Name: Tuning en la banda Theta Hippocampal In Vitro: Metodologías para la grabación del circuito septohippocampal de roedores aislados (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 37 s
Description: Aprende a extraer preparaciones hipocampales completas de roedores para registrar oscilaciones theta usando técnicas de electrofisiología y estimulación optogenética. Este método facilita el estudio de circuitos neuronales implicados en memoria y aprendizaje.

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Este trabajo fue apoyado por los Institutos Canadienses de Investigación en Salud y Ciencias Naturales.

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</ol>

Los autores no declaran ningún interés comercial o financiero competitivo.

Mientras que las grabaciones electrofisiológicas de cortes de hipocampo agudo constituyen una técnica in vitro estándar, los métodos aquí presentados difieren sustancialmente del enfoque clásico. A diferencia de las preparaciones de rebanadas finas donde las capas celulares específicas son visibles en la superficie y pueden ser examinadas directamente, las preparaciones intactas del hipocampo se asemejan más a configuraciones in vivo en las que los electrodos se bajan en regiones cerebrales dirigidas m...

Las oscilaciones de la teta del hipocampo (4 - 12 Hz) están entre las formas más predominantes de actividad rítmica en el cerebro de los mamíferos y se cree que desempeñan papeles clave en funciones cognitivas como el procesamiento de la información espaciotemporal y la formación de memorias episódicas 1 , 2 , 3 . Mientras que varios estudios in vivo que ponen de relieve la relación de la teta modulada lugar de las células con la navegación espacial y la lesión estudios, así como la evidencia clínica, apoyan la opinión de que el hipocampo theta oscilaciones están involucrados en la memoria formación 4 , 5 , 6 , los mecanismos asociados Con la generación de oscilaciones de la teta del hipocampo todavía no se entienden completamente. Las investigaciones tempranas in vivo sugirieron que la actividad de theta dependía principalmente de osciladores extrínsecos, en particular de entrada rítmicaDe estructuras cerebrales aferentes como el septo y la corteza entorrinal 7 , 8 , 9 , 10 . Un papel para los factores intrínsecos - conectividad interna de las redes neuronales del hipocampo junto con las propiedades de las neuronas del hipocampo - también se postuló sobre la base de observaciones in vitro 11 , 12 , 13 , 14 , 15 , 16 , 17 , 18 . Sin embargo, aparte de unos cuantos estudios históricos 19 , 20 , 21 , las dificultades en el desarrollo de enfoques que podrían reproducir las actividades fisiológicamente realistas de la población en la preparación de la rebanada in vitro simpleS han retrasado durante mucho tiempo un examen experimental más detallado de las capacidades intrínsecas del hipocampo y áreas relacionadas para autogenerar oscilaciones teta. Un inconveniente importante de la norma in vitro de corte fino de ajuste experimental es que la organización celular 3D y sináptica de las estructuras cerebrales se ve generalmente comprometida. Esto significa que no se pueden apoyar muchas formas de actividades de redes concertadas basadas en conjuntos de células distribuidas espacialmente, que van desde grupos localizados (≤1 mm de radio) hasta poblaciones de neuronas diseminadas a través de una o más áreas cerebrales (&gt; 1 mm). Teniendo en cuenta estas consideraciones, un tipo diferente de enfoque fue necesario para estudiar cómo teta oscilaciones emergen en el hipocampo y propagar a corticales relacionados y subcortical las estructuras de salida. En los últimos años, el desarrollo inicial de la &quot;completa septo-hipocampo&quot; preparación para examinar intera bidireccionalCiones de las dos estructuras 22 y la consiguiente evolución de la preparación del &quot;hipocampo aislado&quot;, han revelado que las oscilaciones intrínsecas de la teta ocurren espontáneamente en el hipocampo sin entrada rítmica externa 23 . El valor de estos enfoques reside en la idea inicial de que toda la estructura funcional de estas regiones tenía que ser conservado con el fin de funcionar como un generador de ritmos theta in vitro [ 22] .

