Name: Instrumento ultrasónico para la conducción del nervio bloquear en modelos de rata diabética (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Aprende a bloquear la conducción nerviosa en ratas diabéticas usando ultrasonido de alta intensidad focalizado. Esta técnica no invasiva ofrece alivio temporal del dolor neuropático periférico.

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El estudio fue apoyado por el Ministerio de ciencia y tecnología (proyecto más 105-2221-E-400-001) y los institutos nacionales de salud investigación (proyecto BN-105-PP-10), Taiwán.

la atención institucional del Animal y el Comité de uso de los institutos nacionales de investigación de salud en Taiwán aprobaron todos los protocolos animales.
 1. inducción de modelo diabético en macho adulto Sprague - Dawley (SD) ratas <ol><li>quitar bolitas de comida de rata de la jaula para ratas SD rápido macho (300-350 g) de 6 h antes de la inducción de STZ.</li>
	Buffer de <li>preparar citrato de sodio (0,1 M, pH 4,5).
	<ol><li>Disolver 1.05 g ácido cítrico puro monohidratado (C 6 H 8 O 7 · H 2 O; análizar pesos 210.14) en 50 mL agua destilada para hacer una solución de ácido cítrico de 0,1 M.</li>
		<li>Disolver 1.47 g citrato trisódico dihidratado (C 8 H 5 O 7 Na 3 · 2 H 2 O; análizar pesos 294.12) en 50 mL agua destilada para hacer una solución de citrato de sodio de 0.1 M.</li>
		<li>Añadir 25 mL de solución de ácido cítrico a 25 mL de solución de citrato de sodio. Vigilar el pH de buffer de citrato de sodio (pH 4.5) usando un medidor de pH. 
		Nota: El buffer se hace isotónico por adición de un volumen adecuado de solución de citrato de sodio de 0.1 M.</li>
	</ol></li> <li>STZ disolver en buffer de citrato de sodio de 0.1 M a ceder un 50 mg/mL solución STZ. 
	Nota: La solución STZ es sensible a la luz, por lo tanto, cubrir la solución STZ con papel de aluminio y usar dentro de 15-20 minutos</li>
	<li>Dibujar la solución STZ/kg 50 mg en una jeringa de insulina o tuberculina de 1 mL con aguja de calibre 26 a 28. limpiar el sitio de la inyección con una almohadilla de etanol e inyectar por vía intraperitoneal la solución STZ en el cuadrante inferior derecho del abdomen para evitar que se dañe órganos abdominales. </li> <li>Fuente de ratas con agua de 10% de sacarosa como la única fuente de agua para 48 horas después de la inyección de STZ para prevenir hipoglucemia.</li></ol>
 2. confirmación de la Diabetes en la rata inducida por STZ <ol><li>Monitor la concentración de glucosa plasmática ayunas de todos las ratas inyectadas por STZ post 72 h con un medidor de glucosa.
	<ol><li>Rápido de las ratas diabéticas inducidas por STZ de 15 h antes de medir el ayuno la sangre nivel de glucosa en.</li>
		<li>Refrenar las ratas en una bolsa de contención y exponer las colas para la recogida de la sangre durante las mediciones de glucosa de sangre.</li>
		<li>Utilice una lanceta de sangre a la punta de la cola para obtener una pequeña gota de sangre del pinchazo. Coloque la gota de sangre sobre una tira de prueba de glucosa. Registrar los niveles de glucosa plasma ayunas. 
		Nota: El medidor de glucosa detecta y muestra el nivel de glucosa en sangre en unidades de mg/dL. Excluir las ratas con el ayuno los niveles de glucemia por debajo de 150 mg/dL después de 2 semanas de Inducción STZ.</li>
	</ol></li></ol> 3. Evaluación de la neuropatía diabética periférica en ratas diabéticas <ol><li>evaluar la alodinia mecánica con electrónica von Frey.
