Name: En Vivo Detección y análisis de la sumoilación de la proteína Rb en células humanas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 40 s
Description: Aprende a detectar la sumoilación de la proteína Rb en células HEK293 humanas bajo condiciones endógenas y exógenas. Este método permite estudiar modificaciones proteicas en biología celular.

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Este estudio fue apoyado por subvenciones de la ciencia y tecnología Comisión de Shangai (Grant no. 14411961800) y la Fundación Nacional de Ciencias naturales de China (Grant no. 81300805).

1. detección de endógeno Rb la sumoilación en la fase G1 temprana <ol><li>sincronización de la cultura y el ciclo celular de la célula.
	<ol><li>Las células HEK293 mantener en un medio que contiene Dulbecco &#39; s Modified Eagle medio (DMEM) suplementado con 1% Pen-Strep y 10% suero bovino fetal (FBS) a 37 ° C y 5% de CO 2 en una incubadora.</li>
		<li>Sincronizar las células HEK293 en la fase G0.
		<ol><li>Cuenta las células HEK293 utilizando un hemocitómetro y semilla de ~1.5 x 10 7 células en 15 cm plato con medio de cultivo de 25 ml por 24 h antes del tratamiento. Después de alcanzar una confluencia de 70% - 80%, aspirado de la media y lavado las células dos veces con 5 mL precalentado con tampón fosfato salino (PBS).</li>
			<li>Añadir 25 mL DMEM que contenía 1% penicilina-estreptomicina e incubar las células a 37 ° C por 72 h. lavar las células de la placa con PBS helado 3 mL. Transferir las células a un nuevo tubo de 5 mL.</li>
			<li>Tema una pequeña porción de células para análisis de ciclo celular por citometría de flujo (paso 1.2), recogiendo la mayoría restante de las células por centrifugación a 200 x g durante 5 min a temperatura ambiente y almacenarlas en un congelador de ultra baja temperatura hasta su análisis de Rb sumoilación.</li>
		</ol></li> <li>Para obtener la fase G1 las células, al final del proceso de sincronización de G0, quitar el DMEM y agregar medio de cultivo nuevo fresco, permitiendo así que las células HEK293 volver a entrar en el ciclo celular. Luego, recogen las células en diferentes fases de G1 (G1 temprana: 30 min; G1: 2 h) para ciclo celular ensayo análisis y SUMO más.</li>
		<li>Sincronizar las células HEK293 en la fase S mediante el método de bloque doble-timidina.
		Células <ol><li>células HEK293 crecen a una confluencia de 50% y lavado con PBS precalentadas. Luego agregar medio de cultivo suplementado con timidina 2,5 mM por 18 h (primer bloque).</li>
			<li>Quitarlo del medio que contenía timidina y entonces lavan las células dos veces con PBS precalentadas. Agregar medio de cultivo fresco de 14 h a las células.</li>
			<li>Deseche el medio con una pipeta y agregar medio de cultivo suplementado con timidina de 2,5 mM para otro 18 h (segundo bloque) antes de realizar un análisis del ciclo celular y la sumoilación Rb.</li>
		</ol></li> <li>Sincronización para el G2/M, placa ~1.5 × 10 7 HEK293 las células a un plato de 15 cm con medio de cultivo de 25 mL por 24 h. Luego añadir nocodazole al medio hasta obtener una concentración final de 400 ng/mL. Por último, incubar las células durante 16 horas antes de realizar el análisis del ciclo celular y la sumoilación Rb.</li>
	</ol></li> <li>Análisis de ciclo celular por citometría de flujo.
	<ol><li>Vuelva a suspender las HEK293 sincronizado en PBS y luego fijar la suspensión de células con helada etanol al 70% durante 2 h a 4 ° C. tenga en cuenta que al minimizar el agrupamiento celular, añadir gota a gota la suspensión de células a la helada 100% etanol para obtener una concentración final de etanol al 70% mientras que suavemente Vortex.</li>
		<li>Centrifugar las células durante 5 minutos a 500 x g, luego descartar el sobrenadante cuidadosamente y lavan las células dos veces con PBS. Repita el paso centrífuga.</li>
		<li>Añadir 500 μl PBS que contenga la 50 μg/mL ácido nucleico mancha yoduro de propidio, 0,1% Tritón X-100 y 1 μg/mL Rnasa A para las células y mezclar bien. Incube las células durante 15 min a 37 ° C.</li>
		<li>Almacenar las muestras a 4 ° C hasta su análisis por citometría de flujo.</li>
	</ol></li> <li>Inmunoprecipitación de la proteína Rb endógena.
	<ol><li>Preparar el HEK293 lysates de la célula.
		<ol><li>Lyse las células HEK293 sincronizadas suspendiendo suavemente volver a ellos en 1 mL de tampón de lisis helada radio-inmunoprecipitación ensayo (RIPA) (tabla 1) que contiene recién agregan 20 mM N-etilmaleimida, un inhibidor de la isopeptidase que podría bloquear proteasas SUMO y SUMO conjugados se estabilizan.</li>
