Name: Imágenes de células vivas y análisis 3D del receptor de angiotensina Tipo 1a Tráfico transfectadas en células de riñón embrionarias humanas Utilizando microscopía confocal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-27T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 51 s
Description: Aprende a realizar imágenes de células vivas y análisis 3D del tráfico del receptor de angiotensina tipo 1a en células renales embrionarias humanas mediante microscopía confocal. Este método permite cuantificar la colocalización receptor-lisosoma en tiempo real.

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El trabajo de investigación presentado en este manuscrito fue apoyada por conceder R01 HL121456-01A1 a Kathryn Sandberg. Este trabajo fue apoyado además por la disponibilidad de una Leica SP8 AOBS en el Microscopía e Imagen recurso compartido (MISR) en Georgetown University Medical Center, en parte financiado por P30-CA051008 de los Institutos Nacionales de Salud de los Estados Unidos de América. Agradecemos la ayuda de imágenes Leica SP8 por Peter Johnson, y el uso de la Zeiss LSM880 en el laboratorio de Thomas Coate, Departamento de Biología de la Universidad de Georgetown, con la ayuda de imágenes proporcionada por Alma Arnold de Carl Zeiss Microscopía LLC. El contenido de este manuscrito es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente la opinión oficial de los Institutos Nacionales de Salud.

<ol><li>Dale, L. B., Seachrist, J. L., Babwah, A. V., Ferguson, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+angiotensin+II+type+1A+receptor+intracellular+retention%2C+degradation%2C+and+recycling+by+Rab5%2C+Rab7%2C+and+Rab11+GTPases%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Regulation of angiotensin II type 1A receptor intracellular retention, degradation, and recycling by Rab5, Rab7, and Rab11 GTPases.</a> J Biol Chem. 279 (13), 13110-13118 (2004).</li>
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<li>Li, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Actin+cytoskeleton-dependent+Rab+GTPase-regulated+angiotensin+type+I+receptor+lysosomal+degradation+studied+by+fluorescence+lifetime+imaging+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Actin cytoskeleton-dependent Rab GTPase-regulated angiotensin type I receptor lysosomal degradation studied by fluorescence lifetime imaging microscopy.</a> J Biomed Opt. 15 (5), 056003(2010).</li>
<li>Yamamoto, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bafilomycin+A1+prevents+maturation+of+autophagic+vacuoles+by+inhibiting+fusion+between+autophagosomes+and+lysosomes+in+rat+hepatoma+cell+line%2C+H-4-II-E+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Struct+Funct%22%5BJournal%5D)">Bafilomycin A1 prevents maturation of autophagic vacuoles by inhibiting fusion between autophagosomes and lysosomes in rat hepatoma cell line, H-4-II-E cells.</a> Cell Struct Funct. 23 (1), 33-42 (1998).</li>
<li>Deliu, E., Tica, A. A., Motoc, D., Brailoiu, G. C., Brailoiu, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+angiotensin+II+activates+rat+myometrium%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Intracellular angiotensin II activates rat myometrium.</a> Am J Physiol Cell Physiol. 301 (3), C559-C565 (2011).</li>
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<li>Jaeger, W. C., Armstrong, S. P., Hill, S. J., Pfleger, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biophysical+Detection+of+Diversity+and+Bias+in+GPCR+Function%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Endocrinol+%28Lausanne%29%22%5BJournal%5D)">Biophysical Detection of Diversity and Bias in GPCR Function.</a> Front Endocrinol (Lausanne). 5, 26(2014).</li>
<li>Inuzuka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Attenuation+of+ligand-induced+activation+of+angiotensin+II+type+1+receptor+signaling+by+the+type+2+receptor+via+protein+kinase%5BTitle%5D)+AND+%22C.+Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Attenuation of ligand-induced activation of angiotensin II type 1 receptor signaling by the type 2 receptor via protein kinase.</a> C. Sci Rep. 6, 21613(2016).</li>
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<li>Costantini, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+palette+of+fluorescent+proteins+optimized+for+diverse+cellular+environments%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">A palette of fluorescent proteins optimized for diverse cellular environments.</a> Nat Commun. 6, 7670(2015).</li>
<li>Freundt, E. C., Czapiga, M., Lenardo, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoconversion+of+Lysotracker+Red+to+a+green+fluorescent+molecule%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Photoconversion of Lysotracker Red to a green fluorescent molecule.</a> Cell Res. 17 (11), 956-958 (2007).</li>
<li>Yoshimori, T., Yamamoto, A., Moriyama, Y., Futai, M., Tashiro, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bafilomycin+A1%2C+a+specific+inhibitor+of+vacuolar-type+H%28%2B%29-ATPase%2C+inhibits+acidification+and+protein+degradation+in+lysosomes+of+cultured+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Bafilomycin A1, a specific inhibitor of vacuolar-type H(+)-ATPase, inhibits acidification and protein degradation in lysosomes of cultured cells.</a> J Biol Chem. 266 (26), 17707-17712 (1991).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Los experimentos preliminares presentados aquí ilustran que durante un transcurso de tiempo bastante corto de 24 min, no se produjo ningún cambio apreciable en la entrega de AT 1a R-GFP a los lisosomas. En general, la entrega de los receptores internalizados a los lisosomas podría ocurrir tan pronto como 15-20 min. Este experimento es consistente con la hipótesis de que la mayor parte de la internalizado AT 1a R está dirigido a los endosomas grandes, perinuclear. La evidencia de que al menos alguno...