	<ol><li>Ratas diabéticas habituar la inducida por STZ en una jaula en un piso de malla metálica de diámetro 1 cm por 30 min antes de evaluar la Cierva pata respuesta retirada.</li>
		<li>Utilizar una sonda electrónica de von Frey con punta rígida (0,8 mm de diámetro) manualmente aplicar presión a la superficie plantar de la pata trasera de las ratas y aumentar gradualmente la presión hasta que se vea una respuesta de retirada de la pata.</li>
		<li>Registrar la presión que se muestra en el sistema y repetir la medición 5 veces por rata, con un intervalo de 30 s entre cada medición.</li>
	</ol></li> <li>Evaluar la hiperalgia de calor con una plancha caliente.
	<ol><li>Habituar las ratas diabéticas inducidas por STZ en la placa (24 ± 0,5 ° C) durante 10 min antes de evaluar la respuesta al dolor.</li>
		<li>Retire y coloque las ratas en sus jaulas, después de la habituación, la placa de calor y mantener la placa &#39; temperatura a 55 ± 0.5 ° C.</li>
		<li>Coloque la rata sobre la placa caliente mientras simultáneamente iniciar el temporizador de.</li>
		Cuando la rata muestra distintos comportamientos, como lamer el trasero de la pata o anormalmente chasquea el trasero de la pata, detener el temporizador y registrar la latencia de retiro de <li>. 
		Nota: Si una rata expresan distintos comportamientos después de 20 s (tiempo de corte de 20 s), terminar la prueba de la placa caliente y retire la rata de la placa caliente.</li>
	</ol></li></ol> 4. En Vivo Bloqueo de la conducción con el HIFU transductor de nervios Nota: el experimento en vivo comienza en la semana 5 después de la inyección de STZ de 50 mg/kg.
<ol><li>Realizar procedimientos animales antes de bloqueo de las CMAPs con baño de ultrasonidos HIFU.
	<ol><li>Esterilizar las herramientas quirúrgicas (bisturí, tijeras, pinzas y gancho de cristal) en autoclave antes de la cirugía.</li>
		<li>Anestesiar las ratas con inyección intraperitoneal de mezcla tiletamina/zolazepam (40 mg/kg) y xilacina (10 mg/kg) o a través de la inhalación del 1.75% de isoflurano través de vaporizador de isoflurano. Coloca las ratas en un cojín de calefacción para mantener la temperatura del cuerpo.</li>
		<li>Posición de las ratas para la cirugía en recumbency ventral. Aplicar el ungüento oftálmico. Extender la pata de la rata y pellizcar la superficie plantar de los pies con las uñas para determinar la profundidad de la anestesia. Si las ratas muestran respuestas de retirada, aplicar anestesia adicional.</li>
		<li>Quitar el pelo del muslo y baje la parte trasera de las ratas con una maquinilla eléctrica. Aplicar yodo líquido con una gasa limpia en el sitio quirúrgico y la gasa circular hacia el exterior del sitio quirúrgico. Use una almohadilla de alcohol para limpiar el yodo líquido con el mismo movimiento circular. Este experimento se realiza en el sitio de izquierda y derecha quirúrgico. Repita el procedimiento en el otro sitio quirúrgico cuando se dé el siguiente paso del procedimiento de.</li>
		<li>Utilizar una tijeras quirúrgicas estériles o bisturí hacer una incisión de la piel en el muslo dorsal. Utilice tijeras quirúrgicas romos para separar el tejido debajo de la piel y fijar la piel con piel ganchos. fémur puede verse dentro de los músculos.</li>
		<li>Utilice las tijeras para separar cuidadosamente los músculos paralelos al fémur hasta que las fibras de nervio ciático de medio muslo que están incrustadas en los músculos visibles. Cuidadosamente use un gancho de vidrio para separar el medio muslo ciático nervio de los músculos y tejidos conectivos circundantes.</li>
	</ol></li> <li>Posición del nervio ciático en la zona focal de HIFU usando un fijador por encargo del nervio ( figura 1 y figura 3). 
