Name: La cría Ixodes scapularis, La garrapata de patas Negro: La alimentación de los estados inmaduros de ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min
Description: Aprende un protocolo eficaz para alimentar garrapatas inmaduras de Ixodes scapularis en ratones, aumentando la supervivencia y reduciendo el estrés en los huéspedes. Este método simplifica la cría de colonias y facilita la recolección.

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Los autores agradecen la ayuda del personal de Medicina de Animales de Laboratorio de la Universidad de Nevada, Reno. MM recibió fondos de Nevada INBRE.

El protocolo (Número-00682) se describe a continuación es aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Nevada, Reno y sigue las directrices de la Universidad de Nevada, animal comité de ética de investigación de Reno. Brevemente, los ratones fueron anestesiados con isoflurano y se utilizó un cono de la nariz para mantener los niveles de isoflurano continuas durante 20 min. Un ungüento veterinario se utilizó para evitar el secado de los ojos bajo anestesia. pellizco del dedo del pie se utilizó para determinar el nivel de anestesia y la frecuencia respiratoria se midió durante todo el procedimiento. Los ratones se mantuvieron en jaulas individuales y supervisados ​​hasta que se recuperó la conciencia. Los ratones se usaron sólo una vez para marcar la alimentación y se sacrificaron recuperación posterior garrapata. La eutanasia se llevó a cabo por el Laboratorio de personal del personal de medicamentos para animales. CO 2 y dislocación cervical se utilizaron para la eutanasia de los animales. NOTA: Trabajar sobre las garrapatas requiere el uso de la ecuación de protección personal completaUipment. Para contar las garrapatas inmaduras, use batas de laboratorio blancas, guantes largos de nitrilo para cubrir la abertura de la manga de la bata de laboratorio tapada con gomas y zapatos cerrados. Para infestar ratones con garrapatas, utilice una red de pelo, trajes desechables, guantes de manga larga sobre las mangas y cubiertas de los pies. Use batas blancas o de colores claros para detectar garrapatas rebeldes. Revise periódicamente los guantes y las mangas de las garrapatas. 1. Sala de Preparación para la Vivienda de Animales <ol><li> Designe una sala separada para alojar ratones infestados con garrapatas. Coloque una alfombra pegajosa o cinta adhesiva de dos caras en el exterior y en el interior de la puerta para evitar el escape accidental de garrapatas. </li></ol> 2. Cuenta de las garrapatas para la infestación de ratón <ol><li> Coloque cinta adhesiva de doble cara alrededor de los bordes superiores de un recipiente de plástico de 7 &quot;x 5&quot; x 14 &quot;y rellene con agua hasta aproximadamente 2 cm. </li><li> Coloque otra pequeña caja o placa de Petri en el centro del recipiente y rellene con agua hasta 1 cm,# 34; foso&quot; alrededor de este envase </li><li> Almacenar el vial que contiene larvas o ninfas dentro de la placa de Petri. </li><li> Utilice un pincel fino para eliminar las larvas o ninfas del vial y contar con el microscopio. Contar 50 larvas o ninfas 25 en viales de centelleo separados. Cubrir los viales inmediatamente con malla de nylon o pantalla de tela organdí y cerrar con bandas de goma. </li></ol> 3. Los ratones que infestan con garrapatas inmaduras <ol><li> Utilizar un banco de trabajo de color blanco o claro y se adhieren cinta de doble cara en todo el perímetro de la zona de trabajo. </li><li> Anestesiar al ratón con isoflurano. Comprobar el nivel de anestesia mediante la pizca dedo del pie. Una vez anestesiados, transferir el ratón para una resistencia de calentamiento cubierto con toallas de papel y adjuntar a un cono de la nariz para el suministro continuo de isoflurano. </li><li> Aplicar petróleo ungüento para los ojos a base de jalea para evitar la sequedad. Tenga en cuenta el patrón de respiración del ratón para ajustar los niveles de isoflurano (80 -. 230 respiraciones por min es normal, Reducir el nivel de isoflurano si brtasa eathing es de menos de 80 respiraciones por min para evitar la muerte del animal). </li><li> Tomar un vial de 50 larvas o ninfas 25 y el lugar garrapatas bajo la piel en la cabeza entre las orejas con un cepillo de pintura (Figura 1). Mantenga ratón bajo anestesia durante 20 min después de la colocación para dar tiempo suficiente para que las garrapatas adjuntar. </li><li> Mueve el ratón para un plástico caja de zapatos en forma de jaula de ratón estándar desechable con tapas estáticas y ropa de cama blanco. Proporcionar juguetes, agua y alimento ad libitum de acuerdo con el cuidado normal de ratón. </li><li> Almacenar la jaula del ratón dentro de una jaula de rata o jerbo grande forrado con cinta de doble cara adhesiva alrededor de los bordes superiores. Llene la jaula externa con 3 cm de agua (Figura 2). </li></ol> 4. Recogida de las garrapatas de ratones <ol><li> garrapatas inmaduras se separan entre los días 3 y 6 de la alimentación. Compruebe las jaulas y un foso de agua de garrapatas saciadas todos los días después del día 3. </li><li> Recoger las garrapatas desprendidas de la jaula entre los días 4 y 6. Uso de un dolorT pincel o fórceps suave para recoger las garrapatas congestionadas y almacenar en viales de centelleo limpios cubiertos con tela de malla de nylon asegurada con bandas de goma. </li><li> Anestesiar y comprobar el ratón en el día 7 para cualquier resto de garrapatas adjunta. </li><li> Compruebe la ropa de cama, el comedero y la botella de agua para las garrapatas congestionadas el día 7. Eutanee los ratones siguiendo el procedimiento descrito anteriormente. Autoclave las jaulas desechables, la ropa de cama, la botella de agua, y el comedero de la comida para evitar cualquier garrapatas sin escape. </li></ol> 5. Almacenamiento de garrapatas Fed <ol><li> Mantener las garrapatas con congestión a 90% de humedad, 20 ° C y un ciclo de 12:12 luz: oscuridad en una incubadora de humedad y temperatura controlada hasta que ocurre la muda. Esto puede tomar aproximadamente 12 a 18 semanas para ocurrir. </li><li> Mientras que la alta humedad promueve la supervivencia de la garrapata, también hace que las garrapatas sean propensas al crecimiento excesivo de hongos. Compruebe las garrapatas alimentadas bajo el microscopio al menos una vez a la semana para el moho. Si se detecta, lave a los supervivientes en etanol al 70% durante 5min., enjuague en agua, la transferencia a un papel de filtro para secar, y transferir a las nuevas, viales limpios. </li></ol>