<table><tbody><tr><td><reactivos fuertes></fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de sodio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Sacarosa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato de sodio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>NaH2PO4 - fosfato de sodio monobásico</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S8282</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de magnesio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de potasio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P3911</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-glucosa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G7528</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de calcio dihidratado</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C5080</td><td></td></tr><tr><td>Ascorbato de sodio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7631-25G</td><td></td></tr><tr><td>Name </td><td>Company</td><td>Número de catálogo</td><td>Comentarios</td></tr><tr><td>Equipo</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard Tijeras de disección</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-951-25</td> Extracción de <td>cerebro</td></tr><tr><td>Mango de bisturí #4, 14 cm</td><td>WPI</td><td>500237</td> extracción <td>de cerebro</td></tr><tr><td>Filtro pinzas de mandíbula plana, rectas (11 cm)</td><td>WPI</td><td>500456</td><td>extracción de cerebro</td></tr><tr><td>Hojas de bisturí de acero inoxidable Paragon #20</td><td>Ultident</td><td>02-90010-20</td><td>extracción de cerebro</td></tr><tr><td>Tijeras de disección curvas de punta fina</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>711999</td><td>extracción cerebral</td></tr><tr><td>Espátula fina recubierta de teflón (PTFE)</td><td>VWR</td><td>82027-534</td><td>Preparación</td></tr> <tr><td>para el hipocampoMicroespátula estilo Hayman</td><td>Fisher Scientific</td><td>21-401-25A</td> preparación <td>para el hipocampo</td></tr><tr><td>Cuchara de laboratorio</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-375-20</td> preparación <td>para el hipocampo</td></tr><tr><td>Vidrio de borosilicato Pasteur Pipets</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20A</td><td>preparación para el hipocampo</td></tr><tr><td>Droper</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>preparación para el hipocampo</td></tr><tr><td>Hojas de afeitar Un solo filo</td><td>VWR</td><td>55411-055</td><td>Preparación del hipocampo</td></tr><tr><td>Papel para lentes (4 x 6")</td><td>VWR</td><td>52846-001</td><td>Preparación del hipocampo</td></tr><tr><td>Placas de Petri de vidrio (100 x 20 mm)</td><td>VWR</td><td>25354-080</td><td>Preparación del hipocampo</td></tr><tr><td>Bandeja de plástico para hielo; tamaño 30 x 20 x 5 cm</td><td>n.a.n.a.Preparación</td><td></td> <td>del hipocampo</td></tr><tr><td>Calentador de solución en línea simple</td><td>Warner Instruments</td><td>Sistema de perfusión SH-27B</td><td></td></tr><tr><td>Piedras difusoras de acuario para burbujear</td><td>n.a.n.a.sistema</td><td></td> de <td>perfusión</td></tr><tr><td>Tygon E-3603 tubo (ID 1/16 OD 1/8)</td>Sistema de <td>perfusión</td> <td>Fisherbrand</td><td>14-171-129</td></tr><tr><td>Sartén eléctrica</td><td>Black & Sistema de perfusión Decker</td><td>n.a.