	Nota: El fijador a la medida del nervio consta de 3 componentes ( figura 3). Todos los componentes están hechos de polimetacrilato de metilo transparente (PMMA). La rosca externa de la estructura superior del componente I es 2,5 mm de alto y M10XP0.7 ( Figura 4A). El pozo central es un 4.0 mm de diámetro del agujero a través del componente I. La apertura del fondo del pozo está sellada con una lámina de cinta. El diámetro de la ranura es de 1,2 mm y la distancia entre el plano central de la ranura y la superficie superior del componente I es 3,1 mm. componente II consta de un cuerpo principal, cuatro patas y la estructura inferior ( Figura 4B). La rosca interna de la estructura inferior es 2,5 mm de alto y M10XP0.7 para adaptarse a la rosca externa del componente I. El diámetro del agujero central es el mismo que el pozo central del componente I. Las dimensiones del cuerpo principal son 32 mm de diámetro y 5,4 mm de espesor. Cuatro patas se despliegan simétricamente. Dos patas cortas idénticas están diseñadas para la alineación y dos piernas largas idénticas trabajan para enganchar en el componente III. El diámetro exterior y la altura del componente III son de 41 mm y 9,2 mm. El hilo de rosca interno es M36XP1.0 y el agujero pasante es 27,5 mm de diámetro (< fuerte clase = "xfig"&gt; Figura 4). El cono es un cono hueco con la abertura superior de 84 mm de diámetro y la apertura de la parte inferior de 27,5 mm de diámetro. La altura es de 57,5 mm ( figura 5A).
	<ol><li>Antes del experimento, Remoje el fixator del nervio acrílico por encargo en solución de lejía durante 30-60 min seguido de remojo en agua estéril.</li>
		<li>Utilizando un gancho de vidrio, levante cuidadosamente el nervio y ponerlo en la ranura del componente I.</li>
		<li>Componente de tornillo II al componente I. relleno central bien del componente I con timbre &#39; solución para la preservación del nervio y propagación ultrasónica de s.</li>
		<li>Tornillo componente III en el cono de la vivienda de HIFU. Componente de la base III con componente II a través de las cuatro patas del componente II. 
		Nota: El centro geométrico de tres componentes y el transductor se alinean. La distancia entre el nervio y el transductor es igual a la longitud focal, que asegura que el nervio es dentro de la zona focal de HIFU.</li>
	</ol></li> <li>Inserte un par de agujas de acupuntura en el origen del nervio ciático y el otro par en el músculo gastrocnemio. Conecte cada par de agujas en el sistema de adquisición de electrofisiología a través de un cable coaxial eléctrico ( figura 1). 
	Nota: En un extremo del cable son dos pinzas de cocodrilo a dos agujas por separado y en el otro extremo del cable es un conector BNC para conectar el sistema. Los pares de agujas de acupuntura trabajan como estimular los electrodos en el nervio ciático y los electrodos de la grabación en el músculo gastrocnemio.
	<ol><li>Configurar la velocidad de muestreo y el ancho de banda del sistema de adquisición de electrofisiología a 50 kHz y 70 Hz - 3 kHz, respectivamente. Aplicar un estímulo supra máximo con una anchura de pulso de 0,1 ms a los electrodos estimulantes en el origen del nervio ciático.</li>
		<li>Grabar las CMAPs de los electrodos de la grabación y amplificar las CMAPs con el amplificador incorporado en el sistema de adquisición de la electrofisiología. 
		Nota: Utilice el amplificador incorporado en el sistema de adquisición de electrofisiología para amplificar las señales nerviosas y grabar las CMAPs de los electrodos de la grabación con el sistema de adquisición de la electrofisiología.</li>
	</ol></li> <li>Utilizar un transductor HIFU comercial de 2,68 MHz para suprimir las CMAPs en ratas diabéticas neuropáticas. 
	Nota: Las especificaciones del transductor se describen a continuación: un solo elemento recipiente esférico con diámetro de abertura de 6 cm y la longitud focal de 5 cm y una zona focal elipsoidal de 4 mm de profundidad y 0,8 mm de ancho en el campo libre.
