Name: In Vitro Cultivo de óvulos para la proyección de imagen de cigoto polarización de Live-celular y patrones del embrión en Arabidopsis thaliana (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 41 s
Description: Aprende a cultivar óvulos in vitro para imagen de células vivas de cigotos y embriones de Arabidopsis thaliana. Este método permite visualizar la polarización del cigoto y el patrón del embrión en tiempo real.

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Microscopía en este trabajo se llevó a cabo en el Instituto de transformación biomoléculas (WPI-ITbM) de la Universidad de Nagoya y apoyado por la red de la ciencia de planta avanzada de Japón. Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Japón Agencia de ciencia y tecnología (proyecto ERATO T.H. y M.U.) y de la sociedad japonesa para la promoción de la ciencia: subvenciones para la investigación científica en áreas innovadoras (Nos. JP24113514, JP26113710, JP15H05962 y JP15H05955 para el M.U. y enmiendas. JP16H06465, JP16H06464 y JP16K21727 de T.H), subvenciones para jóvenes científicos (B, Nos. JP24770045 y JP26840093 para M.U.) y subvenciones para las investigaciones exploratorias desafiante (no. JP16K14753 para M.U.).

1. preparación de medio de cultivo In Vitro de óvulos <ol><li>hacer el medio líquido para el cultivo in vitro de óvulo (&#34; N5T media &#34;) que contiene 1 x Nitsch basal pasta de sal, 5% (p/v) trehalosa dihidrato, 0.05 % (w/v) 2-(N-morfolino) (n-2-hidroxietilpiperazina-N'-2-ácido ácido (MES)-KOH (pH 5.8) y 1 x Gamborg &#39; solución de vitamina s.</li>
	<li>Ajustar el pH a 5,8 con KOH.</li>
	<li>Esterilizar el medio en autoclave (121 ° C, 20 min) o filtrado por un filtro de 0,22 μm. 
	Nota: El medio esterilizado puede conservarse a 4 ° C durante 2-3 meses.</li>
</ol> 2. Preparación del dispositivo de matriz microcolumnas de PDMS <ol><li>corta el dispositivo microcolumnas PDMS por un cuchillo, navaja o tijeras para encajar en la parte de vidrio (φ 14 mm) de un plato de fondo de cristal de 35 mm. 
	Nota: El procedimiento completo de la construcción de dispositivo PDMS es descrito en anteriores trabajos 8 , 9, y así los detalles se omiten aquí. Platos de fondo de cristal con volúmenes más pequeños, tales como placas de 4 pozos o 96 pocillos, pueden ser utilizados para la proyección de imagen a corto plazo sin el dispositivo de.</li>
	<li>Esterilizar la parte superior del dispositivo PDMS bajo luz UV de 15 min.</li>
	<li>Gire el PDMS por el uso de pinzas de punta cuadrada y mantenerla bajo UV luz durante 15 minutos esterilizar la base.</li>
	<li>Transferir el dispositivo esterilizado de PDMS en una placa de cultivo de 35 mm y añadir el medio N5T hasta que el dispositivo se sumerge completamente en el medio (aproximadamente 5-7 mL).</li>
	<li>Poner el plato en una cámara de vacío y reducir la presión de degas. Evitar aspirar durante 3 horas hasta toda la noche hasta que el aire en el dispositivo se sustituirá por medio. 
	Nota: El dispositivo puede ser separado por las burbujas de aire bajo un vacío fuerte.</li>
	<li>Tomar el dispositivo de la fuente sujetando con las pinzas de punta cuadrada y poner sobre papel absorbente para eliminar el medio extra en el lado y fondo. 
	Nota: el medio en la matriz microcolumnas (superficie superior) no se debe retirar porque se utilizarán para el cultivo del óvulo.</li>
	<li>El dispositivo en un vidrio portaobjetos 76 x 26 mm, asegurándose de mantener la parte microcolumnas como la parte superior, la transferencia y cubra el aparato con la tapa de plato de cultura de 35 mm para evitar que el medio de la desecación durante la siguiente extracción óvulo.</li>
</ol> 3. Silicua disección y extracción del óvulo <ol><li>esterilizar una aguja (0,40 mm G) y unas pinzas finas frotando con etanol al 70%. La aguja es fácilmente manejada atando a un palo jeringa o de madera.</li>
	<li>Marque la inflorescencia de la planta y seleccione las silicuas apropiados para el experimento. Las silicuas mm aproximadamente 5 contienen cigotos y las silicuas de 8-10 mm incluyen embriones globulares joven.</li>
	<li>Suprimir las silicuas utilizando pinzas y colocarlos en la cinta de doble cara en un cristal de portaobjetos 76 x 26 mm. Una silicua contiene sobre 40-60 óvulos y silicuas de 3-4 (es decir, óvulos de 120-240) son suficientes para un dispositivo.</li>
	<li>Abra la silicua (pared del ovario) para ver los óvulos dentro con la aguja esterilizada y pinzas bajo un estereomicroscopio. Cortar sólo la pared del ovario para que los óvulos están dañados no.</li>