			<li>Además homogeneizar las células en hielo por Dounce homogeneización, sonicación o simplemente pasando por 10 veces a través de una aguja de 21 G en una jeringa de 2 mL. Luego, incubar las células en hielo por 5 min 
			Nota: El dodecil sulfato de sodio detergente aniónico (SDS) en el almacenador intermediario RIPA es crucial para la posterior determinación de la Rb-SUMO, como podría eliminar la señal inespecífica de SUMO que se deriva de la interacción no covalente entre la proteína Rb y otros SUMO-especies no Rb.</li>
		</ol></li> <li>Centrifugue los lysates de la célula a 18.000 x g por 30 min a 4 ° C. transferir el sobrenadante a nuevos tubos de microcentrífuga de 1.5 mL. 
		Nota: El protocolo se puede detener aquí. Las proteínas pueden almacenarse a-80 ° C durante al menos 6 meses.</li>
		<li>Para preparar el control de entrada de cada muestra para el posterior inmunoblot, guardar una pequeña porción del sobrenadante antes descrita en un nuevo tubo y conservar a -80 ° C.</li>
		<li>a los sobrenadantes anteriores, añadir 1 μg de inmunoglobulina G de ratón no específica (IgG) de la misma especie e isotipo como el anticuerpo monoclonal de la Rb, 20 μl de la mezcla de 50% proteína A/G-sepharose. A continuación, incubar durante 1 h a 4 ° C con rotación suave.</li>
		<li>Centrifugar las muestras a 3.000 x g durante 3 min a 4 ° C. cuidadosamente recoger el sobrenadante sin molestar a los granos y transferirlos a nuevos tubos de microcentrífuga de 1,5 mL. A cada una de las muestras, añadir 5 μl Rb primaria del anticuerpo y 40 μl de proteína 50% de la mezcla A/G-sepharose. A continuación, incubar durante una noche a 4 ° C con rotación suave.</li>
		<li>Recoger los granos por centrifugación a 3.000 x g durante 3 min a 4 ° C y retire con cuidado el sobrenadante mediante pipeteo. Tenga en cuenta que para evitar la pérdida de grano, no aspirar seco granos.</li>
		<li>Lave los granos cuatro veces con 1 mL de la solución RIPA. Cada vez, mezcle los tubos bien por rotación a 4 ° C por 15 minutos recogen los granos por centrifugación a baja velocidad a 3.000 x g durante 3 min a 4 ° C y luego descartar los sobrenadantes.</li>
		<li>Después de quitar sobrenadante del último lavado, vuelva a suspender las cuentas en 30 μL 1 x de tampón de carga de sodio dodecil sulfato-poliacrilamida gel electroforesis (SDS-PAGE) (tabla 1) y mezclar bien.
		<ol><li>Incubar los tubos a 100 ° C en un calor bloquean por 10min Centrifugue las muestras a 12.000 x g durante 1 min para que sedimenten los granos. Cuidadosamente y recoger el sobrenadante sin molestar a los granos y transferirlas a tubos de microcentrífuga de 1,5 mL.</li>
		</ol></li> <li>Analizar las muestras por gradiente de 4% - 20% SDS-PAGE gel y Western blot o almacenar a-20 ° C para su posterior uso.</li>
	</ol></li></ol> 2. Análisis de la etiqueta 6XHis exógeno Rb la sumoilación en células humanas <ol><li>cultura y transfección de la célula.
	<ol><li>Semilla ~ 6 × 10 6 HEK293 células en 10 cm plato e incuban durante 24 h en medio de cultivo bajo condiciones de cultivo de células normales para adquirir células confluentes 75% - 85%. Antes de la transfección, retire el medio de crecimiento y agregar 6 mL de suero reducido precalentado medio (véase Tabla de materiales) y luego coloque los platos en la incubadora.</li>
		<li>Ensayo de sumoilación constitutiva para la Rb, añadir 15 μg de etiqueta 6XHis Ubc9 WT, Rb, Rb-Ubc9-C93S, Ubc9-WT y Ubc9-C93S plásmidos en 500 μl de medio de suero reducido en tubos de microcentrífuga de 1,5 mL, respectivamente.
		<ol><li>Para analizar la conjugación de SUMO del tipo salvaje Rb y sus mutantes defectuosos de la sumoilación, mezclar 10 μg de cada plásmido WT Rb o Rb-K720R etiqueta 6XHis junto con GFP SUMO1 (10 μg) en 500 μl reduce medio suero de microcentrífuga de 1,5 mL tubos de 13.</li>
		</ol></li> <li>Mientras tanto, en un tubo separado, mezcle 50 μl de reactivo de transfección (véase Tabla de materiales) en 500 μl reducido medio de suero e incubar a temperatura ambiente durante 5 minutos</li>
		<li>Completamente combinan los dos tubos separados que se describe anteriormente, incubar a temperatura ambiente durante 15 minutos agregar el transfection complejos reactivo/plásmido a las células y continúan cultura 8 h 5% CO 2 y 37 ° C.</li>
		<li>Sustituir medio reducido suero con medio de cultivo e Incube las células bajo condiciones de cultivo normales durante 48 h después de la transfección.</li>