	<ol><li>Sumergir el cono esférico, el transductor HIFU y el cono tapa en el tanque lleno de agua desgasificada. Poner el transductor HIFU en el cono esférico y fijar la tapa del cono a la abertura superior del cono esférico de 6 tornillos ( figura 5B). Después de las burbujas en el cono esférico son expulsadas naturalmente debido a la baja densidad de burbujas con agua, selle la abertura frontal del cono una cinta gruesa transparente de 0.03 mm. Componente de tornillo III sobre el cono esférico.</li>
		<li>Sacar el transductor HIFU con el cono esférico y el componente III del tanque de agua desgasificada. 
		Nota: El agua de osmosis inversa utilizado en el estudio es el agua purificado por el proceso de ósmosis inversa. Se hierve el agua de ósmosis inversa para expulsar el gas. Después de enfriado, se obtiene el agua desgasificada en un tanque sellado individual.</li>
	</ol></li> <li>Poner componente I en el espacio entre el nervio y el músculo y el nervio en el espacio de componente I. realizar los pasos 4.2.3 y 4.2.4 para que el nervio esté dentro de la zona focal de lo HIFU ( Figura 3A < / fuerte >).</li>
	<li>Enlace de un generador de funciones y un amplificador de potencia de radiofrecuencia. Conecte el amplificador de potencia para el transductor HIFU para la generación de la viga HIFU. Ajustar manualmente la tensión de salida del generador de funciones a la HIFU transductor mediante el amplificador de potencia. Apagar manualmente el generador de funciones una vez que el tiempo de exposición de HIFU. Observar el tiempo utilizando un cronómetro. 
	Nota: La intensidad y la energía de la viga HIFU utilizada en este estudio son 2.810 W/cm 2 y 84 J/mm 2, respectivamente.</li>
	<li>Entregar al mismo tiempo, el estímulo a través del sistema de adquisición de electrofisiología (paso 4.3) y viga HIFU a través sistema HIFU (paso 4.6) en el nervio ciático durante la grabación de las CMAPs. Aumentar gradualmente la exposición HIFU en el nervio ciático de 3 s, 5 s 8 s hasta que se observa disminución o inhibición de la amplitud de CMAPs.
	Viga <ol><li>registro el CMAPs una vez por segundo durante la entrega de lo HIFU. Después de observar el cambio en la amplitud de la CMAPs, apague el sistema HIFU y manualmente, haga clic en el icono de registro en el software de adquisición de electrofisiología a registro CMAPs cada 2 min en lo primeros 10 min, cada 5 min en el minuto 30 consecutivo y cada 10 min en el última fase hasta que llegue el tiempo de grabación a 2 h.</li>
	</ol></li> <li>Componente separado II y III del fixator del nervio ( figura 3) para retirar el transductor HIFU desde el sitio de la incisión. Componente separado II y para liberar el nervio ciático asegurado. Sutura el sitio quirúrgico de la rata diabética por suturas de catgut crómico 4-0 después de grabar las CMAPs. Aplicar yodo líquido al sitio quirúrgico para prevenir la infección.
	<ol><li>Poner las jaulas en la almohada y permitir que las ratas recuperar en sus jaulas antes de regresar al centro de animales. Proporcionar las ratas con ibuprofeno en el agua potable para 3 días o la inyección intraperitoneal de buprenorfina (0.05 - 0.1 mg/kg).</li>
	</ol></li> <li>Insertar electrodos de estimulación y registro en el origen del nervio ciático y los músculos de gastrocnemius de ratas neuropáticos diabéticos anestesiados como se describe en los pasos 4.1.2 y 4.3 en los días 7, 14 y 28 después de la sonicación de HIFU inicial. Repita los pasos del 4.3.1 a la 4.3.2.
