Name: Agudo In Vivo Grabaciones electrofisiológicas de potenciales de campo locales y actividad de múltiples unidades de la vía hiperdirecta en ratas anestesiadas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 46 s
Description: Aprende a realizar grabaciones electrofisiológicas agudas in vivo de potenciales de campo local y actividad de múltiples unidades en ratas anestesiadas. Este método permite estudiar oscilaciones patológicas en enfermedades neuropsiquiátricas.

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Agradecemos a la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), KFO 247, por financiar nuestro estudio.

Los procedimientos experimentales se llevaron a cabo de conformidad con la Ley alemana de bienestar animal (última revisión en 2014) y la normativa europea (2010/63 / UE). Los experimentos fueron aprobados por la autoridad local de bienestar animal (LaGeSo, Berlín) y se ajustaron a las directrices del departamento local e internacionales. NOTA: En el método presentado se utilizan dos modelos de electrodos para registrar la vía hiperdirecta cortical-basal de los ganglios que conecta la corteza motora primaria (M1) con el núcleo subtalámico (STN) y la sustancia negra pars reticulada (SNr). Para el electrocorticograma epidural (ECoG) se usan los registros de los electrodos M1 hechos a medida de baja impedancia Ag / AgCl. Las grabaciones de la STN y SNr se realizan con electrodos de tungsteno de alta impedancia comercialmente disponibles. 1. Construcción de electrodos epidurales epidurales Ag / AgCl <ol><li> Tome un aprox. Cinta de 5 cm de largo de alambre de plata puro 99,99% con un diámetroR de 200 μm y retire cualquier revestimiento si es necesario. </li><li> Sostenga la punta del cable con la punta hacia abajo en una llama de un encendedor o una vela hasta que la punta comience a derretirse. Espere hasta que la punta tenga forma de bola y tenga un diámetro de aproximadamente 1 mm. Cortar el electrodo preformado a una longitud total de 15 mm desde el comienzo de la punta en forma de bola hasta el extremo del alambre. </li><li> Soldar un conector de precisión al extremo del alambre, que se ajusta al sistema de registro electrofisiológico usado. Cubra el punto de soldadura desde el extremo del cable hasta el conector con barniz conductor de plata. Esto ayuda a la conductividad y da como resultado una mejor calidad de la señal. </li><li> Después de que el barniz conductor se haya secado, cubra el punto de soldadura con un tubo termorretráctil de 3 mm a 1 mm. Utilice cuidadosamente el martillo de un relojero para aplanar la punta en forma de bola a la mitad del grosor. </li><li> Póngase guantes de examen y tome un paño de limpieza sin pelusa con etanol al 100% para eliminar la suciedad y la grasa. </li><li> Ponga los electrodos enUn tubo de centrifugación de 15 ml o un tubo de cultivo celular y llénelo con cloro doméstico (PRECAUCIÓN, que contiene 2,8 g de hipocloruro de sodio por 100 g de disolvente) hasta que la punta en forma de bola esté completamente cubierta. PRECAUCIÓN: El cloro es corrosivo; Siga siempre las instrucciones de seguridad del fabricante. </li><li> Saque los electrodos después de 23 min y enjuáguelos generosamente con agua destilada. La aplicación exitosa de una capa de cloruro de plata aparece como un cambio de color púrpura homogéneo. </li><li> Seque en el aire. Después de secar completamente, tome los electrodos con pinzas finas. Con un pincel fino, aplique aislamiento eléctrico líquido. Comience en el cable directamente detrás de la punta del electrodo y cubra todo hasta el tubo termorretráctil. Dejar secar el aislante durante al menos 2 h. </li><li> Para el control de calidad, realice una comprobación de la conductividad eléctrica con un multímetro. Si está disponible, realice la prueba de impedancia a 1 kHz usando un medidor de impedancia apropiado, mientras que el electrodo y la pruebaSonda se unen en una solución de NaCl al 0,9% que contiene H2O sin tocarse entre sí. Los valores de impedancia a 1 kHz deben ser de aproximadamente 8 kΩ. </li></ol> 2. Colocación de los electrodos en un soporte estereotáxico NOTA: Para grabar MUA y LFP al mismo tiempo, utilice electrodos de microondas de tungsteno con una impedancia de 1,5 MΩ. Si el foco de las grabaciones está en grabaciones de alta calidad de unidades individuales, elija electrodos de microwire con una impedancia más alta (&gt; 5 MΩ). Si el objetivo del estudio está dirigido únicamente a los LFP, los electrodos con impedancias más bajas pueden ser aceptables. Para estructuras pequeñas, para las cuales son a menudo necesarios ajustes stersotaxicos dorsoventrales, se utilizan pares de electrodos con una separación dorsoventral adecuada (en este caso 250 μm). Además, esto proporciona la ventaja de un electrodo de referencia más local, si es necesario. Las coordenadas estereotáxicas se miden siempre desde el electrodo más bajo ySe calcula en referencia al bregma. <ol><li> Tome un porta electrodos estándar estereotáxico con un bloque de acrílico y abrazadera y colóquelo con seguridad sobre una superficie plana en el campo de visión de un microscopio quirúrgico. </li><li> Fijar el primer par de electrodos al bloque de acrílico del soporte con trozos de cinta adhesiva (3 mm x 8 mm) usando pinzas finas. Los electrodos deben sobresalir del bloque de acrílico aprox. 12 mm. </li><li> Fijar cuidadosamente el segundo electrodo bipolar junto al primer electrodo. Para dirigir las estructuras de la vía hiperdirecta, la distancia debe ser de 2 mm ( Figura 1 ]. Para la mayoría de los soportes de electrodos estándar estereotáxicos, este es el receso adyacente. Utilice un calibrador para verificar. Las diferentes redes se pueden abordar de la misma manera. Para ello, el bloque de acrílico se puede girar hasta cierto grado. </li><li> Ajuste el segundo par de electrodos deslizándolo cuidadosamente a una posición en la que la punta más ventral es de aproximadamente 200Μm empotrado en comparación con el primer electrodo ( Figura 1 ). Haga esto bajo visión microscópica. Para ello, utilice una cánula de 30 G (diámetro exterior 300 μm) para estimar mejor la distancia. </li><li> Presione sobre la cinta adhesiva y, a continuación, asegúrela con la abrazadera metálica del soporte. </li></ol> 3. Cirugía <ol><li> Para grabaciones electrofisiológicas, use uretano (PRECAUCIÓN) para la anestesia. Precaución: El uretano es tóxico y carcinógeno, por lo que debe respetar siempre las normas de seguridad y la hoja de datos proporcionada por el fabricante de la sustancia. </li><li> Preparar una solución de 200 mg / ml de uretano en solución salina médica al 0,9% de NaCl. </li><li> Administrar un total de 1,3 g / kg de peso corporal de uretano por vía intraperitoneal (IP). Dependiendo de la cepa de la rata, podría ser razonable dividir la dosis en dos dosis con un intervalo de 15 minutos entre las inyecciones con el fin de mejorar la seguridad de la anestesia. </li><li> Compruebe la profundidad de la anestesia usando pReflejo edal-retirada y otros reflejos adecuados. Si la anestesia no es lo suficientemente profunda para realizar la cirugía, inyectar 0,15 g / kg de peso corporal de uretano IP y esperar otros 15 min. </li><li> Aplique un ungüento para prevenir la deshidratación corneal. </li><li> Controlar constantemente la frecuencia respiratoria y el reflejo de retirada del pedal durante la anestesia. Utilice una almohadilla de calentamiento de animales pequeños con control de temperatura para asegurar que se mantenga una temperatura corporal fisiológica durante toda la cirugía. Antes de las grabaciones electrofisiológicas de inicio, cambiar a una alternativa no eléctrica ( por ejemplo, almohadilla de cabeza de acetato de sodio). </li><li> Afeitar la piel junto al lado dorsal de la cabeza para lograr un campo quirúrgico limpio. Desinfecte alrededor del sitio de la incisión con desinfectante quirúrgico apropiado. Fijar el animal en el marco estereotáctico. </li><li> Realizar una incisión de 2 cm de largo del cuero cabelludo en la dirección sagital con un bisturí. Use un bisturí para raspar ligeramente la aponeurosis del cráneo y desinfectar el cráneo. Usar coTton empapados en H 2 O 2 al 3% para eliminar cualquier tejido restante. </li><li> Utilice un electrocauter o termocauador para controlar el sangrado, si es necesario. Detener las hemorragias del hueso craneal e hipodermia, si la hemorragia no se detiene espontáneamente después de 1-2 min y obstaculiza la vista en el cráneo. </li><li> Ajustar la barra incisiva hasta que la cabeza esté colocada en posición plana del cráneo, lo que significa que el bregma y el lambda como puntos de referencia estereotáxicos están en