</td><td>:</td></tr><tr><td>95% O2/5% CO2 mezcla de gases (carbógeno)&nbsp;</td>Sistema <td>de</td><td>perfusión</td> <td>SG466204A Vitalaire</td></tr><tr><td>Frascos/frascos de vidrio (4 x 1 L)</td><td>n.a.n.a.sistema</td><td></td> de <td>perfusión</td></tr><tr><td>Cámara sumergida</td><td>Diseño personalizado de la cámara (FM)</td><td>n.a.Se</td> <td>puede utilizar una alternativa comercial</td></tr><tr><td>Pipetas de vidrio (1,5/0,84 OD/ID (mm) )</td><td>WPI</td><td>1B150F-4</td><td>electrofisiología</td></tr><tr><td>Hum Bug 50/60 Hz Eliminador de ruido</td><td>Quest Scientific</td><td>Electrofisiología</td> <td>Q-Humbug</td></tr><tr><td>Amplificador de pinza parche Multiclamp 700B</td><td>Dispositivos moleculares</td><td>Electrofisiología</td><td>MULTICLAMP</td></tr><tr><td>Programa Commander Multiclamp 700B</td><td>Dispositivos moleculares</td><td>Electrofisiología</td><td>MULTICLAMP</td></tr><tr><td>Convertidor digital/analógico</td><td>Dispositivos moleculares</td><td>Electrofisiología</td><td>DDI440</td></tr><tr><td>PCLAMP10</td><td>Dispositivos</td> <td>molecularesPCLAMP10</td><td>electrofisiología</td></tr><tr><td>Mesa de aislamiento de vibraciones&nbsp;</td><td>Newport</td><td>n.a.electrofisiología</td><td></td></tr> <tr><td>Micromanipuladores (operados manualmente)</td> <td>Siskiyou&nbsp;</td><td>MX130</td><td>electrofisiología (LFP)</td></tr><tr><td>Micromanipuladores (automatizados)</td><td>Siskiyou&nbsp;</td><td>MC1000e</td><td>electrofisiología (parche)</td></tr><tr><td>Monitor de audio&nbsp;</td><td>A-M Systems</td><td>Modelo 3300</td><td>electrofisiología</td></tr><tr><td>Micropipeta/Extractor de pipetas</td><td>Sutter</td><td>P-97</td><td>electrofisiología</td></tr><tr><td>Microscopio de fluorescencia vertical hecho a medida</td><td>Siskiyou</td><td>n.a.Imaging</td><td></td></tr> <tr><td>Cámara de vídeo analógica</td><td>COHU</td><td>4912-2000/0000</td><td>Imaging Capturador</td>de</tr><tr><td>fotogramas digital con software de imagen</td><td>EPIX, Inc</td><td>PIXCI-SV7</td><td>Imagen</td></tr><tr><td>Olympus 2.5X</td><td>objetivo Olympus</td><td>MPLFLN</td><td>Imagen</td></tr><tr><td>Olympus 40X objetivo de inmersión en agua</td><td>Olympus</td><td>UIS2 LUMPLFLN</td><td>Imagen</td></tr><tr><td>Sistema de diodo emisor de luz (LED) hecho a medida&nbsp;</td><td>Estimulación</td> <td>optogenética personalizada (Amhilon et al., 2015)</td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</td><td>Número de catálogo</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Animals</td>PV::Cre (KI) ratones Número de <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>stock de</td> <td>Jackson Laboratory</td> 008069 <td>Permitir&nbsp; Expresión génica dirigida por Cre en interneuronas PV</td></tr><tr><td>Ratones Ai9 constitutivos-condicionales (R26-lox-stop-lox-tdTomato (KI))Número</td> de stock de <td>Jackson Laboratory</td><td>007905</td><td>Express TdTomato después de la recombinación mediada por Cre</td></tr><tr><td>Ratones Ai32 (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP Número de</td> stock de <td>Jackson Laboratory</td><td> 012569</td><td>Expresar la proteína de fusión canalrodopsina-2/EYFP mejorada después de la exposición a Cre Ratones recombinasa</td></tr><tr><td>PVChY</td><td>Cría interna</td><td>n.a.Descendencia</td> <td>obtenida a partir del cruzamiento de la línea PV-Cre con ratones Ai32 (R26-lox-stop-lox-ChR2(H134R)-EYFP</td></tr></tbody></table>