	<ol><li>Poner las jaulas en la almohada y permitir que las ratas recuperar en sus jaulas antes de mover las jaulas para las instalaciones de animales.</li>
	</ol></li> <li>Eutanasia a las ratas después de la experiencia. Colocar la rata en una cámara de dióxido de carbono. Espere unos 5 minutos para las ratas a dejar de respirar. Asegúrese de que el corazón ha dejado de golpear a.</li>
</ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Supresión parcial y temporal de action potentials de los nervios neuropáticos de ratas diabéticas en vivo y la ocurrencia instantánea del efecto de bloqueo después del tratamiento HIFU que ambos fueron observados. El estudio de seguimiento de 28 días en CMAPs demostró que un seguro bloqueo de la conducción del nervio podría llevarse a cabo en una adecuada exposición HIFU. Como resultado, el protocolo anterior del tratamiento HIFU puede proporcionar una solución alternativa para el bloque reversible de la conducc...

Medicamentos orales, acupuntura1, y de estimulación nerviosa eléctrica2 se han utilizado para el tratamiento de la polineuropatía diabética dolorosa. Sin embargo, los efectos secundarios de los medicamentos orales, operación invasiva de la acupuntura y la estimulación eléctrica del nervio obstaculizan la eficacia terapéutica y la adherencia del paciente. Bloque de la ecografía de los nervios periféricos en modelos animales se ha investigado durante décadas3,4,5. La conducción de en vitro nervios ciáticos de la rana verde grande fue inhibida reversiblemente después del tratamiento de 10-20 pulsos de la exposición del ultrasonido de 0,4 - 1,0 s6. Un factor para bloquear la conducción nerviosa es el aumento de la temperatura inducido por ultrasonido7. Para los pacientes con polineuropatía, la supresión de los potenciales de acción compuestos del músculo (CMAPs) fue realizada en el nervio peroneo expuesto al ultrasonido de baja intensidad durante 2 min8. El tiempo de recuperación completo estaba dentro de 5 minutos.
Recientemente, la Food and Drug Administration de los Estados Unidos aprobaron HIFU como un tratamiento no invasivo para los tumores fibroides uterinos9, palliations de dolor de hueso metástasis10y el cáncer de próstata11. Un transductor HIFU emite rayos acústicos fuera del cuerpo, y las vigas transmiten en diversos medios de tejido y convergen en el tumor blanco en el foco. La zona focal se forma inmediatamente para generar efectos localizadas en atacan tumores sin dañar los tejidos circundantes. HIFU se ha aplicado también para inhibir la conducción de los nervios o causan denervación del nervio en experimentos en vivo de normal de ratas Sprague-Dawley (SD)12. Además, los efectos a corto y a largo plazo de HIFU en nervios neuropáticos han sido investigados13. Los resultados anteriores demuestran que el bloque de la conducción nerviosa sensorial reversible o permanente puede lograrse con HIFU con parámetros adecuados. Además de aplicaciones analgésicas, HIFU podría utilizarse como una herramienta para investigar la contribución relativa de los componentes periféricos y centrales a bloqueo de la conducción del nervio para la investigación básica de Neurología y desarrollo de medicamentos para el dolor. Por lo tanto, es necesario HIFU bloqueo plataforma tecnológica específica de los nervios periféricos en modelos animales. El propósito de este artículo es demostrar los procedimientos para parcialmente o completamente bloquear los potenciales de acción de los nervios periféricos en ratas diabéticas neuropáticas por HIFU. Se establecieron modelos de ratón diabético y la evaluación de los síntomas neuropáticos periféricos. Presentan una plataforma HIFU y procesos experimentales específicos para el tratamiento de los nervios ciático de rata.