el mismo plano. Esto es lo más importante para lograr una alta precisión quirúrgica. Utilice una herramienta estereotáctica estándar de alineación de ratas, calibre la punta designada al bregma bajo visión microscópica y ajuste la barra incisiva hasta que los puntos designados para el bregma y lambda en la herramienta toquen el cráneo al mismo tiempo. NOTA: Una vista desde un lado con luz enfocada desde el otro puede ayudar a determinar esta condición. Alternativamente, tomar un soporte estereotáxico con una cánula fina y medir las coordenadas dorsoventral de Bregma aNd lambda bajo visión microscópica. Ajusta la barra incisiva hasta que las coordenadas dorsoventral de Bregma y lambda sean iguales. </li><li> Utilice un soporte estereotáxico con una cánula, calibre el bregma y luego calcule la posición de todos los orificios en el cráneo. Usando el soporte estereotáxico, marque las posiciones de los orificios que se van a perforar rascando cuidadosamente el cráneo o usando un marcador de color quirúrgico. Las coordenadas para esto dependen de los objetivos, se dan coordenadas con referencia al bregma para la ruta hiperdirecta en la Tabla 1 , incluyendo las coordenadas sugeridas para los electrodos de referencia cerebelosos. </li><li> Usando un microdrill cuidadosamente taladre todos los agujeros. Para la STN y SNr, taladre un agujero común (aproximadamente 2 mm x 3 mm de tamaño). Todos los demás taladros deben tener un diámetro de aproximadamente 1 mm. </li><li> Tomar dos cánulas finas (por lo menos 27 G) y doblar sus puntas para formar una forma enganchada, usando una superficie dura o pinzas. Utilice estos para eliminar cualquier debriS de los taladros, y cuidadosamente cortar y quitar la duramadre en el agujero común de STN / SNr. </li><li> Enjuague los orificios con solución salina fisiológica. Aplique una gota de solución salina fisiológica cada 15 min a los orificios para evitar que el cerebro y la duramadre se sequen. </li><li> Tome un microdrill y un micro tornillo de acero inoxidable ( por ejemplo, un tornillo de 1,2 mm x 2 mm), taladre un orificio y atornille un micro tornillo entre los orificios de los electrodos epidurales de referencia por encima del cerebelo, haga lo mismo para el M1 electrodos epidurales. </li><li> Deslice los electrodos epidurales Ag / AgCl auto-construidos en los orificios para los electrodos de referencia y los electrodos M1. Guíe la punta del electrodo con pinzas finas y deslícela directamente debajo del hueso del cráneo dentro del taladro. </li><li> Fijar todos los electrodos epidurales con dos componentes de acrílico dental. Asegúrese de no cubrir el punto bregma ni afectar el agujero común STN / SNr. </li><li> Inserte el soporte preparado con el electrodo de tungstenoEs en el marco estereotáxico. </li><li> Calibre el electrodo más ventral, que está destinado a dirigirse a la STN, al bregma. Ajuste a la posición calculada sobre el agujero común de STN / SNr y baje los electrodos abajo al cerebro bajo visión microscópica. Asegúrese de que los electrodos de micrófono de tungsteno van dentro del cerebro suavemente. </li></ol> 4. Cartografía y registros electrofisiológicos NOTA: Para este paso se necesita una jaula de Faraday y un sistema de grabación electrofisiológico multicanal con software de grabación capaz de filtrar en línea y clasificar en línea. Preferiblemente utilice un sistema que funcione con un preamplificador situado cerca de la cabeza de los animales para mantener el ruido eléctrico y artefactos a un mínimo absoluto. Además de los electrodos de microrretrodos de tungsteno, al menos un epidural y un electrodo de referencia son necesarios para realizar grabaciones de la vía hiperdirecta. Se recomienda insertar la epidural y la referenciaE electrodos por parejas sin que se toquen entre sí, esto ayuda en caso de mal funcionamiento y permite diferentes tipos de referencia en el análisis de datos. <ol><li> Ponga una jaula de Faraday móvil por encima del marco estereotáxico. Si sólo está disponible una jaula estacionaria de Faraday, mueva cuidadosamente el marco estereotáxico a la jaula de Faraday mientras se asegura de que los electrodos profundos del cerebro no bajen al cerebro hasta que el marco estereotáxico esté en su posición final. </li><li> Conecte los electrodos al headstage de la configuración electrofisiológica. Asegúrese de que los electrodos de referencia estén conectados a los canales de referencia apropiados. </li><li> Configure el software de grabación: Filtro de paso de banda (0.05-8.000 Hz) y amplifique (ganancia 1.500-2.000x) la señal de datos sin procesar. Utilice un filtro LFP y espiga en línea con ajustes apropiados (filtro de paso de banda de 0,05 a 250 Hz para LFP, filtro de paso de banda 300-8,000 Hz para MUA). Para todos los filtros, utilice un filtro tipo butterworth. </li><li> Configurar un umbral de pico, si corresponde, para onlinE clasificación por punta. La mayoría de software de grabación permite configurar un umbral de pico, que es un valor de amplitud por encima del cual una señal está marcada como un pico por el software. Este umbral puede determinarse matemáticamente como un factor o una desviación estándar de la amplitud media de la señal de pico filtrada, o puede determinarse preferiblemente mediante inspección visual de segmentos de datos &lt;500 ms y configurado como una línea por encima del ruido de señal en un gráfico interfaz de usuario. NOTA: La intención al establecer un umbral de pico es contar picos y unidades de clasificación para proporcionar información sobre cuántas neuronas se registran actualmente y cómo se forman sus picos. </li><li> Lentamente baje los electrodos de micrófono de tungsteno a 1 mm dorsal de la diana, que es STN para vía hiperdirecta. Espere a que la señal se estabilice si es necesario. </li><li> Para el mapeo electrofisiológico, avance los electrodos ventralmente en pasos de 100 μm. En cada paso, evalúe el patrón de disparo, disparando rComió y forma de picos. Compare estos con los ejemplos típicos dados en la Figura 2 . Normalmente, los núcleos densos muestran clavos rápidos y continuos sobre varios pasos dorsoventral, mientras que las estructuras ricas en fibra muestran bajos índices de disparo y menos actividad de pico homogénea en pasos ventrales posteriores. </li><li> Para la vía hiperdirecta, asegúrese de que el electrodo más ventral esté dentro de STN. NOTA: La STN se alcanza cuando se detecta un aumento considerable de MUA ventral de la Zona incerta. Ventral a la STN, el clavado para casi completamente porque el electrodo ha alcanzado la cápsula interna. Cuando el electrodo más ventral está en STN, la configuración de los microelectrodos de tungsteno asegura que el segundo electrodo posterior esté en SNr. Dorsoventral ajuste en pequeños incrementos podría ser necesario para registrar MUA típico en STN y SNr al mismo tiempo. Tenga en cuenta que la frecuencia de MUA depende del número de neuronas realmente registradas y en el nivel de cerebroactivación. </li><li> Una vez que los electrodos están en las estructuras deseadas, configure el filtrado en línea y la clasificación por punta (vea la Figura 4 ), y luego inicie la grabación de los datos. Los ejemplos típicos para los diferentes estados de sincronización cortical que pueden ser identificados en las grabaciones LFP se muestran en la Figura 3 . </li></ol> 5. Fin del experimento <ol><li> Cuando se hacen las grabaciones, levante lentamente los electrodos fuera del cerebro y enjuáguelos instantáneamente con solución salina fisiológica. Los electrodos pueden ser reutilizados después de una limpieza completa e inspección visual. Electrodos de plegado de descarga. </li><li> Eutanizar a los animales mediante una inyección IP de una sobredosis de uretano (2,5 g / kg de peso corporal). NOTA: El uretano sólo debe usarse para los procedimientos finales. </li><li> Si se requiere una verificación histológica de la posición del electrodo u otros procedimientos de tinción histológica, retire el cerebro del cráneo y procese elApropiadamente. NOTA: Dependiendo de los métodos de tinción deseados, la perfusión transcardial puede ser necesaria. Para la verificación post mortem de la posición del electrodo, una tinción Nissl estándar es suficiente en la mayoría de los casos para visualizar la trayectoria del electrodo en, por ejemplo, secciones cerebrales coronales. Otros enfoques para facilitar la verificación histológica de blancos incluyen el uso de lesiones inducidas eléctricamente al tejido cerebral mediante la aplicación de corriente eléctrica a través de los electrodos de registro o la aplicación de tinte biocompatible antes de la inserción de electrodo 16 , 17 . </li></ol>