tuning en la banda theta hippocampal<em&gt; in vitro</em&gt;: metodologías para la grabación del circuito septohippocampal de roedores aislados

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Este protocolo describe los procedimientos para la preparación y registro del hipocampo entero aislado, de WT y ratones transgénicos, junto con mejoras recientes en metodologías y aplicaciones para el estudio de las oscilaciones de theta. Se presenta una caracterización simple de la preparación aislada del hipocampo mediante la cual se examina la relación entre los osciladores internos de la teta del hipocampo junto con la actividad de las células piramidales y las interneuronas GABAérgicas de las áreas cornu ammonis-1 (CA1) y subiculum (SUB). En general, se demuestra que el hipocampo aislado es capaz de generar oscilaciones intrínsecas de theta in vitro y que la ritmicidad generada dentro del hipocampo puede manipularse con precisión mediante la estimulación optogenética de interneuronas positivas a parvalbúmina (PV). La preparación hippocampal aislada in vitro ofrece una oportunidad única de usar grabaciones simultáneas en campo y intracelular de patch-clamp de neu visualmente identificadoPara comprender mejor los mecanismos subyacentes a la generación del ritmo theta.

<html> Esta sección ilustra ejemplos de resultados que pueden obtenerse estudiando las oscilaciones de theta en la preparación hipocampal aislada de ratón in vitro . El procedimiento de disección para extraer el hipocampo aislado se ilustra en la Figura 1 . Usando esta preparación, se pueden examinar las oscilaciones intrínsecas de la teta durante la colocación de múltiples electrodos de campo, registrando la actividad total y las entradas sinápticas...

Aquí, presentamos un protocolo para la grabación de la red neuronal rítmica teta y oscilaciones gamma de una preparación de hipocampo aislado todo. Describimos los pasos experimentales desde la extracción del hipocampo hasta los detalles de las grabaciones de parches de campo, unitarios y de células enteras, así como la estimulación optogenética del ritmo teta.

Tuning en la banda Theta Hippocampal<em&gt; In Vitro</em&gt;: Metodologías para la grabación del circuito septohippocampal de roedores aislados