El objetivo general es obtener evidencia cuantitativa en tiempo y espacio de la colocalización del receptor con orgánulos subcelulares específicos después del tratamiento con un agonista del receptor. Por lo tanto, el objetivo inmediato aquí es capturar de lapso de tiempo imágenes confocales de lisosomas y un transmembrana del receptor en células de riñón embrionario humano (HEK) después de la transfección y de montar y analizar posteriormente los datos de imágenes en 3D para medir cuantitativamente la entrega de receptor a lisosomas. Investigando el tráfico simultáneo de un receptor transmembrana con los lisosomas u otros orgánulos durante la endocitosis cuando son activados por ligando del receptor puede ayudar a determinar cómo el receptor transmembrana está regulado bajo condiciones fisiológicas y fisiopatológicas. AT 1a R se presume que está degradado en lisosomas después del tratamiento con Ang II en los sistemas de células modelo, principalmente HEK293 1 aunque la mayoría de receptors se localizan principalmente en los endosomas de reciclaje multivesiculares de reciclado más tarde a la membrana plasmática, mientras que la mayor parte del ligando, Ang II, se degrada en el lisosoma 2, 3, 4, 5. Más recientemente, Li et al. demostrado usando transferencia de energía de resonancia de Förster (FRET) y la fluorescencia de imágenes de microscopía de por vida (FLIM) técnicas que colocalizes AT 1a R (en ~ 10 nm escala) con LAMP1, una proteína de membrana lisosomal lo que sugiere que al menos parte del receptor se dirige a y degradado por lisosomas 6. Estos autores observaron que la cloroquina inhibidor lisosomal bloqueado en 1a asociación R-LAMP1 que es consistente con informes previos que sugieren que un efecto de la cloroquina es bloquear la fusión de endosomas tardíos o autofagosomas con lisosomas. Otros enfoques indirectos para determinar en 1a R localization en los lisosomas han utilizado bafilomicina, un inhibidor lisosomal para inferir AT 1a presencia R en los lisosomas 3, 4, 5, 6, 7, 8. imágenes de células vivas evita posibles efectos de la fijación en el volumen celular, y la pérdida / atenuación / redistribución de los receptores-GFP quimérico. Estudios previos se han basado en células fijadas para determinar la colocalización o co-ocurrencia del receptor con los lisosomas o el uso de células vivas marcadas con sustitutos de unión a receptores tales como β-arrestina 1, 2, 3, 4, 5, 6. imágenes de células vivas de otros GPCRs utilizando confocal de disco giratorio o láser conf punto de exploraciónmicroscopios vecinales equipados con detectores de Gaasp o HYD permitido a los investigadores observar la internalización y el tráfico de receptores en las células individuales fotografiados en z-pilas en intervalos de 30 segundos 9, 10. Sin embargo, incluso cuando las células vivas z-pilas se recogen rápidamente, análisis sólo puede ocurrir después de la selección de un solo plano dentro de cada pila, es decir, en 2D 10. Si bien esto puede ser suficiente para el estudio del GPCR o de la tirosina quinasa del receptor interiorizado de que se trate, las R 1a AT acumula en vesículas que cambian de tamaño y la posición en el tiempo y por lo tanto son inherentemente más difíciles de muestrear adecuadamente usando una rebanada solo representante en cada momento. Para determinar a fondo la ruta del marcado en 1a R a través de la célula y para detectar cada una subpoblación de vesículas que difieren en tamaño y posición, hemos ideado un método para obtener imágenes en 3D y análisis 3D para realizar un seguimiento de estos cambios y para ser<html> se utiliza junto con el etiquetado de diferentes compartimentos intracelulares tales como lisosomas. Los investigadores pueden utilizar este protocolo para imágenes de células vivas para visualizar directamente el movimiento de AT 1a R en la célula y su transferencia a compartimentos subcelulares después de la estimulación de Ang II. compartimentos subcelulares etiquetados con quimeras de proteínas fluorescentes u otros marcadores fluorescentes. Este protocolo también se puede usar como una primera aproximación para localizar receptores en orgánulos subcelulares con una resolución mínima de 200 nm a fin de comparar mutado en comparación con los receptores de tipo salvaje o para detectar cambios siguientes tratamientos farmacológicos. La técnica es accesible ya que puede llevarse a cabo en cualquier microscopio confocal equipado para imágenes de células vivas. La facilidad relativa de este enfoque contrasta con el aumento de la experiencia y el equipo necesario para llevar a cabo técnicas de FRET Flim / / BRET que detectan interacciones moleculares 6,&quot;xref&quot;&gt; 11. Estas mediciones definen interacciones proteína-proteína en alta resolución (~ 10 nm) y la localización dentro de orgánulos subcelulares se infiere. Estas técnicas más avanzadas se utilizan para el seguimiento y definir con más precisión las interacciones moleculares de interés, en lugar de la aprobación de los receptores a través de los compartimentos subcelulares, y demuestran directamente las interacciones proteína-proteína en momentos y lugares específicos dentro de la célula 11. Flim, una técnica FRET aceptor independiente de la concentración, se realiza con mayor frecuencia en las muestras fijadas desde la adquisición de imágenes es más lenta. Por el contrario, la relación de FRET proporciona una imagen rápida y colocalización de alta resolución de las proteínas que interactúan. La desventaja de la relación de FRET es que las imágenes de campo amplio utiliza epi-fluorescencia para ganar velocidad de formación de imágenes y para incluir toda la célula, lo que resulta en una reducción de la resolución y el contraste de orgánulos 12. la transferencia de energía de resonancia de bioluminiscencia (BRET) es otrotécnica avanzada que se ha aplicado a GPCR para medir la adquisición de proximidad molecular con el tiempo 11. En esta técnica un fluoróforo proteína se divide molecularmente y cada media vinculada a una de las dos proteínas en cuestión. Cuando las dos proteínas de interés se unen entre sí, las partes de la etiqueta quimérico volver a montar para adquirir la fluorescencia y el aumento de la fluorescencia cuantificada con el tiempo. A continuación, presentamos una técnica sencilla para imágenes de células vivas junto con la cuantificación de imagen para estudiar el tráfico de AT 1a R en la célula tras la estimulación de Ang II y el cambio potencial en la entrega de internalizado a 1 A R a los lisosomas después de la estimulación de Ang II. El uso final para esta técnica es caracterizar las diferencias en el tráfico de membrana comparativa de tipo salvaje y los receptores mutados. Estas diferencias le ayudará a identificar el mecanismo (s) que afectan las actividades fisiológicas de AT 1a R leading a regulación de la presión arterial.