<ol><li>Lozano, A. M., Lipsman, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probing+and+regulating+dysfunctional+circuits+using+deep+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Probing and regulating dysfunctional circuits using deep brain stimulation.</a> Neuron. 77 (3), 406-424 (2013).</li>
<li>Mathalon, D. H., Sohal, V. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+Oscillations+and+Synchrony+in+Brain+Dysfunction+and+Neuropsychiatric+Disorders%3A+It%27s+About+Time%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Neural Oscillations and Synchrony in Brain Dysfunction and Neuropsychiatric Disorders: It's About Time.</a> JAMA Psychiatry. 72 (8), 840-844 (2015).</li>
<li>Uhlhaas, P. J., Singer, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+dynamics+and+neuropsychiatric+disorders%3A+toward+a+translational+paradigm+for+dysfunctional+large-scale+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Neuronal dynamics and neuropsychiatric disorders: toward a translational paradigm for dysfunctional large-scale networks.</a> Neuron. 75 (6), 963-980 (2012).</li>
<li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).</li>
<li>Buzsaki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
<li>Brazhnik, E., Novikov, N., McCoy, A. J., Cruz, A. V., Walters, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+correlates+of+exaggerated+oscillatory+activity+in+basal+ganglia+output+in+hemiparkinsonian+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Functional correlates of exaggerated oscillatory activity in basal ganglia output in hemiparkinsonian rats.</a> Exp Neurol. 261, 563-577 (2014).</li>
<li>Avila, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beta+frequency+synchronization+in+basal+ganglia+output+during+rest+and+walk+in+a+hemiparkinsonian+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Beta frequency synchronization in basal ganglia output during rest and walk in a hemiparkinsonian rat.</a> Exp Neurol. 221 (2), 307-319 (2010).</li>
<li>Javor-Duray, B. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early-onset+cortico-cortical+synchronization+in+the+hemiparkinsonian+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Early-onset cortico-cortical synchronization in the hemiparkinsonian rat model.</a> J Neurophysiol. 113 (3), 925-936 (2015).</li>
<li>Beck, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short-+and+long-term+dopamine+depletion+causes+enhanced+beta+oscillations+in+the+cortico-basal+ganglia+loop+of+parkinsonian+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Short- and long-term dopamine depletion causes enhanced beta oscillations in the cortico-basal ganglia loop of parkinsonian rats.</a> Exp Neurol. 286, 124-136 (2016).</li>
<li>Magill, P. J., Bolam, J. P., Bevan, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+of+activity+in+the+subthalamic+nucleus-globus+pallidus+network+to+cortical+electroencephalogram%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Relationship of activity in the subthalamic nucleus-globus pallidus network to cortical electroencephalogram.</a> J Neurosci. 20 (2), 820-833 (2000).</li>
<li>Magill, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+functional+connectivity+within+the+rat+striatopallidal+axis+during+global+brain+activation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Changes in functional connectivity within the rat striatopallidal axis during global brain activation in vivo.</a> J Neurosci. 26 (23), 6318-6329 (2006).</li>
<li>Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abnormal+oscillatory+synchronisation+in+the+motor+system+leads+to+impaired+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Abnormal oscillatory synchronisation in the motor system leads to impaired movement.</a> Curr Opin Neurobiol. 17 (6), 656-664 (2007).</li>
<li>Stein, E., Bar-Gad, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((beta+oscillations+in+the+cortico-basal+ganglia+loop+during+parkinsonism%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">beta oscillations in the cortico-basal ganglia loop during parkinsonism.</a> Exp Neurol. 245, 52-59 (2013).</li>
<li>Little, S., Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+brain+signals+are+suitable+for+feedback+control+of+deep+brain+stimulation+in+Parkinson%27s+disease%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+N+Y+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">What brain signals are suitable for feedback control of deep brain stimulation in Parkinson's disease?</a> Ann N Y Acad Sci. 1265, 9-24 (2012).</li>
<li>Priori, A., Foffani, G., Rossi, L., Marceglia, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+deep+brain+stimulation+%28aDBS%29+controlled+by+local+field+potential+oscillations%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adaptive deep brain stimulation (aDBS) controlled by local field potential oscillations.</a> Exp Neurol. , 77-86 (2013).</li>
<li>Brozoski, T. J., Caspary, D. M., Bauer, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marking+multi-channel+silicon-substrate+electrode+recording+sites+using+radiofrequency+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Marking multi-channel silicon-substrate electrode recording sites using radiofrequency lesions.</a> J Neurosci Methods. 150 (2), 185-191 (2006).</li>
<li>Schjetnan, A. G., Luczak, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recording+large-scale+neuronal+ensembles+with+silicon+probes+in+the+anesthetized+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Recording large-scale neuronal ensembles with silicon probes in the anesthetized rat.</a> J Vis Exp. (56), (2011).</li>
<li>Mallet, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disrupted+dopamine+transmission+and+the+emergence+of+exaggerated+beta+oscillations+in+subthalamic+nucleus+and+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Disrupted dopamine transmission and the emergence of exaggerated beta oscillations in subthalamic nucleus and cerebral cortex.</a> J Neurosci. 28 (18), 4795-4806 (2008).</li>
<li>Steriade, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corticothalamic+resonance%2C+states+of+vigilance+and+mentation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Corticothalamic resonance, states of vigilance and mentation.</a> Neuroscience. 101 (2), 243-276 (2000).</li>
<li>Maesawa, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+stimulation+of+the+subthalamic+nucleus+in+hemiparkinsonian+rats%3A+neuroprotection+of+dopaminergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Long-term stimulation of the subthalamic nucleus in hemiparkinsonian rats: neuroprotection of dopaminergic neurons.</a> J Neurosurg. 100 (4), 679-687 (2004).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press. (1998).</li>
<li>Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK1985/">Methods for Neural Ensemble Recordings Frontiers in Neuroscience</a>. Nicolelis, M. A. L. , (2008).</li>
<li>Torres, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+efficacy+of+the+6-hydroxydopamine+lesion+of+the+median+forebrain+bundle+in+small+rats%2C+by+modification+of+the+stereotaxic+coordinates%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Increased efficacy of the 6-hydroxydopamine lesion of the median forebrain bundle in small rats, by modification of the stereotaxic coordinates.</a> J Neurosci Methods. 200 (1), 29-35 (2011).</li>
<li>Hadar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rats+overexpressing+the+dopamine+transporter+display+behavioral+and+neurobiological+abnormalities+with+relevance+to+repetitive+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Rats overexpressing the dopamine transporter display behavioral and neurobiological abnormalities with relevance to repetitive disorders.</a> Sci Rep. 6, 39145(2016).</li>
<li>Parr-Brownlie, L. C., Poloskey, S. L., Bergstrom, D. A., Walters, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parafascicular+thalamic+nucleus+activity+in+a+rat+model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Parafascicular thalamic nucleus activity in a rat model of Parkinson's disease.</a> Exp Neurol. 217 (2), 269-281 (2009).</li>
<li>Steriade, M., Nunez, A., Amzica, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+slow+%28%3C+1+Hz%29+oscillation+of+neocortical+neurons+in+vivo%3A+depolarizing+and+hyperpolarizing+components%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A novel slow (< 1 Hz) oscillation of neocortical neurons in vivo: depolarizing and hyperpolarizing components.</a> J Neurosci. 13 (8), 3252-3265 (1993).</li>
<li>Maggi, C. A., Meli, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suitability+of+urethane+anesthesia+for+physiopharmacological+investigations+in+various+systems.+Part+1%3A+General+considerations%5BTitle%5D)+AND+%22Experientia%22%5BJournal%5D)">Suitability of urethane anesthesia for physiopharmacological investigations in various systems. Part 1: General considerations.</a> Experientia. 42 (2), 109-114 (1986).</li>
<li>Goldberg, J. A., Kats, S. S., Jaeger, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Globus+pallidus+discharge+is+coincident+with+striatal+activity+during+global+slow+wave+activity+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Globus pallidus discharge is coincident with striatal activity during global slow wave activity in the rat.</a> J Neurosci. 23 (31), 10058-10063 (2003).</li>
<li>Karain, B., Xu, D., Bellone, J. A., Hartman, R. E., Shi, W. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+globus+pallidus+neurons%3A+functional+classification+and+effects+of+dopamine+depletion%5BTitle%5D)+AND+%22Synapse%22%5BJournal%5D)">Rat globus pallidus neurons: functional classification and effects of dopamine depletion.</a> Synapse. 69 (1), 41-51 (2015).</li>
<li>Paasonen, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+seven+different+anesthesia+protocols+for+nicotine+pharmacologic+magnetic+resonance+imaging+in+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Neuropsychopharmacol%22%5BJournal%5D)">Comparison of seven different anesthesia protocols for nicotine pharmacologic magnetic resonance imaging in rat.</a> Eur Neuropsychopharmacol. 26 (3), 518-531 (2016).</li>
<li>Mahmud, M., Vassanelli, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Processing+and+Analysis+of+Multichannel+Extracellular+Neuronal+Signals%3A+State-of-the-Art+and+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Processing and Analysis of Multichannel Extracellular Neuronal Signals: State-of-the-Art and Challenges.</a> Front Neurosci. 10, 248(2016).</li>
<li>Hadar, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+neural+oscillations+and+elevated+dopamine+levels+in+the+reward+pathway+during+alcohol+relapse%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Altered neural oscillations and elevated dopamine levels in the reward pathway during alcohol relapse.</a> Behav Brain Res. 316, 131-135 (2017).</li>
<li>Voget, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+local+field+potential+activity+and+serotonergic+neurotransmission+are+further+characteristics+of+the+Flinders+sensitive+line+rat+model+of+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Altered local field potential activity and serotonergic neurotransmission are further characteristics of the Flinders sensitive line rat model of depression.</a> Behav Brain Res. 291, 299-305 (2015).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En el presente estudio se demuestra cómo registrar las señales electrofisiológicas extracelulares simultáneamente a partir de múltiples sitios de una red dada, utilizando el ejemplo de la vía hipocárdica de los ganglios cortico-basales que conecta la M1 con la STN y SNr en los roedores. Un paso crítico en el registro de estructuras subcorticales pequeñas tales como el STN es la inserción guiada con precisión de los electrodos de registro en el blanco. En el método presentado, el cuidado de d...