<table><tbody><tr><td>estreptozotocina</td><td>Sigma</td><td>85882</td><td></td></tr><tr><td>ácido cítrico monohidratado&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C1909</td><td></td></tr><tr><td>citrato trisódico dihidratado</td><td>Sigma</td><td>W302600</td><td></td></tr><tr><td>medidores</td><td>de glucosa Roche Accu-Check Active</td><td>GC</td><td></td></tr><tr><td>electrónico dispositivo von Frey</td><td>IITC Life Science</td><td>2390</td><td></td></tr><tr><td>placa calefactora</td><td>IITC Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biopac MP36 sistema de adquisición</td><td>Biopac Systems, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Transductor HIFU</td><td>Sonic Concepts</td><td>H108</td><td></td></tr><tr><td>generador de funciones</td><td>Agilent</td><td>33250A</td> Amplificador de <td></td></tr><tr><td>potencia</td><td>Electrónica & Innovación</td><td>1040L</td><td></td></tr><tr><td>Ratas&nbsp;</td><td>Biolasco taiwan</td><td>Sprague-Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Puralube ungüento veterinario</td><td>Dechra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>vaporizador de isoflurano</td><td>Parkland Scientific</td><td>V3000PS</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurance</td><td>Attane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bolsa de sujeción (Decapicones)</td><td>Braintree Scientific</td><td>DC 200</td><td></td></tr></tbody></table>

instrumento ultrasónico para la conducción del nervio bloquear en modelos de rata diabética

An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Bloque de la conducción del nervio con un transductor de ultrasonido enfocado intensidad alta (HIFU) se ha realizado en modelos animales normales y diabéticos recientemente. HIFU reversible puede bloquear la conducción de los nervios periféricos sin dañar los nervios durante el uso de un adecuado parámetro ultrasónico. Bloque parcial y temporal de los potenciales de acción de los nervios muestra que el HIFU tiene el potencial para ser un tratamiento clínico útil para aliviar el dolor. Este trabajo muestra los procedimientos para la supresión de los potenciales de acción de nervios neuropáticos en ratas diabéticas en vivo usando un transductor HIFU. El primer paso es generar las ratas neuropáticas diabéticas macho adulto por inyección streptozotocin (STZ). El segundo paso es evaluar la neuropatía diabética periférica en las ratas diabéticas inducidas por STZ por una sonda electrónica de von Frey y un plato caliente. El paso final es grabar en vivo los potenciales de acción extracelulares del nervio expuesto a sonicación de HIFU. El método mostró aquí puede beneficiar el estudio de ultrasonido aplicaciones analgésicas.

El estudio en vivo demostró que, con una dosis HIFU de sonicación de 3 s con una intensidad de 2.810 W/cm2, el CMAPs fueron suprimidos por el 20% de la base, pero se recuperaron completamente después de 30 min (figura 2A, diamantes) y casi constante en el período de 28 días (figura 2B, diamantes). Las 5 s HIFU la exposición en la misma intensidad, el CMAPs disminuyeron a 65.4% (9,5%) de nivel básico de 4min y ...

Este trabajo presenta la metodología de la aplicación de ultrasonido enfocado intensidad alta para bloquear los potenciales de acción de nervios neuropáticos diabéticos.

Instrumento ultrasónico para la conducción del nervio bloquear en modelos de rata diabética

Nerve conduction block with a high intensity-focused ultrasound (HIFU) transducer has been performed in normal and diabetic animal models recently. HIFU ...