<table><tbody><tr><td>Angiotensina II (Ang II)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9525&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle medium (DMEM 1x)</td><td>Gibco -ThermoFisher Scientific</td><td>11960-044</td><td>Warm in 37 &deg; C baño de agua antes de usar&nbsp;</td></tr><tr><td>Suero fetal bovino (FBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F2442</td><td>Warm in 37 &deg; C baño de agua antes de usar</td></tr><tr><td>Penicilina Estreptomicina (Pen Strep)</td><td>Gibco -ThermoFisher Scientific</td><td>15140-122</td><td>Calentar en 37 &deg; C baño de agua antes</td></tr><tr><td>de usar L-Glutamina 200 mM (100x)</td><td>Gibco (life technologies)</td><td>25030-081</td><td>Caliente en 37 &deg; C baño de agua antes</td></tr><tr><td>de usar Riñón embrionario humano (HEK)-293 células Colección de</td><td>cultivo tipo americano (ATCC)&nbsp;</td><td>CRL-1573</td><td>Pasaje número 5 - 12</td></tr><tr><td>Nunc Lab-Tek II con cámara 1.5 Sistema de cubreobjetos alemán</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>155409</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000 Reactivo de transfección</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11668019</td><td>Almacene a 4 & grados; C&nbsp;</td></tr><tr><td>Opti-MEM, Suero Reducido Medio</td><td>Gibco- ThermoFisher Scientific</td><td>31985-070</td><td>Warm in 37 &deg; C baño de agua antes</td></tr><tr><td>de usar PBS 10x&nbsp;</td><td>Fisher BioReagents</td><td>BP3994</td><td>Warm in 37 &deg; C baño de agua antes</td></tr><tr><td>de usar el medio Dulbecco's Modified Eagle (DMEM 1x)&nbsp;</td><td>Gibco -ThermoFisher Scientific</td><td>31053-028</td><td>Cálido en 37 &deg; C baño de agua antes de usar</td></tr><tr><td>LysoTracker Red DND-99</td><td>sondas moleculares -ThermoFisher Scientific</td><td>L7528</td><td>Almacene las alícuotas en la oscuridad a -20 & grados; C .&nbsp;</td></tr><tr><td>Volocity versión 6.3 Software de análisis de imágenes</td><td>PerkinElmer</td><td>Módulos de visualización y cuantificación</td><td>Para el análisis de imágenes 3D de pilas de imágenes</td></tr><tr><td>Leica SP8 AOBS</td><td>Microscopio confocal de barrido láser</td><td>Leica Microsystems</td><td>Para la recogida de imágenes</td></tr><tr><td>Microscopio confocal de barrido láser</td><td>Zeiss LSM 880</td><td>Carl Zeiss</td><td>Para la recogida de imágenes</td></tr></tbody></table>