	</ol></li> <li>Níquel tire de la afinidad de la proteína Rb etiqueta 6XHis.
	<ol><li>Lyse las células HEK293 transfected y extraer las proteínas totales como descrito sección 1.3.1.</li>
		<li>Centrífuga los lysates de la célula a 18.000 x g durante 30 min a 4 ° C. cuidadosamente recoger el sobrenadante y transferir a tubos limpios. 
		Nota: La proteína puede ser congelada en este momento más de 6 meses a -80 ° C.</li>
		<li>Para preparar el control de entrada de cada muestra para el posterior inmunoblot, guardar una pequeña porción de los sobrenadantes descrito anteriormente a un nuevo tubo y conservar a -80 ° C.</li>
		<li>Lavado 25 μl 50% níquel perlas de agarosa (Ni-NTA) ácidos nitrilotriacético con el almacenador intermediario RIPA dos veces en un tubo de microcentrífuga de 1,5 mL para cada muestra. Recoger los granos por centrifugación a 3.000 x g durante 3 min a 4 ° C.</li>
		<li>Imidazol agregue 1 M a cada muestra para obtener una concentración final de 10 mM. Luego, agregar cada muestra al tubo que contiene las perlas de agarosa preparadas de Ni-NTA.</li>
		<li>Incubar los granos y los lisados por 2 h a 4 ° C con rotación suave. Hacer girar los granos a 3.000 x g durante 3 min a 4 ° C y retire cuidadosamente los sobrenadantes mediante pipeteo. Para evitar pérdida de grano, no aspirar seco granos.</li>
		<li>Lavar los granos con 1 mL de tampón de lavado que contiene imidazol 20 mM (tabla 1). Cada vez, mezcle los tubos bien por rotación a 4 ° C durante 15 minutos recoge los granos girando a 3.000 x g durante 3 min a 4 ° C y descartar los sobrenadantes.</li>
		<li>Después del último lavado, Añadir 30 μl de elución Tampón Imidazol que contiene de 250 mM (tabla 1) a cada muestra y película para mezclar. A continuación, incubar durante 20 min a 4 ° C para eluir las proteínas.</li>
		<li>Mezclar cada muestra con el tampón de carga de 6 × SDS-PAGE (tabla 1). Luego, incubar los tubos a 100 ° C en un bloque de calor durante 10 minutos</li>
		<li>Centrifugar a 12.000 x g durante 1 min para que sedimenten los granos. Cuidadosamente y recoger el sobrenadante sin molestar a los granos y transferir las muestras a tubos de microcentrífuga de 1,5 ml. Las muestras pueden ser analizadas por Western blot o almacenadas a-20 ° C para su posterior uso.</li>
	</ol></li></ol> 3. Western Blot <ol><li>cargar la inmunoprecipitación o tire hacia abajo de las muestras obtenidas de los pasos anteriores en gradiente geles de SDS-PAGE 4-20%. Realizar la electroforesis a 120 V durante 90 minutos separar las proteínas.</li>
	<li>Transferir las proteínas desde el gel a una membrana (PVDF) de difluoruro de polivinilideno electroblotting a 300 mA durante 90 minutos a 4 ° C utilizando el método de transferencia del tanque. Bloquear la membrana PVDF en tampón de bloque que contiene 5% de leche descremada (tabla 1) por 1 h a temperatura ambiente.</li>
	<li>Incubar la membrana con el anticuerpo primario en tampón de dilución del anticuerpo que contiene 3% albúmina de suero bovino (BSA) (tabla 1) durante la noche a 4 ° C. Para anticuerpos primarios, utilizar una concentración de trabajo de 0,5 μg/mL (anticuerpo anti-SUMO1), o una dilución de 1: 2000 (anticuerpos anti-Rb y anti-Tubulino) y 1:5,000 (anti-GFP y anticuerpo anti-su).</li>
	<li>Lavar la membrana 3 x 10 min cada tiempo con 1 x solución salina tamponada con tris buffer de interpolación (TBST) (tabla 1). Incubar la membrana con anticuerpos secundarios conjugados con peroxidasa HRP específicos de especies 1:5,000 diluido en tampón de bloque que contiene 5% de leche descremada (tabla 1). Lavar la membrana 3 x 10 min cada vez usando buffer de x TBST 1.</li>
	<li>Incubar la membrana con solución de la quimioluminescencia realzada (ECL). Cubrir la membrana con envoltura de plástico y exponer a la película de rayos x dependiendo de la fuerza de la señal.</li>
</ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este papel describe un protocolo para detectar y analizar la sumoilación endógena de Rb en células humanas. Como este método se centra específicamente en la proteína endógena de la Rb sin cualquier alternancia de señal relacionadas con SUMO mundial, es una herramienta importante para la investigación de modificación de la Rb-SUMO bajo circunstancias fisiológicas totalmente naturales.
Para lograr este objetivo, es importante tener en cuenta que: 1) aunque SUMO comprende cuatro isoformas (SUMO1-...