El objetivo general de esta técnica de ultrasonido es realizar un bloqueo temporal de la conducción nerviosa periférica mediante un efecto térmico del ultrasonido. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del manejo del dolor, como la analgesia en la neuropatía periférica diabética. La principal ventaja de esta técnica es que la exposición al ultrasonido en el nervio objetivo es localizada y repetible.Las implicaciones de esta técnica se orientan hacia la analgesia del dolor neuropático humano porque el tratamiento con ultrasonido es un proceso prolongado y muy seguro. El procedimiento será demostrado por Cheng Jung-Sung y Tan Joo-Shin, junto con asistentes de investigación de un laboratorio. Después de ayunar ratas macho Sprague-Dawley o ratas SD y preparar la solución de STZ según el protocolo descrito en el texto, utilice una aguja de calibre 26 o 28 para aspirar la solución de STZ de 50 miligramos por kilogramo en una jeringa de insulina o tuberculina de un mililitro.Utilice una torunda de etanol para limpiar el sitio de inyección en las ratas e inyecte la solución de STZ en el abdomen del animal. A las 72 horas posteriores a la inyección, mida la concentración de glucosa en plasma en ayunas de todas las ratas inyectadas utilizando una lanceta para puncionar la punta de la cola y obtener una pequeña gota de sangre. Coloque la gota de sangre sobre una tira reactiva de glucosa e insértela en un glucómetro antes de registrar los niveles de glucosa en plasma en ayunas.Para habituar una rata diabética inducida con STZ, transfiera la rata a una jaula con un piso de malla metálica de un centímetro de diámetro durante 30 minutos. Luego, para evaluar la respuesta de retirada de la pata trasera, utilice una sonda electrónica de Von Frey con una punta rígida para aplicar manualmente presión sobre la superficie plantar de la pata trasera de las ratas e incremente gradualmente la presión hasta observar una respuesta de retirada de la pata. Registre la presión y espere 30 segundos antes de repetir la medición.Cinco semanas después de la inyección de STZ, después de anestesiar a las ratas y realizar un pellizco en la superficie plantar del pie según el protocolo descrito, use una cortadora eléctrica para eliminar el vello del muslo y la parte baja de la espalda. Aplique yodo líquido en la piel del sitio quirúrgico. Luego use una torunda con alcohol para retirar el yodo líquido.Con un escalpelo estéril, realice una incisión en la piel en el muslo dorsal. Utilice tijeras quirúrgicas para separar el tejido debajo de la piel y use ganchos para piel para sujetarla. Con las tijeras, separe cuidadosamente los músculos en paralelo al fémur hasta que las fibras del nervio ciático ubicadas en el centro del muslo, embebidas en los músculos, sean visibles.Utilice cuidadosamente un gancho de vidrio para separar el nervio ciático a nivel del muslo medio del tejido conectivo y los músculos circundantes. Luego, para posicionar el nervio ciático en la zona focal del ultrasonido focalizado de alta intensidad, o zona focal de HIFU, utilizando un fijador de nervios personalizado, use un gancho de vidrio para levantar cuidadosamente el nervio y colocarlo en la ranura del componente uno del dispositivo. A continuación, enrosque el componente dos al componente uno.Luego, use la solución de Ringer para llenar el pozo central del componente uno para la propagación ultrasónica y la preservación del nervio. Atornille el componente tres al cono del alojamiento de HIFU. Luego, a través de las cuatro patas del componente dos, acople el componente tres con el componente dos.Después de insertar un par de agujas de acupuntura en el origen del nervio ciático y el otro par en el músculo gastrocnemio, conecte cada par de agujas al sistema de adquisición de electrofisiología mediante un cable coaxial eléctrico. Establezca la frecuencia de muestreo y el ancho de banda del sistema de adquisición de electrofisiología en 50 kilohercios y 70 hercios a 3 kilohercios, respectivamente. Luego, en el origen del nervio ciático, aplique un estímulo supramáximo con un ancho de pulso de 0,1 milisegundos a los electrodos estimulantes.En el sistema de adquisición de electrofisiología, registre los potenciales de acción musculares compuestos o CMAPs provenientes de los electrodos de registro y amplifique los CMAPs con el amplificador integrado. Para suprimir los CMAPs en ratas diabéticas con neuropatía mediante un transductor comercial de HIFU de 2,68 milihercios, sumerja el cono esférico, el transductor de HIFU y la cubierta del cono en el tanque lleno con agua desgasificada. Coloque el transductor de HIFU dentro del cono esférico y utilice seis tornillos de sujeción para fijar la cubierta