La reciente evidencia acumulativa sobre diferentes trastornos neuropsiquiátricos como la enfermedad de Parkinson y la esquizofrenia sugiere claramente que su fisiopatología se basa en una disfunción crítica de los circuitos neuronales extendidos que a menudo involucran estructuras corticales y subcorticales 1 , 2 , 3 . Según esta teoría, las manifestaciones clínicas de las enfermedades surgen como consecuencia de una capacidad de procesamiento de información dañada de una red de células en lugar de células individuales o elementos neuronales específicos 1 , 2 , 3 . Con el fin de mejorar la comprensión de este complejo grupo de enfermedades neuropsiquiátricas y encontrar nuevas opciones de tratamiento, es obligatorio caracterizar la dinámica neuronal de esas redes desordenadas en pacientes humanos y en modelos animales con gran detalle. ExcelenteEl método de estudio de redes a gran escala en sujetos vivos es el registro electrofisiológico multi-sitio de potenciales extracelulares 4 . Utilizando este método, es posible evaluar simultáneamente los potenciales de campo locales (LFPs), que representan principalmente la suma temporal de las corrientes postsinápticas excitatorias e inhibitorias y la actividad de múltiples unidades (MUA), que se genera por los potenciales presinápticos 5 . El registro de los potenciales extracelulares tiene varias ventajas sobre los métodos alternativos para estudiar las redes, por ejemplo , la resonancia magnética funcional y la imagen del calcio, ya que proporciona una mayor resolución temporal y espacial y porque no depende de organismos modificados genéticamente [ 5] . Sin embargo, el uso de grabaciones extracelulares in vivo es limitado, ya que es una técnica invasiva que no puede aplicarse universalmente. Reconstrucción electrofisiológica in vivoOrdings se puede realizar tanto despierto como en animales anestesiados 6 . Ambos métodos van acompañados de ventajas y desventajas específicas. Los estudios en animales despiertos permiten la grabación de señales cerebrales durante el desempeño de tareas de comportamiento definidas, pero son propensos a los artefactos relacionados con el movimiento y otros 7 , 8 . Por otro lado, las grabaciones en animales anestesiados ofrecen la oportunidad de evaluar LFPs y MUA con un mínimo de artefactos en estados de sincronización cortical altamente definidos, pero los resultados también difieren en cierta medida de lo que puede encontrarse en sujetos despiertos 9 , 10 , 11 . En los últimos años, se ha demostrado que el muestreo de LFPs es especialmente útil para delinear los cambios patológicos de la actividad de la red. Un ejemplo prominente de esto es la investigación sobre la fisiopatología de la DP en pacientes humanosS y modelos animales de la enfermedad, donde se pudo demostrar que las oscilaciones beta mejoradas en el bucle de los ganglios cortico-basales están relacionadas con los síntomas motores parkinsonianos 12,13. Como consecuencia de esta línea de investigación, actualmente se investiga si las oscilaciones beta podría ser utilizado como un biomarcador de retroalimentación en línea para la estimulación cerebral profunda en circuito cerrado 14 , 15 . En el presente estudio, se proporciona una descripción detallada de grabaciones electrofisiológicas in vivo múltiples en vivo de LFPs y MUA en ratas anestesiadas con uretano. Se demuestra cómo se puede caracterizar electrofisiológicamente una red completa, tal como la vía hipocárdica de los ganglios cortico-basales, utilizando electrodos estándar y personalizados y cómo se pueden construir estos electrodos. Se hace especial hincapié en cómo puede lograrse una focalización precisa de los núcleos de los gangliosMbining la cirugía estereotáctica junto con el registro en línea de MUAs.