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

El objetivo general de este protocolo es presentar procedimientos para extraer el preparado completo del hipocampo y explorar la generación de redes neuronales rítmicas mediante grabaciones de campo, unitarias y de parche, así como estimulación optogenética. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neurociencia del aprendizaje y la memoria, facilitando en gran medida el estudio de los mecanismos celulares y sinápticos que subyacen a las oscilaciones rítmicas en el hipocampo. La principal ventaja de esta técnica es que utiliza un preparado optimizado para investigar los circuitos en oscilaciones detalladas, que desempeñan un papel crucial en la información de la memoria dependiente del hipocampo.Para comenzar este procedimiento, coloque el cerebro sobre el recipiente de disección en posición vertical, retire el cerebelo con una hoja de bisturí, luego corte el cerebro por la mitad a lo largo del plano sagital medio y devuelva los dos hemisferios aislados a la cámara de almacenamiento. A continuación, coloque el hemisferio cerebral seccionado individualmente en posición vertical sobre el recipiente de disección. Gire el recipiente hasta que las estructuras sagitales medias estén frente al experimentador y el contorno embebido del complejo septal sea visible como una delgada capa de tejido con forma de pera situada en el interior del tálamo.A continuación, inserte una espátula recubierta debajo del septo y mueva la punta hacia abajo hasta alcanzar el recipiente para disección, seccionando las fibras que conectan el área septal cordialmente. Ahora, repita la misma operación a lo largo del borde anterior del septo y corte las fibras que se conectan a la parte frontal del cerebro. Mientras sostiene ligeramente con la espátula la parte interna de la corteza justo por encima del hipocampo en posición vertical, use la microespátula para tirar cuidadosamente hacia abajo de los núcleos tálamicos, hipotalámicos y del resto del tronco encefálico.Posteriormente, utilice la espátula para cortar y retirar el tejido separado. Después, inserte la espátula recubierta en el ventrículo lateral debajo del extremo rostral del hipocampo dorsal. Mantenga la espátula en posición horizontal, alineada con el plano medio sagital del cerebro hemisecado, y deslícela a lo largo del contorno liso de las paredes ventriculares hasta que la punta emerja cordialmente.Sostenga la espátula debajo del hipocampo y presione ligeramente sobre las fibras conectivas a lo largo de la capa interna donde el hipocampo se une a la corteza sobreyacente; luego, aplique la microespátula sobre el lado externo de esta capa y presiónela contra la espátula recubierta para cortar las fibras conectivas. Para completar la extracción, gire el recipiente de disección e inserte la espátula recubierta debajo del hipocampo ventral. Sujete ligeramente el hipocampo con la espátula y corte las conexiones endocrinas mediante un movimiento de corte contra la espátula.Una vez completada la aislación, mantenga el hipocampo reposando en el plato y agregue una gota de solución de sacarosa fría con hielo para mantenerlo fresco. Recorte cuidadosamente cualquier corteza y fibras restantes y separe el hipocampo del septum aplicando suavemente una hoja de bisturí al fórnix. A continuación, transfiera la preparación a una solución de sacarosa a temperatura ambiente y déjela recuperar durante 15 a 30 minutos antes de transferirla a la cámara de registro.En este paso, configure el sistema de perfusión por gravedad para permitir un flujo continuo y rápido de ACSF oxigenado. A continuación, detenga el flujo de ACSF y transfiera el hipocampo a la cámara de registro utilizando el extremo ancho de una pipeta de vidrio. Permita que la preparación saturada con sacarosa se hunda y se asiente en el fondo.Coloque la preparación en el centro de la cámara de registro, con la superficie lisa del CA1 y el subículo hacia arriba. Estabilice el hipocampo con pequeños pesos en las extremidades septal y temporal y reanude el flujo de ACSF. En este procedimiento, baje el electrodo de potenciales de campo locales hasta la superficie del hipocampo.Avance el electrodo de potenciales de campo locales a través de la capa paramedial y observe el aumento en la actividad de descargas extracelulares a medida que se detectan descargas unitarias individuales provenientes de neuronas individuales. Baje el electrodo más profundamente y note que la actividad de descargas comienza a atenuarse nuevamente cuando la punta cruza hacia el radiatum. Observe que una oscilación de red claramente visible en el rango de frecuencia theta se vuelve evidente y alcanza su amplitud máxima a medida que la ubicación del registro se desplaza hacia abajo a través del radiatum.Para probar las propiedades espaciales de las oscilaciones theta espontáneas a través de la región CA1, coloque un segundo electrodo de PCL en un sitio de CA1 y observe que las oscilaciones theta en CA1 se sincronizan a grandes distancias. Para probar las propiedades de las oscilaciones theta a través de las capas del hipocampo, deje un electrodo de referencia de PCL en un sitio de la radiatum de CA1. Comenzando justo por encima de la stratum oriens, baje un segundo electrodo a través de la capa de células piramidales y por la radiatum.Observe una inversión gradual de la señal de LFP a través de la capa paramolecular. Para probar las oscilaciones gamma y el acoplamiento theta-gamma en el hipocampo intacto, coloque un electrodo de campo en el borde entre CA1 y el subículo y bájelo hasta que quede situado en la