	<li>Transferencia de la silicua abierto en el medio N5T en el dispositivo PDMS (preparado en el paso 2.7) y liberan los óvulos en el medio con la aguja o unas pinzas.</li>
	<li>Poner un vaso pequeño de la cubierta (18 mm x 18 mm) en el dispositivo PDMS para empujar los óvulos en los espacios de la matriz microcolumnas.</li>
	<li>Sacar el vidrio de cubierta tirando horizontalmente con pinzas o los dedos para quitar extra medio.</li>
	<li>Voltee hacia abajo el dispositivo PDMS, colóquelo en un plato de fondo de cristal de 35 mm y presione ligeramente el dispositivo empujando utilizando las pinzas de punta cuadrada para pegarlo al cristal.</li>
	<li>Medio de N5T vierta suavemente en el fondo de cristal por decantación la botella media hasta que el dispositivo PDMS se sumerge completamente en el medio del plato y selle el plato con la película de parafina. 
	Nota: El dispositivo PDMS puede ser reciclado, sino dispositivos que son demasiado viejos se desprende fácilmente el fondo de cristal. Además, el dispositivo puede flotar si no es totalmente desgasificado en el paso 2.5 o el medio se vierte demasiado rápido.</li>
</ol> <img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55975/55975fig2.jpg" /> figura 2: esquema procedimiento para preparación de muestras. 
Este flujo esquemático corresponde a pasos de 3.5 a 4.1. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55975/55975fig2large.jpg" target="_blank"> haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
 4. time-lapse imágenes <ol><li>Coloque el plato de fondo de cristal que estaba preparado en el paso 3.9 en un microscopio invertido y seleccione óvulos adecuados para centrarse en. 
	Nota: Debido a que los óvulos varían en etapa, posición y dirección, óvulos adecuados deben encontrarse revisando su fluorescencia marcador.</li>
	<li>Iniciar la imagen de vivir según el fabricante &#39; instrucciones del sistema microscopio. 
	Nota: El equipo de microscopio y parámetros son diversos, y así los usuarios deben elegir las configuraciones adecuadas que se ajusten a la finalidad del experimento. Por ejemplo, la configuración utilizada en este manuscrito se enumeran en la tabla 1.</li>
</ol> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"> <tbody><td><tr>/configuración del equipo</td> <td>suplementario Videos 1, figura 3 (A) y 4</td> <td> Figura 3 (B) y 2 de Video suplementaria</td> <td>suplementario Video 3</td></tr> <tr><td>microscopio</td> <td>microscopio (A1R MP) escaneo láser invertido</td> <td>microscopio invertido confocal de disco giratorio (CSU-W1)</td> <td> invertida de tipo caja sistema de microscopio confocal con una cámara de incubación estable (CV1000)</td></tr> <tr><td>láser</td> <td>láser de TI: zafiro femtosecond pulsos</td> <td>láser de 488 nm y 561 nm LD</td> <td>488 nm y 561-nm láser LD</td></tr> <tr><td>O Fijaremos la lente</td> <td>40 X objetivo de inmersión en agua (NA = 1.15) con medio de inmersión</td> <td>60 X lente de objetivo de inmersión de aceite de silicona (NA = 1.30), montado en una unidad de enfoque piezoeléctrico</td> <td>40 X objetivo (NA = 0.95)</td></tr> <tr><td>detectar o</td> <td>externo no descanned GaAsP PMT detector</td> <td>cámara EMCCD</td> <td>cámara EMCCD</td></tr> <tr><td>Dichroic espejo</td> <td>DM495 y DM560</td> <td>DM488/561</td> <td>DM400-410/488/561</td></tr> <tr><td>filtro</td> < td &gt; paso de banda filtros; 534/30 nm y 578/105 nm</td> <td>filtros band-pass, 520/35 nm y 593/46 nm</td> <td>filtros band-pass; 520/50 nm y 617/73 nm</td></tr> <tr><td>rebanada a lo largo del eje z</td> <td>z 31 - pilas con intervalos de 1-μm</td> <td>inter 17 z-pilas con el μm 3 Vals</td> <td>7 z-pilas con intervalos de 5 μm</td></tr> <tr><td>intervalo de tiempo</td> <td>20 min</td> <td>5 min</td> <td>10 min</td></tr></tbody></table> tabla 1: la Sistemas del microscopio y la configuración utilizada en este manuscrito. 
Los microscopios y los parámetros son diversos, y por lo tanto cada usuario debe elegir el sistema adecuado para el experimento de.
<ol start="3"> <li>Compruebe la secuencia de imágenes adquiridas y convertirlo al formato general de la película, como .avi o .mov para su presentación. 
	Nota: Si el software del microscopio no emitir las imágenes en un formato de película, es posible guardar las imágenes como .tif y luego abrirlos en ImageJ, un programa de código abierto inspirado en la imagen de NIH, para cambiar el tipo de archivo. ImageJ está disponible en: https://imagej.nih.gov/ij/. ImageJ puede utilizarse también para hacer un Z-sTuck la película, como la proyección de máxima intensidad, como se describe en: https://imagej.net/Z-functions.</li>
</ol>