<table><tbody><tr><td>Electrodos epidurales personalizados de Ag/AgCl</td><td>Goodfellow GmbH D-61213 Bad Nauheim, Alemania info@goodfellow.com</td><td>ID del producto AG005127 para electrodos de Ag/AgCl de alambre de plata al 99,99%</td><td>permitirá una mejor calidad de señal, pero solo se puede utilizar en experimentos agudos. Posible reemplazo: Electrodos de acero inoxidable</td></tr><tr><td>Soporte estereotáxico con bloque acrílico</td><td>David Kopf Instruments, 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, EE. UU</td>. <td>ID del producto Modelo 1770 Soporte de electrodo estándar</td><td>Asegúrese de que el bloque acrílico tenga huecos que se adapten a la configuración del electrodo para el objetivo deseado. Los bloques acrílicos se pueden modificar fácilmente con un archivo para obtener la configuración deseada. Posible reemplazo: Portaelectrodos de construcción propia</td></tr><tr><td>Electrodos de microhilo de tungsteno 1.5 M&Omega; impedancia</td><td>Microprobes.com 18247-D Flower Hill Way&nbsp; Gaithersburg, Maryland, 20879 EE. UU</td>. <td>ID del producto WE3ST31.5A5-250um</td><td>El 1.5 M&Omega; es necesario para registrar MUA y LFP al mismo tiempo. Posible sustitución: Se pueden utilizar microelectrodos de diferentes materiales. Los electrodos deben ser rectos, robustos y lo más finos posible.</td></tr><tr><td>Herramienta de alineación de ratas</td><td>David Kopf Instruments, 7324 Elmo Street, Tujunga, CA 91042, EE. UU.</td><td>ID del producto Modelo 944 Herramienta de alineación de ratas</td><td>Permite la orientación exacta del cerebro para que coincida con los atlas estereotáxicos. Posible sustitución: Soporte estereotáxico con cánula</td></tr><tr><td>Acrílico dental de dos componentes</td><td>Associated Dental Products Ltd. Kemdent Works, Purton, Swindon Wiltshire, SN5 4HT, Reino Unido</td><td>Simplex Rapid Powder Clear 225g, Código de producto: ACR803; Simplex Rapid Liquid 150ml, Código de producto: ACR920</td><td>Dependiendo de los electrodos utilizados, el superpegamento puede ser una alternativa fácil, si los electrodos son pequeños y ligeros. Posible reemplazo: Superpegamento (a base de cianacrilato)</td></tr><tr><td>Jaula de Faraday</td><td>Autoconstrucción</td><td></td><td>Una jaula de Faraday adecuada será la mejor protección contra los artefactos electromagnéticos, pero todo lo que se pueda formar en forma de caja o aplicar a un marco y esté hecho de material conductor puede ayudar. Posible reemplazo: Papel de aluminio o malla de cobre</td></tr><tr><td>Configuración electrofisiológica con software de registro y capacidades de clasificación de picos en línea</td><td>OmniPlex&reg; Sistema de Adquisición de Datos Neuronales Plexon Inc 6500 Greenville Avenue, Suite 700 Dallas, Texas 75206 USA</td><td></td><td>El software de clasificación fuera de línea es una alternativa potencial, se pueden encontrar múltiples scripts y softwares de forma gratuita en la comunidad de código abierto.</td></tr></tbody></table>