interfaz entre las capas paramolecular y molecular. A este nivel, puede registrarse un potencial de campo que muestra oscilaciones gamma claras con cambios en la amplitud que están en fase con el ritmo theta local.Luego, ajuste la escala para observar la escala temporal lenta del acoplamiento theta-gamma. Observe que las ráfagas de gamma ocurren en dos bandas de frecuencia distintas que pueden revelarse mediante la banda durante la señal LFP en curso, en los rangos de gamma lento y rápido. Para el registro con microelectrodo de parche en configuración de célula completa durante oscilaciones theta del hipocampo in vitro, utilice microscopía de video con fluorescencia y aumento de baja y alta potencia para visualizar interneuronas positivas para tdTomato ubicadas cerca de la superficie de una preparación del hipocampo obtenida de un ratón PV tom.Bajo la vista de baja magnificación del hipocampo, coloque un electrodo de potencial de campo local en el subículo CA1 para monitorear las oscilaciones theta mientras se prepara para los experimentos de registro por parche. Luego, cambie a una magnificación de 40x y sumerja el objetivo sobre la región objetivo. Bájelo hasta que las capas superiores sean visibles; bajo microscopía de fluorescencia, seleccione la célula tom PV fluorescente y acérquese con una pipeta de registro llena de solución intracelular estándar.Una vez en configuración de celda completa, examine las propiedades fisiológicas de la célula PV identificada durante las oscilaciones hipocampales espontáneas. Observe la grabación del potencial de membrana intracelular de las células PV que se caracterizan por un comportamiento de disparo rápido y ráfagas de potenciales de acción sincronizadas con el ritmo teta en curso en el área CA1-subículo. En este procedimiento, coloque un electrodo de potencial de campo local (LFP) en la región CA1-subículo y realice un parche en una célula paramétrica cercana en el hipocampo aislado de un ratón, que expresa la opsina excitatoria sensible a la luz azul CHR2 en interneuronas PV.Coloque una guía de luz de fibra óptica por encima de la preparación del hipocampo y colóquela centrada en la región registrada. Utilice luz azul procedente de una fuente LED para la estimulación óptica genética, que consiste en pulsos de luz de 10 a 20 milisegundos o comandos de voltaje en forma de onda sinusoidal entregados a frecuencias theta. En el modo de fijación de corriente, caracterice la actividad de la célula registrada durante las oscilaciones theta espontáneas.A continuación, inicie el protocolo de estimulación y registre las respuestas a la luz. Observe que las oscilaciones de campo y la actividad sináptica, así como la neurona registrada, se sincronizan progresivamente durante la estimulación optogenética, y que el ritmo periódico de las células PV produce un control robusto tanto de la frecuencia como de la potencia de las oscilaciones theta. Aquí se muestra la actividad electrofisiológica registrada de una célula paramétrica durante oscilaciones theta.Los registros en régimen de corriente constante muestran actividad espontánea pero no rítmica en reposo y potenciales postsinápticos inhibitorios que no se sincronizaron claramente con la oscilación lenta emergente del potencial de campo local (LFP). Las grabaciones en régimen de voltaje controlado muestran que las corrientes postsinápticas inhibitorias correspondientes tienen un potencial de inversión de aproximadamente menos 70 milivoltios. Y aquí, se muestra la actividad electrofisiológica registrada de una interneurona fluorescente PV de disparo rápido durante oscilaciones theta.En el registro en régimen de corriente constante, esta célula presentaba descargas espontáneas en reposo y era fuertemente activada por potenciales postsinápticos excitatorios rítmicos que estaban sincronizados con la oscilación estable del potencial de campo local. En los registros en régimen de voltaje constante, el potencial de inversión de la corriente postsináptica excitatoria fue aproximadamente cero milivoltios. Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en dos o tres horas; al intentar este procedimiento, es importante recordar oxigenar vigorosamente la solución y utilizar un sistema de perfusión que permita un flujo rápido pero constante de ACSF enriquecida sobre la preparación durante los registros electrofisiológicos.Tras seguir este procedimiento, se pueden utilizar otros métodos, como la estimulación o silenciamiento optogenéticos de poblaciones específicas de tipos celulares, con el fin de responder preguntas adicionales, tales como identificar los subtipos celulares que forman los osciladores theta en el hipocampo. Tras su desarrollo, esta técnica abrió un camino para que los investigadores en el campo de la neurociencia exploraran sistemáticamente la dinámica de las oscilaciones theta a lo largo del eje septal temporal del hipocampo in vitro. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo extraer una preparación completa del hipocampo para explorar la función de redes neuronales rítmicas mediante registros de campo, unidades y de voltaje con parche, así como mediante estimulación optogenética.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este video muestra un protocolo para modular las oscilaciones theta en un modelo de ratón modificado genéticamente con canales iónicos sensibles a la luz en sus neuronas del tabique medial GABAérgico. Al entregar pulsos de luz al hipocampo, el protocolo tiene como objetivo sincronizar la actividad neuronal y generar oscilaciones theta, que se registran como potenciales de campo local.