El control preciso de la progresión del ciclo celular en células eucariotas se basa en una red reguladora apretada, que asegura que determinados eventos ocurren en una forma ordenada1,2. Uno de los principales protagonistas de esta red es la proteína del retinoblastoma (Rb), el primer clonado tumor supresor1,3. La proteína Rb se piensa para ser un regulador negativo de la progresión del ciclo celular, especialmente para el G0/G1 a la transición de la fase S y tumor crecimiento4,5. Falta de función de Rb o directamente conduce a la neoplasia intraocular más frecuente en niños, retinoblastoma, o contribuye al desarrollo de muchos otros tipos de cáncer5. Por otra parte, Rb participa en muchas vías celulares incluyendo la diferenciación celular, remodelación de la cromatina y apoptosis mediada por la mitocondria3,6,7.
Modificaciones post-traduccionales juegan un papel fundamental en la regulación de la función de RB8,9. La fosforilación es un tal modificación, y generalmente conduce a la inactivación de Rb. En células de reposo G0, Rb es activa con un nivel bajo de la fosforilación. Como células de progreso a través de la fase G0/G1, Rb es secuencialmente hyper-fosforilado por una serie de kinases de proteína cyclin-dependientes (CDKs) y ciclinas, como la ciclina E/CDK2 y ciclina D/CDK4/6, Rb de inactivar y eliminar su capacidad de reprimir el ciclo celular relacionados con la expresión de gene4,10. RB también podría ser modificado por pequeños modificadores relacionados con ubiquitina (SUMO)11,12,13.
SUMO es una ubiquitina-como la proteína que se une covalentemente a una variedad de proteínas objetivo. Es fundamental para diversos procesos celulares, incluyendo la regulación del ciclo celular, transcripción, localización celular de la proteína y la degradación, transporte y ADN reparación14,15,16, 17 , 18. vía de conjugación el SUMO consiste en la enzima activadora de SUMO E1 dimérica SAE1/UBA2, la única enzima de E2 Conjugación Ubc9, múltiples E3 ligasas y proteasas específicas de SUMO. En general, nacientes proteínas SUMO deben ser proteolytically procesadas para generar la forma madura. El SUMO maduro es activado por el heterodímero E1 y luego transferido a la enzima E2 Ubc9. Finalmente, la glicina c-terminal de SUMO se conjuga covalentemente a la lisina de destino de un substrato, y este proceso es facilitado generalmente por E3 ligasas. La proteína SUMO puede extraerse el sustrato modificado por proteasas específicas. Un estudio previo de los autores de este trabajo reveló que la sumoilación de Rb aumenta su unión a CDK2, lleva a hiper-fosforilación en la fase G1 temprana, un proceso que es necesario para el ciclo de la célula progresión13. También hemos demostrado que la pérdida de Rb sumoilación provoca una proliferación celular disminuida. Por otra parte, recientemente se demostró que la sumoilación de Rb protege la proteína Rb proteasomal facturación, aumentando así el nivel de proteína Rb en células19. Por lo tanto, la sumoilación desempeña un papel importante en la función de Rb en varios procesos celulares. Para estudio adicional la consecuencia funcional y relevancia fisiológica de la sumoilación de la Rb, es importante desarrollar un método efectivo para analizar el estado SUMO de Rb en células humanas o tejidos del paciente.
La sumoilación es un proceso reversible, altamente dinámico. Así, es generalmente difícil de detectar las proteínas SUMO modificado bajo condiciones completamente endógenas. Este artículo presenta un método para detectar endógeno la sumoilación de la Rb. Además, muestra cómo detectar exógeno sumoilación Rb Rb de tipo salvaje y su SUMO deficiente mutación11. En particular, Jacobs et al describieron un método para aumentar la modificación SUMO un sustrato determinado específicamente por Ubc9 dirigido por fusión sumoilación (UFDS)20. Basado en este método, este protocolo describe cómo analizar la sumoilación forzada de Rb y sus consecuencias funcionales. Dado que anteriormente se han descrito cientos de sustratos SUMO y más sustratos putativos de SUMO se han identificado de muchos ensayos de proteómica, este protocolo se puede aplicar para analizar la modificación SUMO de estas proteínas en las células humanas.