agudo<em&gt; in vivo</em&gt; grabaciones electrofisiológicas de potenciales de campo locales y actividad de múltiples unidades de la vía hiperdirecta en ratas anestesiadas

Acute In Vivo Electrophysiological Recordings of Local Field Potentials and Multi-unit Activity from the Hyperdirect Pathway in Anesthetized Rats

Evidencias convergentes muestran que muchas enfermedades neuropsiquiátricas deben ser entendidas como trastornos de redes neuronales a gran escala. Para comprender mejor las bases fisiopatológicas de estas enfermedades, es necesario caracterizar con precisión el modo en que se altera el procesamiento de la información entre las diferentes partes neuronales del circuito. Usando grabaciones electrofisiológicas extracelulares in vivo , es posible delinear con precisión la actividad neuronal dentro de una red neuronal. La aplicación de este método tiene varias ventajas sobre técnicas alternativas, por ejemplo , imágenes de resonancia magnética funcional e imágenes de calcio, ya que permite una resolución temporal y espacial única y no depende de organismos modificados genéticamente. Sin embargo, el uso de grabaciones extracelulares in vivo es limitado, ya que es una técnica invasiva que no puede aplicarse universalmente. En este artículo, se presenta un método simple y fácil de usar wCon lo que es posible registrar simultáneamente potenciales extracelulares tales como potenciales de campo locales y actividad multiunitaria en múltiples sitios de una red. Se detalla cómo una orientación precisa de los núcleos subcortical se puede lograr mediante una combinación de cirugía estereotáctica y análisis en línea de grabaciones de múltiples unidades. Por lo tanto, se demuestra cómo se puede estudiar una red completa tal como el bucle de los ganglios cortico-basales hiperdirecto en animales anestesiados in vivo .

Con los electrodos de registro usados ​​en la presente memoria, es posible muestrear LFPs de la corteza motora primaria, el núcleo subtalámico y la sustancia negra pars reticulata y MUA de la STN y SNr. Inicialmente, los LFP y la actividad de múltiples unidades se graban juntos en una señal de banda ancha. A continuación, los LFP y los MUA se separan mediante filtros de paso de banda (0,05 - 250 Hz para LFPs y 300 - 4000 Hz para MUA). <p class="jove_content" fo:keep-together.within-p...

En este estudio, se presenta la metodología sobre cómo realizar registros electrofisiológicos in vivo en múltiples sitios a partir de la vía hiperdirecta bajo anestesia con uretano.

Agudo<em&gt; In Vivo</em&gt; Grabaciones electrofisiológicas de potenciales de campo locales y actividad de múltiples unidades de la vía hiperdirecta en ratas anestesiadas

Converging evidence shows that many neuropsychiatric diseases should be understood as disorders of large-scale neuronal networks. To better understand the ...