<ol><li>Gleim, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+associated+with+tick+bites+and+pathogen+prevalence+in+ticks+parasitizing+humans+in+Georgia%2C+USA%5BTitle%5D)+AND+%22Parasites+%26amp%3B+Vectors%22%5BJournal%5D)">Factors associated with tick bites and pathogen prevalence in ticks parasitizing humans in Georgia, USA.</a> Parasites &amp; Vectors. 9 (125), Available from:
 <a target="_blank" href="http://doi.org/10.1186/s13071-016-1408-6">http://doi.org/10.1186/s13071-016-1408-6</a> 1-13 (2016).</li>
<li>Krober, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Parasitol%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends Parasitol. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Kuhnert, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feeding+of+Hard+Ticks+In+Vitro%3A+New+Perspectives+for+Rearing+and+for+the+Identification+of+Systemic+Acaricides%5BTitle%5D)+AND+%22ALTEX%22%5BJournal%5D)">Feeding of Hard Ticks In Vitro: New Perspectives for Rearing and for the Identification of Systemic Acaricides.</a> ALTEX. 13 (2), 76-87 (1996).</li>
<li>Voigt, W. P., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8233589">In vitro feeding of instars of the ixodid tick Amblyomma variegaturn on skin membranes and its application to the transmission of Theileria mutans and Cowdria ruminantium.</a> Parasitol. 107, 257-263 (1993).</li>
<li>Gregson, J. D. Ticks. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGregson%2C+JD+%22Insect+Colonization+and+Mass+Production%22">Insect Colonization and Mass Production</a>. Smith, C. N. , Academic Press. New York. 49-72 (1966).</li>
<li>Sonenshine, D. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSonenshine%2C+DE+%22Biology+of+Ticks%22">Biology of Ticks</a>. 2, Oxford University Press. New York. (1993).</li>
<li>Bouchard, K. R., Wikel, S. K. Care, maintenance, and experimental infestation of ticks in the laboratory setting. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBouchard%2C+KR+%22Biology+of+Disease+Vectors%22">Biology of Disease Vectors</a>. Marquaedt, W. C. , Elsevier. New York. 705-711 (2005).</li>
<li>Schumaker, T. S., Barros, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Ornithodoros+%28Alectorobius%29+talaje.+%28Acari%3AArgasidae%29+in+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Entomol%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Ornithodoros (Alectorobius) talaje. (Acari:Argasidae) in laboratory.</a> J Med Entomol. 32, 249-254 (1995).</li>
<li>Banks, C. W., Oliver, J. H., Hopla, C. E., Dotson, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+life+cycle+of+Ixodes+woodi+%28Acari%3AIxodidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Laboratory life cycle of Ixodes woodi (Acari:Ixodidae).</a> J. Med. Entomol. 35, 177-179 (1998).</li>
<li>James, A. M., Oliver, J. H. Jr Feeding and host preference of immature Ixodes dammini,I.scapularis,and I.pacificus.(Acari:Ixodidae). <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/?term=Feeding+and+host+preference+of+immature+Ixodes+dammini%2CI.scapularis%2Cand+I.pacificus.(Acari%3AIxodidae)">J. Med. Entomol</a>. 27, 324-330 (1990).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Los pasos críticos dentro del Protocolo Es importante tener varios niveles de medidas de seguridad cuando la crianza de garrapatas para evitar el escape accidental. El uso de cinta adhesiva y un foso de agua son fundamentales para garantizar la seguridad. Es importante mantener el ratón anestesiado en una almohadilla de calefacción para mantener constante la temperatura del cuerpo. También se encontró que afeitarse el ratón no proporciona ningún beneficio adicional para la fijación de la garrap...