imágenes de células vivas y análisis 3d del receptor de angiotensina tipo 1a tráfico transfectadas en células de riñón embrionarias humanas utilizando microscopía confocal

Live Cell Imaging and 3D Analysis of Angiotensin Receptor Type 1a Trafficking in Transfected Human Embryonic Kidney Cells Using Confocal Microscopy

Imágenes de células vivas se utiliza para capturar simultáneamente imágenes con lapso de tiempo de los receptores de angiotensina de tipo 1a (AT 1a R) y los compartimentos intracelulares en células embrionarias humanas transfectadas de riñón 293 (HEK) después de la estimulación con angiotensina II (Ang II). Células HEK se transfectaron transitoriamente con ADN de plásmido que contiene a 1 A R etiquetado con la proteína verde fluorescente (EGFP). Los lisosomas se identifican con un colorante fluorescente rojo. imágenes de células vivas son capturados en un microscopio confocal de barrido con láser después de la estimulación Ang II y se analizaron por software en tres dimensiones (3D, voxels) con el tiempo. imágenes de células vivas permite investigaciones sobre el tráfico del receptor y evita confusiones asociados a la fijación, y, en particular, la pérdida o el desplazamiento artefactual de los receptores de membrana EGFP-etiquetados. Por lo tanto, como células individuales se realiza un seguimiento a través del tiempo, la localización subcelular de los receptores se pueden obtener imágenes y medido. Las imágenes deben ser adquiridos sufficiently rápidamente para capturar el movimiento de vesículas rápida. Sin embargo, a velocidades de formación de imágenes más rápidas, se reduce el número de fotones recogidos. Los compromisos también se deben hacer en la selección de parámetros de imagen como el tamaño de vóxel con el fin de ganar velocidad de formación de imágenes. aplicaciones significativas de imágenes de células vivas son estudiar el tráfico de proteínas, migración, proliferación, ciclo celular, apoptosis, autofagia y la interacción proteína-proteína y la dinámica, por nombrar sólo unos pocos.