El objetivo general de este experimento es demostrar cómo realizar grabaciones electrofisiológicas agudas in vivo de potenciales de campo locales y actividad multiunitaria desde el bucle corticobasal del ratón anestesiado. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neurociencia, como la forma en que las oscilaciones patológicas contribuyen a la compleja fisiopatología de las enfermedades neuropsiquiátricas. La principal ventaja de esta técnica es que puede utilizarse para registrar potenciales extracelulares simultáneamente desde diversos objetivos corticales y subcorticales del cerebro.Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia la terapia de diversas enfermedades neuropsiquiátricas porque los potenciales de campo locales podrían utilizarse potencialmente como un biomarcador para tratamientos como la estimulación en circuito cerrado. Aunque este método puede proporcionar información sobre la fisiopatología de los ganglios basales, también puede aplicarse a otras áreas cerebrales. Para comenzar este procedimiento, prepare un segmento de alambre de plata de cinco centímetros de longitud y un diámetro de 200 micrómetros, y elimine cualquier recubrimiento si es necesario.A continuación, sostenga la punta del alambre hacia abajo en una llama hasta que comience a fundirse y forme una bola con un diámetro de un milímetro. Luego, corte el electrodo a una longitud total de 15 milímetros, desde el inicio de la punta esférica hasta el extremo del alambre. Sujete un conector de precisión al extremo del alambre que sea compatible con el sistema de registro electrofisiológico.Luego, cubra el punto de soldadura desde el extremo del cable hasta el conector con barniz de plata conductivo para mejorar la conductividad. Después de que el barniz conductor se haya secado, cubra el punto de soldadura con un tubo termorretráctil de uno a tres milímetros de grosor. Aplane cuidadosamente la punta con forma de bola hasta reducir su espesor a la mitad utilizando un martillo de relojero.Posteriormente, póngase guantes de examen y utilice un paño de limpieza libre de pelusas con etanol al 100 % para eliminar cualquier suciedad y grasa. Luego coloque los electrodos en un tubo centrífugo de 15 mililitros o en un tubo para cultivo celular y llénelo con lejía doméstica hasta que la punta esférica quede completamente cubierta. Después de 23 minutos, retire los electrodos y enjuáguelos abundantemente con agua destilada.La superficie del electrodo debe presentar un color púrpura oscuro homogéneo tras la aplicación exitosa de cloruro de plata. A continuación, deje que los electrodos se sequen al aire. Tome los electrodos con pinzas finas una vez que se hayan secado completamente.Luego, use un pincel fino para aplicar aislamiento eléctrico líquido sobre los electrodos. Comience desde el cable directamente detrás de la punta del electrodo y cubra todo hasta el tubo termorretráctil. Posteriormente, deje secar el aislamiento durante al menos dos horas.En este paso, sujete ligeramente el primer par de electrodos al bloque de acrílico del soporte con trozos de cinta adhesiva. Los electrodos deben sobresalir del bloque de acrílico aproximadamente 12 milímetros. A continuación, fije cuidadosamente el segundo electrodo bipolar junto al primer electrodo.Para dirigirse a las estructuras de la vía hiperdirecta, la distancia entre los pares de electrodos debe ser de dos milímetros. Bajo el microscopio, ajuste el segundo electrodo bipolar deslizándolo cuidadosamente a una posición en la que la punta más ventral esté aproximadamente 200 micrómetros retraída en comparación con el primer electrodo. Presione la cinta adhesiva y luego asegure los electrodos con la abrazadera metálica del soporte.Después de anestesiar al animal, afeite su cabeza para obtener un campo quirúrgico limpio. Fije el animal en el marco estereotáxico y luego desinfecte el sitio de la incisión y la zona circundante con un desinfectante quirúrgico adecuado. A continuación, realice una incisión de dos centímetros de longitud en el cuero cabelludo en dirección sagital con un bisturí.Utilice el escalpelo para raspar ligeramente la aponeurosis del cráneo y desinfecte el cráneo con peróxido de hidrógeno al 3%. Luego, utilice bastoncillos de algodón empapados en peróxido de hidrógeno al 3% para eliminar cualquier tejido restante. A continuación, ajuste la barra de los incisivos hasta que la parte superior del cráneo esté nivelada, lo que significa que el bregma y lambda, como puntos de referencia estereotáxicos, se encuentren en el mismo plano.Bajo el microscopio, utilice una herramienta estándar de alineación estereotáxica para ratas para calibrar la punta designada respecto al bregma y ajuste la barra incisiva hasta que los puntos designados para el bregma y lambda en la herramienta toquen el cráneo simultáneamente. Utilizando un soporte estereotáxico con cánula, calíbrelo respecto al bregma y luego calcule la posición de todos los orificios de perforación en el cráneo. A continuación, marque las posiciones de los orificios que se van a perforar ya sea rayando cuidadosamente el cráneo o utilizando un marcador quirúrgico de color.Luego, utilizando un microtaladro, perfore cuidadosamente todos los orificios con un diámetro de aproximadamente un milímetro. Para el NST y el SNr, haga un orificio común de aproximadamente dos milímetros por tres milímetros. Tome una cánula fina y doble la punta para formar dos ganchos.Luego, use los ganchos para eliminar cualquier residuo de los orificios de perforación y corte y retire cuidadosamente la piamadre en el orificio común del STN/SNr. A continuación, enjuague los orificios de perforación con solución salina fisiológica. Aplique una gota de solución salina fisiológica cada 15 minutos en los orificios de perforación para evitar que el cerebro y la piamadre se sequen.A continuación, tome un microtaladro y un microtornillo de acero inoxidable del tamaño adecuado, perfore un orificio y atornille un microtornillo entre los orificios de perforación de los electrodos epidurales situados por encima del cerebelo. Luego, guíe las puntas de los electrodos con pinzas finas y deslícelas directamente debajo del hueso del cráneo hacia los orificios de perforación. Fije todos los electrodos epidurales con acrílico estencil de dos componentes.Asegúrese de no cubrir el punto de bregma ni afectar el orificio común del STN/SNr. Luego, inserte el soporte preparado con los electrodos de alambre microfino de tungsteno en el marco estereotáxico. Calibre el electrodo más ventral respecto al bregma, que tiene como objetivo el STN.Ajuste a la posición calculada por encima del orificio común del STN/SNr y baje los electrodos hasta el cerebro. Asegúrese de que los electrodos de alambre microfino de tungsteno entren en el cerebro de forma suave. En este procedimiento, configure el software de registro, como el filtro de paso de banda, y amplifique la señal de datos en bruto.Luego, utilice un filtro en línea de LFP y de picos con ajustes adecuados. Para todos los filtros, use un filtro de tipo Butterworth. Configure un umbral de pico para la clasificación de picos en línea.La mayoría del software de grabación permite configurar un umbral de picos, que es un valor de amplitud por encima del cual la señal se marca como un pico mediante el software. A continuación, baje lentamente los electrodos de alambre microscópico de tungsteno hasta un milímetro por encima del NST y espere a que la señal se estabilice, si es necesario. Para la cartografía electrofisiológica, avance los electrodos ventralmente en pasos de 100 micrómetros.En cada paso, evalúe el patrón de descarga, la frecuencia de disparo y la forma de los picos comparándolos con los ejemplos típicos mostrados en la figura dos del manuscrito adjunto. Una vez que los electrodos estén en las estructuras deseadas, configure el filtrado en línea y la clasificación de picos, y luego comience la grabación de los datos. A continuación se muestra una grabación representativa de 600 segundos del potencial de campo local (LFP) de la corteza motora primaria.Se pueden diferenciar los periodos de tiempo con actividad de baja amplitud y alta frecuencia, correspondientes al estado activado, y los periodos de tiempo con ritmo más lento y mayor amplitud, correspondientes al estado de actividad de onda lenta. Y este es el gráfico de tiempo-frecuencia correspondiente durante un intervalo de 600 segundos que ilustra la potencia relativa de 0 a 20 hercios de los potenciales de campo locales. Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en dos horas si se lleva a cabo correctamente.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo realizar grabaciones electrofisiológicas extracelulares in vivo del circuito cortico-basal ganglionar en ratas anestesiadas.