<ol><li>Natesh, S., Rau, M. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNatesh%2C+S+%22Embryology+of+Angiosperms%22">Embryology of Angiosperms</a>. Johri, B. M. , Springer. Berlin Heidelberg. 377-443 (1984).</li>
<li>Kranz, E., Lorz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+fertilisation+of+maize+by+single+egg+and+sperm+cell+protoplast+fusion+mediated+by+high+calcium+and+high+pH%5BTitle%5D)+AND+%22Zygote%22%5BJournal%5D)">In vitro fertilisation of maize by single egg and sperm cell protoplast fusion mediated by high calcium and high pH.</a> Zygote. 2 (2), 125-128 (1994).</li>
<li>Uchiumi, T., Uemura, I., Okamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+an+in+vitro+fertilization+system+in+rice+%28Oryza+sativa+L.%29%5BTitle%5D)+AND+%22Planta%22%5BJournal%5D)">Establishment of an in vitro fertilization system in rice (Oryza sativa L.).</a> Planta. 226 (3), 581-589 (2007).</li>
<li>Sun, M. X., Moscatelli, A., Yang, H. Y., Cresti, M. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s004970000063">In vitro double fertilization in Nicotiana tabacum (L.): the role of cell volume in cell fusion.</a> Sex Plant Rep. 13 (4), 225-229 (2001).</li>
<li>Tian, H. Q., Yuan, T., Russell, S. D. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s00497-004-0233-9">Relationship between double fertilization and the cell cycle in male and female gametes of tobacco.</a> Sex Plant Rep. 17 (5), 243-252 (2004).</li>
<li>Costa, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+cell-derived+peptides+regulate+early+embryo+patterning+in+flowering+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Central cell-derived peptides regulate early embryo patterning in flowering plants.</a> Science. 344 (6180), 168-172 (2014).</li>
<li>Sauer, M., Friml, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+culture+of+Arabidopsis+embryos+within+their+ovules%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+J%22%5BJournal%5D)">In vitro culture of Arabidopsis embryos within their ovules.</a> Plant J. 40 (5), 835-843 (2004).</li>
<li>Gooh, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-cell+imaging+and+optical+manipulation+of+Arabidopsis+early+embryogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Live-cell imaging and optical manipulation of Arabidopsis early embryogenesis.</a> Dev Cell. 34 (2), 242-251 (2015).</li>
<li>Park, J., Kurihara, D., Higashiyama, T., Arata, H. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0925400513011015">Fabrication of microcage arrays to fix plant ovules for long-term live imaging and observation.</a> Sens Act B-Chem. 191, 178-185 (2014).</li>
<li>Kimata, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytoskeleton+dynamics+control+the+first+asymmetric+cell+division+in+Arabidopsis+zygote%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Cytoskeleton dynamics control the first asymmetric cell division in Arabidopsis zygote.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (49), 14157-14162 (2016).</li>
<li>Nambo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+of+Synthetic+Chemistry+and+Live-Cell+Imaging+Identified+a+Rapid+Cell+Division+Inhibitor+in+Tobacco+and+Arabidopsis+thaliana%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Combination of Synthetic Chemistry and Live-Cell Imaging Identified a Rapid Cell Division Inhibitor in Tobacco and Arabidopsis thaliana.</a> Plant Cell Physiol. 57 (11), 2255-2268 (2016).</li>
<li>Mizuta, Y., Kurihara, D., Higashiyama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+imaging+with+longer+wavelength+excitation+in+intact+Arabidopsis+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Protoplasma%22%5BJournal%5D)">Two-photon imaging with longer wavelength excitation in intact Arabidopsis tissues.</a> Protoplasma. 252 (5), 1231-1240 (2015).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este manuscrito presenta un simple en vitro óvulo cultivo protocolo eficiente para el uso en la proyección de imagen de células vivas de desarrollo de cigotos y embriones.
El diseño del dispositivo PDMS puede necesitar optimización según la etapa de embrión. El primer dispositivo desarrollado era una matriz de microcage para ajustar la orientación y para fijar la posición de los óvulos9, y luego fue construido un dispositivo microcolumnas para atrapar óvulos má...