<table><tbody><tr><td>Medio de águila modificado de Dulbecco (DMEM)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11995065</td><td></td></tr><tr><td>Opti-MEM&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific 31985070</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suero fetal bovino (FBS)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>26140079</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina-estreptomicina</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>solución salina tamponada con fosfato (PBS)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Tripsina-EDTA</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>25200056</td><td></td></tr><tr><td>Timidina</td><td>Sigma</td><td>T9250</td><td></td></tr><tr><td>Nocodazol</td><td>Sigma</td><td>M1404</td><td></td></tr><tr><td>yoduro de propidio</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>P3566</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100&nbsp;</td><td>AMRESCO</td><td>694</td><td></td></tr><tr><td>RNasa A&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>EN0531</td><td></td></tr><tr><td>N-etilmaleimida</td><td>Sigma</td><td>E3876&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de dodecilo de sodio (SDS)</td><td>AMRESCO</td><td>M107</td><td></td></tr><tr><td>Nonidet P-40 Sustituto (NP-40)</td><td>AMRESCO</td><td>M158</td><td></td></tr><tr><td>inhibidor de la proteasa</td><td></td> Roche <td>5892970001</td><td></td></tr><tr><td>ratón Inmunoglobulina G (IgG)</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-2025</td><td></td></tr><tr><td>Rb anticuerpo</td> Tecnología <td>de señalización celular</td><td>#9309</td><td></td></tr><tr><td>Proteína A/G-Sepharose Beads</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-2003</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine-2000&nbsp;</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11668019</td><td></td></tr><tr><td>Ácido nitrilotriacético de níquel (Ni-NTA) Perlas de agarosa</td><td>Qiagen</td><td>30230</td><td></td></tr><tr><td>Imidazol</td><td>Sigma</td><td>I0250</td><td></td></tr><tr><td>4%-20% Gradiente SDS-PAGE Gel</td><td>BIO-RAD</td><td>4561096</td><td></td></tr><tr><td>Difluoruro de polivinilideno (PVDF) Membrana</td><td>Millipore</td><td>IPVH00010</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>AMRESCO</td><td>M147</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo de tubulina</td><td>Abmart</td><td>M30109</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo SUMO1</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>33-2044</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo GFP</td><td>Abmart</td><td>M20004</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo secundario de peroxidasa de rábano picante (HRP)</td><td>Jackson ImmunoResearch Laboratories</td><td>715-035-150</td><td></td></tr><tr><td>Kit de quimioluminiscencia mejorada (ECL)</td><td>Thermo Fisher Científico</td><td>32106</td><td></td></tr></tbody></table>

