardíaca de Drosophila con criosección

Aprende a diseccionar y observar el vaso dorsal de abejas melíferas para estudiar la función cardíaca. Este método sencillo permite evaluar agentes cardiomoduladores y comprender la fisiología de insectos polinizadores.

La disección y la observación de la abeja de la miel dorsal del recipiente de Estudios de la función cardiaca

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