En este conjunto representativo de los experimentos, las células HEK fueron transfectadas con receptor de angiotensina tipo 1a (AT 1a R-GFP) construcción (E1,2,3 AT-1a R) clonado en el plásmido pEGFP-N2 13. Imágenes con lapso de tiempo de HEK fueron adquiridas y se reproducen como una película (Ver imágenes de células vivas 1 y 2 imágenes de células vivas películas). Las películas y fotografías muestran que d...

Aquí se presenta un protocolo para obtener imágenes de células que expresan receptores de proteína verde fluorescente con etiquetas de tipo 1a angiotensina durante la endocitosis iniciados por el tratamiento de la angiotensina II. Esta técnica incluye los lisosomas de etiquetado con un segundo marcador fluorescente, y luego utilizando software para analizar la co-localización de receptor y lisosoma en tres dimensiones con el tiempo.

Imágenes de células vivas y análisis 3D del receptor de angiotensina Tipo 1a Tráfico transfectadas en células de riñón embrionarias humanas Utilizando microscopía confocal

Live-cell imaging is used to simultaneously capture time-lapse images of angiotensin type 1a receptors (AT1aR) and intracellular compartments in ...

El objetivo general de este experimento es obtener evidencia cuantitativa espacial y temporal de la colocalización del receptor de angiotensina tipo uno con lisosomas tras el tratamiento con angiotensina dos. Este método fue diseñado para detectar diferencias en el procesamiento subcelular de receptores de tipo Y frente a receptores mutantes, como durante el proceso de internalización, que se activa en respuesta a la estimulación con ligando. Las ventajas de esta técnica son que el uso de imágenes en células vivas elimina los artefactos provenientes de células fijadas y permeabilizadas con detergentes, y que los cambios dinámicos en la localización del receptor pueden evaluarse en tiempo real.Comience seleccionando un objetivo con una apertura numérica de 1,4 adecuado y centre el objetivo sobre la platina del microscopio. Añada una gota de aceite de inmersión con alta viscosidad y baja autofluorescencia sobre el objetivo y transfiera la cámara con las células transfectadas a la platina del microscopio. Eleve suavemente el objetivo hasta que el aceite toque apenas la parte inferior del primer portaobjetos y localice las células tenues.Con una célula sana de interés situada en el centro del campo de visión, cambie al modo confocal y confirme que la célula esté bien extendida, con su lado ventral adyacente estrechamente al cubreobjetos. Abra el cuadro de diálogo de corte Z, haga clic en Vivo, enfoque en la parte superior de la célula y luego haga clic en Iniciar. A continuación, enfoque en la parte inferior de la célula, introduzca un tamaño de paso Z de 1,00 micrómetro y luego haga clic en Finalizar.Luego, seleccione el modo XYZT en la configuración de adquisición en la parte superior. Por último, establezca el intervalo de tiempo para el escaneo y la duración del escaneo para observar la localización del receptor de angiotensina tipo 1A marcado con GFP hacia los lisosomas. A continuación, para iniciar la estimulación con el ligando, agregue tres microlitros de una solución stock 100 X del ligando al pocillo que se está observando y haga clic en Iniciar para registrar la respuesta en 3D durante el período y la frecuencia deseados.Para analizar las imágenes de células vivas, abra el software adecuado de cuantificación de imágenes 3D. En este protocolo, Velocity. Haga clic con el botón derecho dentro del campo de la imagen y seleccione Propiedades.Introduzca las propiedades adecuadas de píxeles de imagen en XY y Z para crear una secuencia de medición destinada a analizar la intensidad de las vesículas del receptor marcadas con GFP y de las células completas en respuesta al tratamiento con ligando. En el menú 2D, seleccione el modo de enfoque extendido para observar la célula. A continuación, utilice la herramienta de región libre para dibujar una región de interés alrededor de la célula y haga clic derecho en la imagen para seleccionar Recortar a la selección.Se generará un nuevo elemento de imagen. Haga clic en el nombre de la imagen para seleccionar la imagen de la célula recortada y abra la pestaña de mediciones. Para medir la expresión de GFP en las vesículas internalizadas, arrastre Buscar Objetos desde Búsqueda hasta el cuadro de secuencia anterior.Establezca el canal de búsqueda de objetos en GFP y abra el icono de configuración para ajustar el umbral utilizando la desviación estándar y el límite inferior a seis, con el fin de seleccionar objetos con las intensidades más brillantes de GFP. Establezca el tamaño mínimo del objeto en cero