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Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este video muestra el procedimiento detallado para preparar a una rata anestesiada para registros electrofisiológicos de la actividad cerebral desde múltiples sitios. Se disecciona el cuero cabelludo para acceder al cráneo y se perforan agujeros en lugares precisos para instalar y asegurar los electrodos. A continuación, se insertan electrodos de microhilo de tungsteno en la ubicación objetivo para registrar los datos.

Registros electrofisiológicos in vivo de actividades cerebrales de múltiples sitios en ratas

Este video demuestra el procedimiento para el registro simultáneo de electroencefalografía (EEG) colocalizada y potenciales de campo local (LFPs) en una rata anestesiada. El proceso consiste en preparar la rata y colocar electrodos estimulantes en sus almohadillas para bigotes. Se coloca un electrodo de araña de EEG en el cráneo de la rata para mediciones de EEG de superficie. Al mismo tiempo, se inserta un microelectrodo multicanal en una región específica del cerebro a través de un orificio...

Registros electroencefalográficos concurrentes y de potencial de campo local en una rata anestesiada

Este procedimiento se realiza de larga duración in vivo registros intracelulares de las neuronas individuales durante los estados cerebrales fisiológicamente relevantes y después de la abolición total de las actividades eléctricas en curso, lo que resulta en un estado cerebral isoeléctrico. Las constantes fisiológicas del animal son monitoreados cuidadosamente durante la transición a la condición comatosa artificial.

Inducción de un estado isoeléctrico cerebro para investigar el impacto de la actividad endógena sináptica neuronal en la excitabilidad<em&gt; En Vivo</em

Este protocolo describe la medición simultánea del electrorretinograma y los potenciales evocados visuales en ratas anestesiadas.

Grabación simultánea de Electrorretinografía y los potenciales evocados visuales en ratas anestesiadas

Mostramos implantación y grabación de los procedimientos quirúrgicos para medir señales electrofisiológicas visuales desde el ojo (electrorretinograma) y el cerebro (potencial evocado visual) en ratas conscientes, que se parece más a la condición humana, donde las grabaciones se realizaron sin anestesia confunde.

Implantación y grabación de Electrorretinograma Wireless y del potencial evocado visual en ratas conscientes

Este protocolo describe un método sencillo para grabación simultánea de co localizada electroencefalografía (EEG) y campo local multi-laminar en una rata anestesiado. Un orificio de trépano en el cráneo para la introducción de un microelectrodo se muestra para producir distorsión insignificante de la señal de EEG.

Grabación concurrente de electroencefalografía Co localizada y potencial de campo Local en roedores

Este estudio presenta un método para la grabación simultánea de potenciales de campo local en el cerebro, electrocardiogramas, electromyograms y respirar las señales de una rata libremente móvil. Esta técnica, que reduce los costos experimentales y simplifica el análisis de datos, contribuye a la comprensión de las interacciones entre el cerebro y órganos periféricos.

Grabaciones simultáneas de potenciales de campo Local Cortical, Electrocardiograma, electromiograma y respirar a ritmo de una rata libremente móvil

Ilustramos cómo realizar grabación y eléctrica de la modulación de la actividad epileptiforme inducida por 4-aminopiridina en rebanadas de cerebro de roedores utilizando microelectrodos. Una cámara de grabación personalizada mantiene la viabilidad del tejido a lo largo de prolongadas sesiones experimentales. Asignación de electrodo en vivo y selección de pares estimulantes son realizados por una interfaz de usuario gráfica personalizada.

Grabación y modulación de la actividad epileptiforme en rebanadas de cerebro de roedor juntada a arreglos de microelectrodos

Hemos desarrollado una técnica que registra simultáneamente la electrocorticografía y los potenciales de campo local en respuesta a estímulos nociceptivos laser se mueva libremente las ratas. Esta técnica ayuda a establecer una relación directa de señales electrocortical mesoscópicos y macroscópicos, que facilita la investigación de procesamiento en el cerebro de la información nociceptiva.

Grabaciones simultáneas de los potenciales de campo Local Cortical y Electrocorticograms en respuesta a estímulos nociceptivos Laser se mueva libremente las ratas

Este protocolo describe un método para obtener grabaciones in vivo de una sola neurona de alta densidad a partir del tronco encefálico de ratones con cabeza fija. Este enfoque se implementa para medir el potencial de acción de las neuronas en el gris periacueductal ventrolateral, una región del tronco encefálico inactiva durante el sueño de movimiento ocular rápido (REM), antes y durante la anestesia general.

Registros agudos de electrodos múltiples de una sola unidad del tronco encefálico de ratones con cabeza fija

Aquí presentamos un método para evaluar la activación y bloqueo de axones sensoriales en nervios periféricos en experimentos agudos, anestesiados y in vivo con ratas, utilizando dos tipos de mediciones electrofisiológicas espinales que pueden discriminar la actividad de subtipos de fibras nerviosas: Potenciales de Campo Local y registros neuronales individuales de rango dinámico amplio.

Métodos electrofisiológicos para evaluar el bloqueo del dolor periférico en una rata anestesiada

Aprende a realizar grabaciones electrofisiológicas agudas in vivo de potenciales de campo local y actividad de múltiples unidades en ratas anestesiadas. Este método permite estudiar oscilaciones patológicas en enfermedades neuropsiquiátricas.

Agudo In Vivo Grabaciones electrofisiológicas de potenciales de campo locales y actividad de múltiples unidades de la vía hiperdirecta en ratas anestesiadas (Video) | JoVE Journal

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