Las garrapatas son ectoparásitos hematófagos obligados de los vertebrados y se distribuyen en todo el mundo. En los Estados Unidos, al menos 11 especies de garrapatas son vectores de patógenos de importancia para la salud pública 1. Ixodes scapularis es responsable de la transmisión de varios patógenos tales como los agentes causantes de la enfermedad de Lyme (Borrelia burgdorferi) fiebre recurrente (B. miyamotoi), anaplasmosis granulocítica humana (Anaplasma phagocytophilum), y babesiosis (Babesia spp.). A pesar de la importancia de I. scapularis como vector de la enfermedad, la recogida de estos arácnidos en abundancia en la naturaleza para los estudios en el laboratorio no siempre es factible. Por lo tanto, la producción de garrapatas sanos criados en el laboratorio es esencial para los estudios sobre la biología de la señal, y de la señal de patógenos interacciones. El ciclo vital de todas las garrapatas duras (Ixodidae) de la familia, incluyendo I. scapularis, consiste en el huevo y tres activetapas e: larva, ninfa y adulto. Cada etapa activa se alimenta de un huésped vertebrado. Las complejas interacciones que tienen lugar entre las garrapatas y sus anfitriones lo largo de varios días de fijación y la alimentación son casi imposibles de replicar usando alimentadores artificiales, y es improbable que proporcionar suficientes números de Fed garrapatas para la cría masiva de 2, 3, 4. Por lo tanto, los ratones y conejos vivos son los más usados ​​como anfitriones para la crianza de inmaduros (larvas y ninfas), y etapas maduras (adultos) de las garrapatas, respectivamente. El requisito de múltiples hosts para la alimentación de sangre durante cada etapa de desarrollo complica la cría de garrapata, y es el tiempo y el coste intensivo de 5, 6, 7. La mayoría de los protocolos de garrapatas cría requieren mantenimiento de los ratones en una jaula de alambre suelo de rejilla suspendido 7, 8 o en una ca cilíndricaGe de tales dimensiones que el animal no puede moverse libremente y prepararse 6 , 9 , 10 . Estas jaulas cilíndricas se transfieren posteriormente a una jaula de caja de zapatos con una rejilla de alambre. Las garrapatas engorged, separadas se recogen entonces del agua debajo. Sin embargo, este método resulta en la exposición de las garrapatas alimentadas a agua contaminada con orina y heces que pueden aumentar el crecimiento de hongos y la mortalidad de garrapatas 9 . Además, aumenta la posibilidad de escape de garrapata de la depresión de agua, así como causar estrés a los ratones. Para eludir estos problemas, aquí se demuestra la alimentación de garrapatas de larvas en ratones dentro de jaulas desechables de tipo caja de zapatos de plástico. Este método permite el comportamiento normal de los ratones, aumenta la recuperación de garrapatas engorged, y disminuye la mortalidad de garrapatas debido a la contaminación.