micrómetros cúbicos. A continuación, haga clic en medir y seleccione los canales y los tipos de mediciones.Para definir el umbral y los filtros para identificar la célula completa y medir la intensidad total de GFP, arrastre una segunda caja Buscar Objetos. A continuación, establezca el canal Buscar Objetos en GFP y fije la desviación estándar en cero, para seleccionar objetos con cualquier intensidad de GFP y un tamaño mínimo de objeto de dos micrómetros cúbicos. Arrastre Filtrar Población a la caja Población dos Buscar Objetos y seleccione un volumen en micrómetros cúbicos mayor que 100 para seleccionar la célula completa y eliminar todos los objetos más pequeños.A continuación, seleccione mediciones y el elemento Realizar medición para obtener mediciones en todos los puntos de tiempo. Para analizar la expresión de GFP medida en las vesículas y en toda la célula a lo largo del tiempo, haga clic en el nombre del archivo del elemento de medición que aparece debajo del nombre de la imagen. Para extraer los datos de GFP y de las vesículas a partir de los datos totales, abra la pestaña de datos brutos y seleccione la población uno.A continuación, abra la pestaña analizada y, haciendo clic derecho sobre los datos, seleccione análisis, seguido de restringir el análisis a la población uno. Para medir la cantidad de GFP en toda la célula, cambie ambas a la población dos. En Analizar estos datos y Resumido por, seleccione el canal de color GFP total y suma.Luego, en Organizar los datos por, y fila, seleccione punto temporal. Para extraer los datos sobre la cantidad de GFP en lisosomas, en Encontrar objetos para la población uno, establezca el canal de búsqueda de objetos en el canal rojo. En el icono de rueda dentro del cuadro de diálogo, configure el umbral utilizando la desviación estándar, el límite inferior en seis, para seleccionar objetos rojos con las intensidades más brillantes, y el tamaño mínimo del objeto en 0,017 micrómetros cúbicos.Seleccione mediciones y cree un elemento de medición para realizar la medición en todos los puntos de tiempo. Para analizar la expresión medida de GFP en los lisosomas, haga clic en el nombre del archivo del elemento de medición debajo del nombre de la imagen. Seleccione la población uno en la pestaña raw y luego seleccione la población uno y el canal de color GFP sum y sum en la pestaña analyze, haciendo clic derecho como antes para medir la cantidad de GFP en las vesículas rojas.Antes de la estimulación con ligando, los receptores de angiotensina tipo 1A marcados con GFP se localizan predominantemente en la membrana plasmática. Sin embargo, dentro de los 2,5 minutos posteriores a la adición de angiotensina dos, estos receptores se internalizan, formando vesículas brillantes y posteriormente agrupándose en vesículas paranucleares grandes. Las ondulaciones inducidas por la angiotensina dos complican la cuantificación de la intensidad total de GFP en las vesículas, como se observa en estos datos representativos de medición de expresión de GFP.La filtración por tamaño no discrimina entre las arrugas más grandes y las vesículas agrupadas, pero sí revela que la GFP en objetos más pequeños aumenta antes que la GFP en objetos más grandes. En este curso temporal representativo de expresión de GFP sin enfoque automático, se midió la GFP internalizada como el porcentaje de GFP celular total. El análisis de la GFP total dentro de la célula reveló que esta célula no presentó fotoblanqueo apreciable a lo largo del tiempo.La cuantificación de la GFP en los lisosomas de células transfectadas también indica que la intensidad del receptor de angiotensina tipo 1A presente dentro de los lisosomas no varía durante los primeros 24 minutos tras la administración de angiotensina II. Durante este procedimiento, es importante recordar monitorear la salud de las células antes y durante la adquisición de imágenes, ya que el procedimiento es largo; el experimento debe interrumpirse si los cultivos celulares presentan alguna anormalidad. Tras este procedimiento, se puede utilizar inmunotinción junto con FRET o FLIM para detectar y confirmar la localización subcelular de los receptores.Se pueden realizar transferencias Western para abordar la identidad y los cambios en las moléculas de señalización implicadas durante el tráfico de receptores. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar imágenes y análisis en células vivas para medir la localización inducida por ligandos de receptores transmembrana hacia los lisosomas, así como hacia otros compartimentos subcelulares.

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Biología

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