en vivo detección y análisis de la sumoilación de la proteína rb en células humanas

In Vivo Detection and Analysis of Rb Protein SUMOylation in Human Cells

Las modificaciones post-traduccionales de las proteínas son esenciales para la adecuada regulación de la transducción de señales intracelulares. Entre estas modificaciones, pequeños modificadores relacionados con ubiquitina (SUMO) es una proteína ubiquitin-like que se une covalentemente a los residuos de lisina de una variedad de proteínas diana para regular procesos celulares, tales como la transcripción genética, la reparación del ADN, la proteína interacción y degradación, transporte subcelular y transducción de la señal. El enfoque más común para detectar la sumoilación de la proteína se basa en la expresión y purificación de proteínas recombinantes etiquetadas en bacterias, lo que permite una en vitro reacción bioquímica que es simple y conveniente para abordar los mecanismos preguntas. Sin embargo, debido a la complejidad del proceso de la sumoilación en vivo, es más difícil detectar y analizar proteína sumoilación en las células, especialmente bajo condiciones endógenas. Un estudio reciente realizado por los autores de este trabajo revelaron que la proteína endógena retinoblastoma (Rb), un supresor de tumor que es vital para la regulación negativa de la progresión del ciclo celular, es específicamente sumoiladas en la fase G1 temprana. Este papel describe un protocolo para la detección y análisis de la sumoilación Rb condiciones endógenas y exógenas en células humanas. Este protocolo es apropiado para la investigación fenotípica y funcional de la modificación SUMO de Rb, así como muchos otros dirigidos por el SUMO proteínas, las células humanas.