El plan básico del cuerpo de un organismo se desarrolla a partir de un cigoto unicelular. En la mayoría de las plantas de la floración, división postcigótica genera un apical y una célula basal, que se desarrollan en el brote y la raíz, respectivamente1. Por lo tanto, es importante entender cómo el cuerpo de la planta se forma durante la embriogénesis, pero no ha sido una herramienta efectiva para observar directamente la dinámica de vida cigotos y embriones porque se desarrollan profundamente en la flor. En varias especies de monocotiledóneas, como el maíz y arroz, un método de fertilización en vitro ha sido establecido2,3. En este método, aislada esperma y óvulos se fusionan químicamente o eléctricamente, y la célula generada puede convertirse en una planta fértil. Sin embargo, en las plantas dicotiledóneas, no existe ningún método en vitro fecundación que puede producir embriones adecuados, probablemente debido al estado del ciclo celular asíncrono de gametos masculinos y femeninos4,5. Además, el tejido que rodea el embrión (endospermo) juega un papel importante en el embrión de desarrollo6.
En una especie de dicotiledóneas de modelo, de a. thaliana, fue desarrollado un método de cultivo en vitro concentrándose en el óvulo todo, que contiene el embrión y el endospermo7. Este sistema fue utilizado con éxito para analizar los efectos de diversos reactivos químicos en embriogénesis, pero no es conveniente para Time-lapse de imágenes ya que tiene una baja tasa de supervivencia. Por lo tanto, se desarrolló un sistema de cultivo novedoso en vitro óvulo para iniciar tan pronto como la etapa de cigoto y producir plantas fértiles en un alto cociente8. Después de diversas pruebas, se encontró medio Nitsch y trehalosa mejoró significativamente la tasa de supervivencia de óvulos8. Además, porque el óvulo se expande a medida que crece y por lo tanto con frecuencia se mueve lejos del campo de observación del microscopio, se desarrolló un dispositivo PDMS para arreglar el óvulo en el medio9. El dispositivo PDMS permitió la proyección de imagen a largo plazo de 3-4 días, que es suficiente para trazar el desarrollo de un cigoto a un embrión de corazón-etapa. Usando este método, es posible visualizar la dinámica de la polarización del cigoto y embrión patrones, no sólo en condiciones normales, pero también en presencia de inhibidores químicos o en varios fondos mutante8,10 ,11.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55975/55975fig1.jpg"> 
Figura 1: Diagrama esquemático de los marcadores fluorescentes específicos utilizado para visualizar cigotos y embriones a través del óvulo. El zigoto de Arabidopsis se convierte en un embrión en el óvulo, que se genera en la flor. En este sistema de cultivo in vitro , el cigoto y el embrión se observan a través del óvulo, y por lo tanto es importante utilizar marcadores fluorescentes específicos que no se expresan en otros tejidos del óvulo. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55975/55975fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<table><tbody><tr><td>Nitsch mezcla de sales basales</td><td>Duchefa</td><td>N0223</td><td></td></tr><tr><td>trehalosa dihidratada</td><td>Wako Pure Chemical</td><td>206-18455</td><td></td></tr><tr><td>MES</td><td>Dojindo</td><td>345-01625</td><td></td></tr><tr><td>Gamborg' s solución vitamínica</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G1019</td><td></td></tr><tr><td>plato con fondo de vidrio de 35 mm</td><td>Matsunami Glass</td><td>D111300</td><td></td></tr><tr><td>plato de cultivo de 35 mm</td><td>Corning</td><td>430588</td><td></td></tr><tr><td>PDMS</td><td>Dow Corning Co.</td><td>Sylgard184</td><td></td></tr><tr><td>76 &veces; 26 mm vidrio deslizante</td><td>Matsunami Glass</td><td>S1225</td><td></td></tr><tr><td>18 &veces; 18 mm vidrio deslizante</td><td>Matsunami Glass</td><td>C018181</td><td></td></tr><tr><td>aguja (calibre 0.40 mm)</td><td>Terumo</td><td>NN-2719S</td><td></td></tr><tr><td>Medio de inmersión Immersol W 2010</td><td>Zeiss</td><td>444969-0000-000</td><td></td></tr><tr><td>A1R MP</td><td>Nikon</td><td>A1RsiMP(1080) Ti-E-TIRF</td><td></td></tr><tr><td>CSU-W1</td><td>Yokogawa Electric</td><td></td><td>Es un equipo personalizado y, por lo tanto, el número de catálogo no está disponible.</td></tr><tr><td>CV1000</td><td>Yokogawa Eléctrico</td><td>CV1000-SP84</td><td></td></tr></tbody></table>