<table><tbody><tr><td>Pomada veterinaria Puralube</td><td>Amazon</td><td></td><td>Disponible en cualquier tienda de mascotas o tienda en línea</td></tr><tr><td>Jaula de ratón desechable</td><td>&nbsp; Innovador, San Diego, CA&nbsp;</td><td>MV 2</td><td>Juego de fondo y tapa</td></tr><tr><td>Ropa de cama Alpha dri blanca&nbsp;</td><td>Suministros de laboratorio, Fort Worth, TX</td> <td>&nbsp; ALPHA-Dri&comercio;</td><td></td></tr></tbody></table>

la cría<em&gt; ixodes scapularis,</em&gt; la garrapata de patas negro: la alimentación de los estados inmaduros de ratones

Rearing Ixodes scapularis, the Black-legged Tick: Feeding Immature Stages on Mice

Ixodes scapularis , el vector de la enfermedad de Lyme, es uno de los más importantes vectores de enfermedades en el este y el medio oeste de los Estados Unidos. Esta especie es una garrapata de tres huéspedes que requiere una comida de sangre de un huésped vertebrado para cada etapa de desarrollo, y las hembras adultas requieren una comida de sangre para su reproducción. Las garrapatas larvales se unen a su huésped durante 3 - 5 días para la alimentación y dejar al huésped cuando están completamente hinchadas. Esta dependencia de varios huéspedes diferentes y el largo tiempo de fijación para el engorgamiento complica la elevación de las garrapatas en el laboratorio. Sin embargo, para entender la biología de la garrapata y las interacciones de la garrapata-patógeno, la producción de garrapatas sanas, criadas en laboratorio es esencial. Aquí, demostramos un sencillo, costo-efectiva protocolo para inmaduros tick alimentación en ratones. Se modificaron los protocolos existentes para disminuir el estrés en los ratones y el aumento del éxito de la alimentación de garrapatas y la supervivencia mediante el uso de jaulas desechables sin fondo de malla para evitar el contacto de garrapatas wiAgua contaminada con orina y heces de ratones.

Hemos modificado los protocolos de cría de garrapatas existentes 6, 10 para mejorar la eficiencia de la alimentación y la reducción del estrés en el host del ratón. Los resultados demuestran que las jaulas de ratón estándar estilo caja de zapatos son muy adecuados para la cría de garrapata. La ropa de cama blanca proporciona un buen contraste para facilitar la recogida de las garrapatas alimentadas. La mayoría de las garrapatas s...

La producción de garrapatas sanos criados en el laboratorio es esencial para los estudios sobre la biología de la señal, y de la señal de patógenos interacciones. Aquí se demuestra un protocolo sencillo para la alimentación de la garrapata inmadura que es rentable y menos estresante para ratones.

La cría<em&gt; Ixodes scapularis,</em&gt; La garrapata de patas Negro: La alimentación de los estados inmaduros de ratones

Ixodes scapularis, the vector of Lyme disease, is one of the most important disease vectors in the eastern and Midwestern United States. This species is a ...