Para detectar la sumoilación Rb endógena durante la progresión del ciclo celular, este estudio sincronizado primero las células HEK293 en cinco diferentes etapas del ciclo celular (G0, temprana G1, G1, S y G2/M) como se describe en la sección de protocolo de este trabajo. La calidad de la sincronización fue confirmada mediante el uso de la tinción de ácido nucleico con yoduro de propidio seguido por análisis de citometría de flujo (figura 1). A continuación, ...

Proteínas familiares pequeños modificadores relacionados con ubiquitina (SUMO) se conjugan para los residuos de lisina de las proteínas diana para regular diversos procesos celulares. Este papel describe un protocolo para la detección de la proteína retinoblastoma (Rb) la sumoilación condiciones endógenas y exógenas en células humanas.

En Vivo Detección y análisis de la sumoilación de la proteína Rb en células humanas

The post-translational modifications of proteins are critical for the proper regulation of intracellular signal transduction. Among these modifications, ...

El objetivo general de este experimento es detectar la SUMOilación de proteínas de retinoblastoma en condiciones endógenas y exógenas en células humanas. Las proteínas de la familia del modificador ubiquitina-pequeño, o SUMO, se conjugan a los residuos de lisina de proteínas diana para regular diversos procesos celulares. Por lo general, es más difícil iniciar la SUMOilación de una proteína en células debido a la complejidad de la SUMOilación in vivo.Este experimento detecta la SUMOilación de proteínas Rb tanto endógenas como exógenas. Aunque este método puede proporcionar información sobre la SUMOilación de proteínas Rb, también es adecuado para la detección de muchas otras proteínas diana de SUMO en las células. Para comenzar, agregue 25 mililitros de DMEM que contenga un uno por ciento de penicilina-estreptomicina, e incube las células HEK293 a 37 grados Celsius durante 72 horas.Lave las células de la placa utilizando tres mililitros de PBS frío. Luego transfiera las células a un nuevo tubo de cinco mililitros. Para obtener células en fase G1 al final del proceso de sincronización G0, retire el DMEM y agregue de nuevo medio de crecimiento fresco, permitiendo así que las células HEK293 reingresen al ciclo celular.Luego, recolecte las células en diferentes fases G1 para el análisis del ciclo celular y el ensayo de SUMO adicional. Para sincronizar las células HEK293 en la fase S, utilice el método de doble bloqueo con timidina. Primero, cultive las células HEK293 hasta alcanzar una confluencia del 50 %. A continuación, lave las células con PBS precalentado.Añada medio de crecimiento suplementado con timidina 2,5 mM durante 18 horas como el primer bloqueo. Retire el medio que contiene timidina y lave las células dos veces con PBS precalentado. Añada medio de crecimiento fresco durante 14 horas para liberar las células del bloqueo.Después de liberar las células del primer bloque, deseche el medio con una pipeta. Luego, agregue medio de crecimiento suplementado con timidina 2,5 milimolar durante otras 18 horas como segundo bloque, antes de realizar un análisis del ciclo celular y de la SUMOilación de Rb. Para la sincronización en la fase G2 o M, siembre aproximadamente 15 millones de células HEK293 en una placa de 15 centímetros con 25 mililitros de medio de crecimiento, y cultívelas durante 24 horas.Luego, agregue nicotisol al medio hasta obtener una concentración final de 400 nanogramos por mililitro. Finalmente, incube las células durante 16 horas antes de realizar el análisis del ciclo celular mediante citometría de flujo, como se describe en el protocolo de texto. Lisee las células HEK293 sincronizadas suspendiéndolas suavemente en un mililitro de tampón de lisis frío para ensayo de radioinmunoprecipitación, o tampón de lisis RIPA, que contenga inhibidor de isopeptidasa recién agregado para bloquear las proteasas SUMO y estabilizar los conjugados SUMO.Homogenice aún más las células en hielo pasándolas a través de una aguja de calibre 21 unida a una jeringa de dos mililitros 10 veces. Luego, incube las células en hielo durante cinco minutos. A continuación, centrifugue los lisados celulares a 18000 ×g durante 30 minutos a cuatro grados Celsius.Después de la centrifugación, transfiera los sobrenadantes a nuevos tubos microcentrífugos de 1,5 mililitros. A los sobrenadantes, añada un microgramo de inmunoglobulina G de ratón no específica de la misma especie e isotipo que el anticuerpo monoclonal Rb. Además, añada 20 microlitros de suspensión al 50 por ciento de proteína AG sepharosa y luego incube la mezcla durante una hora a cuatro grados centígrados con rotación suave.Centrifugar las muestras a tres mil veces g durante tres minutos a cuatro grados celsius. Recoger cuidadosamente los sobrenadantes sin perturbar las perlas y transferirlos a nuevos tubos microcentrífugos de 1,5 mL. A cada una de las muestras, añadir cinco µL de anticuerpo primario rb y 40 µL de suspensión al 50 por ciento de proteína A G sepharosa, luego incubar las muestras durante la noche a cuatro grados celsius con rotación suave.Después de la centrifugación, lave las perlas con un mililitro del tampón rifa. Mezcle bien los tubos mediante rotación a cuatro grados celsius durante 15 minutos. A continuación, recoja las perlas mediante centrifugación a baja velocidad como antes y deseche los sobrenadantes.Después de realizar el lavado cuatro veces, re suspenda las perlas en 30 microlitros de tampón de carga para electroforesis en gel de poliacrilamida con dodecil sulfato de sodio al uno x y mezcle bien. Incube los tubos a 100 grados celsius en un bloque térmico durante 10 minutos. Centrifugue las muestras a 12 mil veces g durante un minuto para sedimentar las perlas.Finalmente, recopile con cuidado los sobrenadantes sin perturbar las perlas y transfiéralos a tubos microcentrífugos de un punto cinco mililitros. Realice la transfección de cultivo celular y la lisis de células HEK293 según se describe en el protocolo escrito. Luego, lave 25 microlitros de perlas de agarosa al 50 por ciento de ácido niquel-niclotriacético con tampón RIPA en un tubo microcentrífugo de un punto cinco mililitros para cada muestra.Recoger las perlas mediante centrifugación a tres mil veces g durante tres minutos a cuatro grados celsius. Añadir un molar de emytozol a cada muestra para obtener una concentración final de 10 milimolar. Luego, añadir cada muestra al tubo que contiene las perlas de agorosa preparadas.Incube las perlas y los lisados durante dos horas a cuatro grados Celsius con rotación suave. Luego, centrifugue las perlas a tres mil veces g durante tres minutos a cuatro grados Celsius. Tras la centrifugación, retire cuidadosamente los sobrenadantes mediante pipeteo.Para evitar la pérdida de perlas, no aspire las perlas hasta secarlas. A continuación, lave las perlas con un mililitro de tampón de lavado que contenga 20 milimolares de emytozol. Mezcle bien los tubos mediante rotación a cuatro grados celsius durante 15 minutos antes de recoger las perlas mediante centrifugación.Después del último lavado, agregue 30 microlitros del tampón Eleusian que contiene 250 milimolares de emitozol a cada muestra y agite suavemente para mezclar. Luego, incube las muestras durante 20 minutos a cuatro grados centígrados para eluir las proteínas. Mezcle cada muestra con tampón de carga SDS-PAGE 6x.Luego, incubar los tubos a 100 grados Celsius en un bloque térmico durante 10 minutos. Tras la centrifugación, cargar las muestras de inmunoprecipitación o retiro sobre geles SDS-PAGE de gradiente del cuatro al veinte por ciento. Realizar la electroforesis a 120 voltios durante 90 minutos para separar las proteínas.Después de la sincronización del ciclo celular y la inmunoprecipitación de las especies endógenas de rb, la presencia de la señal SUMO se detectó específicamente mediante un anticuerpo anti-SUMO1 en la fase temprana de G1. Los resultados representativos muestran la SUMOilación forzada de la proteína rb mediante la fusión directa de la enzima E2 SUMO UBC9 a su extremo C-terminal. Observe la proteína rb SUMOilada con la migración más lenta.Al utilizar el mutante deficiente en SUMO de rb, K720R, se confirma aún más la presencia de SUMOilación de rb en células. Por lo tanto, en este procedimiento, se pueden analizar muchas otras proteínas diana de SUMO en células cultivadas. En la mayoría de los casos, solo una porción muy pequeña de un sustrato está SUMOilada, por lo que al intentar este procedimiento es importante optimizar la eficiencia de la inmunoprecipitación.

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Investigación

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Biología

Este video demuestra el método in vitro para la SUMOilación de proteínas de sustrato utilizando una cascada de enzimas secuencial. Además, el estado SUMOilado de la proteína se identifica mediante la técnica de electroforesis e inmunotransferencia.