in vitro cultivo de óvulos para la proyección de imagen de cigoto polarización de live-celular y patrones del embrión en arabidopsis thaliana

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

En la mayoría de las plantas de la floración, el cigoto y el embrión se ocultan profundamente en el tejido de la madre, y así ha sido durante mucho tiempo un misterio de cómo se desarrollan dinámicamente; por ejemplo, cómo el zigoto se polariza para establecer el eje del cuerpo y cómo el embrión especifica diversos sinos de la célula durante la formación de órganos. Este manuscrito describe un en vitro óvulo método de cultivo para realizar la proyección de imagen de células vivas de desarrollo de cigotos y embriones de Arabidopsis thaliana. El medio de cultivo optimizado permite cigotos o embriones tempranos para crecer las plantas fértiles. Combinando con un dispositivo de arreglo microcolumnas de poly(dimethylsiloxane) (PDMS), el óvulo se lleva a cabo en el medio líquido en la misma posición. Esta fijación es crucial observar el óvulo mismo microscopio durante varios días de la división postcigótica para la última etapa de embrión. La proyección de imagen de células vivas resultante puede utilizarse para controlar la dinámica en tiempo real de la polarización del cigoto, como la migración nuclear y reordenamiento del citoesqueleto y también el momento de la división de célula y especificación de destino celular durante el dibujo de embrión. Además, este sistema de cultivo del óvulo puede combinarse con tratamientos de inhibidor para analizar los efectos de diversos factores en el desarrollo del embrión y con manipulaciones ópticas como interrupción del láser para examinar el papel de la comunicación de la célula.