El objetivo general de este protocolo de alimentación de garrapatas es mejorar los estándares existentes mediante el aumento de la supervivencia de garrapatas alimentadas con sangre, al tiempo que se reduce el estrés en el hospedador roedor. Además de simplificar el mantenimiento de colonias de garrapatas, este método proporciona una forma más sencilla de recolectar un número elevado de garrapatas alimentadas en un solo día de recolección, lo cual es esencial para responder preguntas biológicas fundamentales en campos de macrobiología. La principal ventaja de esta técnica es que las garrapatas no están expuestas al agua que contiene excretas de ratón, reduciendo así la mortalidad de las garrapatas.Además, las garrapatas pueden recolectarse en un solo día, lo que reduce el estrés en el ratón. Para almacenar los frascos de garrapatas durante el conteo, prepare un recipiente que permita un escape mínimo. Coloque cinta adhesiva de doble cara alrededor de los bordes superiores de un recipiente de plástico.Luego, llene el recipiente con aproximadamente dos centímetros de agua. A continuación, coloque otra caja pequeña o recipiente en el centro del recipiente y llénelo con aproximadamente un centímetro de agua, para que se hunda y permanezca en esa posición. Almacene los frascos con larvas o ninfas de garrapatas dentro de esta caja o recipiente.Para contar las garrapatas en una infestación, utilice un microscopio y un pincel fino para retirar las larvas o ninfas del vial. Transfiera 50 larvas o 25 ninfas a un vial de centelleo. Tan pronto como el vial esté completamente lleno, cúbralo con una malla de nailon o tela de organdí, y asegure la tapa con ligas ajustadas.Designe una habitación separada para alojar ratones infestados con garrapatas. Para prevenir la escapada accidental de garrapatas, coloque una estera adhesiva o cinta de doble cara para alfombra fuera de la habitación, y coloque otra estera dentro de la puerta de la habitación. Primero, prepare un área para manipular las garrapatas cerca de los ratones.Utilice una mesa de trabajo blanca o de color claro. Haga un borde de cinta adhesiva de doble cara alrededor del perímetro del área de trabajo sobre la mesa. A continuación, anestesie un ratón con isoflurano.Cuando esté listo, transfiera el ratón a una almohadilla calefactora cubierta con toallas de papel y coloque un cono nasal para administrar isoflurano de forma continua. Verifique el nivel de anestesia mediante una compresión en el dedo del pie. Ajuste el anestésico según el patrón respiratorio.De 80 a 230 respiraciones por minuto es normal. Reduzca el isoflurano si la respiración es más lenta. Asimismo, aplique una pomada oftálmica a base de vaselina en los ojos.Ahora, tome un frasco con 50 larvas o 25 ninfas y, utilizando un pincel, transfiera las garrapatas al ratón. Coloque las garrapatas debajo del pelaje en la cabeza, entre las orejas. Después de colocar la última garrapata, mantenga al ratón anestesiado durante 20 minutos para que las garrapatas puedan adherirse antes de que el ratón intente eliminarlas.Después de 20 minutos, devuelva el ratón a una nueva jaula individual con cama de color blanco para mejorar la visibilidad de las garrapatas. Incluya algunos juguetes y proporcione acceso ad libitum a agua y alimento. Utilice cajas desechables con tapas ajustadas.A continuación, coloque la jaula de alojamiento dentro de una jaula más grande para ratas o jerbos que tenga cinta adhesiva de doble cara alrededor del borde interno superior de las paredes. Luego, rellene el espacio entre las jaulas con aproximadamente tres centímetros de agua. Las garrapatas inmaduras se desprenderán tras tres a seis días de alimentación.A partir del día tres y en adelante, revise diariamente las jaulas y el agua circundante en busca de garrapatas llenas de sangre. Recolecte las garrapatas desprendidas utilizando un pincel o pinzas suaves, y transfiéralas a viales de centelleo limpios tapados con telas de malla de nailon sujetas con bandas de goma. El día siete, anestesie el ratón como antes y verifique si quedan garrapatas aún adheridas.Además, revise cuidadosamente el lecho, el comedero y el agua. A continuación, sacrifique al ratón y esterilice en autoclave las jaulas desechables, el lecho, la botella de agua y el comedero para eliminar cualquier garrapata restante. Mantenga las garrapatas ingurgitadas en un incubador controlado.Entre 12 y 18 semanas, las garrapatas deberían mudar. Al menos una vez por semana, revise las garrapatas bajo el microscopio en busca de moho. Si se detecta algún moho, lave las garrapatas sobrevivientes con etanol al 70 % durante cinco minutos.Luego, enjuague los sobrevivientes con agua y transfiéralos a un papel de filtro para secarlos. Una vez limpios y secos, transfiera las garrapatas a viales nuevos y limpios, y continúe su ciclo de vida. La mayoría de las garrapatas ascendieron por las paredes de los recipientes después de alimentarse, y fueron fáciles de recolectar.Las garrapatas rara vez escapaban de las jaulas de los ratones. La cama blanca proporcionaba un buen contraste para detectar las garrapatas alimentadas. Durante las recolecciones, la mayoría de las garrapatas se desprendieron para el cuarto día.Algunos esperaron hasta el quinto día para soltarse, y para el séptimo día, ningún ratón portaba garrapatas. Aproximadamente dos tercios de las garrapatas lograron adherirse y alimentarse hasta la saciedad. Todos los ratones permanecieron sanos y no mostraron signos de incomodidad.Una vez dominado, este método puede proporcionar cientos de garrapatas con sangre en un solo día de recolección. Al realizar este procedimiento, es importante recordar usar equipo de protección personal (EPP) completo para prevenir la fijación accidental de garrapatas.