del cono a la abertura superior del cono esférico.Después de que las burbujas en el cono esférico sean expulsadas naturalmente debido a la baja densidad de las burbujas en comparación con el agua, use cinta transparente de 0,03 milímetros de espesor para sellar la abertura del extremo frontal del cono. Luego, enrosque el componente tres al cono esférico y retire el transductor de HIFU con el cono esférico y el componente tres del tanque de agua desgasificada. Inserte cuidadosamente el componente uno en el espacio entre el nervio y el músculo y coloque el nervio en la separación del componente uno.Para asegurar que el nervio se encuentre dentro del foco del HIFU como se demostró anteriormente, enrosque el componente dos al componente uno. Después de enroscar el componente tres al cono del alojamiento del HIFU, a través de las cuatro patas del componente dos, acople el componente tres con el componente dos y utilice solución de Ringer para llenar el pozo central del componente uno, a fin de permitir la propagación ultrasónica y la preservación del nervio. Conecte un generador de funciones y un amplificador de potencia de radiofrecuencia.Conecte el amplificador de potencia al transductor de HIFU para generar el haz de HIFU. Luego, establezca manualmente la salida de voltaje del generador de funciones al transductor de HIFU mediante el amplificador de potencia y configure un temporizador para medir el tiempo de exposición al HIFU. Apague manualmente el generador de funciones una vez que haya finalizado el tiempo de exposición al HIFU.Entregue simultáneamente el estímulo mediante el sistema de adquisición de electrofisiología y el haz de HIFU mediante el sistema de HIFU al nervio ciático mientras registra los CMAP. Aumente gradualmente la exposición de HIFU sobre el nervio ciático desde tres segundos, cinco segundos y luego hasta ocho segundos, hasta observar una disminución o inhibición de la amplitud de los CMAP. Registre los CMAP una vez por segundo durante la aplicación del haz de HIFU.Después de observar el cambio en la amplitud de los CMAP, apague el sistema de HIFU y haga clic manualmente en el icono de Grabar en el software de adquisición de electrofisiología para registrar los CMAP durante dos horas. Después de retirar los componentes del fijador nervioso, suturar el sitio quirúrgico de la rata diabética y permitir que las ratas se recuperen, en los días siete, 14 y 28 posteriores a la sonicación inicial con HIFU, inserte electrodos estimulantes y de registro en las ratas diabéticas neuropáticas anestesiadas como antes y registre CMAP adicionales como se demostró anteriormente en este video. El estudio in vivo mostrado en este video demostró que con un ultrasonido focalizado de alta intensidad, o dosis de HIFU de tres segundos de sonicación a una intensidad de 2810 watts por centímetro cuadrado, los CMAP se suprimieron en un 20 por ciento respecto a la línea base, pero se recuperaron completamente después de 30 minutos.Para la exposición de cinco segundos de HIFU a la misma intensidad, los CMAP disminuyeron al 65,4 por ciento del valor basal a los cuatro minutos y se recuperaron al 73,7 por ciento del valor basal a los 120 minutos. Los CMAP no volvieron a los niveles basales hasta el día 14. Cuando el tiempo de sonicación con HIFU se aumentó a 8 segundos bajo la misma intensidad, los CMAP se redujeron al 26 por ciento del valor basal a los cuatro minutos, aumentaron al 38 por ciento del valor basal a los 120 minutos y luego aumentaron gradualmente hasta el 74 por ciento del valor basal al día 28.Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en una hora si se lleva a cabo correctamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar tratar el nervio con mucha delicadeza. Tras seguir este procedimiento, se pueden realizar otros métodos, como la detección fácil de marca, para responder preguntas adicionales, como la interacción sensorial periférica.Tras su desarrollo, esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo del manejo del dolor exploraran una nueva modalidad energética para el alivio del dolor en la neuropatía periférica. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo graficar la conducción de nervios neuropáticos diabéticos en un modelo de rata mediante ultrasonido. No olvide que trabajar con el amplificador de potencia puede ser extremadamente peligroso y que siempre se deben tomar precauciones, como usar guantes de trabajo aislantes, durante la realización de este procedimiento.

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Ultrasonido enfocado de alta intensidad para bloquear los potenciales de acción nerviosa en un modelo de rata diabética 

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