Mediante el uso de este sistema de cultivo del óvulo, este método puede trazar la dinámica de vida de la polarización del cigoto y el embrión patrón. Esto es un logro porque anteriormente no había ninguna técnica para visualizar el comportamiento en tiempo real del cigoto y embrión, que se esconden profundamente en el tejido de la madre. Figura 3A y suplementario 1 de Video muestran que los microtúbulos (MTs) en el cigoto joven se acumulan co...

Este manuscrito describe una en vitro óvulo cultivo método que permite la proyección de imagen de células vivas de Arabidopsis cigotos y embriones. Este método se utiliza para visualizar la dinámica intracelular durante la polarización del cigoto y la especificación de destino celular en el desarrollo de embriones.

In Vitro Cultivo de óvulos para la proyección de imagen de cigoto polarización de Live-celular y patrones del embrión en Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

El objetivo general de este procedimiento es permitir la obtención de imágenes en células vivas de zigotos y embriones de Arabidopsis para visualizar la dinámica de su embriogénesis. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del desarrollo vegetal sobre cómo se genera la asimetría del zigoto y la morfología del embrión. La principal ventaja de esta técnica es que podemos rastrear las dinámicas vivas de la polarización del zigoto y del patrón embrionario.La demostración visual de este método es fundamental, ya que la preparación con el dispositivo de micropilares y los óvulos es difícil de explicar únicamente mediante texto. Para preparar el dispositivo de matriz de micropilares de PDMS, primero corte el dispositivo para que encaje en un platillo de vidrio de 35 milímetros y esterilice las caras superior e inferior del dispositivo con una exposición de 15 minutos a luz UV por cada lado. Una vez que todas las caras hayan sido esterilizadas, transfiera el dispositivo de PDMS a un nuevo platillo de cultivo de 35 milímetros y agregue de cinco a siete mililitros de medio N5T fresco al platillo, hasta que el dispositivo quede completamente sumergido.Luego, coloque el recipiente en una cámara de vacío y reduzca la presión, dejando el dispositivo en el vacío hasta que todo el aire dentro del dispositivo haya sido reemplazado por medio. Cuando el dispositivo haya sido desgasificado, utilice pinzas de punta cuadrada para tocar ligeramente el dispositivo sobre una toalla de papel y eliminar cualquier exceso de medio de las partes laterales e inferior. A continuación, coloque el dispositivo sobre un portaobjetos de 76 por 26 milímetros y cúbralo con la tapa de un recipiente de cultivo de 35 milímetros para mantener el dispositivo hidratado.Antes de comenzar la disección, esterilice una aguja de calibre 0,40 milímetros y pinzas finas con etanol al 70 por ciento. A continuación, examine la inflorescencia de la planta para permitir la selección de las siliquas adecuadas para el experimento. Las siliquas de aproximadamente cinco milímetros contienen cigotos, y las siliquas de ocho a 10 milímetros incluyen embriones globulares jóvenes.Utilizando pinzas, transfiera de tres a cuatro siliquas de interés sobre un trozo de cinta adhesiva de doble cara colocada en un portaobjetos de 76 por 26 milímetros. Luego, coloque el portaobjetos bajo un microscopio estereoscópico y use la aguja y las pinzas para abrir las paredes del ovario. Transfiera las siliquas abiertas al arreglo de micropilares del dispositivo de PDMS y libere los óvulos en el medio.Luego, coloque un cubreobjetos de 18 por 18 milímetros sobre el dispositivo para empujar los óvulos hacia los espacios de la matriz de micropilares. Cuando los óvulos estén en su lugar, use pinzas o los dedos para retirar horizontalmente el cubreobjetos del dispositivo y eliminar cualquier medio en exceso, y coloque el dispositivo boca abajo en un nuevo platillo de vidrio de fondo plano de 35 milímetros. Use la punta de las pinzas cuadradas para presionar ligeramente el dispositivo contra el fondo del platillo y vierta medio N5T fresco en el platillo hasta que el dispositivo quede completamente sumergido.Luego, selle el recipiente con parafilm. Para la obtención de imágenes con lapso de tiempo de los óvulos, transfiera el recipiente a la platina de un microscopio invertido y utilice la fluorescencia del marcador para seleccionar los óvulos a imagenizar. Una vez localizados los óvulos óptimos, comience la adquisición de imágenes en vivo de las muestras según las recomendaciones del fabricante.Este sistema de cultivo de óvulos permite rastrear la dinámica viva de la polarización del cigoto y el patrón embrionario. Por ejemplo, aquí se puede observar la acumulación de microtúbulos en forma de anillo transversal, seguida de su formación en un huso. Las células embrionarias luego se dividen cuaternariamente para formar una estructura globular con simetría radial.El tratamiento de los óvulos cultivados con un inhibidor de la polimerización de actina, sin embargo, inhibe la migración de los núcleos polares, lo que resulta en una división más simétrica del cigoto y sugiere un papel de los filamentos de actina en la polarización del cigoto. Una vez dominada, esta técnica puede completarse en dos horas si se realiza adecuadamente. Tras este procedimiento, se puede realizar una interrupción con láser para responder preguntas adicionales sobre el papel de la comunicación célula a célula en el patrón del embrión.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo visualizar eventos ajustados durante la embriogénesis.