Manipulación selectiva de oscilaciones theta en un modelo de ratón

Este video muestra un método para registrar las respuestas sinápticas de CA3-CA1 en un corte de hipocampo de rata. Describe los pasos involucrados en la colocación de los electrodos estimulantes y de registro en el corte del hipocampo y la medición del potencial postsináptico excitador de campo (fEPSP) para evaluar la fuerza de la respuesta sináptica.

Registro de las respuestas sinápticas de CA3-CA1 en un corte de hipocampo de rata

Este video muestra la implantación estereotáctica de una guía de electrodos de alambre y una fibra óptica en el hipocampo de un modelo de ratón.

Implantación de una guía de electrodos y fibra óptica en el hipocampo del ratón

Este video muestra el registro de la actividad rítmica de la red neuronal, también conocida como oscilaciones theta, en un hipocampo aislado. Los electrodos se insertan en varias capas y posiciones espaciales para detectar y analizar las oscilaciones theta. Esto muestra las composiciones neuronales únicas y la conectividad de la red neuronal a través de diferentes capas del hipocampo.

Registro in vitro de oscilaciones theta en el hipocampo del ratón

Este video demuestra el método para usar la optogenética para modular la dinámica de la red del hipocampo mediante la activación de interneuronas sensibles a la luz modificadas genéticamente en un corte de cerebro de ratón, mejorando la sincronización de la oscilación theta y estudiando el comportamiento de los circuitos neuronales.

Control optogenético de la dinámica de la red del hipocampo

La actividad Theta en el hipocampo está relacionada con etapas cognitivas y conductuales específicas. Aquí, describimos un método analítico para detectar oscilaciones theta altamente organizadas dentro del hipocampo utilizando un enfoque basado en el tiempo-frecuencia (es decir, análisis de ondículas).

Detección automática de muy organizada oscilaciones theta en el EEG murino

Describimos el uso de optogenetics y grabaciones electrofisiológicas para la manipulación selectiva de oscilaciones de hippocampal de la theta (5-10 Hz) en ratones de comportarse. La eficacia del arrastre de ritmo se controla usando el potencial de campo local. Una combinación de opto - e inhibición farmacogenética aborda la lectura eferente del hipocampo sincronización.

Optogenetic de arrastre de las oscilaciones Theta Hippocampal en comportarse ratones

Ilustramos cómo realizar grabación y eléctrica de la modulación de la actividad epileptiforme inducida por 4-aminopiridina en rebanadas de cerebro de roedores utilizando microelectrodos. Una cámara de grabación personalizada mantiene la viabilidad del tejido a lo largo de prolongadas sesiones experimentales. Asignación de electrodo en vivo y selección de pares estimulantes son realizados por una interfaz de usuario gráfica personalizada.

Grabación y modulación de la actividad epileptiforme en rebanadas de cerebro de roedor juntada a arreglos de microelectrodos

Este protocolo describe la grabación de potenciales de campo local con caña múltiples sondas de silicona lineal. La conversión de las señales mediante análisis de densidad de fuente actual permite la reconstrucción de la actividad eléctrica local en el hipocampo del ratón. Con esta técnica, se pueden estudiar las oscilaciones del cerebro espacialmente restringida libremente mover ratones.

Grabación espacial restringido a oscilaciones en el hipocampo de ratones de comportarse

Utilizamos electrodos de grabación y estimulación en rodajas longitudinales del cerebro del hipocampo y electrodos de registro y estimulación posicionados longitudinalmente en el hipocampo dorsal in vivo para evocar potenciales postsinápticos extracelulares y demostrar plasticidad sináptica a largo plazo a lo largo del interlamellar longitudinal CA1.

Investigación de la plasticidad sináptica a largo plazo en Interlamellar Hippocampus CA1 por grabación de campo electrofisiológica

Este protocolo describe el uso de un dispositivo de registro y electrodos diseñados a medida para registrar los potenciales de campo local e investigar el flujo de información en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón.

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón

Aprende a extraer preparaciones hipocampales completas de roedores para registrar oscilaciones theta usando técnicas de electrofisiología y estimulación optogenética. Este método facilita el estudio de circuitos neuronales implicados en memoria y aprendizaje.

Tuning en la banda Theta Hippocampal In Vitro: Metodologías para la grabación del circuito septohippocampal de roedores aislados (Video) | JoVE Journal

Tuning en la banda Theta Hippocampal

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