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Investigación

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Immunology and Infection

Inmunología e Infección

La colección de la hemolinfa garrapata infectada, las glándulas salivales y la saliva es importante para estudiar la forma transmitida por garrapatas patógenos causan enfermedades. En este protocolo se demuestra cómo recoger las glándulas salivales y la hemolinfa de la...

La saliva, la glándula salival, y la Colección hemolinfa de las garrapatas Ixodes scapularis

La enfermedad de Lyme es la enfermedad transmitida por vectores más comúnmente reportados en América del Norte. El agente causante, Borrelia burgdorferi es una bacteria espiroqueta transmitida por garrapatas ixódidas. Transmisión y detección de la infección en modelos animales se optimiza mediante el uso de la alimentación de la señal, que se describe aquí.

La alimentación de las garrapatas de los animales para Transmisión y xenodiagnóstico en Lyme Investigación de Enfermedades

En este estudio, se desarrolló un sistema de alimentación para las etapas ninfa y larval de la garrapata dura utilizando una cápsula unida al ratón de laboratorio. La cápsula de alimentación está hecha de materiales flexibles y permanece firmemente unida al ratón durante al menos una semana y permite un monitoreo cómodo de la alimentación de las garrapatas.

Un modelo basado en cápsulas para la infestación por etapas inmaduras de garrapatas duras en ratones de laboratorio

El presente protocolo describe un método para inyectar embriones de garrapata. La inyección de embriones es la técnica preferida para la manipulación genética para generar líneas transgénicas.

Técnica de inyección de embriones para la edición de genes en la garrapata de patas negras, Ixodes scapularis

Aquí se presenta un método para alimentar garrapatas con sangre in vitro a través de un sistema de membrana artificial para permitir la congestión parcial o total de una variedad de etapas de la vida de las garrapatas.

Alimentación por membrana artificial contra garrapatas para Ixodes scapularis

En este artículo se presenta la metodología para la exposición de humanos a larvas de Ixodes scapularis para investigación clínica. La técnica es relativamente simple, tolerable por los voluntarios de investigación, y puede ser modificada de acuerdo con las necesidades experimentales. Dicha investigación con seres humanos debe llevarse a cabo bajo protocolos de estudio clínico aprobados por las autoridades reguladoras correspondientes.

Un modelo para la exposición experimental de humanos a larvas de garrapatas Ixodes scapularis

Este método describe el desarrollo de un sistema de alimentación sanguínea in vitro para garrapatas que incorpora una cámara impresa en 3D y una membrana de silicona fabricada en laboratorio. El sistema permite la alimentación artificial de garrapatas, facilitando el muestreo en diversas fases de alimentación y utilizando bajos volúmenes de sangre, proporcionando una herramienta invaluable para estudiar garrapatas ixódidas.

Sangre de garrapata alimentándose a través de una membrana artificial en una cámara impresa en 3D en investigación de garrapatas Ixodid

Lyme estudios de investigación de la enfermedad a menudo requieren la generación de garrapatas infectadas con el patógeno Borrelia burgdorferi, un proceso que suele tardar varias semanas. Aquí se demuestra un procedimiento tick microinyección basado en una infección que se puede lograr en cuestión de horas. También demostramos un método de inmunofluorescencia para la localización in situ de B. burgdorferi en garrapatas.

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Crianza y la inyección de<em&gt; Manduca sexta</em&gt; Las larvas para evaluar la virulencia bacteriana

Las respuestas alérgicas, caracterizados por la activación de los mastocitos y basófilos, están impulsados ​​por la reticulación de IgE y liberación de mediadores proinflamatorios. Una evaluación cuantitativa de las respuestas alérgicas se puede lograr mediante el uso de colorante azul de Evans para monitorear los cambios en la permeabilidad vascular después de la provocación con alergeno.

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La cría

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