Ensayo de SUMOilación: una técnica in vitro para detectar el estado de SUMOilación de proteínas sustrato mediante inmunotransferencia

Ratiometric balizas bimoleculares (RBMBs) se pueden utilizar para los transcritos de ARN de ingeniería imagen individuales en las células vivas. Aquí se describe la preparación y purificación de RBMBs, entrega de RBMBs en las células mediante formación de microporos y la imagen fluorescente de transcritos de ARN individuales en tiempo real.

Imágenes en tiempo real de Soltero Engineered ARN transcritos en células vivas utilizando Ratiometric bimoleculares Balizas

Este manuscrito describe la detección de sumoylation y ubiquitinación de proteínas del cinetocoro, Ndc10 y Ndc80, en la levadura Saccharomyces cerevisiae en ciernes.

Proteína técnica de purificación que permite la detección de Sumoylation y Ubiquitination de levadura en ciernes cinetocoro Proteínas Ndc10 y Ndc80

Las interacciones proteína-proteína pueden ocurrir tanto en el núcleo como en el citoplasma de una célula. Para investigar estas interacciones, se aplica la coinmunoprecipitación tradicional y el ensayo moderno de ligadura de proximidad. En este estudio, comparamos estos dos métodos para visualizar la distribución de las interacciones NF90-RBM3 en el núcleo y el citoplasma.

La visualización de la interacción proteína-proteína en las fracciones nucleares y citoplasmáticas de Co-inmunoprecipitación y<em&gt; In Situ</em&gt; Ligadura ensayo de proximidad

Se describe un protocolo para identificar proteínas RNA-que atan y mapa de sus regiones de unión de ARN en células vivas usando photocrosslinking mediada por la UV y espectrometría de masas.

Preparación de muestras para identificación basada en espectrometría de masa de regiones de unión de ARN

A diferencia de ligasas de ubiquitina ligasas E3 SUMO algunos han sido identificados. Este modificado en vitro protocolo de sumoilación es capaz de identificar nuevos SUMO E3 ligasas por un ensayo de reconstitución en vitro .

In Vitro Ensayo de la sumoilación estudiar SUMO E3 ligasa actividad

Aquí presentamos un protocolo para desarrollar un sistema inducible negativo dominante, en el que cualquier proteína puede ser condicional inactivada por overexpressing reversiblemente una versión mutante dominante negativo de él.

Inhibición de la proteína inducible y Reversible dominante negativo (DN)

El SUMO es una proteína modificadora de ubiquitina, esencial y muy conservada. En este protocolo Describimos el uso de una proteína de captura de SUMO recombinante con tolerancia al estrés (kmUTAG) para visualizar conjugados de SUMO nativos, sin etiquetar y su localización en una variedad de tipos de células.

Localización de proteínas de SUMO modificado utilizando proteínas de atrapamiento de sumo fluorescente

Aquí, presentamos un protocolo para enriquecer, aislar, identificar y caracterizar proteínas modificadas por SUMO in vivo tanto de células de hepatoma humanos como de tumores hepáticos obtenidos a partir de modelos de ratón de carcinoma hepatocelular mediante el uso de entidades de unión SUMO (SUBE).

Entidades de unión SUMO (SUBE) como herramientas para el enriquecimiento, aislamiento, identificación y caracterización del proteome SUMO en cáncer de hígado

Este protocolo tiene como objetivo establecer proteomes específicos de ubiquitina (Ub) y ubiquitinas (Ubls) con el fin de identificar alteraciones de este tipo de modificaciones post-traduccionales (PtM), asociadas a una condición específica como un tratamiento o un fenotipo.

Perfilado de Ubiquitina y Ubiquitina-como Modificaciones Post-traduccionales dependientes e Identificación de Alteraciones Significativas

Estos protocolos proporcionan la metodología utilizada para evaluar la actividad enzimática de los miembros individuales de la familia de la proteína arginina metiltransferasa (PRMT) en las células. Las pautas detalladas en la evaluación de actividad de PRMT usando los biomarkers endógenos y exógenos, los anticuerpos de reconocimiento de la metílico-arginina, y los compuestos de la herramienta del inhibidor se describen.

Métodos cuantitativos para estudiar la actividad de la arginina metiltransferasa de la proteína 1-9 en células

Aprende a detectar la sumoilación de la proteína Rb en células HEK293 humanas bajo condiciones endógenas y exógenas. Este método permite estudiar modificaciones proteicas en biología celular.

En Vivo Detección y análisis de la sumoilación de la proteína Rb en células humanas

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