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Research

Investigación

JoVE Journal

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Aquí, describimos una mejora del método semi-in vitro (SIV) para observar la guía y recepción del tubo polínico en Arabidopsis thaliana, lo que aumenta la receptividad de los óvulos. El método SIV cum septum de alto rendimiento puede combinarse con líneas marcadoras de gametofitos y biosensores codificados genéticamente para monitorear el proceso dinámico de fertilización.

Imágenes en vivo de la recepción del tubo polínico de Arabidopsis y la doble fertilización utilizando el método semi-in vitro cum septum

El movimiento cromosómico durante la profase meiótica es un fenómeno poco conocido que es fundamental para la formación de esporas. Este protocolo describe un método para adquirir, analizar y cuantificar los movimientos del centrómero durante la profase meiótica en los meiocitos masculinos de Arabidopsis thaliana .

Caracterización por imágenes en vivo de los movimientos del centrómero durante la profase meiótica masculina en Arabidopsis thaliana

Este artículo describe la metodología in vivo e in vitro para caracterizar los progenitores de sedimentación tímica mediante el análisis de la cinética de generación, fenotipo y número de su progenie de células T.

Caracterización de tímico Instalarse Progenitores en el embrión de ratón Uso<em&gt; En Vivo</em&gt; Y<em&gt; In Vitro</em&gt; Ensayos

Obtener imágenes del comportamiento dinámico de orgánulos y otras estructuras subcelulares in vivo puede arrojar luz sobre su función en condiciones fisiológicas y de enfermedad. Aquí, presentamos métodos para marcar genéticamente dos orgánulos, centrosomas y mitocondrias, e imágenes de su dinámica en embriones vivos de pez cebra utilizando microscopía confocal y de campo amplio.

La formación de imágenes estructuras subcelulares en el embrión vivo de pez cebra

Aprende a cultivar óvulos in vitro para imagen de células vivas de cigotos y embriones de Arabidopsis thaliana. Este método permite visualizar la polarización del cigoto y el patrón del embrión en tiempo real.

In Vitro Cultivo de óvulos para la proyección de imagen de cigoto polarización de Live-celular y patrones del embrión en Arabidopsis thaliana (Video) | JoVE Journal

In Vitro Cultivo de óvulos para la proyección de imagen de cigoto polarización de Live-celular y patrones del embrión en Arabidopsis thaliana

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